Exame Coproparasitológico em Aves

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1 Relatório de Aula Prática: Exame Coproparasitológico 
Sumário Pág. 
Introdução______________________________________________________ 2 
Metodologia_____________________________________________________ 3 
Resultados______________________________________________________ 5 
1. Macroscopia das fezes________________________________________ 5 
2. Microscopia da amostra________________________________________6 
Revisão de Literatura_______________________________________________ 6 
1. Procnias nudicolis____________________________________________ 6 
2. Métodos de Exame de Fezes___________________________________ 7 
3. Principais endoparasitas de aves__________________________________ 7 
4. Coccidioses________________________________________________10 
Conclusão_______________________________________________________11 
Referências Bibliográficas____________________________________________ 12 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2 Relatório de Aula Prática: Exame Coproparasitológico 
 
Introdução 
Os helmintos de maior importância para a medicina veterinária são divididos em dois filos: 
Nemathelminthes e Platyhelmintes. Dentro destes, as classes de maior relevância no endoparasitismo 
de aves são a Nematoda (Nematódeos), a Trematoda (Trematódeos) e a Cestoda (Cestódeos) 
sendo o primeiro do filo Nemathelminthes e os dois últimos do filo Platyhelmintes (BOWMAN, 2014; 
TAYLOR et al., 2016). 
Dessa forma, os helmintos são endoparasitas comumente relatados em aves silvestres, 
sendo mais frequentes e prejudiciais especialmente para aves que vivem em cativeiro quando 
comparados àquelas de vida livre podendo resultar em quadros mais graves ou até mesmo à morte 
de considerável parte da avifauna presente em uma região (COSTA et al., 2010; SNAK et al., 2014). 
Isso está relacionado a fatores como estresse, higiene, nutrição e área restrita, contribuindo para 
que determinadas espécies de parasitos possam concluir seus ciclos, causando infecções 
(GERAGHTY et al., 1982). Dessa forma, esses agentes podem causar infecções e doenças de acordo 
com o tipo de manejo, resistência dos animais, potencial biótico dos patógenos e a própria 
rusticidade destas aves (Costa et al., 2010, Snak et al., 2014). 
A prevalência de infecções parasitárias e, em particular, das endoparasitoses, está 
diretamente relacionada ao comportamento, nutrição e desenvolvimento reprodutivo das aves 
silvestres, causando um déficit na densidade populacional. Assim, os quadros clínicos gerados pelas 
diversas espécies de helmintos das aves variam de assintomáticos a quadros envolvendo diarreia, 
prostração e baixo desempenho reprodutivo, dessa forma são inespecíficos (LIMA et al., 2017; 
PEREZ-GOMEZ et al., 2018). Além disso, pode resultar em infecções secundárias, podendo cursar 
com quadros de alta mortalidade de indivíduos (COSTA et al., 2010). 
Apesar da existência de métodos de diagnóstico mais avançados, o exame de fezes para 
a pesquisa quanto à presença de ovos ou larvas de vermes permanece como o método auxiliar 
de rotina mais comumente empregado. Os exames coproparasitológicos mais utilizados são a 
microscopia direta, as técnicas de sedimentação e de flutuação (SNAK et al., 2014; TAYLOR et al., 
2016). Essas permitem identificar os ovos dos helmintos através das diferentes morfologias que 
apresentam, como diferentes tamanhos, espessura da casca e formato (BOWMAN, 2014). 
Sendo assim, é de extrema relevância o diagnóstico das hemoparasitoses para realizar o 
tratamento de forma mais precoce e eficaz e evitar infecção de outros animais, do ambiente e 
também a ocorrência de problemas mais graves no indivíduo. Ademais, estudos relacionados ao 
levantamento parasitológico de animais em cativeiro contribuem para o conhecimento da fauna 
parasitária e auxiliam a sanar dúvidas sobre as diferentes espécies de parasitos e principalmente 
auxiliam na promoção de bem-estar para os animais cativos (FIGUEIREDO et al., 2010). Dessa forma, 
o objetivo desse trabalho foi realizar o exame coproparasitológico nas aves mantidas em cativeiro 
no Laboratório de Estudos Ornitológicos da Universidade Estadual do Ceará (LABEO/UECE) 
utilizando a técnica de flutuação Willis-Mollay afim de visualizar ovos leves de helmintos, cistos ou 
oocistos de protozoários. 
 
 
 
3 Relatório de Aula Prática: Exame Coproparasitológico 
 
Metodologia 
No dia 15 de março de 2022 no Laboratório de Estudos Ornitológicos da Universidade 
Estadual do Ceará (LABEO/UECE) foi realizado uma aula prática sobre Exame Coproparasitólogico 
em Aves especificamente abordando o método de flutuação Willis-Mollay. Para realização da técnica 
são necessários dois recipientes de plástico, dois tubos de penicilina, um bastão de vidro, um cilindro 
de seringa descartável, uma peneira, 2g de fezes frescas e 28 ml de solução saturada (Fig. 1). Antes 
da realização do exame, foi abordado acerca dos principais parasitas que afetam as aves e quais os 
métodos coproparasitológicos são mais adequados para visualização dos ovos de acordo com o 
parasita. 
Os exames realizados pelos alunos foram feitos através de fezes das aves que vivem em 
cativeiro no próprio laboratório. A ave escolhida neste estudo foi da espécie Procnias nudicollis, 
conhecida popularmente como Araponga (Fig. 2). Assim, foram coletadas 2g de fezes frescas do 
piso da gaiola medido através de um cilindro de uma seringa descartável (Fig. 1 - B). 
 O método utilizado para o exame coproparasitológico foi o de Willis-Mollay adequado para 
visualização de ovos leves de helmintos, cistos ou oocistos de protozoários. Desse modo, 
primeiramente misturou-se 2g de fezes, que haviam sido recém coletadas, com 28 ml de solução 
saturada de açúcar em um recipiente de plástico com auxílio de um bastão de vidro até sua total 
homogeneização (Fig. 3). Após completa homogeneização a mistura foi filtrada por peneira e o 
filtrado foi transferido para outro recipiente de plástico e posteriormente para 2 tubos de penicilina 
até formar um menisco na superfície, então colocou-se uma lamínula por cima do conteúdo e 
permaneceu em repouso por 10 minutos (Fig. 4). Após o tempo de espera, removeu-se a lamínula 
e a colocou-se sobre a lâmina. A observação da lâmina foi realizada no microscópio em objetiva 
10x, 40x e 100x. 
Figura 1. Materiais utilizados para realização do método de flutuação Willis-Mollay. A 
- Dois recipientes de plástico, dois tubos de penicilina, um bastão de vidro, um cilindro 
de seringa descartável e uma peneira. B - 2g de fezes frescas. C – 28 ml de solução 
saturada. 
 
Fonte: Arquivo pessoal. 
 
A B
 
C
 
 
4 Relatório de Aula Prática: Exame Coproparasitológico 
Figura 2. Ave da espécie Procnias nudicollis, escolhida para esse estudo. 
 
Fonte: Arquivo pessoal 
 
Figura 3. Material homogeneizado (Fezes + Solução Saturada). 
 
Fonte: Arquivo pessoal. 
 
 
 
 
 
 
5 Relatório de Aula Prática: Exame Coproparasitológico 
Figura 4. A - Mistura filtrada por peneira e transferida para outro recipiente de plástico. 
B – Conteúdo nos tubos de penicilina formando um menisco na superfície. C – 
Conteúdos no tudo de penicilina com adição da lamínula na superfície. 
 
Fonte: Arquivo pessoal. 
 
 
Resultados 
 
1. Macroscopia das fezes 
As fezes utilizadas para realização do estudo apresentavam coloração e consistência normal 
para a espécie (de acordo com a sua alimentação) e ausência de ressecamento e de odor fétido. 
Não foi observado a presença de corpos estranhos ou parasitas adultos (Fig. 5). 
Figura 5. Apresentação macroscópica das fezes utilizadas para realização do 
exame coproparasitológico. Apresentando características normais de consistência, cor e 
odor. 
 
Fonte: Arquivo pessoal. 
 
 
A B C 
 
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2. Microscopia da amostra 
As lâminas foram observadas nos aumentosde 10x, 40x e 100x e foi possível visualizar a 
presença de um oocisto de protozoário não esporulado (Fig.6), não sendo possível, assim, 
diferenciar a espécie na qual se tratava. Em relação aos ovos leves, não foram encontrados. Apesar 
de não ter sido encontrado ovos leves, para confirmação se o animal estava ou não parasitado 
seria necessário a realização do método de sedimentação (Hoffman) para pesquisa de ovos pesados 
nas amostras fecais. 
Figura 6. Oocisto de protozoário não esporulado encontrado na amostra 
analisada. Indicado com a seta. 
 
Fonte: Arquivo pessoal. 
 
 
Revisão de Literatura 
1. Procnias nudicolis (Araponga) 
A espécie de ave Procnias nudicollis é conhecida popularmente como araponga ou ferreiro. É 
uma espécie endêmica da Mata Atlântica, com distribuição histórica ao longo do Brasil oriental, da 
Paraíba e Pernambuco ao Rio Grande do Sul, alcançando o sul do Mato Grosso do Sul, o leste do 
Paraguai e a Província de Missiones, no nordeste da Argentina (FERREIRA, 2011; OLIVEIRA, 2012). 
É um dos pássaros mais característicos da Mata Atlântica, conhecido pelo seu canto que lembra 
ora um som produzido por uma martelada forte, ora o atrito de uma lima contra o ferro. É 
considerada inteiramente frugívora, consumido frutos de plantas das famílias Arecaceae, Myrtaceae, 
Myrcinaceae, Moraceae, Myristicaceae, Apocynaceae, Sapindaceae, Lauraceae, Leguminosae, 
Burseraceae, Malpighiaceae, Celastraceae, Elaeocarpaceae, Araliaceae e Liliaceae (OLIVEIRA, 2012). 
O macho adulto apresenta corpo branco e faces nuas esverdeadas, enquanto fêmea é um 
pouco menor, tem partes superiores verdes, cabeça cinza, partes inferiores estriadas de oliva e 
cinza e garganta cinzenta e estriada. O macho imaturo é semelhante à fêmea, mas com cabeça e 
garganta negras, substituindo as penas verdes sucessivamente por cinzento-esverdeada e brancas 
(OLIVEIRA, 2012). 
 
7 Relatório de Aula Prática: Exame Coproparasitológico 
2. Métodos de Exame de Fezes 
Vários métodos estão disponíveis para a preparação de fezes visando à avaliação 
microscópica para a detecção da presença de ovos ou de larvas. Assim, os exames 
coproparasitológicos mais utilizados são o método do esfregaço direto, as técnicas de sedimentação 
e a de flutuação (SNAK et al. 2014; TAYLOR et al., 2016). 
O método do esfregaço direto é realizado através de algumas gotas de água e uma 
quantidade equivalente de fezes misturadas a uma lâmina de microscópio. Posteriormente é 
realizada a inclinação da lâmina que permite que os ovos, mais leves, flutuem para longe das 
partículas mais pesadas. Uma lamínula é colocada sobre o líquido e a preparação é então examinada 
microscopicamente. Essa técnica detecta principalmente infecções mais intensas pela pequena 
quantidade de fezes utilizada, contudo é possível detectar a maioria dos ovos e larvas por esse 
método (TAYLOR et al., 2016) 
Os métodos de flutuação, como o realizado nesse estudo, tem como base que, quando 
os ovos dos vermes são suspensos em um líquido com densidade maior que aquela dos ovos, 
esses últimos flutuarão para a superfície e existem diferentes tipos. Essa técnica é utilizada, 
normalmente, para visualização de ovos leves como os dos nematódeos, cestódios e coccídios que 
flutuam em um líquido com densidade de 1,10 a 1,20. Já para a visualização de ovos mais pesados, 
com densidade maior, como os de Trematódeos pode ser usado um líquido de flutuação de 
densidade maior, tal como uma solução saturada de sulfato de zinco (ZnSO4) ou um método de 
sedimentação (TAYLOR et al., 2016). 
Atualmente, há técnicas mais avançadas e de bastante interesse como a sorologia e 
métodos moleculares como recurso para a realização do diagnóstico de helmintoses. Contudo. o 
exame de fezes para a pesquisa quanto à presença de ovos ou larvas de vermes permanece 
como o método auxiliar de rotina mais comumente empregado para o diagnóstico (TAYLOR et al., 
2016). 
A precisão do diagnóstico de doenças parasitárias depende de vários fatores tais como a 
colheita correta das amostras, forma de conservação, armazenamento e transporte ao laboratório 
e os métodos de diagnóstico laboratoriais utilizados. Além disso, o tempo de armazenamento das 
amostras de fezes pode interferir no diagnóstico, uma vez que os ovos de diversos parasitos 
podem eclodir liberando as larvas (KATAGIRI e OLIVEIRA-SEQUEIRA, 2007). 
3. Principais endoparasitas de aves 
As classes de maior relevância no endoparasitismo de aves são a Nematoda (Nematódeos), a 
Trematoda (Trematódeos) e a Cestoda (Cestódeos) sendo o primeiro do filo Nemathelminthes e 
os dois últimos do filo Platyhelmintes (BOWMAN, 2014; TAYLOR et al., 2016). 
Dentro da classe dos trematódeos há uma subclasse contendo os parasitas de maior 
importância para a medicina veterinária, chamada Digenea. Estes acometem animais vertebrados e 
em seu ciclo de vida são necessários moluscos atuando como hospedeiros intermediários. Os ovos 
são eliminados dos hospedeiros definitivos pelas excretas das aves (BAKER, 2007; ATKINSON et 
al., 2008). 
 
 
8 Relatório de Aula Prática: Exame Coproparasitológico 
Os ovos são fertilizados no oviduto. No oótipo adquirem substâncias secretadas por glândulas 
vitelínicas e uma casca. No útero os ovos se desenvolvem, tendo suas cascas fortalecidas e 
tornando-os aptos a eclodirem assim que forem expelidos. A casca proteica confere coloração 
amarelada aos ovos maduros. Na maioria das espécies os ovos possuem formato oval e alguns 
apresentam opérculo em uma das extremidades (TAYLOR et al., 2016). 
 
Nas aves, os adultos podem ser encontrados no trato gastrointestinal, incluindo esôfago, 
intestinos, ceco e cloaca, além do trato respiratório, como na traqueia e sacos aéreos. Os ovos de 
trematódeos contêm um embrião ou um miracídio, dependendo do estado de maturação dos 
mesmos, e são relativamente pequenos (ROBERTS et al., 2013). 
 
Possuem as famílias Echinostomatidae e Schistosomatidae importantes no endoparasitismo de 
aves. Os trematódeos parasitas de aves da família Echinostomatidae pertencem aos gêneros 
Echinostoma, Echinoparyphium e Hypoderaeum. Já a família Schistosomatidae contém cerca de 
nove gêneros de importância para as aves, que são: Allobilharzia, Austrobilharzia, Bilharziella, 
Dendritobilharzia, Gigantobilharzia, Jilinobilharzia, Macrobilharzia, Ornithobilharzia e Trichobilharzia 
(MELO et al., 2019) 
 
Os cestódeos são parasitas com aspecto segmentado, comuns em aves, sendo que 
normalmente se localizam nos intestinos e outras porções do trato gastrointestinal, como na moela. 
Variam de 1,0 mm a 1,0 m de comprimento, sendo que grande parte deles não passam de 10,0 cm. 
O ciclo de vida é indireto e os hospedeiros intermediários normalmente são moluscos, insetos, 
peixes e até roedores, no caso de espécies de cestódeos que infectam aves rapinantes (ATKINSON 
et al., 2008; TAYLOR et al., 2016). 
 
Algumas famílias de cestódeos com espécies que infectam aves são: Gryporhynchidae, 
Mesocestoididae, Tetrabothriidea e Diphyllobothriidae (ATKINSON et al., 2008). Outros cestódeos 
que ocorrem em aves no Brasil são os pertencentes à família Davaineidae, como Raillietina spp. 
Estes são recorrentes em aves da ordem Galliformes, como perus e galinhas, além de existirem 
relatos em pombos (Columba livia) de vida livre (VAZ, et al. 2017). Também são frequentes as 
infecções em psitacídeos e em Passeriformes insetívoros (TULLY, 2010; CUBAS et al., 2014) 
 
A classe Nematoda contém a maior quantidade de parasitas de animais endotérmicos, 
conhecidos como “vermes redondos” por possuírem o corpo cilíndrico, alongado e não 
segmentado (BAKER, 2007). Possuem simetria bilateral e são revestidos por um envoltório incolor 
chamado cutícula, que contém glicoproteínas envolvidas na interação parasita-hospedeiro 
(URQUHART et al., 1998). 
Os ovos dos nematódeos variam no tamanho, formato e espessura da casca, que são fatores 
importantes para o diagnóstico das infecções parasitáriasa partir da análise das fezes do hospedeiro 
(JACOBS et al., 2016). Normalmente, os ovos consistem em três camadas. A espessura da casca 
parece estar relacionada com a proteção do ovo contra dessecação ambiental e consequente 
resistência do mesmo no ambiente, desse modo ovos de casca mais espessa podem se manter 
aptos à infecção por anos fora do hospedeiro (TAYLOR et al., 2016). 
Em muitas espécies de nematódeos de mamíferos, répteis e aves, os ovos se rompem apenas 
dentro do hospedeiro, porém eles se mantêm intactos e inativos até que recebam os devidos 
estímulos, como temperatura, concentração de dióxido de carbono e pH ideais (ROBERTS et al., 
2013). Em outros casos a eclosão ocorre no ambiente, sendo controlada por umidade e temperatura. 
 
9 Relatório de Aula Prática: Exame Coproparasitológico 
Nas fezes as larvas encontram microclima ideal, com elevada umidade para seu desenvolvimento, 
mesmo em ambientes secos (TAYLOR et al., 2016). Os helmintos nematódeos de maior frequência 
e importância para aves silvestres pertencem aos gêneros Ascaridia, Capillaria, Heterakis, 
Contracaecum e Eustrongylides (MELO et al., 2013; BARATHIDASAN et al., 2014; SANTOS et al., 
2015; AYRES et al., 2016). 
Ascaridia sp. 
Os nematódeos do gênero Ascaridia acometem tanto aves silvestres quanto domésticas. As 
espécies mais identificadas são a Ascaridia dissimilis (Perus), Ascaridia numidae (galinhas-d’angola), 
Ascaridia columbae (Pombos) e Ascaridia galli (galinhas, perus, patos, faisões etc) (BOROVIEC et al., 
2020). Além disso, esse gênero de helmintos está entre os parasitas mais comumente encontrados 
em aves Columbiformes de criadouros, como pombos e rolas (LIMA et al., 2017). Também, são 
frequentemente relatados em aves cativas da ordem Psittaciformes, como araras e periquitos, 
sendo um dos parasitas mais importantes de papagaios mantidos em cativeiro (HOFSTATTER e 
GUARALDO, 2015). 
São vermes compridos (fêmeas podem chegar a 12,0 cm de comprimento), robustos e de 
coloração branca opaca (BENEZ, 2004; TAYLOR et al., 2016). Os parasitas adultos se localizam no 
lúmen intestinal das aves e as larvas no oviduto, intestino e pulmões. Do oviduto podem migrar para 
a cloaca e haver inclusão das larvas nos ovos da ave hospedeira (ROBERTS et al., 2013). Os ovos 
têm formato oval e apresentam a casca lisa e são bastante parecidos com ovos de Heterakis, 
outro gênero de ascarídeo comum em aves (ZAJAC e CONBOY, 2012). 
Heterakis gallinarum 
Heterakis gallinarum pertence a família Heterakidae. É amplamente disseminado entre a maioria 
das aves, sendo estas domésticas ou silvestre tendo predileção pelo ceco intestinal dos animais 
causando a Heterakiose. Este parasito é hospedeiro Intermediário do protozoário Histomonas 
meleagridis, agente causador da histomonose e tem distribuição mundial. Assim, possui pouco 
significado patogênico quando se trata do parasito em si sozinho no seu hospedeiro, mas possui 
grande importância em relação a epidemiologia do Histomonas meleagridis por ser o seu 
hospedeiro parêtenico (MATTOS, ROSSATO & ANTONUCCI, 2019). 
São nematoides pequenos, de coloração esbranquiçada, portador de cavidade bucal cilíndrica, 
esôfago com bulbo posterior desenvolvido, possui cutículas por toda extensão do corpo, com 
cauda pontiaguda alongada. Os machos são de tamanho menor portador de asas caudais 
desenvolvidas sustentadas por papilas, espiculas e cauda cônica. As fêmeas são de tamanho maior 
em relação ao macho, mas também possuem cauda cônica podendo ser facilmente confundidas 
com os machos. Apresentam ovos de casca lisa e espessa, com formato ovoide, assim dificultando 
sua diferenciação dos ovos de Ascaridia galli (MATTOS, ROSSATO & ANTONUCCI, 2019). 
 
Capilaria spp. 
Este gênero compreende inúmeras espécies com características de interesse médico 
veterinário bastante semelhantes. Já foi encontrado na maioria das espécies de aves, incluindo 
espécies das ordens Psittaciformes, Galliformes e Passeriformes. Parasitam o trato gastrointestinal, 
podendo acometer outros órgãos, mas normalmente se desenvolvem sem migração (TAYLOR et 
al., 2016; BALLARD e CHEEK, 2017). Podem ser encontrados no papo, esôfago, pró-ventrículo, moela 
e intestinos, incluindo o ceco, causando inflamações e ulcerações nos locais de fixação (BENEZ, 
2004; MELO et al., 2019). 
 
10 Relatório de Aula Prática: Exame Coproparasitológico 
Os parasitos apresentam corpo longo e delgado, podem apresentar coloração branca ou 
amarelada seu corpo apresenta diferença entre sua parte posterior que é mais longa e grossa com 
relação a parte anterior do seu corpo, sua boca é desprovida de lábios e seu esôfago é longo. Os 
machos são de tamanho menor em torno de 1,5 a 2,5 cm de comprimento, sua porção posterior 
é arredondada e espiculo único em sua bainha espinhosa. Já as fêmeas são maiores em torno de 
3,7 a 8,0 cm de comprimento, possui vulva próxima ao final do esôfago. Os ovos possuem opérculos 
nas duas extremidades, sendo então chamados de bioperculados. Possuem o formato mais próximo 
a um barril e se apresentam mais transparentes e levemente amarelados na microscopia 
(URQUHART et al., 1998) 
Estes parasitos competem com seu hospedeiro por nutrientes assim causando um estado de 
caquexia nas aves, ocorre aparecimento de infecções, perda de peso, apatia, sonolência, asas 
descaídas, diminuição na produção de ovos, anemia e diarreia podendo evoluir para morte 
(MATTOS, ROSSATO & ANTONUCCI, 2019). 
 
Eustrongylides sp. 
 
Esse parasita possui ampla distribuição geográfica e acomete diversas espécies de aves sendo 
as aves piscívoras seus hospedeiros definitivos, portanto a infecção tem maior importância para 
socós, garças, cormorões, entre outras aves que se alimentam de peixes e anfíbios (MELO, et al. 
2016). As aves se infectam através da ingestão de peixes, que atuam como hospedeiros 
intermediários. Minhocas, pequenos mamíferos e anfíbios podem atuar como hospedeiros 
paratênicos (MELO et al., 2013). Assim, a espécie Eustrongylides ignotus é a mais comumente 
relatada em aves que se alimentam de peixes. 
Podem causar peritonites crônicas em aves adultas, além de diarreia hemorrágica e infecções 
secundárias fatais em indivíduos jovens (ATKINSON et al., 2008). Além disso, causam adesões e 
lesões por perfuração no estômago, intestinos, cloaca, proventrículo, sacos aéreos e peritônio. 
Esses parasitas são largos e avermelhados, possuindo de 4,0 a 15,0 mm. Os ovos maduros 
apresentam casca bem definida e espessa (MELO et al., 2019). 
 
4. Coccidioses 
A coccidiose é causada por protozoários pertencentes ao filo Apicomplexa e de classe Coccidia, 
composta por 3 gêneros de importância zootécnica: Eimeria spp., Isospora spp. e Cryptosporidium 
spp., contudo os gêneros com maior importância em aves são o Eimeria spp. e Isospora spp. Estes 
protozoários se instalam ao longo do epitélio intestinal das aves e podem ser transmitidos através 
da ingestão de oocistos esporulados, que geralmente são encontrados em rações, água e nas 
camas. Dessa forma, Isospora spp. são mais frequentes em Passeriformes, Psittaciformes e 
Piciformes, já as espécies do gênero Eimeria spp. são observadas em Galliformes e Columbiformes 
(GREINER e RITCHIE, 1994; VALLÉE, 2010; PEREIRA, 2011). 
A coccidiose causada por protozoários do gênero Eimeria é considerada uma das doenças 
mais importantes na avicultura industrial. Existem sete espécies de Eimeria que ocasionam a 
Coccidiose nas galinhas, sendo que cada espécie apresenta períodos pré-patentes diferentes. Assim, 
as espécies que infectam as galinhas domésticas são a E. acervulina, a E. brunetti, a E. máxima, a E. 
mitis, a E. necatrix, a E. praecox e a E. tenella. Os animais jovens são mais susceptíveis à doença, 
podendo resultar até na morte do animal caso este não esteja vacinado (HORNINK, 2020). 
 
11 Relatório de Aula Prática: Exame Coproparasitológico 
Estas espécies desenvolvem o seu ciclo dentro das células epiteliais do intestino das galinhas, 
iniciandoa partir da ingestão oral da forma de resistência madura (oocisto contendo no seu interior 
4 esporocistos com 2 esporozoítos em cada esporocisto). A ave infectada pode apresentar lesões 
nos diferentes locais do intestino, para cada espécie de Eimeria. Desse modo, pode causar enterite 
e diarréia e conseqüentemente, uma diminuição na absorção intestinal de nutriente. Além disso, há 
um efeito sinérgico da coccidiose com outras doenças, sendo mais severos do que quando ocorre 
sozinha. Assim, mesmo baixos níveis de infecção podem exercer significativo impacto econômico 
sobre a produção avícola, pois é capaz de reduzir a eficiência metabólica e imunológica dos animais 
(ALMEIDA et al., 2008; HORNINK, 2020). 
 
 
Conclusão 
Conclui-se que o diagnóstico de endoparasitismo de aves é de extrema importância para 
verificar o estado de saúde dos animais e evitar complicações secundárias, assim como realizar o 
tratamento de forma mais precoce e eficaz e efetuar medidas de controle para evitar surtos e 
disseminações. Além disso, é imprescindível para ter conhecimento a cerca das condições 
higiênicos-sanitária do local onde o animal vive, se existe algum risco de surtos no local e também 
conhecer a fauna de parasitas presentes naquela região. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
12 Relatório de Aula Prática: Exame Coproparasitológico 
Referências Bibliográficas 
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