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MICROBIOLOGIA CLÍNICA

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MICROBIOLOGIA CLÍNICA
PROF.A MA. ALESSANDRA BARROCHELLI DA SILVA ECKER
Reitor: 
Prof. Me. Ricardo Benedito de 
Oliveira
Pró-Reitoria Acadêmica
Maria Albertina Ferreira do 
Nascimento
Diretoria EAD:
Prof.a Dra. Gisele Caroline
Novakowski
PRODUÇÃO DE MATERIAIS
Diagramação:
Alan Michel Bariani
Thiago Bruno Peraro
Revisão Textual:
Fernando Sachetti Bomfim
Marta Yumi Ando
Simone Barbosa
Produção Audiovisual:
Adriano Vieira Marques
Márcio Alexandre Júnior Lara
Osmar da Conceição Calisto
Gestão de Produção: 
Aliana de Araújo Camolez
© Direitos reservados à UNINGÁ - Reprodução Proibida. - Rodovia PR 317 (Av. Morangueira), n° 6114
 Prezado (a) Acadêmico (a), bem-vindo 
(a) à UNINGÁ – Centro Universitário Ingá.
 Primeiramente, deixo uma frase de 
Sócrates para reflexão: “a vida sem desafios 
não vale a pena ser vivida.”
 Cada um de nós tem uma grande 
responsabilidade sobre as escolhas que 
fazemos, e essas nos guiarão por toda a vida 
acadêmica e profissional, refletindo diretamente 
em nossa vida pessoal e em nossas relações 
com a sociedade. Hoje em dia, essa sociedade 
é exigente e busca por tecnologia, informação 
e conhecimento advindos de profissionais que 
possuam novas habilidades para liderança e 
sobrevivência no mercado de trabalho.
 De fato, a tecnologia e a comunicação 
têm nos aproximado cada vez mais de pessoas, 
diminuindo distâncias, rompendo fronteiras e 
nos proporcionando momentos inesquecíveis. 
Assim, a UNINGÁ se dispõe, através do Ensino a 
Distância, a proporcionar um ensino de qualidade, 
capaz de formar cidadãos integrantes de uma 
sociedade justa, preparados para o mercado de 
trabalho, como planejadores e líderes atuantes.
 Que esta nova caminhada lhes traga 
muita experiência, conhecimento e sucesso. 
Prof. Me. Ricardo Benedito de Oliveira
REITOR
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01
SUMÁRIO DA UNIDADE
INTRODUÇÃO ................................................................................................................................................................4
1. MÉTODOS DE CARACTERIZAÇÃO MAIS UTILIZADOS NA ROTINA MICROBIOLÓGICA.....................................5
1.1 MORFOLOGIA CELULAR ..........................................................................................................................................5
1.2 CARACTERÍSTICAS DE COLORAÇÃO ...................................................................................................................5
1.3 MOTILIDADE ...........................................................................................................................................................8
1.4 CARACTERÍSTICAS EM RELAÇÃO AO CRESCIMENTO BACTERIANO ...............................................................8
1.5 CARACTERÍSTICAS BIOQUÍMICAS ...................................................................................................................... 13
1.6 TESTES SOROLÓGICOS ........................................................................................................................................ 13
2. UTILIZAÇÃO DOS CARBOIDRATOS ........................................................................................................................ 14
2.1 RESPIRAÇÃO AERÓBIA ......................................................................................................................................... 16
2.2 FERMENTAÇÃO ..................................................................................................................................................... 18
3. IDENTIFICAÇÃO DOS BACILOS GRAM NEGATIVOS .............................................................................................22
CONSIDERAÇÕES FINAIS ...........................................................................................................................................28
PRINCÍPIOS BÁSICOS NA IDENTIFICAÇÃO 
DE BACTÉRIAS PATOLÓGICAS
PROF.A MA. ALESSANDRA BARROCHELLI DA SILVA ECKER
ENSINO A DISTÂNCIA
DISCIPLINA:
MICROBIOLOGIA CLÍNICA
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INTRODUÇÃO
Os micro-organismos são denominados saprófitos quando o hospedeiro é beneficiado 
com sua presença, como na produção das vitaminas; quando ambos são beneficiados por essa 
união, a relação é denominada simbiose ou mutualismo. Já quando há prejuízo ao hospedeiro, o 
processo denomina-se parasitismo (PROCOP et al., 2018).
Quando os micro-organismos convivem nas superfícies do nosso corpo (como pele, 
pelos e cabelos ou, ainda, nos tratos respiratório superior e gastrointestinal), são chamados 
microbiotas, e essa relação pode variar entre comensalismo, mutualismo e parasitismo de acordo 
com mudanças na virulência dos micro-organismos ou queda na resistência do ser humano 
(PROCOP et al., 2018).
O micro-organismo com grande capacidade de causar infecções é conhecido como 
patógeno. Quando pode ocasionar apenas doenças eventuais, chama-se patógeno potencial, o 
qual poderá atuar como agente oportunista quando atinge apenas indivíduos com falhas nos 
mecanismos de defesa (PROCOP et al., 2018).
As infecções podem ser ocasionadas por fungos, vírus e parasitas; entretanto, a maioria 
das espécies patogênicas para os seres humanos são as bactérias. Elas são organismos unicelulares, 
com presença de DNA e RNA, mas, como seu ácido desoxirribonucleico não está contido no 
interior do núcleo, são denominadas de procariotos (PROCOP et al., 2018).
Além de infecções que ocorrem de maneira primária no corpo humano, as bactérias podem 
crescer em uma camada fina e viscosa conhecida como biofilme, que geralmente se desenvolve 
sobre superfícies, como cateter venoso, sonda vesical de demora, dentre outros dispositivos 
utilizados no ambiente hospitalar com grande importância epidemiológica (TORTORA; FUNKE; 
CASE, 2017).
A classificação das bactérias em espécies, gêneros, famílias, ordens, classes e filos auxilia 
na correta identificação do agente patológico. Outra ferramenta extremamente importante para 
esse contexto é a coloração de Gram, que faz uma divisão em dois grandes grupos: os Gram 
positivos e os Gram negativos, divisão baseada, principalmente, nas características da parede 
celular dos micro-organismos (TRABULSI et al., 2015).
A identificação fenotípica ainda é o principal método de identificação utilizado na rotina 
microbiológica, em que a nutrição e o metabolismo bacteriano são avaliados por meio de provas 
bioquímicas que podem ser realizadas de maneira manual ou em automação, conferindo mais 
agilidade ao processo, apesar de baseada nos mesmos princípios citados anteriormente (PROCOP 
et al., 2018).
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1. MÉTODOS DE CARACTERIZAÇÃO MAIS UTILIZADOS NA ROTINA 
MICROBIOLÓGICA
1.1 Morfologia Celular
As bactérias possuem grande variação de tamanho e forma, variando de 0,2 a 2,0 µm de 
diâmetro e de 1 a 6 µm de comprimento. Quanto à morfologia básica das células, elas dividem-se 
em: esféricas ou cocos; bacilos ou forma de bastão; espiraladas ou espirilos; células em vírgula ou 
vibriões. Os cocos possuem configurações próprias, podendo estar dispostos em pares, cadeias 
ou cachos. As bactérias com forma de bastão podem ser mais curtas (cocobacilos) ou em formato 
de halter (corineformes). Ainda, existem as espiraladas (Figura 1) (PROCOP et al., 2018).
Figura 1 – Morfologia básica das bactérias. Fonte: Procop et al. (2018).
1.2 Características de Coloração 
A parede celular da bactéria confere-lhe rigidez estrutural e dá forma à célula, criando uma 
barreira física contra o exterior. O componente que confere rigidez às bactérias é o peptidoglicano, 
encontrado na maioria das espécies, exceto no micoplasma e ureaplasma, os quais não possuem 
parede celular organizada (PROCOP et al., 2018).
A maioria das bactérias pode ser diferenciada utilizando-se da coloração de Gram e da 
coloração de Ziehl-Neelsen, as mais utilizadasna rotina microbiológica. Em 1884, Christian Gram, 
empiricamente, desenvolveu a coloração que passou a ter seu nome e que permitiu a divisão das 
bactérias em dois grandes grupos: Gram positivas e Gram negativas. A metodologia consiste em 
aplicar, sobre um esfregaço bacteriano seco e fixado pelo calor, os seguintes reagentes: cristal de 
violeta, lugol, álcool e fucsina (TRABULSI et al., 2015).
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A coloração de Gram também pode ser realizada substituindo-se o lugol por iodo e a 
fucsina por Safranina, com igual eficácia, conforme se verifica na Figura 2 (TORTORA; FUNKE; 
CASE, 2012).
Em geral, as bactérias absorvem de maneira igual o cristal de violeta e o lugol, que as 
tornam roxas. Ocorre que as Gram positivas, em virtude de uma maior camada de peptideoglicano 
(Figura 3), não se descoram pelo álcool. Por sua vez, as Gram negativas são descoradas com 
facilidade, adquirindo, assim, a cor da fucsina, tornando-se cor-de-rosa (TRABULSI et al., 2015).
Figura 2 – Representação da coloração de Gram. Fonte: Tortora, Funke e Case (2012).
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Figura 3 – Representação das principais diferenças entre as paredes celulares de uma bactéria Gram positiva (A) e 
uma Gram negativa (B). Fonte: Trabulsi et al. (2015).
Outra coloração importante na microbiologia é a coloração de Ziehl-Neelsen, geralmente 
utilizada para identificar as bactérias do gênero Mycobacteruim, que abarca espécies patógenas 
importantes, como a M. tuberculosis e a M. leprae, causadoras da tuberculose e da hanseníase, 
respectivamente (TORTORA; FUNKE; CASE, 2012).
O procedimento consiste em aplicar o corante vermelho carbolfucsina sobre um esfregaço 
fixado e aquecer a lâmina levemente para aumentar a penetração e a retenção do corante. Depois 
de resfriada e lavada com água, a lâmina é tratada com álcool-ácido, um descolorante que remove 
o vermelho das bactérias que não são álcool-ácido resistentes. A carbolfucsina é facilmente 
removida. No entanto, as bactérias que são resistentes ao álcool-ácido retêm a cor vermelha já que 
ele é mais solúvel nos lipídios da parede celular. No esfregaço aplica-se o azul de metileno, e as 
bactérias que não são álcool-ácido resistentes ficam azuis devido ao contra-corante (TORTORA; 
FUNKE; CASE, 2012).
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1.3 Motilidade
A motilidade é uma característica importante, que nos auxilia na identificação correta das 
espécies. Ela pode ser realizada por meio de uma preparação a fresco ou por inoculação em meio 
semissólido (Figura 4). O teste é positivo quando ocorre crescimento bacteriano além do local da 
picada com a agulha bacteriológica, tornando-se turvo o meio de cultura (PROCOP et al., 2018).
 
Figura 4 – A: motilidade positiva; B: motilidade negativa. Fonte: PROCOP et al. (2018).
1.4 Características em Relação ao Crescimento Bacteriano
a) Velocidade: a maioria dos isolados clínicos na rotina laboratorial cresce dentro de 
24 a 48 horas. No entanto, algumas bactérias podem ter crescimento mais lento; é o caso das 
micobactérias, como a Mycobacterium tuberculosis (PROCOP et al., 2018).
O crescimento bacteriano é importante não só para direcionar o possível micro-organismo 
envolvido na infecção, mas também para a obtenção de resultados fidedignos nas provas 
bioquímicas. Conforme se verifica na Figura 5, não se devem realizar as provas de identificação 
na fase lag, fase considerada como um período de adaptação celular, quando praticamente não 
há divisão celular. Na fase logarítmica ou exponencial, o crescimento bacteriano é máximo e 
constante em um crescimento progressivo, geométrico na razão 2, em que uma bactéria dá origem 
a duas; essas duas originam quatro; e assim sucessivamente (TRABULSI et al., 2015).
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Figura 5 – Curva de crescimento bacteriano. Fonte: Trabulsi et al. (2015).
b) Morfologia de colônias: ao analisar o crescimento bacteriano nos diferentes meios 
de cultura utilizados, é necessário observar as características das colônias quanto ao tamanho, 
bordas, elevação, cor, densidade, consistência e aparência (OPLUSTIL et al., 2010).
Figura 6 – Descrição das principais características das colônias em meio sólido. Fonte: Adaptado de Oplustil et al. 
(2010).
O conhecimento da morfologia das colônias de bactérias em meio de cultura sólida aliado 
a resultados de testes rápidos, como oxidase e catalase, é suficiente à identificação de gênero para 
um microbiologista experiente (PROCOP et al., 2018). 
Além da morfologia, a produção de pigmento é outra característica relevante na rotina 
microbiológica (OPLUSTIL et al., 2010). Na Figura 7, podemos verificar a presença de pigmento 
amarelo em ágar sangue (AS) de Staphylococcus aureus. Na Figura 8, verificamos a coloração 
vermelha de Serratia marcescens em Mueller Hinton ágar (MHA).
 
 
Figura 7 – Colônias de Staphylococcus aureus em AS. Fonte: A autora.
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Figura 8 – Crescimento de Serratia marcescens em MHA. Fonte: Procop et al. (2018).
Outra característica extremamente importante é a presença de hemólise em AS, 
extremamente importante na identificação de cocos Gram positivos. É classificada em total, 
parcial e ausência de hemólise (OPLUSTIL et al., 2010).
- Hemólise total (β-hemólise): as colônias apresentam uma zona clara ao redor do 
crescimento bacteriano (Figura 9).
- Hemólise parcial (α-hemólise): as colônias apresentam uma coloração esverdeada ao 
seu redor (Figura 10).
- Ausência de hemólise (γ-hemólise): não ocorre qualquer alteração no meio de cultura 
(Figura 11).
Figura 9 – β-hemólise em AS. Fonte: A autora.
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Figura 10 – α-hemólise em AS. Fonte: Procop et al. (2018).
Figura 11 – γ-hemólise em AS. Fonte: A autora.
c) Morfologia das colônias em meios seletivos, não seletivos e diferenciais: em relação 
aos bacilos Gram negativos, a utilização do AS não representa ajuda na rotina laboratorial uma vez 
que a maioria deles apresenta características muito semelhantes. É mais indicado o uso de meios 
de cultura diferenciais para assegurar condições ideais ao crescimento dos micro-organismos 
presentes em uma amostra clínica (OPLUSTIL et al., 2010).
Meios de cultura seletivos são aqueles que possuem algum componente que impede 
o crescimento de outro micro-organismo, favorecendo o desenvolvimento de outro agente 
microbiológico. Por seu turno, os conhecidos como diferenciais atribuem características especiais 
às colônias, as quais, sem a utilização desse meio de cultura, seriam iguais (TRABULSI et al., 
2015).
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MacConkey descreveu, em 1905, a utilização de um meio diferencial contendo sais 
biliares, lactose e, como indicador, o vermelho neutro para facilitar o isolamento de bacilos Gram 
negativos provenientes de amostras com vários tipos de bactérias. Dessa maneira, foi possível 
verificar a utilização de lactose nas bactérias inoculadas ao meio que recebeu o nome de seu 
criador (PROCOP et al., 2018).
É cor-de-rosa a coloração das colônias que utilizam a lactose no ágar MacConkey (MA) 
(Figura 12). Na prática, classificamos essa colônia como Lac+; já as colônias que não são capazes 
de fermentar a lactose são transparentes ou incolores (Figura 13) (PROCOP et al., 2018).
 
Figura 12 – Crescimento de colônia Lac + em ágar MacConkey. Fonte: A autora.
Figura 13 – Crescimento de colônia Lac - em ágar MacConkey. Fonte: A autora.
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EDUCAÇÃO A DISTÂNCIAEm 1916, Holt-Harris e Teague descreveram um meio sólido, utilizando eosina-azul de 
metileno como indicador para diferenciar as colônias fermentadoras de lactose das Lac-. Esse 
meio ficou conhecido como EMB (eosine–methylene blue). Ademais, acrescentou-se a sacarose 
para a detecção de coliformes, que utilizam o dissacarídeo com mais facilidade do que a lactose 
(PROCOP et al., 2018).
Os ágares MA e EMB possuem propriedades inibitórias moderadas e são utilizados, 
principalmente, para inibir o crescimento das bactérias Gram positivas nas culturas provenientes 
de materiais biológicos com mais de um tipo de micro-organismo envolvido na infecção 
(PROCOP et al., 2018).
d) Os microrganismos podem ser classificados de acordo com sua necessidade de 
oxigênio. Conhecer essas características é imprescindível para as condições de incubação das 
placas contendo os meios de cultura onde o material biológico foi depositado. Os aeróbios exigem 
oxigênio para se desenvolver. Os aeróbios facultativos podem crescer com ou sem oxigênio. Os 
anaeróbios crescem apenas na ausência de oxigênio. Os capnofílicos exigem a presença de CO2 
para se desenvolver. Os microaerófilos necessitam de pressão de O2 ligeiramente reduzida, como 
o Campylobacter jejuni (PROCOP et al., 2018).
e) Temperatura: a maioria das bactérias identificadas nos isolados clínicos cresce 
preferencialmente em temperaturas entre 35º a 37º C. Entretanto, o conhecimento das variações 
existentes pode ser útil à caracterização das espécies isoladas (PROCOP et al., 2018).
1.5 Características Bioquímicas
Além da morfologia das bactérias e das colônias nos meios seletivos e diferenciais, as 
provas bioquímicas e enzimáticas constituem a base da maioria dos processos de identificação 
utilizados na rotina microbiológica. Essas reações bioquímicas se baseiam na produção de ácidos 
a partir de carboidratos, presença de enzimas bacterianas, substratos cromogênicos, dentre outros 
(PROCOP et al., 2018).
1.6 Testes Sorológicos
Os métodos mais utilizados são a detecção de antígenos por imuno-ensaio enzimático 
ou por reações de aglutinação, como no caso da coprocultura, em que a presença de antígenos 
somáticos da Samonella é realizada por esse tipo de reação (PROCOP et al., 2018).
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2. UTILIZAÇÃO DOS CARBOIDRATOS
O termo metabolismo se refere ao conjunto de reações químicas que acontecem no interior 
de um organismo vivo e que podem tanto liberar energia, como necessitar dela (TORTORA; 
FUNKE; CASE, 2017).
O termo fermentação faz menção à utilização dos carboidratos. Por definição, é um 
processo metabólico decorrente de uma reação de óxido-redução que ocorre em anaerobiose, e 
um substrato orgânico funciona como aceptor de hidrogênio (PROCOP et al., 2018). 
Nos sistemas bacteriológicos de identificação, as reações são detectadas por alteração na 
cor devido à presença de indicadores de pH e à medida que os ácidos são formados. No século 
XIX, Pasteur observou que algumas bactérias causavam a diminuição do pH do vinho em virtude 
da produção de ácidos. Essa é a base do nosso conhecimento sobre fermentação de carboidratos 
até os dias de hoje. Posteriormente, foram detalhadas as reações fermentativas pelas quais um 
monossacarídeo (como a glicose) é degradado em compostos de carbono, sendo o ácido pirúvico 
o mais importante deles (PROCOP et al., 2018).
A via metabólica pela qual a glicose é metabolizada é chamada de Embden-Meyerhof 
(abreviada por EMP, do inglês Embden-Meyerhor pathway), também conhecida como glicólise, 
que é a oxidação da glicose em ácido pirúvico, consistindo no primeiro passo do catabolismo de 
carboidratos (TORTORA; FUNKE; CASE, 2017). A glicólise é a via catabólica mais utilizada tanto 
por micro-organismos aeróbios quanto pelos anaeróbios para gerar seu alimento. É conhecida 
como fase anaeróbia da via glicolítica, pois não necessita de oxigênio para ocorrer (VERMELHO 
et al., 2019).
Podemos dividir a glicólise em duas etapas (Figura 14). A primeira etapa é chamada 
de preparatória, sendo utilizadas duas moléculas de ATP. Enquanto uma molécula de glicose 
que entra na célula bacteriana é fosforilada e quebrada em gliceraldeído-3-fosfato (GP) e di-
hidroxiacetona-fosfato (DHAP), ele é convertido a GP, podendo a reação inversa também ocorrer 
(TORTORA; FUNKE; CASE, 2017).
Dando continuidade ao processo, segue-se a etapa de conservação de energia (Figura 
15). Nela, as duas moléculas de carbono são oxidadas a duas moléculas de ácido pirúvico; nesse 
processo, duas moléculas de NAD+ são reduzidas a NADH, formando-se quatro moléculas de 
ATP (TORTORA; FUNKE; CASE, 2017).
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Figura 14 – Reação de glicólise – etapa preparatória de 1 a 5. Fonte: Tortora, Funke e Case (2017).
Como duas moléculas de ATP foram necessárias para dar início à glicólise e quatro 
moléculas foram geradas, há um ganho de dois ATP para cada molécula de glicose oxidada 
(TORTORA; FUNKE; CASE, 2017).
Figura 15 – Reação de glicólise – etapa de conservação de 6 a 10.
Fonte: Tortora, Funke e Case (2017).
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Além da glicólise, muitas bactérias possuem outras vias para a oxidação da glicose. A mais 
comumente utilizada é a via das pentoses, que pode ocorrer simultaneamente à via glicolítica 
e quebra açúcares de 5 carbonos; daí advém o nome da via. As pentoses geradas poderão ser 
utilizadas na síntese de ácidos nucleicos, na síntese de glicose a partir de CO2 e na síntese de 
alguns aminoácidos (VERMELHO et al., 2019).
Outra via utilizada é a Entner-Doudoroff, em que as bactérias que têm as enzimas 
necessárias para utilizar tal via podem metabolizar a glicose sem utilizar a glicólise ou a via das 
pentoses. A via Entner-Doudoroff é encontrada em algumas bactérias Gram negativas, como as 
Pseudomonas. Ela não é encontrada em bactérias Gram positivas (TORTORA; FUNKE; CASE, 
2017).
Após a quebra da glicose em ácido pirúvico, há dois caminhos metabólicos possíveis: a 
fermentação ou a respiração. Esta última pode acontecer de maneira aeróbia (quando o aceptor 
final de elétrons é o O2) ou anaeróbia. No segundo caso, o aceptor final de elétrons é uma molécula 
diferente do oxigênio. Pseudomonas, por exemplo, podem utilizar o íon nitrato como aceptor final 
de elétrons; outras bactérias podem utilizar o carbonato (TORTORA; FUNKE; CASE, 2017).
A quantidade de ATP que será gerada na respiração anaeróbia dependerá do micro-
organismo e da via. Dado que apenas uma parte do ciclo de Krebs ocorre de maneira anaeróbia 
e que nem todos os carreadores de elétron atuam na respiração anaeróbica, a produção de ATP 
não é tão grande quanto na respiração aeróbia. Por essa razão, os anaeróbios geralmente crescem 
de maneira mais lenta do que os aeróbios (TORTORA; FUNKE; CASE, 2017).
2.1 Respiração Aeróbia
O ciclo de Krebs foi descoberto por Hans Krebs e é também conhecido como ciclo 
dos ácidos tricarboxílicos ou, ainda, ciclo do ácido cítrico. Consiste em uma série de reações 
bioquímicas que têm início com a entrada do acetil-CoA no ciclo (TORTORA; FUNKE; CASE, 
2017).
O produto da glicólise, o ácido pirúvico, não pode entrar diretamente no ciclo de Krebs. 
Antes, ele precisa perder uma molécula de CO2 por meio de uma reação de descarboxilação, 
formando o acetil, que, por sua vez, reage com a coenzima A, produzindo o intermediário 
utilizado no ciclo de Krebs (VERMELHO et al., 2019).
Após entrar no ciclo de Krebs, a molécula de acetil-CoA reage com o oxaloacetato, 
formando, assim, o citrato. A partir daí, ocorre uma série de reações (descarboxilações e 
oxirredução) até à formação de uma molécula de oxaloacetato, reiniciando-se, assim, o ciclo. A 
cada volta nesse processo (Figura 16), temos a formação de moléculas com grande quantidade de 
energia: NADH2, FADH2 e GTP. Esteúltimo transfere seus elétrons para o ATP para ser utilizado 
na sequência do processo (VERMELHO et al., 2019).
Todos os 6 carbonos da molécula inicial de glicose são convertidos em CO2, com duas 
repetições do ciclo de Krebs. Se imaginarmos a visão geral, podemos verificar que, para cada duas 
moléculas de acetil-CoA inseridas no ciclo de Krebs, quatro moléculas de CO2 (descarboxilação) 
são liberadas, seis moléculas de NADH e duas de FADH2 são criadas (oxirredução) e duas 
moléculas de ATP são produzidas por fosforilação (TORTORA; FUNKE; CASE, 2017).
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Na Figura 16, temos uma visão geral das etapas do ciclo de Krebs, desde a entrada do 
acetil CoA até à formação de ATP.
Figura 16 – Ciclo de Krebs. Fonte: Tortora, Funke e Case (2017).
Na Tabela 1, podemos comparar o rendimento de energia nos diferentes processos citados 
anteriormente:
Fonte Rendimento de ATP
Glicólise
1. Oxidação
2. Produção de 2 NADH
2 ATP
6 ATP
Etapa preparatória
1. Formação de acetil CoA 6 ATP
Ciclo de Krebs
1. Oxidação do succinil CoA a ácido suc-
cínico
2. Produção de 6 NADH 
3. Produção de 2 FADH
2 GTP
18 ATP
4 ATP
Total: 38 ATP
Tabela 1 – Comparativo entre a produção de energia em diferentes etapas do processo. Fonte: Adaptado de Tortora, 
Funke e Case (2017).
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2.2 Fermentação
É um processo que libera energia a partir de açúcares ou outras moléculas, como 
aminoácidos, ácidos orgânicos, purinas e pirimidinas, sem requerer oxigênio (mas podendo 
ocorrer em sua presença). Não necessita da utilização do ciclo de Krebs ou de uma cadeia de 
transporte de elétrons. Necessita, sim, de uma molécula orgânica como aceptor final de elétrons, 
produzindo uma pequena quantidade de ATP para cada molécula inicial (TORTORA; FUNKE; 
CASE, 2017).
Na Figura 17, temos uma visão geral dos processos de respiração e fermentação. Na Tabela 
2, temos um comparativo entre a produção de energia nos diferentes processos. Nela, verificamos 
que a respiração aeróbia é o processo em que há maior geração de ATP para as bactérias.
Processo de 
produção de 
energia
Condições de 
crescimento 
Aceptor final de 
elétrons
Moléculas de ATP 
produzidas por 
molécula de glicose
Respiração
Aeróbia
Aeróbio O2 38
Respiração
Anaeróbia
Anaeróbio Substância inorgânica 
diferente de O2
Mais do que 2 e menos 
do que 38
Fermentação Aerobiose ou an-
aerobiose
Molécula orgânica 2
Tabela 2 – Comparativo entre a produção de energia na respiração aeróbia, anaeróbia e fermentação. 
Fonte: Adaptado de Tortora, Funke e Case (2017).
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Figura 17 – Esquema geral de fermentação e respiração. Fonte: Tortora, Funke e Case (2017).
O conhecimento das características bioquímicas das bactérias é importante ferramenta, 
pois serve como prova definitiva à identificação dos micro-organismos verificados nos materiais 
biológicos. Afinal, as propriedades metabólicas são exclusivas para cada espécie, e até mesmo as 
bactérias com alta similaridade podem ser diferenciadas por testes bioquímicos, os quais avaliam 
a presença ou a ausência de enzimas nas reações enzimáticas (VERMELHO et al., 2019).
Quando a bactéria é capaz de fermentar um carboidrato, isso resulta na produção de 
ácido ou ácido e gás, que é composto essencialmente de hidrogênio e dióxido de carbono pela 
clivagem do ácido fórmico. Lembre-se de que a produção de ácido promoverá uma diminuição 
do pH do meio (VERMELHO et al., 2019).
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Há uma regra básica seguida na microbiologia, que relaciona a presença de gás com a 
produção de ácido. Isso se evidencia na Figura 18 (PROCOP et al., 2018). 
Figura 18 – Esquema geral da fermentação da glicose e destinos alternativos do ácido pirúvico. Fonte: Procop et al. 
(2018).
A detecção de gás fica mais visível utilizando-se do tubo de Durham invertido, quando 
a prova é realizada usando meios líquidos. Entretanto, a presença de gás também pode ser 
observada em meio sólido por meio da rachadura no mesmo ou pela formação de bolhas, tal 
qual no meio líquido (VERMELHO et al., 2019).
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A Figura 19 traz exemplos de detecção da formação de gás em meio líquido com a 
utilização do tubo de Durham invertido. Na Figura 20, verificamos a presença de gás com a 
formação de bolhas em meio sólido. 
Figura 19 – Resultados de um teste de utilização de carboidrato. Tubo A: meio não inoculado; Tubo B: carboidrato 
negativo/gás positivo (a seta demonstra a presença de gás dentro do tubo de Durham); C: carboidrato negativo/gás 
negativo; D: carboidrato positivo/gás negativo.
Fonte: Vermelho et al. (2019).
Figura 20 – Presença de bolhas no local da inoculação da bactéria. Meio utilizado: Rugai.
Fonte: A autora.
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3. IDENTIFICAÇÃO DOS BACILOS GRAM NEGATIVOS
É baseada na fermentação ou não da glicose. São divididos em não fermentadores da 
glicose e fermentadores da glicose (OPLUSTIL et al., 2010). 
Os que fermentam a glicose fazem parte da família Enterobacteriaceae, sendo as bactérias 
mais comumente identificadas em isolados clínicos e conhecidas como enterobactérias. Com 
exceção da Plesiomonas shipelloides, são citocromo-oxidase negativas e reduzem o nitrato a nitrito 
(PROCOP et al., 2018).
Inúmeros meios podem ser utilizados para demonstrar a utilização de carboidratos de 
um micro-organismo. Os meios mais utilizados para a glicose são o ágar-ferro de Kligler (do 
inglês Kligler iron agar (KIA)) e o ágar tríplice açúcar-ferro (do inglês triple sugar iron agar (TSI)), 
o qual tem o acréscimo de 10g de sacarose em relação à fórmula do KIA (PROCOP et al., 2018).
Quando a bactéria não é capaz de fermentar a glicose, ocorre uma reação de superfície 
inclinada alcalina/fundo alcalino (K/K) (Figura 21), ou seja, não há alteração no meio.
Figura 21 – Esquema da não fermentação da glicose em KIA ou TSI.
Fonte: Procop et al. (2018).
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Além da glicose, a fermentação da lactose também pode ser avaliada no KIA ou TSI. 
No entanto, essa reação é mais complexa do que a da glicose, pois o dissacarídeo é composto 
por glicose mais galactose, unidos por uma ligação β-galactosídica. E, para a bactéria ser capaz 
de degradar a lactose, ela precisa ter duas enzimas: a β-galactosídio-permease, que transporta 
a lactose para o interior da bactéria, e a β-galactosidase, que hidrolisa a ligação (Figura 22) 
(PROCOP et al., 2018).
Figura 22 – Esquema da fermentação da lactose. Fonte: Procop et al. (2018). 
Os meios KIA e TSI são suplementarmente ricos, pois possuem extrato de carne, extrato 
de levedura, peptona e peptona de protease. Ademais, não são acrescentados inibidores, o que 
possibilita o crescimento de praticamente todas as espécies de bactérias, exceto as mais exigentes 
e anaeróbias obrigatórias. Por essa razão, a espécie a ser testada deve ser selecionada de uma 
colônia isolada (PROCOP et al., 2018).
Nos meios KIA e TSI, a glicose e a lactose estão distribuídas de forma homogênea no meio, 
mas a lactose está presente em uma concentração 10 vezes maior do que a glicose. O indicador 
utilizado é o vermelho de fenol, que apresenta coloração amarela quando o pH está abaixo de 6,8 
(PROCOP et al., 2018).
A disposição inclinada dos meios KIA ou TSI é fator importante nas reações bioquímicas. 
A parte inclinada do meio é a parte aeróbia, e a parte inferior (fundo), moderadamente anaeróbia. 
Por isso, na preparação do meio, é necessário respeitar as medidas iguais, em torno de 3 cm para 
cada compartimento(PROCOP et al., 2018).
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Quando testados no KIA ou TSI, os perfis dos micro-organismos podem ser verificados 
no Quadro 1.
Perfil do KIA ou 
TSI
Fermentação de 
glicose
Fundo do tubo
Fermentação de 
lactose
Superfície inclinada
Exemplo de 
micro-organismo
K/K
Alcalino
(vermelho)
Alcalina
(vermelha)
Pseudomonas aeruginosa
K/A Ácido
(amarelo)
Alcalina
(vermelha)
Shigella sp
K/A/H2S
Ácido
(preto)
Alcalina
(vermelha)
Salmonella sp Citrobacter, 
Proteus
A/A
Ácido
(amarelo)
Ácida
(amarela)
Escherichia coli, Klebsiella, 
Enterobacter cloacae
Quadro 1 – Metabolismo bacteriano no KIA/TSI. Fonte: Adaptado de Procop et al. (2018).
Figura 23 – Fermentador de glicose e não fermentador de lactose em TSI (K/A).
Fonte: A autora.
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Figura 24 – Fermentador de glicose e não fermentador de lactose e produtor de sulfeto de hidrogênio em TSI (K/A/
H2S). Fonte: A autora.
 
Figura 25 – Comparação de dois meios de cultura diferentes para verificar a fermentação da lactose. A: fermentador 
de lactose em meio MacConkey. B: fermentador de glicose e fermentador de lactose em KIA ou TSI (A/A). Fonte: 
A autora.
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Para ser produzido, o sulfeto de hidrogênio necessita de um ambiente ácido. Como o 
fundo dos tubos de KIA e TSI tornam-se ácidos com a fermentação da glicose, o aparecimento 
da coloração negra indica uma reação positiva para o monossacarídeo, mesmo que a cor amarela 
seja encoberta pelo preto (PROCOP et al., 2018).
Todas as bactérias possuem apenas um nome correto, sendo nomes em Latim. 
A primeira palavra se refere ao gênero (em letra maiúscula), e a segunda, à espé-
cie (em letra minúscula). American Type Culture Collection (ATCC) e National Type 
Culture Collection (NTCC) são cepas com características morfológicas, bioquími-
cas e perfis de resistência conhecidos. Essas cepas podem ser utilizadas como 
controle de qualidade nos laboratórios de microbiologia, bem como em pesquisas 
(PROCOP et al., 2018). 
Micro-organismos, como bactérias e fungos, são capazes de formar biofilmes 
em praticamente todos os dispositivos de demora utilizados em ambientes 
hospitalares, em especial, em pacientes com longos tempos de internação, como 
os de Unidade de Terapia Intensiva (UTI). Segundo o Centers for Disease Control and 
Prevention (CDC) dos Estados Unidos, calcula-se que cerca de 70% das bactérias 
são capazes de formar biofilmes, e que a maior parte das infecções na saúde 
está possivelmente relacionada à presença de biofilmes em cateteres médicos. 
Esses micro-organismos são em torno de 1.000 vezes mais resistentes aos 
antimicrobianos (TORTORA; FUNKE; CASE, 2017). Tal constatação é imprescindível 
do ponto de vista epidemiológico, bem como para a precaução e tratamento de 
infecções decorrentes da contaminação de dispositivos de demora – o que nos 
leva a refletir sobre a necessidade da preconização de procedimentos de higiene, 
como a lavagem das mãos de maneira adequada por parte dos profissionais da 
área da saúde nos hospitais brasileiros e do mundo.
Para mais informações a respeito do metabolismo dos micro-
organismos, indicamos que você leia a obra:
TORTORA, G. J.; FUNKE, B. R.; CASE, C. L. Microbiologia. 12. ed. 
Porto Alegre: Artmed, 2017. 
O material está disponível em http://177.92.11.58/projetos/portal_
online/?&tid=0&lid=0&pid=24&sid=00cf9d0be8e. 
http://177.92.11.58/projetos/portal_online/?&tid=0&lid=0&pid=24&sid=00cf9d0be8e
http://177.92.11.58/projetos/portal_online/?&tid=0&lid=0&pid=24&sid=00cf9d0be8e
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Os meios de cultura são imprescindíveis à microbiologia. Saber quais 
devemos utilizar nas diferentes situações faz toda a diferença no 
diagnóstico clínico correto. Para obtermos o resultado esperado do 
meio utilizado, é necessário saber prepará-lo de maneira adequada. 
Uma demonstração bem interessante do assunto pode ser vista no 
vídeo Meio de Cultura UEL, disponível no link 
https://youtu.be/YyODN-Ct8jI?list=WL
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CONSIDERAÇÕES FINAIS
Conforme pudemos observar ao longo da Unidade 1, quanto maior o conhecimento 
das características morfológicas, tintoriais e em relação ao metabolismo bacteriano, maior a 
facilidade na identificação de gênero e espécie das bactérias envolvidas na infecção em questão. 
Isso propiciará o diagnóstico e o tratamento corretos ao paciente.
Conhecer a composição dos meios de cultura é de suma importância para a sua 
padronização no laboratório de microbiologia. Outro fator marcante é o conhecimento da 
microbiota que geralmente está envolvida na infecção. Por exemplo, se o material biológico é pele 
e sabemos que a maioria da infecções nessa parte do corpo envolve cocos Gram positivos (e muitas 
espécies dessas bactérias precisam de meios mais ricos nutricionalmente para crescer mais), a 
presença ou não de hemólise é fator determinante na identificação de cocos Gram positivos. O 
ágar sangue deve ser um meio padronizado para semeadura primária de cultura de pele.
Esses detalhes de microbiota e padronização dos meios de cultura serão explicados 
posteriormente de acordo com cada tipo de material biológico envolvido na pesquisa do micro-
organismo causador da infecção.
O metabolismo da glicose em especial tem um papel essencial na identificação das 
bactérias, pois é a partir do resultado dessa prova que realizaremos provas bioquímicas específicas, 
direcionadas a bactérias fermentadoras do carboidrato ou, então, às não fermentadoras. Por isso, 
a interpretação do KIA/TSI é tão importante na rotina microbiológica já que é por intermédio 
desse meio de cultura que podemos saber tal informação tão relevante. 
As demais provas bioquímicas serão abordadas no decorrer das próximas unidades de 
acordo com a necessidade didática do tópico em pauta.
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02
SUMÁRIO DA UNIDADE
INTRODUÇÃO ............................................................................................................................................................... 31
1. IDENTIFICAÇÃO DE BACILOS FERMENTADORES DA GLICOSE ..........................................................................32
1.1 PROVAS BIOQUÍMICAS ..........................................................................................................................................33
1.2 PRODUÇÃO DE INDOL ...........................................................................................................................................34
1.3 PRODUÇÃO DE FENILALANINA-DESAMINASE ..................................................................................................34
1.4 USO DE CITRATO ...................................................................................................................................................34
1.5 DESCARBOXILAÇÃO DA LISINA, ORNITINA E ARGININA .................................................................................34
2. IDENTIFICAÇÃO DE BACILOS NÃO FERMENTADORES DA GLICOSE .................................................................37
2.1 MOTILIDADE PARA NÃO FERMENTADORES ......................................................................................................37
3. IDENTIFICAÇÃO DE COCOS ....................................................................................................................................40
3.1 ENZIMA DA CATALASE ..........................................................................................................................................40
IDENTIFICAÇÃO BIOQUÍMICA DAS 
BACTÉRIAS
PROF.A MA. ALESSANDRA BARROCHELLI DA SILVA ECKER
ENSINOA DISTÂNCIA
DISCIPLINA:
MICROBIOLOGIA CLÍNICA
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3.2 TESTE DA COAGULASE ......................................................................................................................................... 41
3.3 TESTE DE CAMP ....................................................................................................................................................42
4. TESTE DE SENSIBILIDADE AOS ANTIMICROBIANOS (TSA) ..............................................................................43
4.1 MÉTODO DE KIRBY E BAUER ...............................................................................................................................44
4.2 PADRONIZAÇÃO DO INÓCULO.............................................................................................................................44
4.3 INOCULAÇÃO NAS PLACAS DE MHA ..................................................................................................................44
4.4 LEITURA DOS HALOS DE INIBIÇÃO ....................................................................................................................45
4.5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS .................................................................................................................45
5. AUTOMAÇÃO NA MICROBIOLOGIA CLÍNICA .......................................................................................................46
CONSIDERAÇÕES FINAIS ...........................................................................................................................................50
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INTRODUÇÃO
 
Os representantes da família Enterobacteriaceae são as bactérias mais encontradas nas 
amostras clínicas, sendo amplamente distribuídas na natureza e encontradas no solo, água e 
plantas (PROCOP et al., 2018).
Por fazerem parte da nossa microbiota intestinal, são agentes importantes tanto no 
que tange as infecções intestinais quanto, devido à proximidade, no que tange as infecções 
urinárias. Além de infecção de origem comunitária, as enterobactérias são importantes agentes 
de contaminação no âmbito hospitalar na colonização de pacientes durante procedimentos 
invasivos ou cirúrgicos (PROCOP et al., 2018).
Por definição, infecções associadas aos cuidados de saúde (IACSs) são aquelas adquiridas 
durante o tratamento de uma patologia em unidades de saúde, asilos, centros cirúrgicos ou 
ambulatórios. São também conhecidas como nosocomiais (TORTORA; FUNKE; CASE, 2017).
As bactérias NF são encontradas no meio ambiente, na água e no solo, por exemplo. São 
importantes agentes de IACSs, principalmente em unidades de terapia intensiva, em pacientes 
submetidos a procedimentos invasivos, queimados e em infecções no trato respiratório de 
portadores de fibrose cística. 
Dentre as espécies incapazes de fermentar a glicose, destaca-se como causador de IACSs 
o coco-bacilo Acinetobacter baumannii, patógeno capaz de infectar todos os sítios biológicos. 
Por outro lado, o bacilo Gram negativo Pseudomonas aeruginosa está mais associado a infecções 
urinárias e à pneumonia (TORTORA; FUNKE; CASE, 2017).
Além dos bacilos, os cocos Gram positivos também têm sua importância como agentes 
causais das infecções nosocomiais. No caso de contaminações de feridas cirúrgicas, Staphylococcus 
aureus é o principal agente causal. No entanto, na corrente sanguínea, Enterococcus spp. são 
isolados com maior frequência (TORTORA; FUNKE; CASE, 2017).
Identificar corretamente a bactéria envolvida nas infecções contribui para que o 
tratamento farmacológico seja adequado e, assim, diminua a resistência dos patógenos aos 
antimicrobianos. Pode-se, ainda, evitar a disseminação dessas bactérias no ambiente hospitalar 
por meio de medidas de controle, como lavagem das mãos e salas de isolamento (TORTORA; 
FUNKE; CASE, 2017).
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1. IDENTIFICAÇÃO DE BACILOS FERMENTADORES DA GLICOSE
Conforme mencionado anteriormente, as bactérias capazes de fermentar a glicose 
possuem perfil peculiar no KIA/TSI e são pertencentes à família Enterobacteriaceae (Figura 1), 
na qual todas as bactérias são fermentadoras da glicose, com exceção do perfil K/K (PROCOP et 
al., 2018).
Figura 1 – Fermentação da glicose em tubos com TSI. 1: Meio não inoculado. 2: Não fermentador da glicose (K/K). 
3: A/A com produção de gás. 4: K/A/H2S. 5: K/A com produção de gás. Fonte: A autora.
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Podemos afirmar, então, que os membros da família Enterobacteriaceae são: fermentadores 
da glicose, citocromo-oxidase negativo, ou seja, são oxidase negativa (Figura 2) e reduzem nitrato 
a nitrito. No entanto, esses testes são utilizados como triagem, sendo necessários mais testes para 
identificar o gênero e a espécie da bactéria (PROCOP et al., 2018). 
Figura 2 – Representação do teste da oxidase. À esquerda: quando a bactéria possui a enzima citocromo oxidase 
(oxidase positiva). À direita: não possui a enzima (oxidase negativa).
Fonte: Procop et al. (2018).
1.1 Provas Bioquímicas
Como já foi mencionado anteriormente, nos sistemas de identificação bacteriológicos, as 
reações são detectadas por alteração na cor devido à presença de indicadores de pH e à medida 
que os ácidos são formados (PROCOP et al., 2018). 
Os testes utilizados para identificar as enterobactérias são variados. A utilização dos 
carboidratos, a produção de sulfeto de hidrogênio e a motilidade já foram apresentados. Além 
deles, a produção de indol, produção de fenilalanina-desaminase, uso de citrato, descarboxilação 
de lisina, ornitina e arginina são os mais comumente empregados (PROCOP et al., 2018). 
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1.2 Produção de Indol
Produto da decomposição metabólica do triptofano, que é clivado por bactérias que 
possuem a enzima triptofanase, resultando em indol, ácido pirúvico e amônia. A presença do 
indol pode ser evidenciada pelo aparecimento da coloração vermelha após a adição de uma 
solução de p-dimetilaminobenzaldeído (Figura 3) (PROCOP et al., 2018). 
Figura 3 – Indol positivo: presença de anel vermelho na superfície do tubo. Fonte: A autora.
1.3 Produção de Fenilalanina-Desaminase
Somente algumas espécies são capazes de realizar a desaminação oxidativa da fenilalanina. 
Dentre as enterobactérias, destacam-se: Proteus, Morganella e Providencia (PROCOP et al., 
2018). 
1.4 Uso de Citrato
Consiste na verificação da capacidade de a bactéria utilizar o citrato de sódio como única 
fonte de carbono para o seu crescimento. Na Figura 4, podemos verificar a formação de coloração 
azul, indicando a presença de produtos alcalinos (PROCOP et al., 2018). 
1.5 Descarboxilação da Lisina, Ornitina e Arginina
Consiste na verificação se as bactérias são capazes de descarboxilar aminoácidos, 
formando aminas alcalinas. Os produtos da decomposição dos aminoácidos são: cadaverina 
(Lisina), putrescina (Ornitina) e citrulina (Arginina) (PROCOP et al., 2018).
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Figura 4 – Utilização do citrato. À esquerda: teste negativo. À direita: teste positivo.
Fonte: A autora.
Na Figura 5, verificamos um sistema comercial de identificação bacteriológica de 
fermentadores da glicose, disponível no mercado brasileiro, composto de 5 tubos por meio dos 
quais é possível realizar a leitura dos testes já citados.
Figura 5 – Sistema de identificação bacteriológica. Fonte: A autora.
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No Quadro 1, podemos verificar o perfil metabólico para alguns exemplos de 
enterobactérias.
Micro-organismo Gás H₂S IND CIT FEN MOT LYS ARG ORN
Escherichiacoli + _ + _ _ + + _/+ +/_
Shigella sonnei _ _ _ _ _ _ _ _ +
Salmonella + + _ + _ + + +/_ +
Citrobacter freundii + + _ + _ + _ +/_ _/+
Klebsiella pneumoniae ++ _ _ + _ _ + _ _
Enterobacter cloacae ++ _ _ + _ + _ + +
Serratia marcescens + _ _ + _ + + _ +
Proteus mirabilis + + _ +/- + + _ _ +
Morganella morganii + _ + _ + + _ _ +
Yersinia enterocolitica _ _ +/_ _ _ _ _ _ +
Quadro 1 - Principais enterobactérias e provas bioquímicas mais frequentemente utilizadas na identificação dos 
bacilos fermentadores de glicose. Fonte: A autora.
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2. IDENTIFICAÇÃO DE BACILOS NÃO FERMENTADORES DA GLICOSE
São bactérias aeróbias, que não utilizam açúcares como fonte de energia e dissociam os 
carboidratos por vias metabólicas diferentes da fermentação e com perfil K/K quando inoculadas 
no KIA/TSI (PROCOP et al., 2018).
Diferentemente das enterobactérias, que utilizam basicamente os mesmos testes para 
realizar a identificação bioquímica, a identificação dos não fermentadores (NF) utiliza um 
fluxograma (Figura 6) com testes diferentes a partir dos resultados da citocromo-oxidase (oxidase) 
e motilidade (PROCOP et al., 2018).
Figura 6 – Fluxograma de identificação de Não Fermentadores. Fonte: Adaptado de Oplustil et al. (2020).
2.1 Motilidade para Não Fermentadores
A maneira adequada de realizar o teste é semear uma colônia isolada da cepa cuja 
motilidade se deseja determinar, em um tubo contendo o Tryptic Soy Broth (TSB), e deixar 
durante 24 horas à temperatura ambiente (20 a 25º C). Posteriormente, coloca-se uma gota do 
caldo acrescido da bactéria entre a lâmina e a lamínula e observa-se ao microscópio óptico com 
aumento de 40X. A motilidade verdadeira ocorre quando a bactéria se desloca em várias direções 
(OPLUSTIL et al., 2020).
Nas bactérias NF, a habilidade de o micro-organismo oxidar ou fermentar açúcares 
específicos (como glicose, maltose, sacarose, manitol, dentre outros) é determinada utilizando-
se do meio oxidação/fermentação (O/F), um meio semissólido em que o carboidrato testado é 
acrescentado em altas concentrações, utilizando o azul de bromotimol como indicador de pH, 
que é verde em pH 7,1, amarelo em pH 6,0 e azul em pH 7,6 (VERMELHO et al., 2019)
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Na Figura 7, podemos verificar que micro-organismos assacarolíticos ou inertes não 
produzem ácido em nenhum dos tubos. Os oxidativos têm crescimento apenas no tubo aberto, 
sem adição do óleo mineral (Aeróbio). E os fermentativos produzem ácido tanto no aberto quanto 
no fechado (Aeróbio facultativa) (OPLUSTIL et al., 2020).
Figura 7 – Testes de O/F. I: Inerte; A: Aeróbio/Oxidativos; AF: Anaeróbio Facultativo/Fermentativos. 
Fonte: Vermelho et al. (2019).
Alguns fatores dificultam a identificação dos NF já que a maioria das espécies é isolada 
apenas esporadicamente. Por essa razão, a equipe microbiológica pode não estar familiarizada 
com alguns dos representantes dessa classe (PROCOP et al., 2018).
Os sistemas com kits comercializados são imprecisos na identificação das cepas e, na maioria 
dos casos, exigem provas complementares. Ao compararmos o número de testes necessários para 
a confirmação do gênero e espécie do fluxograma (Figura 6) com a quantidade deles ofertada nos 
kits (Figura 8), podemos constatar a necessidade de provas adicionais (PROCOP et al., 2018).
Figura 8 – Sistema comercial de identificação bacteriológica para Não Fermentadores (kits).
Fonte: A autora.
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Com atividade metabólica menor se comparada à das enterobactérias, a identificação 
bioquímica das bactérias NF é mais complexa e com mais testes. Por essa razão, as características 
morfológicas, macroscópicas e microscópicas são ferramentas importantes para auxiliar no 
processo de identificação (BRASIL, 2004).
Na prática da rotina microbiológica, seguimos três regras para direcionar a identificação 
da NF: nenhuma evidência de fermentação da glicose, oxidase positiva e não crescimento no ágar 
MC e crescimento no AS, por exemplo. Como as enterobactérias crescem muito bem no meio 
diferencial seletivo, todo bacilo Gram negativo que não cresce nesse meio é suspeito de fazer 
parte dos NF. Essa regra não é absoluta, mas auxilia no laboratório de microbiologia (PROCOP 
et al., 2018).
Três espécies de NF são isoladas com maior frequência: Pseudomonas aeruginosa, 
Acinetobacter baumannii e Stenotrophomonas maltophilia. A maior parte das cepas pode ser 
identificada com base em algumas observações e mediante poucas provas bioquímicas. No 
entanto, quando a bactéria desconhecida é diferente das citadas anteriormente, muitas vezes 
o laboratório precisa realizar uma sequência de provas secundárias, demoradas e onerosas 
(PROCOP et al., 2018).
Microrganismo Morfologia Oxidase
Motili
dade
OF-Glicose
Características das colônias/
comentários
Acinetobacter 
baumannii Coco-bacilo - - Oxidativo
Colônias redondas, mucoides ou 
não; odor de peixe
P s e u d o m o n a s 
aeruginosa Bacilo + + Oxidativo
Colônias irregulares, esverdeadas 
e com brilho metálico; odor 
semelhante a uvas
Burkholderia
cepacia
Bacilo +/lenta + Oxidativo Cremosa, lisa, algumas cepas com pigmento amarelo
Stenotrophomas
maltophilia Bacilo + + Oxidativo Lisas, amarelo pálido em meio claro
Quadro 2 – Principais características morfológicas, microscópicas e macroscópicas utilizadas para direcionar a iden-
tificação de bacilos não fermentadores (-: Negativo; +: Positivo; O/F: Oxidativo/Fermentativo). Fonte: Adaptado de 
Procop et al. (2018).
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3. IDENTIFICAÇÃO DE COCOS
Após a confirmação da morfologia pela coloração de Gram, a primeira prova a ser 
realizada é a catalase para separar a família Micrococcaceae, cujo principal representante é o 
gênero Staphylococcus, da família Streptococcaceae, cujos principais representantes são os gêneros 
Streptococcus e Enterococcus (PROCOP et al., 2018).
3.1 Enzima da Catalase
É um teste extremamente fácil de executar cuja finalidade é detectar a presença da 
enzima. Para tanto, adiciona-se peróxido de hidrogênio (H2O2) sobre a colônia da bactéria em 
uma lâmina e verifica-se se há formação de bolhas ou não. Não é recomendado realizar o teste em 
colônias provenientes de ágar sangue para que não haja resultado falso positivo devido à presença 
do oxigênio nas hemácias (PROCOP et al., 2018).
Figura 9 – Teste de catalase positivo: presença de bolhas. Fonte: Procop et al. (2018).
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3.2 Teste da Coagulase
Podendo ser realizado em lâmina e em tubo, detecta a coagulase livre, extracelular, 
produzida pelo S. aureus, a qual forma um complexo com um componente do plasma chamado 
fator de coagulase-reagente. Esse complexo reage com o fibrinogênio plasmático, formando a 
fibrina (Figura 10). O teste realizado na lâmina revela o fator de agregação ou coagulase ligada à 
célula (PROCOP et al., 2018).
Figura 10 – Teste de coagulase em tubo. Tubo de cima: negativo. Tubo abaixo: positivo (formação de fibrina). Fonte: 
Procop et al. (2018).
Na Figura 11, segue um fluxograma de identificação de cocos Gram positivos.
Figura 11 – Fluxograma de identificação de cocos Gram positivos e catalase positiva de importância médica. SCN: 
Staphylococcus coagulase negativa. Fonte: Adaptado de Oplustil et al. (2010).
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Quando o resultado da catalase é negativo, um dado que direciona os testes utilizados nas 
identificações é a presença de hemólise. Na Figura 12, visualizamos um fluxograma com os cocos 
Gram positivos, catalase negativa de maior importância médica (OPLUSTIL et al.,2010).
Figura 12 – Fluxograma de identificação de cocos Gram positivos, catalase negativa de importância médica. PYR: 
Enzima pyrrolidonil arilamidase. Teste de Camp (Christie, Atkins e Munch-Petersen). Fonte: Adaptado de Oplustil 
et al. (2010).
3.3 Teste de Camp
Utilizado para identificação presuntiva de Streptococcus agalactiae. Uma cepa de S. aureus 
ATCC 25923 é colocada em forma de risca sobre uma placa com ágar sangue e perpendicularmente 
ao estafilococo, a bactéria a ser testada, sem que haja contato entre as mesmas. O teste será 
positivo se houver formação de uma área de sinergismo da hemólise no local da convergência 
das bactérias (Figura 13) (OPLUSTIL et al., 2020).
Figura 13 – Teste de Camp positivo (presença da área de sinergismo: três testes positivos).
Fonte: Procop et al. (2018).
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No caso de γ-hemólise, as principais espécies de interesse médico são Enterococcus 
resistentes à Vancomicina (VRE). Devido à sua importância no ambiente hospitalar e à 
necessidade da vigilância epidemiológica da resistência, são utilizados meios cromogênicos 
contendo Vancomicina e indicadores que possibilitam a detecção das duas espécies de VRE: E. 
faecalis e E. faecium (OPLUSTIL et al., 2020).
Figura 14 – Meio cromogênico contendo Vancomicina para detecção de VRE.
Fonte: A autora.
4. TESTE DE SENSIBILIDADE AOS ANTIMICROBIANOS (TSA)
Após a identificação das bactérias isoladas de amostras clínicas provenientes de processos 
infecciosos, é necessário realizar o TSA, ou antibiograma, para que a conduta terapêutica seja 
definida de maneira correta (OPLUSTIL et al., 2020).
Antibiogramas são testes que verificam a sensibilidade de uma determinada bactéria a 
vários antimicrobianos, utilizando-se um padrão de comparação pré-estabelecido, determinando-
se, assim, a sensibilidade ou resistência da bactéria que está causando a doença. Dessa maneira, o 
médico poderá prescrever o tratamento mais apropriado (VERMELHO et al., 2019).
Os métodos mais utilizados no laboratório de microbiologia para realizar o TSA são a 
disco-difusão (Kirby e Bauer), métodos quantitativos, como elipsômetro (Etest), e os métodos 
automatizados, que são considerados semiquantitativos (OPLUSTIL et al., 2020).
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4.1 Método de Kirby e Bauer
Antimicrobianos representantes de várias classes de fármacos são impregnados em 
discos de papel circulares, colocados sobre uma suspensão da bactéria distribuída de maneira 
homogênea sobre a superfície do MHA, depositado em uma placa de Petri, contando o meio com 
4mm de altura. São incubadas em temperaturas, tempo e condições de aerobiose compatíveis 
com o micro-organismo a ser testado (VERMELHO et al., 2019).
Figura 15 – Princípio da difusão dos antimicrobianos no ágar: a concentração do fármaco vai diminuindo com o 
aumento da distância. Fonte: Procop et al. (2018). 
4.2 Padronização do Inóculo
A suspensão bacteriana (bactéria + 4mL de salina estéril) deve ser ajustada à turbidez 
semelhante a 0,5 de densidade óptica. Esse valor é obtido a partir da comparação com uma escala 
padrão de turbidez, chamada McFarland, que corresponde a, aproximadamente, 1,5X108 UFC/
mL (unidades formadoras de colônia/mL) (VERMELHO et al., 2019).
4.3 Inoculação nas Placas de MHA
Deve ser realizada, no máximo, até 15 minutos após o ajuste do inóculo bacteriano. 
Utilizando um swab de algodão estéril, aplica-se a suspensão bacteriana em toda a superfície do 
ágar e acrescentam-se os discos de antimicrobianos (entre 5 a 15 minutos). Após a incubação 
adequada, realiza-se a leitura das zonas de inibição ou halos formados (OPLUSTIL et al., 2020).
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4.4 Leitura dos Halos de Inibição
A leitura deve medir o diâmetro do halo de inibição, incluindo o disco, utilizando uma 
régua ou paquímetro (Figura 16) (OPLUSTIL et al., 2020).
Figura 16 – Placa de antibiograma. A seta indica a maneira adequada de realizar a leitura da zona de inibição. Fonte: 
Vermelho et al. (2019).
4.5 Interpretação dos Resultados
Os halos de inibição para cada antimicrobiano testado devem ser interpretados de acordo 
com os comitês, utilizados como referência pelo laboratório de microbiologia. Esses valores são 
revisados e publicados anualmente, sendo diferenciados de acordo com o micro-organismo 
testado (OPLUSTIL et al., 2020).
Os comitês que podem ser utilizados nos laboratórios de microbiologia clínica são: Clinical 
and Laboratory Standards Institute (CLSI) e European Commitee on Animicrobial Susceptibility 
Testing (EUCAST). Em 2013, nosso País criou o Brazilian Commitee on Animicrobial Susceptibility 
Testing (BrCAST). O EUCAST reconhece o BrCAST como comitê oficial e tem autorização para 
traduzir seus documentos para o Português (OPLUSTIL et al., 2020).
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5. AUTOMAÇÃO NA MICROBIOLOGIA CLÍNICA
Uma rotina diária com grande quantidade de amostras clínicas tem feito com que, cada 
vez mais, os laboratórios de microbiologia clínica utilizem equipamentos automatizados para 
identificar as espécies e determinar a suscetibilidade dos antimicrobianos, ganhando, assim, 
rapidez e acurácia nos resultados (VERMELHO et al., 2019).
Na Figura 17, podemos verificar cartões de leitura de antibiograma do equipamento 
VITEK, produzido pela bioMérieux. Nele, cada cartão possui meio de crescimento e um 
antimicrobiano a ser testado. Os cartões são inoculados com uma suspensão da bactéria isolada 
do paciente, e o VITEK faz a leitura por densidade óptica, determinando a suscetibilidade para 
cada fármaco (VERMELHO et al., 2019).
Figura 17 – Cartões de antibiograma inseridos na suspensão da bactéria isolada no paciente.
Fonte: Vermelho et al. (2019).
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Figura 18 – Equipamento automatizado Vitek. Fonte: Vermelho et al. (2019). 
Na Figura 19, vemos o BD Phoenix, que realiza a identificação e o teste de sensibilidade 
concomitantemente em painéis de testes que são selados e que não mudam de lugar dentro do 
equipamento, tornando bem remota a possibilidade de o painel se soltar, travar, quebrar ou vazar 
(PROCOP et al., 2018).
Figura 19 – BD Phoenix. Fonte: Procop et al. (2018).
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Figura 20 – BD Phoenix. Fonte: A autora.
Além da agilidade e rapidez, outra vantagem da automação é a determinação da 
Concentração Inibitória Mínima (CIM): menor concentração do antimicrobiano 
capaz de inibir o crescimento da bactéria. Conhecer a CIM propicia escolher o 
medicamento e a dose adequados ao tratamento (VERMELHO et al., 2019).
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Cada vez mais, a resistência aos antimicrobianos tem ocasionado aumento das 
taxas de mortalidade. O desenvolvimento de novos fármacos para substituir os 
já existentes é caro e demorado. Uma opção terapêutica pode ser o uso de dois 
medicamentos simultaneamente. Esse efeito é conhecido como sinergismo, em 
que os medicamentos administrados associadamente são mais eficientes do que 
se administrados separadamente. Por exemplo: a penicilina com ação na parede 
celular facilita a penetração intracelular da estreptomicina (TORTORA; FUNKE; 
CASE, 2017).
Para mais informações sobre os mecanismos de ação dos 
antimicrobianos, recomendamos a obra:
TORTORA, G. J.; FUNKE, B. R.; CASE, C. L. Microbiologia. 12. ed. 
Porto Alegre: Artmed, 2017. 
O material está disponível em http://177.92.11.58/projetos/portal_
online/?&tid=0&lid=0&pid=24&sid=00cf9d0be8e.
A técnica de Kirby e Bauer é a mais comumente utilizada para a 
realização do antibiogramaquando não são utilizados equipamentos 
automatizados. Uma demonstração bem interessante do assunto 
pode ser vista no vídeo Antibiograma, Teste de Disco-Difusão. 2016, 
disponível em 
https://www.youtube.com/watch?v=WdO66QU6CMs .
http://177.92.11.58/projetos/portal_online/?&tid=0&lid=0&pid=24&sid=00cf9d0be8e
http://177.92.11.58/projetos/portal_online/?&tid=0&lid=0&pid=24&sid=00cf9d0be8e
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CONSIDERAÇÕES FINAIS
A identificação bioquímica das bactérias, sejam bacilos ou cocos, segue fluxogramas pré-
estabelecidos a partir das características morfológicas e tintoriais.
As enterobactérias possuem características bioquímicas bem definidas e são os micro-
organismos mais isolados nas amostras clínicas, tanto de origem comunitária quanto hospitalar.
Os NF são agentes importantes de infecções associadas aos cuidados de saúde. Possuem 
atividade metabólica menor em relação aos fermentadores da glicose, o que torna sua identificação 
mais complexa e onerosa para o laboratório de microbiologia clínica.
A correta identificação das bactérias é determinante para realizar o antibiograma com os 
antibióticos padronizados para a espécie isolada, otimizando o tratamento e, consequentemente, 
contribuindo para a redução da resistência bacteriana. Para isso, equipamentos automatizados 
têm sido cada vez mais utilizados na microbiologia clínica, conferindo mais agilidade ao processo.
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U N I D A D E
03
SUMÁRIO DA UNIDADE
INTRODUÇÃO ...............................................................................................................................................................53
1. CULTURA DE URINA ................................................................................................................................................54
1.1 COLETA ....................................................................................................................................................................54
1.2 AMOSTRA DE JATO MÉDIO ..................................................................................................................................54
1.3 CONSERVAÇÃO E VOLUME ADEQUADO DAS AMOSTRAS ................................................................................54
1.4 SEMEADURA DO MATERIAL BIOLÓGICO ............................................................................................................54
1.5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS ..................................................................................................................56
1.6 COMO REPORTAR O RESULTADO ........................................................................................................................56
2. CULTURA DE FEZES ................................................................................................................................................57
2.1 COLETA ....................................................................................................................................................................58
CULTURAS DE URINA, FEZES E DO 
TRATO GENITAL
PROF.A MA. ALESSANDRA BARROCHELLI DA SILVA ECKER
ENSINO A DISTÂNCIA
DISCIPLINA:
MICROBIOLOGIA CLÍNICA
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2.2 TRANSPORTE ........................................................................................................................................................58
2.3 MEIOS DE CULTURA UTILIZADOS .......................................................................................................................58
3. CULTURA DO TRATO GENITAL ...............................................................................................................................63
CONSIDERAÇÕES FINAIS ........................................................................................................................................... 71
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INTRODUÇÃO
Infecção do Trato Urinário (doravante, ITU) é a infecção bacteriana mais comum, e a 
urina é o material clínico enviado ao laboratório de microbiologia com maior frequência. O 
laboratório deve viabilizar o resultado para o médico com agilidade para que, dessa maneira, 
o tratamento seja adequado, pois normalmente a terapia empírica é iniciada logo após a coleta 
(OPLUSTIL et al., 2020).
Nas mulheres, a pequena distância entre a uretra e a bexiga propicia a contaminação, 
não só devido à presença da microbiota, mas também em consequência de a abertura uretral 
das mulheres ser próxima ao reto, permitindo a ascensão das bactérias pela uretra até à bexiga 
(OPLUSTIL et al., 2020).
As ITUs são mais frequentes em crianças do sexo feminino, em recém-nascidos do sexo 
masculino, em mulheres jovens sexualmente ativas e em idosos. No entanto, podem acometer 
todas as faixas etárias. Quando associada ao uso de cateter, a ITU é uma infecção hospitalar 
frequente e, quanto maior a duração da cateterização, maior o risco da infecção (OPLUSTIL et 
al., 2020).
O trato gastrointestinal (doravante, TGI) é a via de comunicação da boca ao ânus, 
incluindo a faringe, esôfago, estômago, intestino delgado e grosso. A infecção do TGI mais comum 
é a gastroenterite, caracterizada por diarreia, vômitos e, em alguns casos, febre, proveniente da 
contaminação oral. Pode ser causada por bactérias, vírus e alguns parasitas intestinais (OPLUSTIL 
et al., 2020).
A diarreia é o sintoma mais comum e inicial das infecções do TGI. Já a disenteria é a 
definição empregada quando a diarreia está acompanhada de dor abdominal com cólicas, esforço 
para evacuar e pus nas fezes. É causada por micro-organismos enteroinvasivos que invadem a 
mucosa intestinal, causando inflamação da parede do intestino (PROCOP et al., 2018).
O grande desafio na cultura de fezes é recuperar os enteropatógenos a partir de uma 
amostra com microbiota abundante, como a matéria fecal. Para obter êxito nessa tarefa, são usados 
meios de cultura específicos que selecionam e diferenciam as bactérias de interesse médico, além 
de caldos de enriquecimento e até meios cromogênicos (OPLUSTIL et al., 2020).
As doenças infecciosas que contaminam os tratos genitais masculino e feminino podem 
ser de origem bacteriana, fúngica, parasitária e viral. Em mulheres, as doenças mais frequentes 
são vulvovaginite, vaginose bacteriana, cervicite, doença inflamatória pélvica (DIP) e lesões 
genitais. Em homens, destacam-se a uretrite, epididimite, prostatite e lesões genitais (OPLUSTIL 
et al., 2020).
A microbiota vaginal deve estar em equilíbrio constante com o ambiente e pode sofrer 
variações diárias, dependendo da idade, estado imunológico e hormonal, medicamentos 
utilizados, período menstrual, tipo de contraceptivo utilizado e uso de produtos na vagina 
(OPLUSTIL et al., 2020).
Streptococcus beta-hemolítico do grupo B colonizam o trato gastrointestinal e, 
posteriormente, ocasionam a colonização vaginal de mulheres, sendo agentes importantes de 
doença neonatal e perinatal (PROCOP et al., 2018).
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1. CULTURA DE URINA
As enterobactérias, como Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Proteus sp e Enterobacter 
sp, são os agentes etiológicos mais comuns nas ITUs. Em relação aos Gram-positivos, os mais 
frequentes são os estafilococos, destacando-se Staphylococcus saprophyticus, além de Enterococcus 
sp (OPLUSTIL et al., 2020).
A cistite, ou infecção do trato urinário baixo, é caracterizada pela aderência das bactérias 
à bexiga. 95% das ITUs são cistites agudas decorrentes da ascensão da E.coli pela via uretral até à 
bexiga. Seus principais sintomas são disúria e polaciúria.
A pielonefrite, ou infecção do trato urinário alto, acomete os rins e a pélvis e, em geral, é 
decorrente da ascensão do micro-organismo da bexiga (cistite) (OPLUSTIL et al., 2020).1.1 Coleta
A qualidade do resultado da urocultura está diretamente relacionada à coleta, pois a 
urina pode ser contaminada com a microbiota existente na uretra distal, vagina, lábios e pele 
periuretral. Daí a necessidade da assepsia prévia para a confiabilidade dos resultados obtidos 
(OPLUSTIL et al., 2020).
A primeira urina da manhã é o material biológico ideal. Se não for possível utilizá-lo, 
manter urina na bexiga por, no mínimo, 4 horas contribui para a diminuição de resultados falsos-
negativos. Deverão ser utilizados frascos de boca larga, tampa de rosca e estéreis para a coleta 
(OPLUSTIL et al., 2020).
1.2 Amostra de Jato Médio
É a amostra mais frequentemente utilizada para realizar a cultura. Para diminuir a 
contaminação pela microbiota, é recomendado que o paciente higienize previamente a região 
perianal com água e sabonete neutro, desprezando o primeiro jato de urina e colhendo o jato 
médio em frasco apropriado (OPLUSTIL et al., 2020).
1.3 Conservação e Volume Adequado das Amostras
As amostras devem ser processadas em até uma hora após a realização da coleta; caso isso 
não seja possível, devem ser refrigeradas (2º a 8º C) por, no máximo, até 24 horas. Para realizar 
a urocultura, 2mL são suficientes; no entanto, se, além da cultura, o pedido médico solicitar 
urinálise, são necessários no mínimo 10mL (OPLUSTIL et al., 2020).
1.4 Semeadura do Material Biológico
A semeadura da urina pode ser realizada de duas maneiras: por metodologia quantitativa, 
feita com alça calibrada de platina ou descartável, ou semiquantitativa, utilizando o sistema de 
laminocultivo (OPLUSTIL et al., 2020).
Os meios padronizados para semeadura em placa devem ser ágar Cystine Lactose 
Electrolyte Deficient (CLED) ou MA. Ambos diferenciam as colônias fermentadoras de lactose 
das não fermentadoras do dissacarídio ou, ainda, em AS para o crescimento de CGP (OPLUSTIL 
et al., 2020).
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A alça calibrada de 0,01 (10µL) ou de 0,001mL (1µL) deve ser imersa na urina não 
centrifugada e distribuída na placa, contendo o ágar escolhido por técnica quantitativa conforme 
demonstram as Figuras 1 e 2. As placas devem ser incubadas em estufa a 35±2ºC por 18 a 24 
horas (OPLUSTIL et al., 2020).
Figura 1 – Semeadura quantitativa. Fonte: A autora.
Figura 2 – Semeadura quantitativa em meio cromogênico (CPS). Fonte: A autora.
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1.5 Interpretação dos Resultados
Como se trata de uma cultura quantitativa, as colônias devem ser contadas para posterior 
relato no laudo. Contagens superiores ou iguais a 105UFC/mL (unidades formadoras de colônias 
por mL) normalmente representam quadro de infecção se a coleta, transporte e semeadura foram 
realizados adequadamente conforme mencionado anteriormente (OPLUSTIL et al., 2020).
No Quadro 1, verificamos a correspondência da quantidade de colônias contadas e a 
quantidade reportada no laudo.
Alça utilizada
Diluição 
realizada
Número 
de colônias 
contadas na 
placa
Contagem emitida 
no laudo
Micro-
organismo 
isolado
Exemplo 1:1µL 1:1000 ou 103 100
100.000 ou
105 UFC/mL
Escherichia coli
Exemplo 2: 10µL 1:100 ou 102 1000
100.000 ou
105 UFC/mL
Staphylococcus 
saprophyticus
Quadro 1 – Interpretação dos resultados. Fonte: Adaptado de Oplustil et al. (2020).
1.6 Como Reportar o Resultado
Exemplo 1: cultura positiva
Material biológico: urina
Método: cultura quantitativa
Resultado: 100.000 UFC/mL de Escherichia coli.
Exemplo 2: cultura positiva
Material biológico: urina
Método: cultura quantitativa
Resultado: 100.000 UFC/mL de Staphylococcus saprophyticus.
A técnica do laminocultivo também pode ser utilizada para a 
realização da urocultura. Uma demonstração bem interessante do 
assunto pode ser vista no vídeo Uribac: destinado para o diagnóstico 
de infecções urinárias - Difusão. O link de acesso é o 
https://www.youtube.com/watch?v=hQG1Y1uUrLQ .
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2. CULTURA DE FEZES
Na cultura de fezes ou coprocultura, as bactérias que, com maior frequência, causam 
infecção no TGI são Salmonella sp, Shigella sp, alguns sorotipos de E. coli e Campylobacter sp. 
Outros micro-organismos também podem estar envolvidos; no entanto, não são pesquisados 
rotineiramente e somente se isso for solicitado pelo médico (OPLUSTIL et al., 2020).
Os mecanismos de patogenicidade das bactérias comumente isoladas são: produção 
de toxina, invasão tecidual e aderência. Cada micro-organismo provoca sintomas específicos 
conforme o Quadro 2. 
Parâmetro Produção de toxina* Invasão tecidual**
Consistência das fezes Aquosa Pastosa
Evacuações Inúmeras Poucas
Vômitos Sim Não
Febre Não Sim
Desidratação Sim Pouca
Tempo para o início dos 
sintomas
De poucas horas a 2 dias De 1 a 3 dias
Leucócitos nas fezes Não Sim
Sangue nas fezes Não Sim
Muco nas fezes Não Sim
Quadro 2 – Mecanismos de patogenicidade e sinais e sintomas provocados. Fonte: Adaptado de Oplustil et al. 
(2020).
No Quadro 2, o sinal * se refere a micro-organismos produtores de toxina: Aeromonas 
sp, Bacillus cereus, Clostridium botulinum, C. difficile, E.coli enterotoxigênica, E. coli 
enterohemorrágica, Staphylococcus aureus, Vibrio cholerae e V. parahaemolyticus. E o sinal ** faz 
referência a Campylobacter jejuni, Edwarsiella tarde, E.coli invasiva, Salmonella sp, Shigella sp e 
Yersinia enterocolitica.
Para mais informações a respeito das características principais 
de E.coli diarreiogênicas, indicamos a leitura do material:
PROCOP, G. W. et al. Diagnóstico Microbiológico - Texto e Atlas. 7. 
ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2018. 
O material está disponível em http://177.92.11.58/projetos/
portal_online/?&tid=0&lid=0&pid=24&sid=08a8fb1ab54.
http://177.92.11.58/projetos/portal_online/?&tid=0&lid=0&pid=24&sid=08a8fb1ab54
http://177.92.11.58/projetos/portal_online/?&tid=0&lid=0&pid=24&sid=08a8fb1ab54
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2.1 Coleta
A coleta deve ser realizada no início dos sintomas de diarreia já que a positividade da 
cultura diminui proporcionalmente à eliminação das bactérias. Um ou 2g de fezes ou 5mL de 
fezes líquidas representam a amostra ideal (OPLUSTIL et al., 2020).
2.2 Transporte
Amostras sem conservante devem ser transportadas à temperatura ambiente e processadas, 
no máximo, em 1 hora. Amostras com conservantes podem ser mantidas em temperatura 
ambiente ou refrigeradas (2º a 8º C) por até 24 horas (OPLUSTIL et al., 2020).
O conservante mais utilizado é a solução salina glicerina-tamponada, indicada para 
Salmonella sp e Shigella sp, mas não para a pesquisa de Campylobacter sp. O Cary-Blair é 
o melhor meio de transporte, entretanto, não é indicado para a pesquisa de C. difficile. Nesse 
caso, as amostras devem ser mantidas sem conservante, refrigeradas por, no máximo, 12 horas e 
congeladas caso a análise não possa ser realizada nesse período (OPLUSTIL et al., 2020).
2.3 Meios de Cultura Utilizados
Meios diferenciais: são utilizados para diferenciar os fermentadores dos não fermentadores 
da lactose: MC e EMB (PROCOP et al., 2018).
Figura 3 – Crescimento de colônia Lac + em ágar EMB; brilho metálico das colônias.
Fonte: A autora.
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Meios seletivos: são utilizados para permitir apenas o crescimento de Salmonella sp e 
Shigella sp: Xilose-Lisina-Desoxilato (XLD), Hektoen Enteric (HE) e Salmonella-Shigella (SS) 
(PROCOP et al., 2018).
Figura 4 – Colônias de E.coli em XLD. Fonte: Procop et al. (2018). 
Figura 5 – Colônias de Salmonella sp em XLD, não fermentadoras de lactose. A coloração negra indica a produção 
de H2S. Fonte: Procop et al. (2018). 
Figura 6 – Colônias de E.coli em HE. Fonte: Procop et al. (2018).
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