Relatório das Aulas praticas de Parasitologia 2

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UNIVERSIDADE TIRADENTES 
BIOMEDICINA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
GABRIEL DA CRUZ 
IRIS LETICIA SANTOS DANTAS 
GABRIEL ALVES SANTIAGO 
LUANA BEATRIZ DA SILVA PAIVA 
VICTOR CESAR FONTES LEAL 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DAS AULAS PRATICAS 
 
 
 
 
 
 
Aracaju 
2023
 
GABRIEL DA CRUZ 
IRIS LETICIA SANTOS DANTAS 
GABRIEL ALVES SANTIAGO 
LUANA BEATRIZ DA SILVA PAIVA 
VICTOR CESAR FONTES LEAL 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATORIO DAS AULAS PRATICAS 
 
 
 
 
 
 
 
Trabalho apresentado ao Curso de 
Biomedicina, sob orientação da Prof. Marcio 
André Andrade Mendonça, como um dos pré-
requisitos para avaliação da disciplina de 
Parasitologia Clinica 2. 
 
 
 
 
Aracaju 
2023 
Técnicas Coproparasitologicas: Hoffman 
 
INTRODUÇÃO 
 
A técnica de sedimentação espontânea pelo método de Hoffmann foi 
desenvolvida para o diagnóstico das enteroparasitoses. Os principais objetivos 
das técnicas de sedimentação são o aumento da concentração de ovos, larvas 
ou cistos. Nessa técnica, os organismos são sedimentados por igual pela 
gravitação ou quando centrifugados. A sedimentação apresenta uma ação 
contrária quando comparada com a flutuação. Os cistos, oocistos, ovos e larvas 
são retidos no fundo do recipiente, enquanto os detritos são suspensos para a 
superfície, não interferindo no diagnóstico final, com ela podem ser encontrados 
ovos e larvas de helmintos, bem como cisto. 
Os métodos mais solicitados na prática médica para diagnóstico clínico 
na rotina laboratorial são os de Sedimentação Espontânea e a Baermann-
Moraes que têm como objetivo principal a pesquisa de ovos/larvas de helmintos 
e cistos de protozoários. A maioria dos serviços de saúde voltados para 
diagnósticos, no entanto, adota apenas a Sedimentação espontânea como 
metodologia, devido ao seu amplo espectro na observação/identificação de 
espécies parasitas e ao seu baixo custo quando comparada com a de Baermann-
Moraes. 
Basicamente a técnica de Hoffman ou método de sedimentação 
espontânea consiste na mistura das fezes com água, sua filtração por uma gaze 
cirúrgica (ou parasitofiltro) e manutenção em repouso, formando uma 
consistente sedimentação dos restos fecais ao fundo do cálice. Uma alíquota do 
sedimento é pipetada sobre lâmina, é feito um esfregaço e observado em 
microscópio. Este método detecta a presença de ovos nas fezes, principalmente 
os pesados, após coloração com lugol. Diversas variações são realizadas nessa 
técnica a fim de promover a visualização de mais formas evolutivas, dada a 
praticidade da técnica. Após 24 horas de sedimentação, cistos de protozoários 
e larvas de helmintos também podem ser encontradas com maior facilidade. 
MATERIAIS 
- Fezes 
-Cálice de sedimentação 
-Bastão de vidro 
- Agua 
- Tela ou gaze 
- Pipeta de Pasteur 
-Lamina 
- Lamínula 
-Lugol 
 
DESENVOLVIMENTO 
 Tomar 2 a 4 gramas de fezes e desmanchar em frasco de borrel contendo 
água com auxílio de um bastão de vidro ou plástico; 
 Coar a emulsão por meio de gaze dobrada em 4 ou uma tela de plástico, 
para dentro de um cálice de sedimentação cônico; 
 Completar o volume do cálice acrescentando mais água e misturando 
bem o conteúdo; 
 Aguardar de 2 a 24 horas para ocorrer a sedimentação; 
 Com uma pipeta Pasteur, retirar pequena amostra de sedimento do 
vértice do cálice, colocá-la sobre uma lâmina, adicionar de 2 a 5 gotas de 
lugol, cobrir com a lamínula e examinar. 
 
 Figura 1. (Fonte: https://www.passeidireto.com/arquivo/100975349/metodo-de-hoffmam 
 
CONCLUSÃO 
 
https://www.passeidireto.com/arquivo/100975349/metodo-de-hoffmam
Métodos laboratoriais para diagnosticar doenças transmitidas por parasitas são 
de grande importância pela grande frequência de infecções enteroparasitárias 
que comprometem a saúde humana mundial. Desta forma, o exame 
parasitológico de fezes é um dos exames de rotinas mais realizado em 
Laboratório de Análises Clínicas. 
 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
SANT'ANNA, Lorena Mota Lopes; DE JESUS OLIVEIRA, Fernanda; DE MELO, 
Cláudia Moura. Estudo comparativo de técnicas parasitológicas baseada no 
princípio de sedimentação espontânea (Hoffman) e Parasitokit®. Scire Salutis, 
v. 3, n. 1, p. 6-15, 2013. 
Avaliação da sensibilidade dos métodos direto à fresco e Hoffman para 
Ascaris Lumbricoides. Disponível em: 
https://rsdjournal.org/index.php/rsd/article/download/23460/20293/277080#:~:te
xt=O%20M%C3%A9todo%20Hoffman%20se%20fundamenta,gravitacional%20
de%20uma%20amostra%20fecal. 
Roteiro para aula prática de Técnicas Parasitológicas. Disponível em: 
https://edisciplinas.usp.br/pluginfile.php/4273629/mod_resource/content/1/Aula
%20Pratica%20Tecnicas%20Parasitologicas_2018.pdf 
 
. 
 
 
 
 
 
 
 
https://rsdjournal.org/index.php/rsd/article/download/23460/20293/277080#:~:text=O%20M%C3%A9todo%20Hoffman%20se%20fundamenta,gravitacional%20de%20uma%20amostra%20fecal
https://rsdjournal.org/index.php/rsd/article/download/23460/20293/277080#:~:text=O%20M%C3%A9todo%20Hoffman%20se%20fundamenta,gravitacional%20de%20uma%20amostra%20fecal
https://rsdjournal.org/index.php/rsd/article/download/23460/20293/277080#:~:text=O%20M%C3%A9todo%20Hoffman%20se%20fundamenta,gravitacional%20de%20uma%20amostra%20fecal
https://edisciplinas.usp.br/pluginfile.php/4273629/mod_resource/content/1/Aula%20Pratica%20Tecnicas%20Parasitologicas_2018.pdf
https://edisciplinas.usp.br/pluginfile.php/4273629/mod_resource/content/1/Aula%20Pratica%20Tecnicas%20Parasitologicas_2018.pdf
Método Ritchie 
 
INTRODUÇÃO 
O método de Ritchie é uma das técnicas de flutuação, porém a de Lutz é 
chamada de sedimentação simples, enquanto que a de Ritchie é uma técnica de 
centrífugo-sedimentação. Como se sabe, as técnicas de sedimentação se 
baseiam na densidade, na qual a amostra a ser analisada no microscópio óptico 
é mais densa do que as partes líquidas na qual foi preparada e purificada, e 
através da centrifugação as fases são separadas. 
 
DESENVOLVIMENTO 
Com o auxílio de uma palheta de madeira, homogeneizou-se em um béquer 
aproximadamente 2 gramas de fezes em agua da bica, após a completa 
homogeneização a solução foi filtrada para um tubo de ensaio. Centrifugou-se o 
tubo de ensaio contendo a amostra a aproximadamente 2500 rpm por cerca de 
2 minutos. Retiram-se estas etapas de homogeneização e centrifugação, 
descartando o sobrenadante, até a obtenção de um sobrenadante límpido. 
Após a lavagem, onde o sobrenadante foi descartado, foram acrescentados 5mL 
de formaldeído, a solução foi homogeneizada e deixada sobre a bancada por 
cerca de 5 minutos. Após os 5 minutos acrescentou-se 2 ml de acetato de etila 
e agitou-se a solução rigorosamente por cerca de 8 segundos, a pressão do tubo 
foi retirada e a solução foi centrifugada por cerca de 2 minutos a 
aproximadamente 2500 rpm. Após a centrifugação, havia no tubo a formação de 
quatro fases, três delas foram descartadas, sendo mantido apenas o sedimento. 
No sedimento adicionou-se algumas gotas de formaldeído, e então foi estocado 
para posterior visualização ao microscópio óptico. 
CONCLUSÃO 
No início do procedimento observa-se a filtração da amostra, o que tem como 
objetivo a retirada de contaminantes que possam atrapalhar na sua visualização, 
como, por exemplo, pedaços de alimentos. Além disso, a filtração também 
possui como objetivo a visualização de estruturas parasitarias macroscópicas 
que podem estar presentes na amostra, como, por exemplo, fragmentos de 
helmintos, podendo assim identificar a presença de parasitos sem visualização 
da amostra no microscópio. Assim como a filtração, a etapa de centrifugação, ou 
seja, a etapa de lavagem, também tem como objetivo a retirada de 
contaminantes, para isso, a centrifugação retira as impurezas presentes 
na amostra baseada na densidade da água, onde devido a diferença na 
densidade dos diversos componentes presentes
na amostra, alguns irão para o 
fundo após a centrifugação, enquanto outros irão permanecer em solução, como 
as estruturas parasitarias que pretendemos visualizar são mais densas do que 
a água, elas acabam indo para o fundo, separando-se assim as estruturas 
parasitarias de diversos contaminantes, porque muitos deles são menos densos 
ou possuem aproximadamente a mesma densidade da água, esta etapa é então 
repetida diversas vezes para que quase todos os componentes fecais com 
densidade menor ou igual a da água sejam retirados da amostra, o que pode ser 
constatado a partir da observação do sobrenadante límpido após a 
centrifugação. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Técnica de Faust 
INTRODUÇÃO 
É um Exame Parasitológico de Fezes simples, utilizado na pesquisa 
parasitológica de ovos e larvas de helmintos (principalmente ancilostomíneos) e 
cistos e oocistos de protozoários. Em casos de suspeita de giardíase e 
amebíase, sem detecção de cistos pelos métodos de centrifugação, a execução 
do método de Faust é indicada. 
OBJETIVO 
É realizado com o objetivo de concentrar o que será investigado, eliminando 
resíduos fecais e facilitando a identificação, por isso a técnica de concentração 
é muito utilizada nas estratégias de exame para parasitos intestinais. 
 
METODOLOGIA 
Consiste na centrífugo-flutuação em sulfato de zinco. 
 
MATERIAIS 
Amostra fecal do paciente, Becker de vidro de 250 ml, Bastão de vidro, Água 
destilada, gaze, Coador, Solução saturada de sulfato de zinco, Alça de platina 
(bacteriológica) de 5 a 7 mm de diâmetro, Tubo de ensaio, Lâmina, Lugol 
(Solução de iodo/iodeto de potássio), Lamínula, Centrífuga, Microscópio 
 DESENVOLVIMENTO 
As fezes são homogeneizadas em água filtrada, e centrifugadas até a solução 
tornar-se clara. Após isto, ressuspende-se a solução com sulfato de zinco a 33%, 
densidade de 1,18 g/ml. Centrifuga-se novamente. Os ovos e cistos leves 
estarão presentes na película superficial, que pode ser colhida com alça de 
platina e confeccionado a lâmina, tratada com lugol, para observação ao 
microscópio. 
 
CONCLUSÃO 
A fácil visualização pela remoção dos detritos fecais e concentração das formas 
parasitárias trazem ao método de concentração uma relevância maior, uma vez 
que mesmo quantidades pequenas de parasitas são identificados. 
 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRAFICAS 
Método de Faust: como é realizado?. Disponível em: 
https://www.sanarmed.com/metodo-de-faust-como-e-realizado-colunistas#. 
Acesso em: 3 de junho de 2023. 
 
 
Método de Faust. Disponível em: 
https://pt.m.wikipedia.org/wiki/Método_de_Faust. Acesso em: 3 de junho de 
2023. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
https://www.sanarmed.com/metodo-de-faust-como-e-realizado-colunistas
https://pt.m.wikipedia.org/wiki/Método_de_Faust
Método Kato- Katz 
INTRODUÇÃO 
 
O método de Kato-Katz é um método laboratorial, utilizado como padrão ouro 
para o diagnóstico da esquistossomose, pelo alto grau de sensibilidade para 
esse parasita. Basicamente, é um método quantitativo, que calcula a quantidade 
de ovos eliminados pelas fezes. Por sua simplicidade e objetividade, é o principal 
método de diagnóstico da esquistossomose mansoni é praticamente o único 
atualmente em uso nos exames de rotina. Também é o melhor método para ser 
usado em campanhas por sua rapidez de preparo, facilidade de estocagem para 
leitura além de permitir a estimativa da carga parasitária dos portadores de S. 
mansoni. O método Kato-Katz permite revelar, além dos ovos de Schistossoma 
mansoni, ovos de outros helmintos presentes nas amostras de fezes, tais como: 
Ascaris, Schistosoma, Ancilostomídeos, Trichuris, Taenia e com menos 
frequência os de Enterobius e Strongyloides. No caso dos ovos de Schistossoma 
mansoni, deve ser feita a contagem e anotação de todos os ovos, enquanto que 
os outros helmintos devem-se detectar apenas a presença ou não dos ovos. 
Durante o método utilizaram um pequeno retângulo de papelão (4 x 3 cm) com 
espessura de 1,37 mm, dotado de orifício de 6 mm de diâmetro em seu centro, 
para medir a quantidade de fezes a ser examinada. Colocando o cartão sobre 
uma lâmina de microscópio e preenchendo o orifício com fezes, auxiliado por um 
palito, após passá-las através de malha quadrada. As fezes obtidas são 
espalhadas sobre lâmina de vidro e cobertas com lamínula de celofane, 
previamente tratada durante 24 horas com solução de glicerina, água destilada 
e verde malaquita ou azul de metileno. 
 
DESENVOLVIMENTO 
 Colocar a amostra fecal sobre o papel absorvente. 
 Comprimir a tela de náilon sobre as fezes (pelos orifícios passam os ovos 
de helmintos e os detritos menores). 
 Com a espátula do kit, raspar uma pequena quantidade das fezes 
passadas pela malha, e preencher o orifício central da placa 
quantificadora, o qual deve estar colocado sobre a lâmina de vidro, 
nivelando a superfície. 
 Retirar cuidadosamente a placa, deixando um pequeno cilindro de fezes 
sobre a lâmina de vidro. 
 Com a lamínula de papel celofane previamente embebida na solução 
diafanizadora, cobrir as fezes, inverter a lâmina pressionando-a sobre o 
papel filtro em uma superfície lisa (vidro). 
 Colocar as lâminas para secagem em estufa por 4 horas e realizar a 
leitura em microscópio ótico de toda a superfície da lâmina de celofane. 
 
 Figura 2. (Fonte: Downloads/avaliacao-de-tecnicas-quantitativas-e-qualitativas-no-diagnostico-de-
parasitologia.pdf 
 
CONCLUSÃO 
 
Dessa forma, o método Kato-Katz, é uma técnica que apresenta sensibilidade 
similar, ou melhor, do que os demais procedimentos quantitativos, com a 
vantagem da simplicidade de execução, do baixo custo e da possibilidade do 
armazenamento e transporte das lâminas em temperatura ambiente por meses, 
sem prejuízo dos resultados. O método permite o diagnóstico de outros 
helmintos, exceto de larvas de Strongyloides sp. 
REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS 
 
Guia para pesquisa de ovos de helmintos em fezes através do método Kato-
Katz. Disponível em: https://www.saude.ce.gov.br/wp-
content/uploads/sites/9/2022/02/guia_pesquisa_ovos_helmintos_fezes_metodo
_KatoKatz_20220402.pdf 
https://www.saude.ce.gov.br/wp-content/uploads/sites/9/2022/02/guia_pesquisa_ovos_helmintos_fezes_metodo_KatoKatz_20220402.pdf
https://www.saude.ce.gov.br/wp-content/uploads/sites/9/2022/02/guia_pesquisa_ovos_helmintos_fezes_metodo_KatoKatz_20220402.pdf
https://www.saude.ce.gov.br/wp-content/uploads/sites/9/2022/02/guia_pesquisa_ovos_helmintos_fezes_metodo_KatoKatz_20220402.pdf
 
 
Parte V – Diagnóstico. Disponível em: 
https://books.scielo.org/id/37vvw/pdf/carvalho-9788575413708-33.pdf 
A esquistossomose e o método de Kato-Katz. Disponível em: 
https://www.sanarmed.com/a-esquistossomose-e-o-metodo-de-kato-katz-
colunistas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
https://books.scielo.org/id/37vvw/pdf/carvalho-9788575413708-33.pdf
https://www.sanarmed.com/a-esquistossomose-e-o-metodo-de-kato-katz-colunistas
https://www.sanarmed.com/a-esquistossomose-e-o-metodo-de-kato-katz-colunistas
MÉTODO DE BAERMANN - MORAES 
 
INDICAÇÃO 
Diagnóstico da estrongiloidose, pela pesquisa de larvas de Strongyloides 
stercoralis. 
FUNDAMENTO 
As larvas de S. stercoralis apresentam características específica - tropismo, taxia 
ou tactismo: Geo e coprotropismo negativo, procurar água; termotropismo 
positivo buscar temperaturas mais altas entre de 42 a 45 °C. Quando as fezes 
são colocadas em água aquecida, as larvas passam para a água. 
 
 
Fonte: https://www.tecconcursos.com.br/questoes/452432 
 
 
 
 
TÉCNICA 
A) Espanhar, com bastão de vidro, cerca de 10 g de fezes em gaze, dobrada 4 
vezes, e colocar numa peneira. 
Na figura acima apresenta o método de Baermann. 
A) Funil e tubo de borracha com pinça de Mohr; 
B) Funil com peneira de arame; 
C) Gaze contendo fezes. 
https://www.tecconcursos.com.br/questoes/452432
B) Por uma
peneira num funil de vidro, 10 a 12 cm de diâmetro, ligado a um tubo 
de borracha ou de cálice de vidro ou de plástico. Colocar o funil num suporte, 
encher com água aquecida deixando as fezes parcialmente submersas. Após 
20 a 30 minutos, abrir a presilha, coletar 5 a 10 ml de água em vidro relógio, onde 
estão as larvas, e examinar. 
C) Para a identificação das larvas, pipetando com a pipeta, colocar numa lamina, 
por uma gota de lugol e cobrir a lamínula. 
 
OBSERVAÇÕES 
A) A gaze deve tocar o fundo da peneira, facilitando o contato com água e o 
cálice ao funil e à pipeta. 
B) Fezes diarreicas não se prestam, mistura-las com pó de serra. Nas 
envelhecidas, guardadas em temperatura ambiente ou de obstipadas, podem 
surgir larvas de ancilostomídeos. O ideal, são fezes frescas. 
 
MATERIAL 
 Fezes; 
 Gaze; 
 Bastão de vidro; 
 Peneira; 
 Funil; 
 Lugol; 
 Cálice; 
 Termômetro; 
 Presilha; 
 Bico de Bunsen; 
 Suporte; 
 Vidro de relógio; 
 Pipeta; 
 Lâmina; 
 Lamínula; 
 Água morna; 
 Microscópio. 
 
CONCLUSÃO 
A realização do método modificado apresenta vantagens em relação ao método 
normalmente utilizado, facilitando assim a recuperação de larvas em fezes 
infectadas, mesmo que exista uma baixa carga parasitária nas fezes. O método 
modificado pode vir a substituir o método já existente, utilizado em laboratório, 
tornando o diagnóstico mais eficiente. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Método Rugai 
INTRODUÇAO 
O método de Rugai, Matos e Brisola é um aperfeiçoamento do método de 
Baermann-Moraes, simplificando seu antecessor, mas ainda utilizando de 
mesmos conceitos como o de termotropismo e hidrotropismo positivo para 
realizar a pesquisa de larvas. 
 
OBJETIVOS 
 Simplifica o método de Baermann-Moraes para uma prática mais fácil e 
intuitiva, enquanto não se desprende dos princípios básicos de termotropismo e 
hidrotropismo para realizar a pesquisa de larvas através da pipetagem de 
sedimento e leitura em microscópio. 
 
METODOLOGIA 
Separa 8 a 10g de fezes em um cálice revestido com uma tamis, depois, 
preenche este cálice com água destilada aquecida a 45 graus celsius até que a 
amostra seja tangenciada, desta forma, as larvas irão seguir a temperatura da 
água e consequentemente caírem para o fundo do cálice. Após uma hora, pipeta 
o fundo do cálice e transfere para vidro-relógio ou lâmina (corar com iodo e cobrir 
com lamínula), levar para o microscópio e fazer a análise da presença de larvas 
na objetiva de 10x e 40x. 
 
MATERIAIS 
Microscópio 
Pipeta de Pasteur 
Becker 
Banho de água morna 
Tamis, gaze ou filtro parasitológico 
Cálice de sedimentação 
Galeria de ferro 
Microscópio 
Vidro relógio ou lâmina. 
 
CONCLUSÃO 
O método de Rugai é o mais eficaz para a análise de larvas em amostras, isso 
se prova ao observar sua praticidade e facilidade de realização e a necessidade 
de poder realizar este exame e conceder um resultado no mesmo dia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PESQUISA DE SUBSTÂNCIAS OXIRREDUTORAS NAS FEZES 
 
MATERIAL: Amostra de fezes recentemente colhidas sem conservantes. 
RECIPIENTE: Coletor plástico para fezes. 
VOLUME NECESSÁRIO: 5 g. 
VALOR DE REFERÊNCIA: Negativo 
 
ORIENTAÇÃO: Colher as fezes em recipiente limpo. Transferir algumas para o 
coletor para fezes, fornecido pelo laboratório ou adquirida pelo usuário na 
Farmácia. Manter em local fresco. 
 
USO: Diagnóstico de intolerância à lactose (deficiência de dissacaridases). 
 
INTERPRETAÇÃO: A presença de glicose e/ou sacarose nas fezes indica a 
deficiência de lactose na mucosa intestinal, que pode ser adquirida (secundária) 
e transitória ou primária e permanente (geneticamente determinado). 
 
MÉTODO: Método colorimétrico utilizando reativo de Benedict. 
 
TÉCNICA: Em tubo de ensaio, colocam-se 5 ml do reativo de Benedict qualitativo 
+ 0,5 ml da solução fecal + aquecimento até que o líquido entre e permaneça em 
ebulição durante 3 minutos + resfriamento à temperatura ambiente + Papel de 
filtro + dextrose + água fervendo. 
 
RESULTADO: Líquido azul Reação Negativa. 
 Líquido verde, até o castanho escuro Reação Positiva. 
 
CONCLUSÃO 
 
Concluiu-se que esta pesquisa de substâncias redutores nas fezes poderia ser 
utilizado para detectar deficiências congênitas de enzimas na mucosa intestinal, 
ou defeitos causados por danos inespecíficos, principalmente dissacarídeos 
(lactase e sacarose). Normalmente, os açúcares são rapidamente absorvidos no 
intestino delgado proximal, mas, se isso não ocorre, eles permanecem na luz 
intestinal, causando diarreia osmótica. 
A má absorção de diferentes açúcares causada pela deficiência dessas enzimas 
determina o aparecimento de substâncias redutoras nas fezes, além de diminuir 
seu pH. Embora a sacarose não seja um açúcar redutor, ela sofre hidrólise ácida 
no trato intestinal, liberando açúcares redutores avaliados como substâncias 
redutoras. Resultados falsos negativos podem ser encontrados em fezes não 
frescas devido à fermentação do açúcar pelas bactérias intestinais. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PESQUISA DE SANGUE OCULTO NAS FEZES 
 
INTRODUÇÃO 
A pesquisa de sangue oculta é de grande importância clínica no diagnóstico das 
hemorragias do trato digestivo, tendo por base os efeitos catalíticos dos 
compostos de heme sobre a oxidação de substâncias orgânicas como a benzina, 
orto-tolidina, guáiaco e outros. Dos produtos de desdobramento de hemoglobina, 
somente a hematina possui a atividade de peroxidase, como também, a 
mioglobina e algumas enzimas vegetais. 
É sabido que a ingestão de carne ou de vegetais na alimentação pode acarretar 
pequena atividade de peroxidase. Sendo assim, o sangramento gengival, 
epistaxes e a alimentação podem influir no resultado de um exame, dada a 
grande sensibilidade das provas. A cor das fezes pode orientar sugestivamente, 
mas não de modo absoluto. Dejeção negra ou semelhante à borra de café 
(melena), indica hemorragia alta, gástrica ou duodenal, quando superior a 50 ml 
de sangue. 
Quando as fezes são de aspecto normal, e coradas de vermelho rutilante, supõe-
se sangramento hemorroidário, sem excluir lesões de cólon ou pontos mais 
distantes. Sempre que necessário, deve-se prescrever rigorosa dieta por 4 dias, 
excluindo-se carnes, vegetais clorofilados, medicamentos à base de ferro e os 
demais cuidados em relação a possíveis sangramentos gengivas etc. A pesquisa 
do sangue oculto nas fezes deve ser feita em material recentemente emitido. 
1. Exame fecal com guáiaco 
Para esse exame, uma substância química denominada guáiaco é utilizada pra 
detectar sangue nas fezes. A amostra de fezes para esse exame pode ser obtida 
pelo médico durante um exame de toque retal com um dedo enluvado. Essa 
amostra é colocada sobre um pedaço de papel de filtro impregnado com guáiaco. 
Uma segunda substância química líquida (peroxidase) é acrescentada e a 
amostra muda de cor se houver sangue presente. A pessoa pode levar para casa 
um kit contendo os papéis de filtro, o que é preferível. A pessoa coloca as 
amostras de fezes de aproximadamente três evacuações diferentes sobre os 
papéis de filtro, que então são enviados ao médico para serem examinadas. 
Se for detectado sangue, outros exames serão necessários para determinar a 
fonte. Antes de fazer esse exame, possivelmente será recomendado à pessoa 
que evite determinados alimentos (por exemplo, carne vermelha) e limite o 
consumo de vitamina C para menos de 250 miligramas por dia por três dias antes 
do exame. 
TÉCNICA DE BENZINA 
Espalhar pequenas quantidades de fezes sobre um papel de filtro de qualidade 
boa, gotejando duas ou três gotas de água oxigenada sobre o mesmo. Juntar 
igual quantidade de uma solução de benzina, observando o desenvolvimento de 
cor azul ou esverdeada, em caso positivo: 
 Sem mudança
de cor: Negativo; 
 Esverdeado: Traços; 
 Verde claro: = 
 Verde escuro: ++ 
 Verde azulado: +++ 
 Azul: ++++ 
 Sangue 
REAGENTES: Tubos 
Água oxigenada: (peróxido de hidrogênio a 3%) 
SOLUÇÃO DE BENZIDINA 
Ácido acético glacial ......................................................................... 25 ml 
Benzidina em pó (especial para sangue) ......................................... 5 g 
PROCEDIMENTO: 
Deixar em repouso por 12 horas; 
Guardar em frasco de âmbar; 
É importante a limpeza rigorosa da vidraria (detergentes podem falsear os 
resultados); 
Dá - se preferência, executar a prova em placa de Petri, sobre um fundo 
branco, sem utilizar o papel filtro. 
 
TÉCNICA DE MEYER - JOHANNESSEN 
 
Fazer uma suspensão de fezes de aproximadamente 5%, passar 5 ml 
para um tubo de ensaio e juntar 1 ml de reativo de Meyer - Johannessen. 
Inverter várias vezes e acrescentar 3 a 4 gotas de água oxigenada. A 
positividade de reação é considerada quando se desenvolve uma 
coloração vermelha imediata. 
 
REATIVO DE MEYER - JOHANNESSEN 
 
Fenolftaleína ......................................................................... 2 g 
Hidróxido de potássio anidro ................................................ 20 g 
Água destilada q.s.p. ........................................................... 100 ml 
 
PROCEDIMENTO: 
 
Aquecer até fervura, acrescentar de 10 a 30 g de zinco em pó para 
obtenção de descoloração completa; 
Filtrar e guardar em frasco âmbar, com um pouco de zinco em pó, no 
fundo do frasco. 
 
TÉCNICA DE GUÁIACO 
 
Fazer um esfregaço com fezes em um papel de filtro, gotejando duas ou 
três gotas de ácido acético glacial e, duas ou três gotas de uma solução 
de álcool etílico saturado com goma guáiaco em pó, preparada 
recentemente. Juntar igual a quantidade de peróxido de hidrogênio a 3%. 
Misturar bem com um bastão de vidro e observar o desenvolvimento de 
coloração azul ao fim de 5 minutos. É conveniente fazer paralelamente 
um teste negativa. 
 CONCLUSÃO 
Concluiu-se que homens e mulheres com histórico familiar de câncer 
colorretal iniciam a solicitação deste exame a partir dos 40 anos, com o 
objetivo de acompanhamento e prevenção de problemas futuros. 
Portanto, esta pesquisa também está sendo usado no manejo da doença 
inflamatória intestinal. O que significa que pode ser solicitado quando há 
suspeitas relacionadas a estes problemas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Gorduras Totais – exame qualitativo de gordura fecal 
 
INTRODUÇÃO 
A pesquisa de gordura fecal apoia-se nos princípios da colorimetria, utilizando o 
Sudam III, para identificar gorduras neutras dispostas nas fezes. Este exame é 
utilizado como triagem para casos suspeitos de esteatorréia e investigação de 
pacientes com má-absorção. 
 OBJETIVOS 
Facilitar a localização de gorduras fecais através do contraste colorimétrico 
proporcionado pelo Sudão III, na finalidade de identificar e monitorar quadros 
clínicos de esteatorréia ou má absorção. 
 METODOLOGIA 
Para realizar o esfregaço em lâmina, deve-se, com o bastão de vidro, remover 
uma pequena porção das fezes e colocá-las no cálice de sedimentação, 
adicionando duas partes de água destilada em seguida para emulsificar. 
Transferir sobre a lâmina 1 gota de solução fecal e uma gota de álcool etílico a 
95%, homogeneizar e adicionar 2 gotas da solução de Sudam III, misturar e 
cobrir com lamínula, no microscópio deve-se realizar a contagem de gotas 
vermelho-alaranjadas, pois estas denunciam a presença da gordura na amostra. 
MATERIAIS 
1. Microscópio 
2. Bastão de vidro; 
3. Lâmina; 
4. Lamínula; 
5. Pipeta de Pasteur; 
6. Cálice de sedimentação; 
7. Água destilada (pH:7,0); 
8. Álcool etílico a 95%; 
9. Solução de Sudam III saturado em etanol a 95%; 
CONCLUSÃO 
De forma geral, o exame colorimétrico de gordura fecal prova sua praticidade 
através de seu método simples e diagnóstico rápido, dispensando materiais 
exóticos e necessitando somente dos materiais mais corriqueiramente 
disponíveis em um setor de parasitologia, tais quais também são utilizados em 
outros exames. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Lugol, SAF e Formalina. 
 
Lugol 
 
INTRODUÇÃO: 
Permite a impregnação de ovos, cistos, larvas e vermes adultos facilitando a 
visualização das estruturas e sua consequente identificação. A formulação pode 
ser ajustada e/ou suplementada conforme necessário para cumprir os critérios 
do desempenho do produto. 
 
DESENVOLVIMENTO: 
1. Iodo potássico: 10 g 
2. Água destilada: 100 ml 
3. Cristais de iodo: 5 g 
Preparo 
A. Dissolva 10 g de iodo potássico em 100 ml de água destilada. 
B. Adicione lentamente 5 g de cristais de iodo, agitando simultaneamente. 
C. Filtre e armazene em uma garrafa parda, bem tampada. 
 
CONCLUSÃO: 
O Lugol oferece benefícios especiais, principalmente quando tomado de acordo 
com a orientação médica de um nutricionista ou farmacêutico. 
 Benefícios do Lugol: 
Suplementação e regularização dos níveis de iodo no organismo; 
Suporte na melhora do funcionamento da tireoide; 
Contribuição na regularização dos hormônios tireoidianos no organismo, de 
modo a evitar o mal funcionamento de órgãos vitais, ajudando a ter melhor 
qualidade de vida. 
 
Formalina 
INTRODUÇÃO 
A solução neutra de formoldeído é eficaz na manutenção das características 
morfológicas de protozoários, ovos e larvas de helmintos. O conservante é 
constituído por formalina 5% neutra e tamponada. Indicado para coloração pelo 
Lugol. 
 
DESENVOLVIMENTO 
Diluir uma (01) parte de solução de formol 37 volumes em 9 partes de água 
filtrada. Exemplo: para obter-se 100 ml de formalina a 10% devo diluir 10 ml de 
formol 37 volumes em 90 ml de água filtrada. 
 
CONCLUSÃO 
Aplicado como bactericida, reagente químico, fungicida, aditivo, conservante e 
inibidor de corrosão, esse tipo de formol é útil para inúmeros segmentos 
industriais. 
 
SAF 
INTRODUÇÃO 
É a combinação de formoldeído com acetato de sódio e ácido acético, age como 
tampão, promovendo excelente fixação dos organismos, mantendo as 
características morfológicas e facilitando a análise microscópica. O conservante 
SAF (acetato de sódio, ácido acético e formol) foi desenvolvido para ser utilizado 
também na coloração permanente de tricrômio. 
 
DESENVOLVIMENTO 
• Acetato de sódio 1,5 g 
• Ácido acético 2,9 ml 
• Formol 40% 4,0 ml 
• Água destilada 92,5 ml 
SAF: Acetato de Sódio, Ácido Acético e Formaldeído