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Centro Universitário das Faculdades Metropolitanas Unidas
Livia Tamires Domingues 
Atividade Prática Supervisionada – APS
Técnicas de estudo de fungos
São Paulo
2021
Livia Tamires Domingues 
Atividade Prática Supervisionada – APS
Técnicas de estudos de fungos
Atividade apresentada ao
curso Ciências Biológicas como
requisito para obtenção de nota.
São Paulo
2021
Livia Tamires Domingues 
Atividade Prática Supervisionada – APS
Atividade apresentada ao
curso Ciências Biológicas como
requisito para obtenção de nota.
Aprovado em: 
Zedenil Mendes 
Resumo
	O trabalho apresenta os diversos materiais que são utilizados em coletas de algas, fungos, briófitas e pteridófitas. Assim como apresenta as medidas dos desenhos amostrais. 
Abstract
	The work presents the various materials that are used in algae, fungi, bryophyte and pteridophyte collections. As well as showing the measurements of the sample drawings.
Materiais para coletas no geral
· Altímetro
· Barbante, corda (fina, média ou grossa) ou cordel
· Binóculo
· Bornal, cesta, mochila ou sacola
· Canivete ou espátula
· Faca afiada ou facão com bainha
· Fita crepe
· Fita métrica
· Fosforo ou isqueiro
· Jornal
· Lupa de mão (aumentos de 10-15x)
· Máquina fotográfica e filme
· Papel indicador de pH 
· Papelão reforçado ou tabua fina compensada
· Pasta de plantas ou prensa de madeira
· Saco de papel (vários tamanhos)
· Saco de plástico (vários tamanhos)
Materiais para coleta de fungos
· Sacos plásticos
· Tesoura de poda/podão
· Folhas de jornal
· Folhas de papelão
· Lâmina de alumínio
· Grades de madeira, presas por barbante ou corda
· Faca, canivete ou cerrote
· Folhas de papel ou caixa de papelão
· Lupa
Técnica de coleta: Serão realizadas coletas dos fungos macroscópicos, utilizando-se os métodos de coleta, documentação e preservação, citados por Fidalgo e Bononi (1984). Os espécimes serão coletados individualmente com auxílio de faca, canivete ou serrote, tomando-se o cuidado de coletá-los com uma porção do substrato ao qual o fungo esteja aderindo (solo, folhedo, troncos ou galhos caídos de plantas em decomposição ou mais raramente pequena parte da árvore viva). 
A secagem do material será realizada em estufa de campo a gás, com temperatura em torno de 50° -60ºC ou quando o material for muito frágil, serão secos em depósitos plásticos contendo sílica gel com indicador de umidade.
Desenho amostral: serão utilizadas 15 das 30 parcelas da grade, em uma faixa de 250 x 2m, ao lado direito da trilha da parcela. As parcelas a serem amostradas manterão o desenho regular, mantendo 2km de distanciamento entre si.
Materiais para coleta de algas
· Espátula
· Frasco de vidro com tampa (vários tamanhos)
· Garrafa especial para coleta de água
· Luva de borracha ou de plástico
· Papel vegetal cortado em tamanho de 4x2cm para rótulo
· Rede de plâncton com malha de 20-45um
· Tesoura
Técnica de coleta: Neste processo deve-se passar um frasco entre florações de algas visíveis ou até mesmo na água límpida (maior dificuldade em encontrar alga na análise), enchendo o frasco pela metade. É importante lavar de quatro a cinco vezes o frasco de vidro ou plástico na mesma água do reservatório, rio ou lago antes de usá-lo, isso para retirar o álcool natural do frasco. 
Posteriormente, no laboratório, deve-se proceder à homogeneização do plâncton coletado (agitação manual cuidadosa) e transferir uma subamostra para uma cubeta ou câmara de contagem (volume de 1-50ml) para análise em microscópio invertido. 
Em alguns tipos de coletas, precisa-se ter materiais para a preservação da amostra, para que possa ser mantida até o estudo da mesma. 
Materiais para preservação de algas
· Formalina (= formol 40%) ou formol bruto (=100%)
· Lugol acético
· Papel de filtro
· Pipeta graduada (vários tamanhos)
· Proveta
· Solução de transeau
Materiais para coleta de briófitas
· Canivete
· Sacos de papel
· Caixa de papelão
· Lenço de papel macio
Técnica de coleta: A metodologia de coleta e preservação do material biofísico foi baseada em Yano (1989), onde as plantas foram coletadas manualmente ou com o auxílio de um canivete, coletando em todos os substratos disponíveis como solo, rochas, troncos, galhos de árvores e muros. A identificação das amostras se baseia na observação de características morfológicas do gametófito e esporófito (quando presente), com o auxílio de estereomicroscópio e microscópio de luz, no laboratório, onde os alunos poderão ter conhecimento do processo de herborização. 
Materiais para coleta de pteridófitas
· Desplantador (ou outro implemento que sirva para a remoção das plantas)
· Estopa
· Tesoura de poda
Técnica de coleta: As plantas destinadas ao cultivo devem ser coletadas quando ainda jovens, isto é, em formas de “mudas”. Quando novas, as plantas apresentam maior viabilidade para adaptação nos ambientes em que são cultivadas. Contudo algumas espécies de pteridófitas, são pouco prejudicadas com o transplante. Os rizomas também podem brotar e constituir novas plantas. Para fins taxonômicos, as pteridófitas, devem ser coletadas apenas quando férteis, ou seja, quando possuem órgãos de reprodução assexuada. Na pteridófitas, estes órgãos não formam flores, e sim soros, conjunto de esporângios, visíveis com auxílio de uma lupa ou mesmo a olho nu, dentro dos quais se acham os esporos. Todas as partes de uma pteridófita são necessárias à taxonomia, portanto, cada planta deve ser coletada inteira. A ausência de qualquer parte, desvaloriza e, às vezes, até impossibilita uma identificação precisa, sem causar grandes danos, e a necessária proteção do material. No caso das psilotáceas, himenofiláceas e outras que possuem rizoma muito incrustado em seus substratos, parte deste deve ser removido junto com a planta. Da arbóreas, coleta-se a fronde toda, inclusive as escamas da base da raque, se for o caso.