Relatorio Microbiologia e Micologia Clínica

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UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
CURSO: Farmácia 
 
DISCIPLINA: Microbiologia e Micologia Clínica
NOME DO ALUNO: Luciano Nascimento de Araújo
R.A: 2036046 POLO: Ercília – São José do Rio Preto-SP 
CAMPUS AULA PRÁTICA: Campus JK – São José do Rio Preto
DATA: 02/09/2022
INTRODUÇÃO.
	Um método muito utilizado é a contagem em placa após o isolamento do microrganismo em uma placa de petri, considera-se o método de contagem de colônias, um método utilizado para quantificação de células bacterianas em amostras biológicas que serve como fonte de diagnóstico da infecção urinária. (SANTANA, 2018).
	Dentre os métodos atualmente disponíveis o mais viável é a contagem direta em placa, que consiste em quantificar colônias diretamente na superfície da placa de Petri. (CAMARGO; MASCHIETO; SALVINO; DARINI 2001).
	Os métodos mais utilizados em Microbiologia Clínica para determinar a sensibilidade das bactérias aos antibióticos é o Antibiograma, observando o crescimento bacteriano da cepa incubada na presença do antibiótico a ser estudado. Esses métodos normalmente requerem um tempo de cerca de 24 horas para obter resultados. (ROSSELLÓ, PÉREZ, 2016)
A Urocultura consiste na inoculação da urina em meios de cultura já consagrados como o Ágar CLED (cistina - lactose - eletrólito - deficiente), Ágar sangue e MacConkey (meio seletivo para bacilos gram negativos), com posterior identificação bacteriana baseada em provas bioquímicas. O processo demora no mínimo 48 horas para identificar o patógeno e realizar o antibiograma. (- OLIVEIRA, 2006). 
A técnica de coloração de gram, é um importante teste realizado nos laboratórios de microbiologia por permitir diferenciar bactérias a partir das colorações nas estruturas de parede celular das bactérias. 
A técnica permite classificar as bactérias em dois grupos distintos, as que ficavam roxas, que foram chamadas de Gram-positivas, e as que ficavam vermelhas, chamadas de Gram-negativas. (SANTOS; 2016). 
A esterilização implica no uso de agentes físicos e/ou químicos para eliminar totalmente os organismos vivos de um material, e a técnica preferencial para esterilização de todo o material, com exceção daqueles que por qualquer razão poderiam sofrer alterações (por exemplo: soluções de açúcares). Recomenda-se o uso de autoclave a 121°C por 15 minutos. (CARVALHO, 2016). 
AULA 1. 
ROTEIRO 1. QUANTIFICAÇÃO BACTERIANA- CONTAGEM EM PLACA.
DILUIÇÃO DECIMAL SERIADA
Para essa prática identificou seis tubos de ensaio todos com 9 ml de solução salina conforme a seguir: 10-1, 10-2, 10-3, 10-4, 10-5 e 10-6 .
Atrás da chama em um bico de bunsen homogeneizou o tubo de cultura contendo Escherichia coli, e com auxílio de uma pipeta graduada estéril e um pipetador transferiu-se 1 ml do tubo B contendo caldo semeado com Escherichia coli para o tubo 10-1 e homogeneizou-se repetindo esse procedimento diluição decimal seriada até o último tubo, sendo o tubo 10-6 retirando ao final 1 ml para descarte.
Após pegou-se uma pipeta automática coletando 0,1ml do tubo 10-5 transferindo para uma placa de petri repetindo esse procedimento também para o tubo 10-6. Após, verteu-se nas respectivas placas o meio de cultura Ágar MacConkey estéril que foi recém-retirado da autoclave e homogeneizou-se as placas em movimentos de oito.
Após o procedimento levou-se as placas para a estufa a uma temperatura variável de 35 a 37Cº por 24 a 72 horas para posterior leitura. 
Após o período descrito acima, observou na placa 10-5 um resultado >250 UFC/ml conforme figura. 
 Figura 1 - Placa pronta referente ao resultado da placa 10-5
Fonte: Autor (2022).
AULA 1. 
ROTEIRO 2. ANTIBIOGRAMA.
Para o procedimento de antibiograma esterilizou uma alça bacteriológica no bico de Bunsen após coletou uma amostra da bactéria Staphylococcus aureus que estava no tubo B e colocou em um tubo de ensaio contendo solução fisiológica, após realizou a comparação do tubo com a escala de McFarland 0,5.
Após com o auxílio do swab recolheu uma pequena amostra do tubo B e realizou a semeadura por espalhamento em Ágar Mueller Hinton girando a placa quatro vezes aguardou-se um intervalo de cinco minutos para melhor aderência da bactéria ao meio de cultura.
Após, com auxílio de uma pinça colocou-se na placa discos dos seguintes de antibióticos Cefalexina (CE30), Vancomicina (VAN30), Clorafenicol (CLO30), Gentamicina (GEN10), Norfloxacino (NOR10) e Amoxicilina (AMO10) esterilizando a ponta da pinça na chama a cada disco. Levou-se a placa para a estufa a 35 – 37Cº por 24 horas para posterior leitura.
Para o resultado desse procedimento utilizamos placas já prontas no laboratório devido ao tempo para a leitura, e observou o resultado conforme tabela abaixo. 
Figura 2 – Antibiograma.
Fonte: Autor (2022).
Tabela 1 - Resultado Antibiograma.
	ANTIBIÓTICO
	LEITURA
	Resis.
	Inter.
	Sens.
	INTERPRETAÇÃO
	Cefalexina (CFE 30)
	24 mm
	<14
	15 – 17
	>18
	Sensível
	Vancomicina (VAN 30)
	0 mm
	<14
	15 – 18
	>19
	Resistente
	Clorafenicol (CLO 30)
	30 mm
	<12
	13 – 17
	>18
	Sensível
	Gentamicina (GEN 10)
	22 mm
	<12
	13 – 14
	>15
	Sensível
	Norfloxacino (NOR 10)
	35 mm
	<12
	13 – 16
	>17
	Sensível
	Amoxicilina (AMO 10)
	23 mm
	<19
	-
	>20
	Sensível
Fonte: autor 2022.
AULA 2. 
ROTEIRO 1. PROVAS BIOQUÍMICAS.
2.1.1 PROVA TSI – TRIPLE SUGAR IRON
Para a prova TSI a bactéria bacilos gram negativos foram previamente semeados, por picada e estrias na superfície do meio TSI, levando-se para estufa por um período de 24horas. 
Após esse período observou-se que no tubo B (Escherichia Coli), ocorreu a fermentação de glicose positiva pois a base ficou com a coloração amarela e também a produção de gás pois ocorreu o desprendimento do meio de cultura, e resultado negativo para produção de sulfeto de hidrogênio. Observou-se também a fermentação de lactose positiva pois a placa com meio de cultura contendo ágar MacConkey indicou coloração rosa. 
Já no tubo D (Salmonella Sp), observou-se fermentação de glicose positiva pois toda enterobactéria fermenta glicose, porém não foi possível identificar a cor amarela pois, houve produção de sulfeto de hidrogênio indicado pela coloração preta, impedindo de avaliar os demais resultados. 
Tabela 2- Resultado Prova bioquímica TSI.
	 
	Fermentação da lactose 
	Fermentação da sacarose 
	Fermentação da glicose 
	Fermentação da lactose com gás
	Hs2
	Tubo B
	(+) coloração Rosa 
	(+) coloração amarelo
	(+) coloração amarelo
	(+) coloração amarelo e com desprendimento do meio de cultura 
	(+) coloração amarelo
	Tubo D
	(-) Bege 
	(-)
	(+) total enterobactéria fermenta glicose 
	(+) 
	(+)
Fonte: autor 2022.
Figura 3 – Prova bioquímica TSI.
Fonte: autor 2022.
2.1.2 VERIFICAÇÃO DO USO DE LACTOSE 
Para verificação da lactose foi utilizado bacilos gram negativos em uma placa contendo meio de cultura ágar McCconkey e verificou-se também a formação de colônias na coloração pink conde podemos verificar que se trata de resultado positivo para lactose, conforme foto abaixo. 
Figura 4 – verificação do uso da lactose
Fonte: autor 2022.
AULA 2. 
ROTEIRO 2. UROCULTURA QUANTITATIVA E QUALITATIVA.
2.2.1 BACTERIOSCOPIA EM AMOSTRA CENTRIFUGADA.
Para este procedimento foi utilizado semeadura em superfície com alça de Drigalski. 
Centrifugou 5ml de urina a 2500 rpm durante 10 minutos, posteriormente desprezou o sobrenadante e homogeneizou, com o auxílio de uma alça bacteriológica adicionou-se a urina na lâmina fazendo um esfregaço esperou secar e foi realizado a fixação do material na lâmina passando a mesma por três vezes na chama em seguida realizando a coloração de gram, 
Primeiramente aplicou o cristal violeta sobre toda a lâmina, aguardando 1 minuto e lavou em água correte, após usou-se o corante lugol, aguardando mais 1 minuto, em seguida aplicou 2 gotas de álcool cetona e lavou-se imediatamente em água corrente, posteriormente aplicou fucsina sobre toda a lâmina aguardando 1 minuto e lavou em água correte. 
Após o procedimento retirou o excesso deágua com auxílio de papel e aguardou secar em temperatura ambiente.
Após a secagem levou a lâmina para o microscópio e ajustou o foco objetiva por até chegar na objetiva de imersão (branca) e observou-se, bactérias gram-negativas e célula epitelial. Conforme ilustrado na figura abaixo:
Figura 5. Celula epitelial e bactérias gram negativas.
Fonte: Autor (2022).
2.2.2. BACTERIOSCOPIA DE AMOSTRA NÃO CENTRIFUGADA. 
Procedimento não foi realizado em sala de aula. 
2.2.3. CULTURA QUANTITATIVA E QUALITATIVA.
Para realizar essa cultura, com o auxílio de uma micropipetadora aplicou-se em um tubo de ensaio estéril 0,1ml de solução fisiológica e 0,1ml da amostra de urina e homogeneizou-se. 
Após trocando de ponteira pipetou-se 0,1ml dessa diluição e dispensou em uma placa de petri contendo o meio de cultura ágar MacConkey e com o auxílio de uma alça Drigalslki previamente esterilizada em autoclave espalhando-se por toda superfície da placa, após identificou-se com a letra G2 e levou-se para estufa em temperatura de 35º a 37ºC para leitura após 48 horas. 
Após o período de incubação, observou-se na placa um crescimento >250 UFC, conforme ilustrado pela figura abaixo: 
Figura 6. Técnica de Semeadura em superfície com alça de Drigalski 
Fonte: Autor (2022).
Técnica realizada acima foi a quantitativa, 
 
AULA 2. 
ROTEIRO 3. VISUALIZAÇÃO DE FUNGOS FILAMENTOSOS.
Neste procedimento utilizou-se meio de culta de Ágar Sabouraud previamente semeados com fungos filamentosos e fungos leveduriformes. Conforme imagens ilustradas abaixo: 
 Figura 7. Fungo Filamentoso Figura 8. Fungo Leveduriforme: Cândida
Fonte: Autor (2022).
Foi realizada a identificação macroscópica e microscópica e os resultados foram ilustrados na tabela abaixo:
Tabela 2. Identificação Macroscópica e microscópica.
Fonte: Autor (2022).
Para identificação microscópica dos fungos filamentosos, pegou-se uma lâmina e aplicou-se uma gota de lactofenol corante azul de algodão, com uma alça de bacteriológica coletou uma parte da colônia de fungos filamentosos, espalhou-se sobre a lâmina de vidro, cobriu-se com uma lamínula, e levou-se ao microscópio onde observou-se que formação de hifa (micélio), hifas não septadas e hifas septadas. 
Figura 9. Micélio. Conjunto de hifas.
Fonte: Autor (2022).
Figura 10. Levedura.
Fonte: Autor (2022).
AULA 3. 
ROTEIRO 1. DIAGNÓSTICO DOS COCOS GRAM POSITIVOS.
3.1.1. PROVA DA CATALASE.
Em uma lâmina colocou duas gotas de peróxido de hidrogênio e com o auxílio de uma alça bacteriológica adicionou na lâmina uma colônia de bactérias, homogeneizou, podendo observar que a prova de catalase deu positiva pois ocorreu o desprendimento de gazes na presença do peróxido de hidrogênio, identificando forma a colônia de bactérias de Staphylococcus sp. 
3.1.2. PROVA DA COAGULASE.
Para a prova da coagulase, pipetou-se 0,5 ml de plasma e 0,5 ml de caldo BHI recém turvado em um tudo de ensaio, homogeneizou-se e aguardou aproximadamente 2 horas, onde após esse período pode-se observar uma formação de coágulo, portanto coagulase positiva, identificando a colônia de bactérias como Staphylococcus aureus.
3.1.3. PROVA DA DNASE.
Pegou-se uma placa previamente pronta contendo Ágar DNASE e uma colônia de bactérias semeada no centro da placa. Colocou-se nesta placa ácido clorídrico (HCl) até cobrir toda superfície da placa formando halo transparente ao redor da colônia de bactérias que confirmou se tratar de Staphylococcus aureus. 
AULA 3. 
ROTEIRO 2. COLORAÇÃO DE GRAM E REVISÃO DE MORFOLOGIA BACTERIANA E DE LEVEDURAS.
TÉCNICA DE COLORAÇÃO DE GRAM.
Em uma lâmina pingou-se uma gota de cloreto de sódio 0,9%, com o auxílio de uma alça bacteriológica estéril coletou-se uma colônia pré-cultivada em um tubo de ensaio, depositou em uma lâmina, esfregou e colocou-se para secar, fazendo o mesmo procedimento para os tubos B e C 
Após os esfregaços das lâminas A B e C no calor da chama do bico de Bunsen por três vezes para a fixação na lâmina, após cobriu as lâminas com cristal violeta, aguardou por um minuto e lavou as lâminas em água corrente para remover o excesso de corante.
Após cobriu as lâminas com lugol, aguardou por mais um minuto e lavou as lâminas, para remoção do corante. 
Em seguida descorou as lâminas com álcool cetona para remoção do corante, lavando em seguida com água corrente.
Em seguida cobriu as lâminas com fucsina, aguardou por 30 segundos, lavou as lâminas em água corrente para remover o excesso de corante e aguardou a secagem das lâminas.
Após a secagem examinou as lâminas no microscópio (1000X) e observou-se que a Lâmina A1 apresentou cocos gram positivos, a Lâmina B1 apresentou bacilos gram negativos, a Lâmina C1 apresentou leveduras gram positivas, 
Figura 11- Lâmina A1 contendo cocos gram positivos. 
Fonte: Amanda Alencar
Figura 12- Lâmina contendo bacilos gram negativos.
Fonte: Stock #7354787
Figura 13- Lâmina C1 contendo leveduras gram positivas.
Fonte: Autor (2022).
AULA 4. 
ROTEIRO 1. SEMEADURA BACTERIANA.
	Para essa aula não foram aplicadas todas a técnicas de semeaduras indicadas no roteiro, as técnicas de semeaduras realizadas por orientação da professora foram as técnicas a seguir. 
4.1.1. TÉCNICA SEMEADURA EM TUBOS DE ENSAIO.
Esterilizou-se uma alça bacteriológica no bico de Bunsen, após pegou um tubo de ensaio identificado com a letra B, contendo Escherichia coli com a alça transferiu para o tubo de ensaio contendo Agar TSI também identificado com a letra B. 
Após pegou-se um outro tubo de ensaio identificado com a letra D contendo Salmonella com a alça devidamente esterilizada, transferiu para um tubo de ensaio contendo o Agar TSI identificado com a letra D. 
Levou-se os tubos para estufa a 35oC-37oC para leitura em até 72 horas para verificar o crescimento de bactérias aeróbicas. 
Os procedimentos foram realizados em duplicata. 
Após 72 horas observou que ocorreu o crescimento microbiano em todos os tubos de ensaio com alteração da cor conforme a seguir: No tubo de ensaio D1 apresentou colocação preta, no tubo D2 apresentou coloração vermelha e os tubos B2 e B1 apresentaram coloração amarela e com desprendimento de gás.
4.1.2. TÉCNICA DE ESGOTAMENTO EM PLACA COM AUXÍLIO DE UMA ALÇA BACTERIOLÓGICA.
Colheu do tubo de ensaio contendo Agar nutriente com Escherichia coli identificado com a letra B que já se encontrava pronto e em uma placa de petri contendo o meio de cultura Agar MacConkey efetuou a semeadura com o auxílio de uma alça bacteriológica, rotacionando a placa quatro vezes distanciando a semeadura a cada etapa, posteriormente levando a estufa e aguardou-se de 72 horas para leitura. 
Após 72 horas pode-se observar que ocorreu o crescimento de organismos microbiano na placa. 
Figura 14 – Técnica de esgotamento em placa com auxílio de alça bacteriológica 
Fonte: Docplayer (2022).
4.1.3. TÉCNICA DE SEMEADURA POUR PLATE.
 Para essa técnica, foram utilizados os tubos de ensaios preparados anteriormente e com auxílio de uma pipeta automática coletou 0,1 ml do tubo 10-5 transferiu-se para uma placa de Pétri repetindo o procedimento para o tubo 10-6. Após, despejou-se nas respectivas placas Ágar MacConkey estéril recém-retirado da autoclave utilizando a técnica de semeadura pour plate homogeneizando as placas em movimentos de oito.
Levaram-se as placas para a estufa a uma temperatura variável de 35 a 37C0 por 72 horas para posterior leitura.
Após 72 horas observou-se na placa 10-5 um resultado >250 UFC/ml
4.1.4- TÉCNICA DE SEMEADURA EM SUPERFÍCIE
Para essa técnica esterilizou uma alça bacteriológica no bico de Bunsen após coletou uma amostra da bactéria Staphylococcus aureus que estava no tubo B e colocou em um tubo de ensaio contendo solução fisiológica, após realizou a comparação do tubo com a escala de McFarland 0,5.
Após com o auxílio do swab recolheu uma pequena amostra do tubo B e realizoua semeadura por espalhamento em Ágar Mueller Hinton girando a placa quatro vezes aguardou-se um intervalo de cinco minutos para melhor aderência da bactéria ao meio de cultura.
Após, com auxílio de uma pinça colocou-se na placa discos dos seguintes de antibióticos Cefalexina (CE30), Vancomicina (VAN30), Clorafenicol (CLO30), Gentamicina (GEN10), Norfloxacino (NOR10) e Amoxicilina (AMO10) esterilizando a ponta da pinça na chama a cada disco. Levou-se a placa para a estufa a 35 – 37Cº por 24 horas para posterior leitura.
Neste procedimento foi disponibilizado placas prontas para leitura, devido ao tempo que deveríamos aguardar para realizar a leitura nas placas realizadas no laboratório e os resultados foram informados anteriormente conforme tabela 1 aula 1 roteiro 2, resultado antibiograma. 
Figura 15 – Técnica de espalhamento em placa com o auxílio do swab.
Fonte Docplayer (2022).
AULA 4.
ROTEIRO 2. PREPARO DE MEIO DE CULTURA: MEIO SÓLIDO.
MATERIAIS E MÉTODOS:
	Com o auxílio de uma espátula e uma balança pesou-se 5g do Ágar MacConkey em um pedaço de papel alumínio e colocou em um erlenmeyer 250ml e mediu-se 100ml de água destilada em uma proveta e adicionou-se no erlenmeyer e lavando também o papel alumínio para retirar todo o ágar do papel e homogeneizou com o auxílio de um bastão de vidro, posteriormente mediu o PH do meio de cultura onde o resultado foi 7 (PH neutro) após vedou-se com papel alumínio e fita de autoclave e levou para a auto clave, onde foi conferido o nível da água que estava abaixo do X e em cima do resistor, colocou o meio de cultura dentro do cesto de alumínio da autoclave em temperatura máxima, fechou as válvulas laterais, como a água já estava fervendo, fechou-se também a válvula que fica em cima da tampa, aguardou chegar a temperatura 121oC, após ajustou a temperatura para médio e guardou 15 minutos após desligou a autoclave e esperou o registro zerar para abrir a tampa na sequência contrária do fechamento, retirou-se o meio de cultura para armazenamento. 
Figura 16 – Meio de cultura Ágar MacConkey
Fonte: Autor (2022).
Figura 17 - Autoclave
Fonte: Autor (2022).
AULA 4.
ROTEIRO 3. DISCUSSÃO DE CASOS CLÍNICOS. 
	
Nesta aula não foi possível efetuar a discussão do caso clinico do hemograma e urinálise pois as informações apresentadas no roteiro estão incompletas, sendo assim a professora efetuou apenas as questões da Urocultura onde as respostas encontra-se abaixo
Semeadura de 3 amostras de urina de saco coletor colhidas em dias consecutivos. A 1ª amostra foi coletada em casa pela mãe e transportada rapidamente ao laboratório, em temperatura ambiente. As outras 2 amostras foram coletadas no laboratório, seguindo orientação de pediatra. Ver imagens 1,2 e 3. 
 Figura 18 – Imagens de urocultura 
	 Fonte: Roteiro aula prática microbiologia e micologia clínica Unip (2022).
1) Que interpretação e segmento você daria para cada urocultura?
R: A placa 1 apresentou maior número de bactérias devido erro de coleta, pois a coleta foi realizada em casa.
2) Seria realmente necessário coletar 3 amostras de urina nesse caso?
R: Não, pois deve-se coletar apenas 1 vez no laboratório. 
3) Quais cuidados necessários na coleta de amostras de urina de crianças usando o saco coletor para evitar contaminação?
R: Fazer assepsia correta na genitália, manipular corretamente o coletor e não deixar mais que 30 minutos no paciente. 
4) Quais bactérias poderiam ser suspeitas na análise da morfologia colonial das 3 amostras (imagem 1 e 3)?
R: Não foi possível fazer a visualização da morfologia colonial, pois para isso é necessário realizar a coloração de gram, para depois visualizar no microscópio para identificar a morfologia. 
5) No caso de ser necessário realizar antibiograma, quais antibióticos deveriam ser testados?
R: Os antibióticos a serem testados precisam estar relacionados com a análise morfotintorial. 
Atenção: Todas as práticas realizadas seguiram as boas práticas em microbiologia no que diz respeito à manipulação e ao descarte de microrganismos, fazendo parte do nosso aprendizado. 
REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS:
- CAMARGO ILBC; MASCHIETO A; SALVINO C & DARINI ALC. Diagnóstico bacteriológico das infecções do trato urinário - Uma revisão técnica. Medicina, Ribeirão Preto, 34: 70-78, jan. /Mar. 2001.
- CARVALHO, Irineide Teixeira de. Microbiologia básica. 2016.
- OLIVEIRA, BG de et al. A identificação direta pelos meios cromogênicos é confiável a ponto de dispensar as provas bioquímicas. Newslab, v. 75, p. 130-142, 2006.
- ROSSELLÓ, Gabriel Alberto March; PÉREZ, Miguel Ángel Bratos. Antibiograma rápido em microbiologia clínica. Enfermidades Infecciosas y Microbiologia Clínica, v. 34, n. 1, p. 61-68, 2016.
- SANTANA, Fernanda Pereira. Métodos computacionais para o cálculo na densidade superficial bacteriana em placa de Petri como indicador de infecção urinária. 2018.
- SANTOS, Sandna Larissa Freitas et al. Desenvolvimento de uma cartilha educativa sobre coloração de gram em microbiologia no ensino superior. Revista Expressão Católica Saúde, v. 1, n. 1, 2016.
Fungo 
Leveduriforme
Fungo 
Filamentoso
Fungo 
Leveduriforme
Fungo 
Filamentoso
CorBrancaDemáceo
Aspecto CremosoAveludado 
Borda
RegularIrregular
Relevo
LisoRugoso
Identificação macroscópicaIdentificação Microscópica 
Visualização 
de levedura 
Visualização 
de conjunto de 
hifas de 
micelio
 
 
 
 
UNIVERSIDADE PAULISTA 
–
 
UNIP 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
CURSO: 
Farmácia 
 
 
 
DISCIPLINA:
 
Microbiologia e Micologia Clínica
 
 
NOME DO
 
ALUNO
: 
 
Luciano 
Nascimento de Araújo
 
 
R.A:
 
2036046
 
 
POLO: 
Ercília 
–
 
São José do Rio Preto
-
SP
 
 
 
CAMPUS AULA PRÁTICA: Campus JK 
–
 
São José do Rio Preto
 
 
DATA: 
02/09/2022
 
 
 
 
 
UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
CURSO: Farmácia 
 
DISCIPLINA: Microbiologia e Micologia Clínica 
 
NOME DO ALUNO: Luciano Nascimento de Araújo 
 
R.A: 2036046 POLO: Ercília – São José do Rio Preto-SP 
 
CAMPUS AULA PRÁTICA: Campus JK – São José do Rio Preto 
 
DATA: 02/09/2022