2024 BIOQUIMICA ESTRUTURAL Roteiro

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Roteiros 
Bioquímica Estrutural
REGRAS BÁSICAS DE SEGURANÇA NO LABORATÓRIO
1. Durante a aula prática, mantenha sempre atenção ao roteiro, tendo-o sempre próximo 
a você. Pode ser efetuada marcação com caneta sob cada item realizado do experimento de 
forma a não se perder durante a execução.
2. Leia sempre o roteiro antes de iniciar a prática e mesmo antes das explicações do 
professor.
3. Observe a localização do material e dos equipamentos de emergência (chuveiro, 
lava-olhos etc.). 
4. Não abra qualquer recipiente antes de reconhecer seu conteúdo pelo rótulo. 
5. Não pipete líquidos diretamente com a boca, use pipetas adequadas. 
6. Não tente identificar um produto químico pelo odor e nem pelo sabor. 
7. Não deixe de utilizar os equipamentos de proteção. 
8. Não adicione água aos ácidos, mas sim os ácidos à água. 
9. Não trabalhe com sandálias, chinelos ou sapatos abertos e de salto no laboratório. 
10. Sempre identifique o conteúdo presente nos frascos ou nos tubos utilizados no 
experimento com caneta para vidros. Isso facilita seu descarte adequado por parte dos 
responsáveis pelo laboratório. 
11. Mantenha os solventes em recipientes adequados e devidamente tampados, bem 
como materiais inflamáveis longe de fontes de calor (bico de Bunsen). 
12. Utilize a capela sempre que manipular reagentes ou solventes que liberem vapores. 
13. Conheça as propriedades tóxicas das substâncias químicas antes de empregá-las 
pela primeira vez no laboratório. Caso tenha dúvidas, consulte o professor ou o técnico a 
respeito.
14. Se tiver cabelos longos, prenda-os ao realizar qualquer experiência no laboratório; 
não se alimente e nem ingira líquidos nos laboratórios.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Indicadores de pH
ROTEIRO 1
OBJETIVOS
Os indicadores de pH são substâncias que têm a propriedade de mudar de cor; 
essa mudança de cor indica o caráter ácido ou básico da solução. O termo pH é usado 
universalmente para expressar o grau de acidez ou basicidade de uma solução. A escala 
de pH é constituída de uma série de números variando de 0 a 14, os quais denotam vários 
graus de acidez ou alcalinidade.
O professor deve chamar atenção da importância sobre o pH das substâncias, como 
determinar e discorrer sobre o sangue.
PROCEDIMENTOS
1. Bata 1 folha de repolho roxo com 1 litro de água no liquidificador.
2. Coe esse suco. Se não for usar o extrato de repolho roxo na hora, guarde-o na 
geladeira, pois ele se decompõe muito rápido.
3. Enumere 11 tubos de ensaio.
4. Coloque o extrato de repolho roxo nos 11 tubos.
5. Acrescente nos copos 2 a 11 as seguintes substâncias, na respectiva ordem: 
hidróxido de sódio, cloreto de sódio, água sanitária, sabão em pó, leite, detergente, vinagre, 
bicarbonato de sódio, albumina e água.
6. Observe a cor das soluções.
Extrato de repolho roxo Cor pH aproximado
Ácido clorídrico 0,5M
Hidróxido de sódio 0,1M
Cloreto de sódio 10%
Vinagre
Detergente incolor
Água sanitária
Água sem gás
Sabão em pó
Leite
Bicarbonato de sódio
Albumina
Observação: se não for possível encontrar repolho roxo na sua região, utilize o 
procedimento a seguir.
PROCEDIMENTOS
1. Separar 30 tubos de ensaio e identificá-los.
2. Colocar 2 mL da solução a ser testada nos tubos de ensaio e, em seguida, adicionar 
3 gotas do indicador de pH nos tubos de ensaio.
3. Utilizar como indicadores de pH a fenolftaleína, o azul de bromotimol e o verde de 
bromocresol (reativo do kit da albumina).
4. Observar a coloração e comparar a cor obtida com a escala de pH. Anotar na tabela 
a seguir os resultados.
Soluções com fenolftaleína Cor pH aproximado
Ácido clorídrico 0,5M
Hidróxido de sódio 0,1M
Cloreto de sódio 10%
Vinagre
Detergente incolor
Água sanitária
Água sem gás
Sabão em pó
Leite
Bicarbonato de sódio
Albumina
Soluções com azul de bromotimol Cor pH aproximado
Ácido clorídrico 0,5M
Hidróxido de sódio 0,1M
Cloreto de sódio 10%
Vinagre
Detergente incolor
Água com gás
Água sem gás
Sabão em pó
Leite
Bicarbonato de sódio
Albumina
Soluções com verde de bromocresol Cor pH aproximado
Ácido clorídrico 0,5M
Hidróxido de sódio 0,1M
Cloreto de sódio 10%
Vinagre
Detergente incolor
Água com gás
Água sem gás
Sabão em pó
Leite
Bicarbonato de sódio
Albumina
MATERIAIS QUANTIDADE
Pipeta Pasteur 3 por grupo
Tubos de ensaio 30 por grupo
Ácido clorídrico 0,5M 20 mL por grupo
Hidróxido de sódio 0,1M 10 mL por grupo
Cloreto de sódio 10% 10 mL por grupo
Vinagre 10 mL por grupo
Detergente incolor 10 mL por grupo
Água sanitária 10 mL por grupo
Água sem gás 10 mL por grupo
Sabão em pó 10 mL por grupo
Leite 10 mL por grupo
Bicarbonato de sódio 10 mL por grupo
Albumina 5% 10 mL por grupo
Indicadores de pH: fenolftaleína, azul de bromotimol e verde 
de bromocresol (reativo do kit da albumina)
 3 mL por grupo
Liquidificador 1 por bancada
Repolho roxo 1 unidade
Coador 1 por grupo
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividades de fixação 
1. A partir dos resultados obtidos, faça uma discussão sobre o caráter ácido/básico das 
substâncias analisadas. Discuta se as pessoas com gastrite ou refluxo podem ingerir as 
substâncias: vinagre, água sem gás, bicarbonato de sódio, leite e o que poderá ocorrer. 
Por que?
2. Discuta sobre o kit de determinação de albumina no soro e a importância clínica deste 
ensaio. 
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Ciências da Saúde
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: pH e solução tampão
ROTEIRO 2
OBJETIVOS
 � Manusear e compreender o funcionamento de um pHmetro (medidor de pH).
 � Discutir as reações que ocorrem em uma solução tampão (ácida, neutra ou básica) 
em laboratório.
 � O professor deve associar o resultado do experimento com as reações que ocorrem 
no sangue (acidose e alcalose, metabólica e respiratória), vide que o sangue é tampão. 
PROCEDIMENTOS
Calibrar o pHmetro com solução pH = 4,0 (ou pH = 9,0) e pH = 7,0. 
1. Medir o pH de, aproximadamente, 20 mL de água colocada em um béquer contendo 
uma barra magnética (misturador) e colocar 10 gotas (gota a gota) de ácido clorídrico (HCl) 
5M, anotando os valores de pH a cada gota.
2. Em outro béquer contendo 20 mL de solução tampão (ácido acético + acetato de 
sódio), colocar 10 gotas (gota a gota) de ácido clorídrico (HCl) 5M, anotando os valores de 
pH a cada gota.
3. Fazer o mesmo processo descrito em (1) e (2) com NaOH 5M. 
4. Comparar os fenômenos em (1) e (2) nas duas aferições.
MATERIAIS QUANTIDADE
Pipeta Pasteur 3 por grupo
Béquer 2-3 por grupo
Solução tampão 20 mL por grupo
HCl 5M/ NaOH 5M 5-10 mL por grupo
EQUIPAMENTOS QUANTIDADE
pHmetro 2 por bancada
Barra magnética e placa agitadora 2 por bancada
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
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Ciências da Saúde
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Titulação de aminoácidos
ROTEIRO 3
OBJETIVOS
 � Manusear um pHmetro (medidor de pH).
 � Relembrar o caráter anfótero dos aminoácidos bem como a fórmula estrutural.
 � Determinar os valores de pH das soluções de aminoácidos (glicina e ácido 
glutâmico), utilizando a curva de titulação.
 � O professor deve relacionar a função da albumina, proteína abundante no sangue, 
com sua função.
PROCEDIMENTOS
Preparação do experimento
1. Separar quatro béqueres.
2. Identifique dois béqueres como A1 e A2 e adicionar a cada um 20 mL (ou volume 
que permita a introdução do eletrodo sem que esbarre na barra magnética) de uma solução 
do aminoácido glicina 0,1M.
3. Identifique dois béqueres como B1 e B2 e adicionar a cada um 20 mL (ou volume 
que permita a introdução do eletrodo sem que esbarre na barra magnética) de uma solução 
do aminoácido ácido glutâmico 0,1M.
4. Calibrar o pHmetro com solução pH = 4,0 (oupH = 9,0) e pH = 7,0. 
Procedimentos para o béquer A1 
1. Mergulhar uma barra magnética na solução A1 e posicionar o béquer sobre a placa 
agitadora. 
2. Submergir o eletrodo limpo e calibrado na solução (cuidado para não bater o bulbo 
do eletrodo na barra magnética).
3. Sob agitação, titular com NaOH 0,5N, gota a gota e anotando o pH após adição de 
cada gota (pode ser realizado com pipeta Pasteur ou bureta).
Procedimentos para o béquer A2 
1. Mergulhar uma barra magnética na solução A2 e posicionar o béquer sobre a placa 
agitadora. 
2. Submergir o eletrodo limpo e calibrado na solução (cuidado para não bater o bulbo 
do eletrodo na barra magnética).
3. Sob agitação, titular com HCl 0,5M.
Repetir os mesmos procedimentos para os béqueres B1 e B2. 
MATERIAIS QUANTIDADE
Béqueres 2 por grupo
Pipeta Pasteur 2 por grupo
HCl 0,5M 20 mL por grupo
NaOH 0,5N 20 mL por grupo
Solução de aminoácido 20 mL por grupo
EQUIPAMENTOS QUANTIDADE
pHmetro 2 por bancada
Barra magnética e placa agitadora 2 por bancada
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividades de fixação 
1. Construir o gráfico de pH da solução versus volume de NaOH/HCl adicionado (em 
gotas).
2. Verificar a presença de patamar indicando efeito tamponante. Discutir o caráter 
tampão da albumina sanguínea.
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Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Detecção de aminoácidos e 
proteínas em solução por meio de 
reações de coloração
ROTEIRO 4
OBJETIVOS
 � Relembrar a fórmula geral dos aminoácidos e das proteínas, dando ênfase à 
estrutura primária (ligação peptídica).
 � Explicar o mecanismo pelo qual o reagente de biureto reage com a proteína.
 � O professor deve mostrar as propriedades das proteínas e dos aminoácidos por 
reação colorimétrica diferencial.
PROCEDIMENTOS
(O técnico do laboratório deve deixar preparada a solução de biureto para uso)
Reação com biureto:
1. Separar 8 tubos de ensaio e identificá-los de 1 a 8.
2. Adicionar ao tubo 1 (tubo branco) o volume de 2 mL do reativo do biureto + 
1 mL de água. Fazer o mesmo com o reativo ninhidrina colocando em banho-maria 
100 °C por 1 minuto.
3. Adicionar ao tubo 2 o volume de 1 mL do reativo do biureto (outro tubo com 
ninhidrina) + 1 mL da solução de albumina 10%. 
4. Adicionar ao tubo 3 o volume de 1 mL do reativo do biureto (outro tubo com 
ninhidrina) + 1 mL da solução de aminoácido glicina 1%. 
5. Adicionar ao tubo 4 o volume de 1 mL do reativo do biureto (outro tubo com 
ninhidrina) + 1 mL de leite sem ferver.
6. Adicionar ao tubo 5 o volume de 1 mL do reativo do biureto (outro tubo com 
ninhidrina) + 1 mL de leite fervido.
7. Adicionar ao tubo 6 o volume de 1 mL do reativo do biureto (outro tubo com 
ninhidrina) + 1 mL de amido 1%.
8. Adicionar ao tubo 7 o volume de 1 mL do reativo do biureto (outro tubo com 
ninhidrina) + 1 mL de óleo de cozinha.
9. Adicionar ao tubo 8 o volume de mL do reativo do biureto (outro tubo com ninhidrina) 
+ 1 mL de suco de fruta.
10. Anote em quais tubos se detectou a presença de proteínas. A presença delas poderá 
ser notada pela coloração arroxeada nos respectivos tubos.
MATERIAIS QUANTIDADE
Solução de proteínas 10% (ovoalbumina em solução salina 10%). 5 mL por grupo
Reagente do biureto (CuSO4 em solução alcalina). 18 mL por grupo
Solução de glicina 1%. 5 mL por grupo
Solução de ninhidrina: dissolver 100 mg de ninhidrina em 100 
mL de tampão fosfato 0,01 mol/L (pH = 7,0). Conservar em frasco 
escuro na geladeira.
18 mL por grupo
Pipetas graduadas 2 mL, 5 mL, 10 mL com pera (protopipetador) 5-8 de cada por grupo
Béquer. 1 por grupo
Solução de amido 1% em água. 5 mL por grupo
Suco de fruta. 5 mL por grupo
Óleo de cozinha. 5 mL por grupo
Leite. 5 mL por grupo
Garra (pinça de madeira) para tubos. 1 por grupo
EQUIPAMENTOS QUANTIDADE
Banho-maria fervente. 1-2 para classe
Tripé, tela de amianto, bico de Bunsen. 1 conjunto por grupo
Estante para tubos. 1 por grupo
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividades de fixação 
1. Sabendo-se que um peptídeo apresenta os aminoácidos em sequência Gly-Ala-Cys, 
esboce o peptídeo. A inversão da ordem dos aminoácidos no peptídeo (Cys-Ala-Gly) altera 
a molécula? Por que?
 
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Ciências da Saúde
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Desnaturação proteica
ROTEIRO 5
OBJETIVOS
 � Verificar a alteração de solubilidade de proteínas em presença dos diversos 
procedimentos usados na aula. 
 � Verificar e relembrar situações desnaturantes.
 � O professor deve fazer relações com as situações do dia a dia como a ação do HCl do 
estômago, ou uso da geladeira, cozimento de alimentos etc.
PROCEDIMENTOS
1. Ação da temperatura nas proteínas 
a. Em um tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e, com o 
auxílio de uma pinça, colocá-lo sobre o bico de Bunsen, ferver (anotar o resultado).
2. Ação do pH nas proteínas 
a. Em um tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 
2 mL de HCl 5M (anotar o resultado).
b. Em outro tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 
2 mL de HCl 0,5M (anotar o resultado).
3. Ação de solventes orgânicos sobre as proteínas 
a. Em um tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 
2 mL de etanol gelado (anotar o resultado).
4. Ação de sais sobre as proteínas 
a. Em um tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 
2 mL da solução saturada de sulfato de amônio (anotar o resultado).
MATERIAIS QUANTIDADE
HCl 5M 2 mL por grupo
Solução saturada de sulfato de amônio (NH4)2 SO4 2 mL por grupo
Etanol gelado 2 mL por grupo
NaOH 5M 2 mL por grupo
Solução de proteínas 10% (ovoalbumina em solução salina 10%) 10 mL por grupo
Pipetas graduadas 2 mL, 5 mL, 10 mL com pera (protopipetador) 5-8 de cada por grupo
Béquer 2 por grupo
Garra (pinça de madeira) para tubos 1 por grupo
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividades de fixação 
1. Analise a figura a seguir que mostra a mudança da estrutura terciária de uma proteína 
enzimática, pela modificação das condições às quais ela está exposta. Justifique cada 
alternativa.
 
Essa mudança é chamada de:
 
a) Saturação, e pode ser causada pela alteração do pH do meio. 
b) Renaturação, e pode ser causada pela alteração da temperatura do meio. 
c) Saponifização, e pode ser causada pela alteração de pH do meio. 
d) Floculação, e pode ser causada pela mudança de densidade do meio. 
e) Desnaturação, e pode ser causada pela alteração de temperatura do meio.
2. Logo após a colheita, os grãos de milho apresentam sabor adocicado, devido à 
presença de grandes quantidades de açúcar em seu interior. O milho estocado e vendido 
nos mercados não tem mais esse sabor, pois cerca de metade do açúcar já foi convertida em 
amido por meio de reações enzimáticas. No entanto, se o milho for, logo após a colheita, 
mergulhado em água fervente, resfriado e mantido em um congelador, o sabor adocicado 
é preservado. Por que esse procedimento preserva o sabor adocicado dos grãos de milho?
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Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Atividade enzimática
ROTEIRO 6
OBJETIVO
 � Esta atividade prática tem por objetivo discutir e evidenciar a importância das enzi-
mas sobretudo nos processos digestivos.
 � O professor deve lembrar o nome das enzimas mais importantes usadas na digestão 
de proteínas, carboidratos, lipídeos, ácidos nucleicos.
PROCEDIMENTO 1 – atividade enzimática de extratos vegetais
1. Preparar a gelatina conforme as instruções da embalagem. 
2.Preparar os extratos das frutas previamente picadas (o abacaxi sem casca, o mamão 
com casca e a fruta regional escolhida de acordo com a indicação popular de uso, isto é, 
com ou sem a casca), utilizando o liquidificador e um pouco de água.
3. Peneirar os extratos (pode ser com gaze).
4. Numerar os tubos de ensaio de 1 a 4 e preparar a sequência de tubos de ensaio, 
conforme apresentado na tabela a seguir. 
Tubo Composição Teste
1 4 mL gelatina + 2 mL de água Controle
2 4 mL gelatina + 2 mL de extrato de mamão Mamão
3 4 mL gelatina + 2 mL de extrato de abacaxi Abacaxi
4 4 mL gelatina + 2 mL de extrato da fruta regional Fruta regional
5. Colocar os tubos no freezer até que o tubo 1 (controle) gelifique. Isso deverá 
ocorrer após alguns minutos. A ocorrência ou não da proteólise será avaliada por meio 
da gelificação. Após um banho de gelo de alguns minutos (o suficiente para ocorrer a 
gelificação do controle – tubo 1), incline os tubos ligeiramente para verificar a viscosidade 
do meio em cada um deles.
6. Observar os tubos e anotar na tabela apropriada os resultados positivos e negativos 
para a gelificação dos tubos.
PROCEDIMENTO 2 – atividade enzimática da saliva (importância da amilase 
salivar)
1. Coletar saliva em um béquer e diluir com água destilada (se for necessário, filtrar 
em gaze).
2. Em outro béquer, adicionar 20 mL de amido a 1% e colocar, aproximadamente, 1,0 
mL de saliva diluída.
3. Identificar sete tubos de ensaio, como segue: T0, T1, T2, T3, T4, T5 e T6 e em cada tubo 
adicionar 1 gota de Lugol.
4. Homogeneizar o béquer (com o preparado descrito no item 2) e retirar alíquotas de 
1 mL a cada 1 minuto (a contar do tempo zero), até 5 minutos transferindo cada alíquota 
para um dos tubos identificados anteriormente (totalizando sete tubos).
Se possível, verificar o aparecimento de dextrinas nos tubos mediante a coloração: 
Amido (azul) – amilodextrina (roxo) – eritrodextrina (vermelho) – acrodextrina (incolor) – 
maltose (incolor) – glicose (incolor).
Observação: o professor deve fazer de forma demonstrativa o mesmo experimento 
substituindo saliva por HCl 5M a fim de comparar hidrólise ácida com ação enzimática.
MATERIAIS QUANTIDADE
Abacaxi 1 unidade
Mamão 1 unidade
Fruta regional 1 unidade
Peneira ou gaze 1 por grupo
Pó de gelatina 1 por grupo 
Tubos de ensaio 4 por grupo
Pipeta graduada de 10 mL 1 por grupo
Espátula 1 por grupo
Faca 1 por grupo
Béquer de 50 mL 1 por grupo
Bastão de vidro 1 por grupo
Béquer de 500 mL 1 por grupo
Amido a 10% 20 mL por grupo
Lugol 1 por bancada
Gaze (se necessário) 1 pacote por grupo
EQUIPAMENTOS QUANTIDADE
Bico de Bunsen 1 por grupo
Liquidificador 1 unidade
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividades de fixação
1. As enzimas estão presentes em pequenas quantidades no organismo. Elas são moléculas 
extremamente específicas, atuando somente sobre um determinado composto e efetuam 
sempre o mesmo tipo de reação. Em relação às enzimas, foram feitas as afirmações: 
I. Enzimas são proteínas que atuam como catalisadores de reações químicas. 
II. Cada reação química que ocorre em um ser vivo, geralmente, é catalisada por um tipo 
de enzima. 
III. A velocidade de uma reação enzimática independe de fatores como a temperatura e 
o pH do meio. 
IV. As enzimas sofrem um processo de desgaste durante a reação química da qual 
participam. 
São verdadeiras as afirmações: 
a. I e II. 
b. I e III. 
c. I, II e IV. 
d. III e IV. 
e. I, II, III e IV.
Explique cada afirmação.
2. Caso se coloque um pedaço de carne em um copo de Coca-Cola, relacione isso com a 
digestão nos seres humanos. Por que se deve ainda ter pepsina nos seres humanos?
3. Analise a reação 2 (com amido) e explique (se possível graficamente) o que ocorre 
com a velocidade enzimática quando:
a. Não se dilui a saliva ou se coloca 4 mL de saliva na reação ao invés de 1,0 mL.
b. Quando se coloca mais amido (substrato).
c. Quando se aumenta ou diminui a temperatura da reação.
d. Quando se aumenta ou diminui o pH da reação. 
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Ciências da Saúde
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Determinação de 
açúcares em solução
ROTEIRO 7
OBJETIVOS
 � Relembrar a estrutura de diferentes carboidratos monossacarídeos, dissacarídeos e 
polissacarídeos (ligação hemiacetal, hidroxila anomérica, ligação glicosídica).
 � Relembrar as funções e as fontes desses carboidratos.
 � Diferenciar alguns carboidratos mediante reações específicas.
 � O professor deve relacionar as reações de detecção de carboidratos com 
possíveis analises de alimentos.
 
PROCEDIMENTOS
1. Teste de Barfoed 
Separar dois tubos de ensaio e identificá-los com 1 e 2:
 � No tubo 1, adicionar 2 mL de reativo de Barfoed e acrescentar 1 mL de glicose a 10%.
 � No tubo 2, adicionar 2 mL de reativo de Barfoed e acrescentar 1 mL de lactose a 10%.
 � Aquecer à fervura em banho-maria de água durante 5 minutos. 
 � Positivo: turvação ou precipitado avermelhado para monossacarídeos redutores. 
2. Teste do espelho de prata 
 � Colocar 1 mL da solução de nitrato de prata em um tubo de ensaio bem lavado. 
 � Adicionar amônia diluída gota a gota com agitação até se dissolver o precipitado 
formado. 
 � Adicionar 0,5 mL da solução de glicose (amostra) e agitar. 
 � Aquecer em um banho de água à temperatura de 70 ºC durante 5 minutos. 
 � Positivo: formação de um espelho de prata para açúcares redutores. 
3. Teste de Fehling 
Separar dois tubos de ensaio e identificá-los com 1 e 2:
 � No tubo 1, adicionar 1 mL da solução de Fehling A e 1 mL da solução de Fehling 
B e 0,5 mL de glicose. 
 � No tubo 2, adicionar 1 mL da solução de Fehling A e 1 mL da solução de Fehling 
B e 0,5 mL de sacarose. 
 � Misturar e aquecer à fervura em um banho de água durante, aproximadamente, 5 
minutos.
 � Positivo: formação de um precipitado avermelhado para açúcares redutores. 
4. Teste de Benedict
Separar dois tubos de ensaio e identificá-los com 1 e 2:
 � No tubo 1, adicionar 1 mL da solução de Benedict e 0,5 mL de glicose. 
 � No tubo 2, adicionar 1 mL da solução de Benedict e 0,5 mL de amido.
 � Misturar e aquecer à fervura em um banho de água durante, aproximadamente, 
5 minutos.
 � Positivo: formação de cor vermelha mostrando que há presença de carboidratos 
redutores na amostra.
Lista de reagentes 
 � Solução de Fehling A (dissolução de 34,65 g de CuSO4.5H2O em água e diluição a 500 
mL). 
 � Solução de Fehling B (dissolução de 125 g de KOH e 173 g de NaKC4H4O6.4H2O – 
tartarato duplo de sódio e potássio, sal de Rochelle – em água e diluição a 500 mL). 
 � Solução aquosa de nitrato de prata a 5% (p/v). 
 � Amônia diluída (1:2). 
 � Reagente de Barfoed (dissolução de 66 g de CuC4H6O4 – acetato de cobre (II) – em 
10 mL de ácido acético glacial e em água e diluição a 1 L). 
 � Solução 0,01 M em iodo e a 3 % (p/v) em iodeto de potássio. 
 � Solução de Fehling A (dissolução de 34,65 g de CuSO4.5H2O em água e diluição a 500 
mL). 
 � Solução de Fehling B (dissolução de 125 g de KOH e 173 g de NaKC4H4O6.4H2O – 
tartarato duplo de sódio e potássio, sal de Rochelle – em água e diluição a 500 mL). 
 � Reagente de Benedict (Em 100 mL Sulfato de Cobre – 1,73 g Citrato de Sódio – 
17,3 g Carbonato de Sódio Cristalizado – 20,0 g e agua deionizada - 100 mL)
 � Solução aquosa de nitrato de prata a 5% (p/v). 
 � Solução 0,01M em iodo e a 3% (p/v) em iodeto de potássio. 
 � Solução aquosa concentrada de iodeto de potássio (KI) contendo uma pequena 
quantidade de molibdato de sódio. 
MATERIAIS QUANTIDADE
Pipetas graduadas 2 mL, 5 mL, 10 mL com pera (protopipetador) 5-8 de cada por grupo
Tubos de ensaio 15 por grupo
Estantes 1-2 por grupo
Garra (pinça de madeira) para tubos 1 por grupo
Soluções (reativos) para os experimentos
EQUIPAMENTOS QUANTIDADE
Banho-maria fervente 1-2 para classeTripé, tela de amianto, bico de Bunsen 1 conjunto por grupo
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Lipídeos 
ROTEIRO 8
OBJETIVOS
 � Relembrar a fórmula geral dos ácidos graxos e dos triglicerídeos.
 � Relembrar a reatividade dos ácidos graxos: hidrogenação, halogenação e 
saponificação.
 � Formação de sabão insolúvel.
 � Pesquisa de insaturações em óleos e gorduras (explicar a finalidade do índice 
de iodo).
 � O professor deve discutir o que seria melhor para ingerir: manteiga ou margarina, 
óleo ou gordura de porco.
 
PROCEDIMENTOS 
Parte I: 
 � Colocar um pedaço de manteiga (caso não tenha, pode-se usar 3 mL de óleo de soja) 
em um erlenmeyer de 125 mL e adicionar 20 mL de KOH 10% em álcool (pode ser NaOH 
10%). 
 � Aquecer em banho-maria durante, aproximadamente, 5 minutos. Verificar se a 
saponificação foi completa, observando a solubilidade de uma alíquota da mistura da 
mistura em água. Guardar a solução. 
 � Esquematizar a equação da reação ocorrida.
Parte II:
Separar três tubos de ensaio e identificá-los com 1, 2 e 3.
 � No tubo 1, adicionar 2 mL de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de 
solução de cloreto de sódio 35% (NaCl 35%).
 � No tubo 2, adicionar 2 mL de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de 
solução de cloreto de cálcio 10% (CaCl2 10%).
 � No tubo 3, adicionar 2 mL de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de 
ácido clorídrico 0,1N (HCl 0,1N). 
Se necessário, leve a mistura (sabão) obtida na parte I novamente ao banho-maria para 
dissolução. Misturar as reações por agitação.
Esquematizar a reação.
Parte III:
Separar dois tubos de ensaio e identificá-los com 1 e 2:
 � No tubo 1, adicionar 5 mL de óleo de soja e 10 gotas de lugol.
 � No tubo 2, adicionar 5 mL de margarina derretida e 10 gotas de lugol.
 � Ferver os tubos em banho-maria até o desaparecimento da coloração provocada 
pelo lugol. Após resfriamento à temperatura ambiente, adicionar 3 gotas de solução de 
amido em cada tubo. 
Atenção: esse teste deve ser realizado com cuidado, pois a adição de uma quantidade 
de iodo que ultrapasse a capacidade de fixação pelo ácido graxo insaturado levará a iodo 
livre em solução, podendo ocasionar interpretação errônea. 
Observação: como o amido é de difícil dissolução, proceder ao preparo dessa solução 
da seguinte maneira: misturar 1 g de amido com 10 mL de água. Derramar a pasta em 
um recipiente que contenha 100 mL de água fervente. Cessar a ebulição e deixar esfriar e 
sedimentar. Separar a parte sobrenadante (sem grumos) por decantação. A solução ganha 
maior estabilidade se for adicionada de 1 g de ácido salicílico (1%).
Técnico: preparo do reagente de lugol: 5 g de iodo + 10 g de iodeto de potássio (KI). 
Completar o volume para 100 mL com água destilada. Diluir 1:10 no momento da utilização.
MATERIAIS QUANTIDADE
Óleo de soja 10 mL por grupo
Tubo de ensaio 6 por grupo
Margarina e manteiga 5-20 g por grupo
Solução de amido 1% 1 mL por grupo
Lugol 1 mL por grupo
Pipeta Pasteur 4 por grupo
KOH 10% em álcool 20 mL por grupo
NaOH 10% (se necessitar) 20 mL por grupo
NaCl 35% 1 mL por grupo
CaCl2 10% 1 mL por grupo
EQUIPAMENTOS QUANTIDADE
Banho-maria 1-2 para classe
Tripé, tela de amianto, bico de Bunsen 1 conjunto por grupo
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividades de fixação
1. O que são reações de hidrogenação, halogenação e saponificação? Exemplifique na 
pratica ou indústria.
 
Nome: RA: Data: / / 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 1
1. Confeccionar um gráfico de titulação de valores aferidos de pH x volume/gota de 
cada experimento. 
Visto do docente: 
Nome: RA: Data: / / 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 1
2. Discutir a função da solução tampão ácido carbônico/bicarbonato de sódio do sangue 
e do tampão tris-acetato para fazer experimentos com o DNA do RNA.
Visto do docente: 
Nome: RA: Data: / / 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 2
1. Os resultados da utilização do método de biureto na detecção das proteínas da 
clara do ovo cru seriam semelhantes ao do ovo cozido, bem como leite fervido e leite 
cru? Justifique.
Visto do docente: 
Nome: RA: Data: / / 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 2
2. É possível também detectar aminoácidos livres por esse mesmo teste (biureto)? Com 
qual reagente o aminoácido livre poderá reagir (usado na identificação de impressões 
digitais)? Justifique.
Visto do docente: 
Nome: RA: Data: / / 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 3
1. É importante tomar leite esterilizado. Qual é a diferença (para o nosso corpo) se 
tomarmos leite direto da caixa longa-vida e do leite fervido? E o que diz respeito ao leite 
propriamente dito, o que mudou? 
Visto do docente: 
Nome: RA: Data: / / 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 3
2. Sabe-se que quando se colocam gotas de limão no leite aparece o coalho. Qual é a 
possível explicação? Relacione com a digestão de proteínas pelo estômago. Explique por 
que a enzima pepsina (que é responsável pela digestão, junto com o HCl) não se comporta 
como as proteínas que se submetem à digestão no estômago.
Visto do docente: 
Nome: RA: Data: / / 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 4
1. O que significa poder redutor do açúcar? Como esse conceito foi aplicado à aula?
Visto do docente: 
Nome: RA: Data: / / 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 4
2. Qual é a relação das ligações glicosídicas e o poder redutor do açúcar?
Visto do docente: 
Nome: RA: Data: / / 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 5
1. Por que foi possível obter prata metálica na reação de formação do espelho de prata?
Visto do docente: 
Nome: RA: Data: / / 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 5
2. Analisar os açúcares a seguir e dizer quais seriam Barfoed positivo, Fehling positivo 
ou Benedict positivo.
 
 
Visto do docente: 
Nome: RA: Data: / / 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 6
1. Qual é a relação da iodinação com as insaturações dos ácidos graxos e o índice de 
iodo (II) no controle de qualidade de margarina ou cremes? Explique.
Visto do docente: 
Nome: RA: Data: / / 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 6
2. Discutir a necessidade de ter bile na digestão de lipídeos e o que ocorre quando é 
retirada a vesícula biliar. Como o corpo se adapta?
Visto do docente: