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Vila Velha
Novembro/2022
Universidade Vila velha – UVV
Curso de Enfermagem
ALINE ALVES
HELANE MORAIS
JÚLIA BENJAMIM
LUIZA BARCELOS
VITOR CASAGRANDE
Perguntas respondidas aulas práticas de Bioquímica 
Perguntas respondidas da apostila apresentado à disciplina de bioquímica do curso de Enfermagem da Universidade Vila Velha como requisito parcial da nota do bimestre.
Prof. O Dr. Andrews Marques do Nascimento.
NOVEMBRO /2022
AULA PRÁTICA I: INTRODUÇÃO AO LABORATÓRIO DE BIOQUÍMICA
1) Identifique as vidrarias dispostas em sua bancada e organize-as de acordo com a precisão. 
R: As vidrarias foram identificadas conforme requerido. 
Classificação segundo precisão (crescente): Becker, Proveta, Pipeta Graduada e Pipeta Volumétrica
2) Pipete em três béckeres diferentes 5mL de água, utilizando uma proveta, pipeta volumétrica e pipeta graduada, há diferença entre os volumes? Justifique. 
R: Apesar de haver intenção de pipetar 5ml de uma mesma substância em recipientes iguais, o volume não será exatamente o mesmo porque, em relação a precisão de volume, a pipeta volumétrica > pipeta graduada > proveta
3) Prepare 10mL de uma solução de NaCl 0,9%. 
R: Conforme requerimento, a solução foi preparada
4) Faça a medida do pH, utilizando a fita de pH da solução de NaCl preparada anteriormente, da solução A, B e C disponíveis na bancada. Classifique as soluções de acordo com o pH. 
R: Utilizando a fita de pH da solução de NaCl, realizamos a medição das três soluções e a classificação foi apresentada, conforme requerido.
5) Explique o que é o pH e qual a importância dele para a bioquímica
R: O pH é uma escala que serve para determinar os níveis de acidez de uma solução em função dos íons H+. Foi descoberta por Soren Peter Lauritz Sorensen, dinamarquês, em 1909. Se o valor for entre 0 e 7, a indicação é de um meio ácido. Se for igual a 7, o meio é neutro e se o valor indicar entre 7 e 14, o meio é básico. O valor nunca será negativo. A indicação do pH é muito importante, porque define a quantidade de íons hidrogênio disponíveis no meio, ou seja, indicam se o meio poderá modificar reações químicas e instabilizar biomoléculas.
AULA PRÁTICA II: ESTUDO DAS PROPRIEDADES DO TAMPÃO.
1) Qual é a função do tampão no organismo?
R:A solução tampão é uma solução capaz de manter o pH estável sem sofrer variações, mesmo após a adição de pequenas quantidades de um ácido fraco e um sal ou por um sal e uma base fraca. Essas misturas não apresentam variações de pH quando recebem pequenas quantidades de ácidos ou bases fortes. A ação dessas soluções é chamada de efeito tampão.
2) Em relação aos experimentos realizados no tópico B, responda:
A) Qual é o objetivo do uso de indicadores nas soluções presentes nos tubos de ensaio?
R: O objetivo do uso dos indicadores vermelho de metila e verde de bromocresol é evidenciar a mudança do Ph nas soluções dos tubos de ensaio. O vermelho de metila é um corante indicador de Ph que fica vermelho quando o Ph é inferior a 4, e amarelo quando o Ph for superior a 6, e laranja quando está entre esses valores em uma solução acida, o	verde de bromocresol é um composto usado como indicador que se torna amarelo abaixo do Ph 3, azul acima do Ph 5 e verde entre o Ph 3 e 5
  
B) Qual era a coloração inicial de todas as soluções presentes nos tubos de ensaio (antes da adição de HCl e NaOH)? 
R: Vermelho e verde.
C) Com o ficou a coloração das soluções presentes nos tubos de ensaio após a adição de HCl e NaOH? E como ficou o pH dessas soluções? O que podemos concluir a respeito desses resultados?
R: A coloração e o pH final das soluções após a adição de HCl e NaOH ficou: 
Tubo 1 – Verde claro e pH 4
Tubo 2 – Azul claro e pH 5
Tubo 3 – Vermelho e pH 4
Tubo 4 – Vermelho e pH 4
Tubo 5 – Amarelo e pH 3
Tubo 6 – Azul escuro e pH 5
Tubo 7 – Vermelho alaranjado e pH 4
Tubo 8 – Amarelo e pH 6
A   conclusão   que   pode   ser   tirada   desse   experimento   é   que   a solução   tampão preveniu uma grande   alteração   no   pH das soluções 
testadas, enquanto nas soluções com água é evidente, pelas mudanças de cor causadas pelos indicadores, que a alteração no pH foi muito maior.
3) O sangue possui pH entre 7,35 e 7,45. Cite o principal tampão responsável pela manutenção desse pH. 
R: O sistema tampão constituído pelo bicarbonato (HCO3-) e pelo ácido carbônico (H2CO3) tem características especiais nos líquidos do organismo. O ácido carbônico (H2CO3) é um ácido bastante fraco e a sua dissociação em íons hidrogênio (H+) e íons bicarbonato é mínima, em comparação com outros ácidos. Quando um ácido é adicionado ao sangue, o bicarbonato do tampão reage com ele produzindo um sal, formado com o sódio do bicarbonato e ácido carbônico. O ácido carbônico produzido pela reação do bicarbonato do tampão se dissocia em CO2 e água e é eliminado nos pulmões.  H+ + HCO3-  H2CO3.
 Quando uma base invade o organismo, o ácido carbônico (H2CO3) reage com ela, produzindo bicarbonato e água. O ácido carbônico diminui. Os rins aumentam a eliminação de bicarbonato ao invés do íon hidrogênio, reduzindo a quantidade de bicarbonato no organismo, para preservar a relação do sistema tampão. OH- + H2CO3  HCO3- + H2O. O Tampão Bicarbonato participa da formação do ácido clorídrico (HCl) no estômago.
AULA PRÁTICA 3: PROPRIEDADE DOS AMINOACIDOS 
1) Escreva os resultados, em forma de tabela, observados nos 12 experimentos realizados. 
R:
	TESTES
	I
Ninidrina
	II
Folin
	III
Erlich
	IV
Xantoproteica
	V
Sakaguchi
	VI
Aminoácido
Sulfurado
(SH livre)
	Aminoácidos 
a serem testados
	
I
	
II
	
I
	
II
	
I
	
II
	
I
	
II
	
I
	
II
	
I
	
II
	Resultados
	+
	-
	+
	-
	+
	-
	+
	-
	+
	-
	+
	-
2) O que se pode concluir dos resultados encontrados? Explique.
R: Os aminoácidos glicina e prolina são apolares alifáticos, que tem cadeia aberta, possuem uma cadeia lateral. Quando adicionados os reagentes, foi evidente a caracterização de cada aminoácido.
Os aminoácidos tirosina e triptofano são hidrocarbonetos e apolares aromáticos, possuem um anel fenólico e não interagem com a água. Quando adicionados os reagentes, foi evidente a caracterização de cada aminoácido.
Os aminoácidos com grupos R polares apresentam nas suas cadeias laterais cagas elétricas positivas, na casa da arginina e com cagas elétricas negativas, no caso da cisteina. São capazes de interagirem com água e são encontrados na superfície de uma proteína. Quando adicionados os reagentes, foi evidente a caracterização de cada aminoácido.
3) A reação com ninidrina pode ser utilizada para diferenciar prolina de cisteina? Justifique.
R: A reação da ninidrina com a prolina gera uma solução amarela, e a reação com a cisteina gera uma solução roxa. Portanto, essa reação pode sim ser utilizada para diferenciar estes dois aminoácidos.
4) Podemos afirmar que o pH interfere na estrutura química dos aminoácidos? Explique.
R: Os pHs podem alterar a carga, levando ao rompimento das ligações de hidrogênio e a mudança estrutural da proteína. Quando a proteína é submetida a elevação de temperatura, a variação de pH ou a certos solutos, sofrem alterações em sua configuração e suas atividades biológica pode ser perdida.
AULA PRÁTICA IV: PROPRIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS DE PROTEÍNAS
1) Escreva os resultados encontrados nos experimentos realizados. 
R: 1ª REAÇÃO – A glicina produz a mesma coloração do branco, pois não ocorre formação de complexo. Apenas a albumina dá resultado positivo com coloração violeta.
2ª REAÇÃO – O Sulfato de sódio, causa desnaturação, mas é uma desnaturação fraca, assim a albumina fica mais diluída e enquanto a caseína percebe-se que fica mais espessa
3ª REAÇÃO – Caseína desnaturou e ficou encima, albumina desnaturou e ficou em baixa
4ª REAÇÃO –A albumina desnaturou mais, pois a ligação com a albumina é fraca
5ª REAÇÃO – As duas são resistentes a temperatura, a albumina e a caseína desnaturam, mas por ter água a albumina irá solubilizar
6ª REAÇÃO – Ao usar o ácido forte, as duas serão desnaturadas2) Explique todos os resultados encontrados nos experimentos realizados. 
R: Na REAÇÃO DE BIURETO observou- se que o tubo de ensaio com a albumina ficou mais roxo, e o tubo de ensaio com a caseína ficou menos roxo do que o tubo com albumina isso se explica esse experimento que indica a presença de proteínas no material, a albumina tem mais proteínas que a caseína, logo, ficara mais roxa, como observamos na foto.
Na PRECIPITAÇÃO SALINA observou- se que o sulfato de sódio, causa desnaturação, mas é desnaturação fraca, a albumina ficará mais diluída, pois a albumina tem mais afinidade com a água, enquanto a caseína terá mais afinidade com substâncias apolares como observamos nas fotos.
Na PRECIPITAÇÃO POR SOLVENTES ORGÂNICOS observa-se que com a acetona gelada, a caseína desnaturou e ficou encima, e a albumina desnaturou e ficou em baixa, A acetona é mais densa, fica em baixo, e como a albumina é mais polar, ficará na porção que tem água, enquanto a caseína ficará desnaturada e irá solubilizar nela.
Na PRECIPITAÇÃO POR SOLVENTES ORGÂNICOS observou-se que com o metal pesado, a albumina desnaturou mais, pois a ligação com a albumina é fraca, e o metal irá pesar e se ligar com a albumina e descer, logo o metal irá romper as ligações, sendo assim as ligações da albumina vão se romper, devido as suas ligações serem mais fracas do que a caseína.
Na INFLUÊNCIA DA TEMPERATURA - SOLUBILIDADE DE PROTEÍNA as duas são resistentes a temperatura, mas a albumina e a caseína se desnaturam, alterando as estruturas quaternária, terciária e secundária da proteína sem afetar sua estrutura primária, sendo assim o calor desnaturou as proteínas da albumina e da caseína presentes.
Na PRECIPITAÇÃO POR ÁCIDO FORTE quando usamos o ácido forte (Ácido nítrico), as duas amostras (albumina e caseína) vão ser desnaturadas, como observamos nas fotos.
3) O que se pode concluir dos resultados encontrados?
R: Reação de biureto:  identificação de compostos proteicos;
Precipitação salina:  caracterizar a presença de proteínas em solução e são úteis para se fazer a desproteinização de líquidos biológicos para análise de componentes não proteicos;
Precipitação salina:  caracterizar a presença de proteínas em solução e são úteis para se fazer a desproteinização de líquidos biológicos para análise de componentes não proteicos;
Precipitação por sais de metais pesados: Os sais de metais pesados reagem com seu cátion com o ânion da proteína (COO-) formando proteinatos, no caso de mercúrio de prata e de cobre, estes proteinatos são insolúveis e por isso precipitam;
Influência da temperatura – solubilidade de proteínas: Testar componentes, testando a desnaturação das proteínas;
Precipitação por ácido forte:  Procedimento é realizado para verificar a influência de sais de metais pesados e de ácidos fortes sobre a solubilidade da proteína, bem como a influência do pH sobre a carga líquida da molécula polipeptídica.
4) A reação de Biureto será positiva ao analisar uma amostra de triptofano? Qual coloração seria observada nesse experimento? Justifique.
R: O reagente de biureto trata-se de um reagente produzido através de cobre e hidróxido de sódio. A mesma presença coloração azul ou violeta na presença de proteínas. Vale ressaltar que quando sujeito à presença de polipeptídios de cadeia curta, sua coloração se altera para rosa.
5) Diferencie salting in e salting out.
R: “salting – in” dá-se pela solubilização do precipitado elevando-se a concentração de sais no meio e as interações proteína-água. Enquanto o “salting – out” corresponde à precipitação da proteína através da adição de sais com alta força iônica (sais higroscópicos) que se ligam a água, havendo a predominância da interação proteína-proteína
AULA PRÁTICA V: Propriedade das Enzimas - Avaliação da Atividade Amilásica da Saliva
Sem perguntas. 
AULA PRÁTICA VI - REAÇÕES DE CARACTERIZAÇÃO DOS CARBOIDRATOS
1) Escreva os resultados encontrados nos experimentos realizados.
R: REAÇÃO DE MOLISCH: Colocamos em um tubo de ensaio 2,0 mL de glicose e em outro tubo de ensaio 2 mL de maltose. Em ambos os tubos adicionamos 3 gotas de solução alcoólica de a-naftol de concentração 10%, homogeneizar bem. Em seguida adicionamos 1 mL de ácido sulfúrico (H2SO4 conc.) que estava na capela, inclinando o tubo lentamente de modo que os dois líquidos não se misturem. Obs.: Não agitar o tubo de imagem, notar o aparecimento de um anel púrpuro ou violeta no limite de separação dos dois líquidos, resultante da condensação do furfural ou hidroximetilfurfural com o a-naftol.
Resultado do experimento:
A glicose ficou com mais fragmento roxo e o tubo esquentou;
A Maltose ficou com menos fragmento roxo e o não esquentou.
TESTE DE BENEDICT: Colocar em um tubo de ensaio 0,5 mL de glicose e em outro tubo de ensaio 0,5 mL de sacarose. Colocar nos dois tubos de ensaio 1,0 mL do reativo de Benedict separadamente. Ferve-los durante 02 minutos em banho Maria e deixar esfriar espontaneamente. Observar a redução da reação anotando a cor do precipitado que se formará.
Resultado do experimento:
Glicose ficou com a cor laranja;
Sacarose ficou com a cor laranja mais forte.
TESTE DE SELIWANOFF: Colocar em um tubo de ensaio 0,5 mL de glicose e em outro tubo de ensaio 0,5 mL de frutose. Adicionar 1,0 mL do reativo de Seliwanoff nos dois tubos de ensaio. Colocá-los no banho Maria fervente por 5 minutos. O aparecimento da coloração vermelha indica teste positivo para Cetose.
Resultado do Experimento:
Glicose ficou com a cor transparente;
Frutose ficou com a coloração vermelha;
TESTE DE BIAL: Colocamos em um tubo de ensaio 1,0 mL de glicose e em outro tubo de ensaio 1,0 mL de arabinose. Adicionar 0,5 mL do reativo de Bial e 1,0 mL de ácido clorídrico (HCl concentrado), que estava na capela, nos dois tubos de ensaio. Homogeneizar e manter o tubo em banho Maria fervente por 10 minutos. A reação positiva se caracteriza por formação de produto corado em azul-esverdeado.
Resultado do Experimento:
Glicose ficou com a cor cinza e o tubo esquentou;
Arabinose ficou com a cor azul escuro e o tubo também esquentou.
TESTE DE IODO: Colocamos em um tubo de ensaio 2,0 mL de glicose e em outro tubo de ensaio 2 mL de amido. Adicionamos 2 gotas de solução de iodo (lugol) em ambos os tubos. E Notar o aparecimento de coloração azul, o que caracteriza o teste positivo.
Resultado do Experimento:
Glicose ficou com a cor laranja escuro e com fragmento laranja;
Amido ficou com a cor azul com fragmento de azul escuro.
2) Explique todos os resultados encontrados nos experimentos realizados. 
R: Reação de Molisch:
O fenol reage como os produtos incolores, e provoca o aparecimento de um anel de coloração lilás. Essa reação consiste na desidratação do carboidrato pelo ácido sulfúrico ou ácido clorídrico, dando origem a um aldeído, que sofrera condensação com duas moléculas de fenol, resultando na coloração vermelha ou violeta na presença de albumina ou peptona. Na ausência de carboidratos a reação se torna negativa, não apresentando a coloração violeta. Após a adição do ácido sulfúrico concentrado foi possível notar a formação do anel violeta indicado açúcares redutores em todos os açúcares usados no experimento. A maltose e a sacarose por serem dissacarídeos foi necessário a hidrólise e em seguida a liberação dos monossacarídeos constituintes das moléculas.
A glicose ficou com mais fragmento roxo e o tubo esquentou;
A Maltose ficou com menos fragmento roxo e o não esquentou.
Reação de Benedict:
A glicose reage positivamente frente a reação dos íons cobre, apresentando alteração de cor. O aquecimento do açúcar redutor em presença de íons Cu (11) e OH reduz o cobre a Cu (1) e o açúcar é oxidado havendo, havendo a formação de precipitado de Cu, o que causa variação de cor, de acordo com a concentração do açúcar redutor. Para os dissacarídeos promoverem a formação do precipitado precisam da presença de uma extremidade redutora, o que não ocorre com a sacarose. 
 Após o aquecimento utilizando o método de banho-maria foi possível notar a mudança de cor inicialdas soluções de azul para laranja para glicose obtendo positivo para açúcar redutor, já no tubo que continha a solução com sacarose é possível notar a coloração verde indicado possível quebra da molécula através da temperatura e liberando molécula uma de glicose que tem característica redutora.
Reação de Seliwanoff:
Distingue cetoses de aldoses. O desenvolvimento de cor vermelha após 4 minutos constitui teste positivo para cetoses, aldoses reagem mais lentamente. Ceto-hexoses: solução vermelho-cereja Cetopentoses: solução azul esverdeada Aldoses: não há desenvolvimento de cor Dissacarídeos: não há desenvolvimento de cor
Glicose ficou transparente pois é um aldose, e a frutose ficou vermelha pois é uma cetose.
Teste de Bial 
É um teste químico para detectar a presença de pentoses. Os componentes do reagente de Bial, solução usada no teste, são orcinol, ácido clorídrico e cloreto férrico. Caso haja pentose na amostra analisada, ela é desidratada a furfural, que, então as hexoses reagem com o orcinol produzindo um complexo amarelo-acastanhado. A solução fica azulada e pode formar-se um precipitado. 
Nesse teste a arabinose ficou com a cor azul resultado positivo, enquanto a glicose ficou com a cor cinza resultado negativo.
Teste de Barfoed
O reagente de Barfoed, o teste desse reagente é baseado na redução do acetato de cobre (II) (também chamado de acetato cúprico (II)) a óxido de cobre (I) (também chamado de óxido cúprico (I)) (Cu2O já o teste de Barfoed é usado para determinar se a amostra é um monossacarídeo ou dissacarídeo. Este teste difere do teste de Benedict no facto da reação de oxidação-redução ser realizada em meio acídico (pH 4,5), em vez de alcalino. A este pH, os dissacáridos não reduzem os iões Cu2+ a CuO2, enquanto os monossacáridos reduzem os iões Cu2+, quando aquecidos durante 2 minutos num banho de água fervente. 
 
Teste de iodo
Os polissacáridos apresentam uma cor característica, quando tratados com uma solução de iodo, na forma de KI. O amido pode ser especificamente detectado, em virtude da sua habilidade de formar um complexo azul-escuro com o iodo. Esse complexo consiste numa disposição linear de aglomerados de átomos de iodo (iões penta iodeto, I5-) entre as cavidades helicoidais da amilose. A amilose existe na forma de uma cadeia helicoidal, contendo seis resíduos glicosídicos por volta. É requerido um comprimento de cadeia mínimo de seis voltas da hélice (36 grupos glicosídicos) para se formar o complexo com o iodo. Polissacáridos ramificados, com hélices interrompidas (p.e. amilopectina) formam complexos corados menos intensos, enquanto polissacáridos fortemente ramificados (p.e. glicogénio), com pequenos segmentos helicoidais e impedidos de formar hélices maiores, originam complexos corados de uma cor castanho-avermelhada pálida. O iodo forma, assim, complexos corados com os polissacáridos, produzindo uma cor azul na presença do amido, enquanto na presença de glicogénio e de amido parcialmente hidrolisado a cor que se desenvolve é vermelho-acastanhada.
O amido ficou com a coloração azul dando positivo, enquanto a glicose ficou com a coloração laranja dando negativo.
3) A reação de Molish será positiva na análise de lactose? Justifique. 
R: O teste de Molisch é um procedimento químico usado para determinar a presença de hidratos de carbono numa solução, logo a reação será positiva, pois a lactose é um hidrato de carbono pois é formada por glicose e galactose. Dando o mesmo resultado da glicose.
4) O teste de iodo é positivo para glicose? E para glicogênio? Justifique. 
R:O teste do iodo tem a importante função de ajudar na indicação da presença de amido, se a reação for positiva ela ficará na coloração azul, como a glicose ficou com a coloração de laranja escuro, logo significa que não é positivo, pois não tem mais amido. O glicogênio possui função de reserva de energia em animais, o que caracteriza semelhança funcional, já que o amido tem o mesmo papel em vegetais. Porém o glicogênio possui mais ramificações. Portanto, por mais que existem semelhanças funcionais e de formulação, não se trata de um amido, por isso a reação também seria negativa.
5) A reação de Bial pode ser positiva para um nucleotídeo? Justifique.
R: Sim. Um teste positivo é indicado pela formação de um produto bem azulado, do contrário, todas as outras cores indicam um resultado negativo para pentoses, as hexoses geralmente reagem para formar produtos verdes, vermelhos ou marrons.
AULA PRÁTICA VII: DOSAGEM DE GLICEMIA
Não tivemos a aula prática 7.
AULA PRÁTICA VIII: REAÇÕES DE CARACTERIZAÇÃO DOS LIPÍDEOS
1) Escreva os resultados encontrados nos experimentos realizados.
R: No primeiro teste, foram utilizados 3 tubos de ensaio, sendo o tubo 1 com 3 gotas de ácido acético, o tubo 2 com 3 gotas de ácido oleico, e o tubo 3 com fragmentos de ácido esteárico, verificamos o aspecto físico e o cheiro de cada um dos tubos, e depois adicionamos água deionizada para verificar a solubilidade, o pH, a sua volatilidade e adicionamos hidróxido de sódio gota a gota para chegar à coloração roxa. Sendo encontrado os seguintes resultados:
Tabela 1: Testes realizados em aula 
	LIPIDEOS
	CHEIRO
	ASPECTO
FISICO
	pH em água
	Volatilidade
	Solubilidade
em água
	Tubo 1 
	Semelhante
ao vinagre
	Líquido
Transparente
	4
	Mais volátil
	Solúvel
	Tubo 2
	Odor de óleo
	Líquido oleoso amarelo
	7
	Volatilidade
Média 
	Insolúvel 
	Tubo 3
	Inodoro
	Solido branco
	7
	Menos volátil 
	Insolúvel 
Gotas de hidróxido de sódio para a coloração roxa:
Tubo 1: 10 Gotas
Tubo 2: 1 Gota
	
Tubo 3: 1 Gota 
No segundo teste, foram utilizados 5 tubos de ensaio, colocamos uma gota de gordura e óleo em cada tubo de ensaio e depois solubilizamos com 4ml de álcool etílico depois levamos ao banho-maria e depois utilizamos 1 gota de bromo em cada tubo com óleos e gorduras diferentes. Adicionamos 1 gota de bromo e agitamos, alguns óleos e gorduras precisaram de mais gotas de bromo para chegar à coloração de amarelo.
Segue a quantidade de bromo para cada tudo até chegar à coloração amarela:
Tubo 1: 4 gotas de bromo
Tubo 2: 4 gotas de bromo
Tubo 3: 3 gotas de bromo
Tubo 4: 4 gotas de bromo
Tubo 5: 3 gotas de bromo
2) Explique todos os resultados encontrados nos experimentos realizados.
R: Se comparar o ácido esteárico com o ácido oléico, o primeiro apresenta ponto de fusão (69,6°C) maior que o ácido oléico (13,4°C), mesmo possuindo o mesmo número de carbono. O diferencial entre eles é a insaturação no carbono 9. Por outro lado, o ácido palmítico apresenta um ponto de fusão (63,1°C) menor que o ácido esteárico (18:0), pois o diferencial está no comprimento da cadeia de carbono.
A reação de hidrogenação feita na indústria química alimentícia promove o prazo de validade e aumenta a estabilidade dos óleos vegetais em altas temperaturas. A reação em presença de calor, quebra a dupla ligação dos ácidos graxos insaturados de configuração cis em ácidos graxos saturados, e em concentrações definidas de hidrogênio.
Aacetil-CoA e sete moléculas de Malonil-CoA, esta última formada pela carboxilação do acetil-CoA, pois, moléculas de acetil-CoA não interagem entre si. A enzima responsável pela síntese de malonil-CoA é a biotina-carboxilase, que primeiro associa à biotina uma molécula de CO2, formando a carboxibiotina. Logo depois, transfere o grupo carboxilato para o acetil-CoA, formando um composto com três carbonos, o malonil-CoA. Para a formação do ácido graxo, cada malonil-CoA doa uma unidade acetil com dois carbonos, maior parte dos ácidos graxos são degradados para formar acetil-CoA na mitocôndria em processo denominado β-oxidação. A β-oxidação é uma das principais vias de degradação dos ácidos graxos,
Halogenação por Substituição
Quando um alcano ou aromático reage com uma molécula de halogênio, ocorre a denominada reação de substituição. Pois, apenas um dos átomos da molécula halógena se liga à molécula orgânica. Assim, um hidrogênio migra e um haleto de hidrogênio é formado como produto
3) Qual é a diferençaestrutural nas moléculas de ácido acético, ácido oleico e ácido esteárico?
R:
Possui 2 carbonos, 4 hidrogênios e 2 oxigênios. Trata – se de uma molécula saturada.
PESO MOLECULAR: 60,05 g/mol
Dos três ácidos, é o único que possui carbono insaturado, consequentemente, ligação Pi 
ÁCIDO ACÉTICO
Possui 18 carbonos, 34 hidrogênios e 2 oxigênios.
PESO MOLECULAR: 282.46 g/mol
ÁCIDO OLEICO 
Possui 18 carbonos, 36 hidrogênios e 2 oxigênios. Trata – se de uma molécula saturada.
PESO MOLECULAR: 284,48 g/mol
 ÁCIDO ESTEÁRICO
4). O que é fenolftaleína? Qual é a sua função no experimento? 
R: A fenolftaleína é um composto orgânico frequentemente usado como indicador de pH. A fenolftaleína fica rosa em pH superior a 8,3 e incolor em soluções ácidas. A fórmula química da fenolftaleína é C20H14O4. A sua função no experimento é que essa molécula é usada com mais precisão como indicador básico devido a uma discrepância em suas reações ácidas e fortemente básicas. Como um indicador de base ácida, a fenolftaleina muda de cor dependendo da natureza química da substância à qual está sendo exposta. Geralmente não dissolve na água, mas pode ser dissolvido por álcoois como etanol e éter.
5). Qual é o objetivo da reação de halogenação na caracterização de um ácido graxo?
R:Os ácidos graxos são compostos orgânicos que possuem apenas um grupo carboxila em uma de suas extremidades (são monocarboxílicos), de cadeias abertas, longas, com 4 a 22 átomos de carbono (geralmente um número par), que podem ser saturadas ou insaturadas a Halogenação: é a reação do ácido graxo insaturado com um halogênio, formando ácido graxo saturado halogenado
AULA PRÁTICA IX: LIPIDOGRAMA
Não tivemos a aula pratica 9.