Relatorio Aulas Praticas de Farmacognosia Aplicada

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RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
CURSO FARMACIA 
 
 
 
 
FARMACOGNOSIA APLICADA 
 
 
 
 
 
 
 NOME DO ALUNO: LAVINIA CAROLINA BERNARDINELLI RA: 2006231 
 
 
 
POLO: SÃO JOSE DO RIO PRETO/ERCÍLIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DATA: 04/11/2022. 
INTRODUÇÃO 
Farmacognosia tem, em sua etimologia, o prefixo grego: PHARMAKON que 
significa droga, medicamento, e GNOSIS, que significa conhecimento, ou seja, o 
estudo e o conhecimento das drogas. Vale citar, nesta introdução, a história, a 
produção, a comercialização, o uso, a identificação, o isolamento dos princípios ativos 
das drogas, sua conservação e, finalmente, o seu armazenamento. A pesquisa de 
novas plantas medicinais busca o isolamento de seus princípios ativos bem como o 
extrato vegetal nelas envolvido, tarefa da maior importância para a medicina. 
(DRESCH, 2016) 
O conhecimento sobre os vegetais deve abranger também seu metabolismo, 
dando uma visão sobre como as plantas produzem as substâncias que utilizamos 
atualmente. Os métodos de extração dos metabólitos primários e secundários 
(substâncias ativas) presentes nas plantas serão tratados de forma que essas 
substâncias possam ser utilizadas na prática diária do profissional para fabricação de 
medicamentos fitoterápicos e fitocosméticos, entre outros. (WADT, 2021) 
Os metabólitos secundários são micromoléculas acumuladas em plantas e 
microrganismos que desempenham um papel importante na adaptabilidade dos 
organismos vivos e às condições ambientais a que estão sujeitos. Diversos 
metabólitos secundários têm sido validados quanto à eficácia biológica e 
farmacológica, no entanto, a baixa produtividade em plantas nativas ou cultivadas é 
um limitante à produção sustentável e um obstáculo à comercialização desses 
compostos. Os avanços na química de síntese sugerem que substâncias derivadas 
de plantas medicinais, de interesse farmacêutico, poderiam ser sintetizadas em 
laboratório, contudo, tal síntese costuma ser muito complexa, envolvendo várias 
etapas, com baixo rendimento e produção economicamente inviável. (OLIVEIRA, 
2014) 
Em décadas passadas, a crescente demanda por metabólitos secundários de 
plantas com alto agregado estimulou o desenvolvimento de processos biotecnológicos 
para o estabelecimento de tecnologia in vitro, objetivando a produção contínua, sob 
condições monitoradas, e maiores teores de metabólitos. O progresso na produção 
biotecnológica de metabólitos secundários de alto valor
 
agregado em cultura de células tornou evidente que esses processos são alternativos 
atrativa para a exploração das plantas como fonte de compostos bioativos. 
(OLIVEIRA, 2014). 
Muitos desses compostos químicos (metabólitos) são essenciais para a 
sobrevivência das plantas, como açúcares e aminoácidos, e há outros que auxiliam a 
planta a se adaptar ao meio ambiente, melhorando sua possibilidade de 
sobrevivência. (WADT, 2021). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Aula 1 Roteiro 1 - Identificação química de glicosídeos flavonoídicos 
Objetivo: Identificar a presença de glicosídeos flavonoídicos em drogas de origem 
vegetal. 
Procedimento 
Pegou -se 1gr de camomila, em papel de pesagem com o auxílio de uma 
espátula e balança analítica, em seguida transferiu-se a droga vegetal para um 
almofariz, e realizou-se a trituração. Em um béquer de 150ml, transferiu-se a camomila 
e acrescentou -se o solvente orgânico álcool 70% brevemente medido em uma 
proveta de 20ml. O béquer foi levado em banho maria fervente, tampado em vidro de 
relógio, durante 5min. Filtrou-se em funil de vidro contendo algodão e recolheu-se o 
filtrado. Realizou-se novamente a extração. Pegou-se 4 tubos de ensaio marcou-se 
de 1 a 4, sendo que os tubos 1, 2, e 3 foi levado para capela. 
Tubo 1 (Reação de Shinoda): Adicionou-se 3ml do filtrado, 2 de fragmento de 
magnésio, e 1ml de Hcl. 
Tubo 2 (Reação com Cloreto Férrico): Adicionou-se 3ml do filtrado, 2 gotas de solução 
de Cloreto Férrico. 
Tubo 3 (Tubo 3 (Reação com Hidróxido de Sódio): Adicionou-se 3ml do filtrado e 2 
gotas de solução de Hidróxido de Sódio a 5%. 
Tubo 4 (Reação com Cloreto de Alumínio 5%) Adicionou-se somente 3ml do filtrado. 
Em um papel filtrado adicionou-se 2 gotas do filtrado uma em cada lado do papel e do 
lado direito, pingou com uma pipeta 1 gota de Alcl3. 
Resultado dos Tubos (Papel filtro confirmando que há flavonoide) 
Tubo 1: Roxo Avermelhado 
Tubo 2: Verde Violeta 
Tubo 3: Amarelo 
 
 
 
Aula 1 Roteiro 2 - Identificação química de antraquinonas 
Objetivo: Identificar a presença de compostos antraquinônicos em drogas de origem 
vegetal. 
Procedimento 
Antraquinonas livres 
Pesou-se 1 g da de cascara, com auxílio de uma espátula, adicionou 5ml de 
éter, agitou-se e deixou decantar por 10minutos, tampado com um vidro de relógio, 
após a separação, passou o solvente (parte de cima que separou), para um tubo e 
fechou com pvc. Repetiu-se o processo do éter, agitação e decantação, após 
adicionou-se ao extrato orgânico cerca de 1ml de hidróxido de amônia a 10% e agitou. 
Resultado: A coloração vermelha na fase aquosa indica a presença de antraquinonas 
livres. 
 
Ligação C-O 
Tirou-se o restante da solução, deixando no béquer apenas resíduo decantado, 
adicionou-se 40ml de água destilada com auxílio de uma proveta, deixou ferver por, 2 
minutos a 80°C, logo após, acrescentou-se 5,0 ml de HCl a 10% e ferveu por mais 1 
minuto, após esfriar e filtrar em um funil de separação, adicionou-se 20ml de hexano, 
e agitou. Deixou-se em repouso até as camadas separarem, pegou-se a parte 
orgânica colocou-se em um tudo de ensaio, e adicionou-se 3ml de hidróxido de 
amônia a 10% e deixou repousar. 
Resultado: Coloração rosa reação positiva, indicando a presença de glicosídeos 
antraquinônicos com ligação C-O. 
 
 
 
Ligação C-O 
 
 
 
 
 
Ligação C-C 
Retirou-se do funil de separação a fase aquosa que ficou para um béquer e 
acrescentou-se 2 ml de cloreto férrico 5%, ferveu -se por 3 minutos, filtrou-se em funil 
de separação, e adicionou-se 5 ml de hexano, aguardou-se 5 minutos, e retirou-se a 
fase orgânica, e adicionou-se 3ml de hidróxido de amônia. Resultado: Observou-se, 
mais ligações C-O do que C-C. 
 
Ligação C-C Livre, C-O, C-C 
Aula 2 Roteiro 1 - Identificação química de glicosídeos cardioativos 
Objetivo: Identificar a presença de glicosídeos cardioativos em drogas de origem 
vegetal. 
Procedimento 
Pesou-se 1 g da droga vegetal (espirradeira) e adicionou-se 20ml de etanol a 
70% com o auxílio de uma proveta, levou para ferver em manta de aquecimento, após, 
filtrou-se e adicionou-se , 3ml de solução acetato de chumbo, filtrou-se em papel de 
filtro para funil de separação e adicionou 5 ml de água destilada, aguardou-se 10 
minutos, para separar fases, separou a solução hidroalcóolica em 4 tubos de ensaio 
com 4ml de clorofórmio e colocou-se os tubos dentro de um béquer, e levou para o 
 
banho maria, até evaporar tudo e sobrar apenas um resíduo. Observar o aparecimento 
de um anel castanho-avermelhado na zona de contato. 
Reação de Liebermann-Bouchard (identifica o núcleo esteroidal) 
Pegou-se um tubo de ensaio com o resíduo e adicionou-se 0,5ml de anidrido 
acético, mais 1ml de ácido sulfúrico concentrado, colocou-se na capela e não agitou. 
Reação de Kedde (identifica a lactona insaturada) 
Pegou-se um tubo de ensaio com o resíduo e adicionou-se 5 gotas de solução 
alcoólica a 1% de ácido 3,5- dinitrobenzoico e 2 gotas de solução de KOH 1 N. 
Observar o aparecimento de coloração vermelho-violáceo intensa em caso de reação 
positiva. 
Reação de Baljet (identifica a lactona insaturada) 
Juntar ao resíduo 4 a 5 gotas de solução alcoólica a 2% de ácido pícrico e 2 
gotas de solução de KOH 1 N. Observar o aparecimento de coloração alaranjada 
intensa em caso de reação positiva. Observar o aparecimentode coloração alaranjada 
intensa em caso de reação positiva. 
D. Reação de Keller-Killiani (identificação de 2-desoxiaçúcares) 
Pegou-se um tubo de ensaio com o resíduo e adicionou-se 1ml de ácido acético 
glacial, e 2 gotas de cloreto férrico a 2%; transferiu-se cuidadosamente para outro tubo 
de ensaio contendo cerca de 1ml de ácido sulfúrico concentrado. 
Observar o aparecimento de coloração vermelho-acastanhada na zona de contato dos 
líquidos e de coloração amarelo-esverdeada na camada acética. 
Resultado 
A: Leve aparecimento de anel de castanho, avermelhado. 
B: Leve coloração vermelho 
D: Não houve identificação de desoxiaçúcares 
 
 
Aula 3 Roteiro 1 - Índice de espuma de glicosídeos saponínicos (saponósidos) 
Objetivo: avaliação semiquantitativa de glicosídeos saponínicos em drogas de origem 
vegetal. 
Procedimento 
Pesou-se 0,5gr de droga Quilaia, em um béquer adicionou 40ml, de água 
destilada, levou-se para ferver por 5 minutos, e deixou esfriar, e foi feito a decantação, 
o solvente ficou na parte de cima do béquer, e a droga por baixo, filtrou-se e utilizando 
o funil de vidro com algodão, e passou filtrado para um balão volumétrico de 50ml. 
Repetiu o procedimento de H2O, ferver, decantar, filtrar até obter 50ml de extrato 
saponínicos. 
Pegou-se 8 tubos de ensaio e adicionou-se 5ml de H2O, nos tubos menos no tubo 1. 
No tubo adicionou 5ml de extrato e no tubo 2 também. 
Do tubo 2 pegou-se 5ml, colcou no tubo 3 e homogeneizou, do tubo 3 passou 5ml 
para o tubo 4, do tubo 4 passou 5ml para o tubo 5, do tubo 5 passou 5ml para o tubo 
6, do tubo 6 passou 5ml para o tubo 7, do tubo 7 passou 5ml para o tubo 8, assim o 
tubo 8 ficou com 10ml e despresou 5ml da solução. Foi fet a agitação de todos os 
tubos por igual, deixo-se repousar por 5 minutos, e ver os tubos com 1cm de altura de 
espuma. 
Tubo 3 1cm de espuma persistente. 
Observação: 1gr da droga é capaz de formar 1cm de espuma presente. 
0,5g D.V ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ 50ml 0,05 ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ 10ml 
 X ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ 5 1g ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ X 
X= 0,05d de droga no tubo X= 200 índices de espuma 
 
 
Aula 3 Roteiro 2 - Identificação química de alcaloides 
Objetivo: identificar a presença de alcaloides em drogas de origem vegetal. 
Procedimento 
Pegou-se 1gr do boldo, e transferiu-se para o almofariz macerou, transferiu-se 
para um béquer colocando 30ml de Hcl, com o auxilio de uma proveta, levou-se para 
aquecer em banho maria por 3 minutos, após utilizando um funil de vidro com algodão 
para fazer a filtração, para um funil de separação, adicionou-se 10 gotas de hidróxido 
de amônia para o pH 9-10, adicionou-se 10ml de clorofórmio, homogeneizou-se e 
deixou em repouso por 10 minutos, foi feita a separação das fases aquosas, e 
orgânica em um béquer e levou em banho maria para fazer a evaporação do 
clorofórmio, no resíduo que ficou no béquer adicionou-se 0,5ml de Hcl 10%. Em 4 
lâminas, pingou-se 1 gota da amostra do lado direito e esquerdo da lâmina pingou os 
reagentes Mayer, Bert, Drag, Bouch. 
Reagente Cor 
Mayer Branco leitoso 
Bert Branco amarelado 
Drag Amarelo alaranjado 
Bouch Amarelo claro 
 
 
 
 
 
Aula 4 Roteiro 1 - Extração de cafeína do guaraná – método gravimétrico 
Objetivos: quantificação e identificação de cafeína no pó de guaraná – Paullinia 
Cupana Khunt. 
Procedimento 
Pesou-se 3 g de pó de semente de guaraná (triturada) e transferir para um funil 
de separação, adicionou-se 10ml de clorofórmio, 3ml de hidróxido de amônio a 10% 
e agitou-se por 5 minutos, deixou-se em repouso por 15 minutos e filtrou o clorofórmio 
para um béquer, repetiu-se a extração com 1 porção de 3ml de clorofórmio, levou-se 
para a placa aquecedora, para evaporar os extratos clorofórmicos reunidos até a 
secar, juntou-se ao resíduo 10ml de água destilada, 0,5ml de ácido sulfúrico a 10% e 
ferve por 2 minutos, em seguida filtrou em papel de filtro para um funil de separação, 
foi feito o ajuste do pH o filtrado com hidróxido de amônio a 10% (verificar com papel 
tornassol) e extraiu-se a cafeína com 2 porções de 3ml de clorofórmio, recolheu-se os 
extratos clorofórmicos, filtrando-os através de algodão hidrófilo para um béquer, foi 
feito a evaporação do extrato clorofórmico em banho-maria (placa aquecedora) e 
levado a uma estufa a 90 ºC por uma hora, esfriou-se no dessecador, pesou 
novamente e foi calculado a quantidade percentual de cafeína extraída da semente 
do guaraná. 
Béquer vazio 44,469 
Béquer + Cafeína 44,483 
3g guaraná ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ 100% 
0,014g ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ? 
% 0,47% Cafeína 
Aula 4 Roteiro 2 - Extração de óleos essenciais por hidrodestilação (Clevenger) 
Objetivo: avaliar a quantidade de óleo essencial presente em plantas e drogas de 
origem vegetal. 
Procedimento 
Pesou-se 3gr de jaborandi, transferiu para um almofariz, triturou, e transferiu-
se para o balão adicionou-se H20 até a metade do balão e levou para o Clevenger por 
2 horas, deixou-se esfriar e retirou-se a essência. 
3g ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ 100ml 
2g ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ X 
X= 66,6% - jaborandi 
 
 
 
Aula 4 Roteiro 3 - Extração de óleos fixos – extração sólido-líquido 
Objetivo: avaliar a quantidade de óleos fixos em drogas de origem vegetal. 
Procedimento 
Pesou-se 1g de pétala de rosa em béquer transferiu-se para o almofariz, e foi 
feita a trituração, foi feita a pesagem do balão de fundo chato 134,885. Com o cartucho 
na balança travada, pesou-se a rosa triturada 1,396, levou-se para o aparelho de 
soxhlet, adicionou no balão de fundo chato, 20ml de óleo de petróleo e colocou-se o 
 
cartucho no balão, e ficou 2 horas no aparelho, após esperou esfriar, e levou para a 
estufa, para terminar de evaporar e pesamos. 
Só o balão 137,885 
Balão + essência 135,172 
137,885 – 135,172 = 0,287g 
1.3g ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ 100% 
0,287 ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ ̶̶̶ X 
X= 20,75% 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
REFERÊNCIAS 
OLIVEIRA, Fernando; AKISUE Gokithi; AKISUE, Maria K. Farmacognosia. 2ªed. São 
Paulo: Editora Atheneu, 2014. 
 
WADT, Nilsa S. Y.; SUFFREDIN, Ivana B. Farmacognosia. 1ed. São Paulo: Editora 
Sol, 2021. 
 
DRESCH, Roger R.; OLIVEIRA, Letícia F.; MAIOR, João F. A. S. Farmacognosia Pura. 
1ed. Porto Alegre: Editora Sagah Educação, 2016. RITTO, J. L. A.; OLIVEIRA, F.; 
AKISUE, G. São Paulo: Et Cetera, 2019. Farmacognosia: básica e aplicada. 
 
CUTLER, D. F.; BOTHA, T.; STEVENSON, D. W. Anatomia vegetal: uma 
abordagem aplicada. Porto Alegre: Artmed, 2011. EVERT, R. F. Anatomia das 
plantas de Esau. São Paulo: Blucher, 2018. 
 
FARMACOPÉIA brasileira. Plantas medicinais. 6ª. ed. Volume II – Monografias. p. 
291- 293. Brasília, 2019. 
 
BRASIL. Primeiro suplemento do formulário de fitoterápicos da farmacopeia 
brasileira. Brasília: Anvisa, 2018c. Disponível em: https://bit.ly/3exs0Ya. Acesso em: 
13 nov. 2022.