Testes - Métodos Gerais de Estudos

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Teste de Revisão sobre Métodos Gerais de Estudos 
 
Identifique as afirmativas Verdadeiras ( V ) e as Falsas ( F ) 
 
00. Técnica histológica resume-se num conjunto de etapas que aborda desde a coleta até o 
processamento final de um espécimen, visando a obtenção da preparação histológica. 
 
01. Denomina-se preparação histológica, ao “sanduíche” composto por duas superfícies de 
vidro, uma, medindo 76mm x 25mm x 1mm, denominada de lâmina e, outra, de formato, 
comprimento e largura variáveis, mas de espessura NUNCA superior a 0,17 mm, conhecida 
por lamínula e, como “recheio”, o tecido ou esfregaço, etc. 
 
02. As preparações histológicas, de acordo com sua perenidade, são classificadas 
em Permanente (Imediato)- apresentam tempo de vida útil muito longo, e; A 
Fresco (Mediato) – de vida útil muito limitada. 
 
03. O espécimen, na maioria das vezes, é coletado de animal de laboratório, como por 
exemplo, rato, camundongo, coelho, etc. 
 
04. Ao manipularmos animais de laboratório, inicialmente devemos proceder à anestesia 
para, em seguida, coletarmos a peça anatômica desejada. A anestesia deve ser lenta e 
gradativa, manipulando-se os animais quando estiverem completamente anestesiados. 
 
05. A narcose é recomendável não apenas no sentido de evitar-se o sofrimento do animal, 
mas também, evitar contrações e distensões anormais das peças. 
 
06. Dependendo do organismo, o anestésico pode ser administrado por via oral, 
intramuscular, subcutânea, intraperitoneal ou endovenosa. 
 
07. Os anestésicos mais comumente usados são, o álcool etílico (inalação) e o 
nembutal (pentobarbital sódico), administrado via intramuscular. 
 
08. A fixação é o processo que consiste no uso de substâncias fixadoras, cujo objetivo 
principal é o de estabilizar e preservar os componentes celulares, das peças anatômicas, 
como se estivessem vivos. 
 
09. Na fixação, mas NÃO em todas as etapas do processamento histológico, é muito 
importante controlar os parâmetros (ou variáveis), tais como: concentração, 
temperatura, pH, soluções diluentes (ex: tampões), osmolaridade, agitação e 
tempo, seja da solução fixadora, bem como, das demais soluções utilizadas no 
decorrer do processamento histológico. 
 
10. Particular atenção deve ser dada ao tamanho da peça anatômica a ser coletada, 
ou seja, quanto MAIOR o espécimen, MELHOR será a penetração dos líquidos ( 
fixador, desidratante e outros ) em seu interior. 
 
11. Fixadores são agentes empregados para manterem inalteradas, o quanto possível, as 
estruturas celulares das peças anatômicas, após sua retirada do animal. 
 
INFORMAÇÃO IMPORTANTE 
Um bom fixador deve apresentar: 
01. penetração rápida e vigorosa - atuar rapidamente com a mesma eficácia, fixando 
igualmente tanto as camadas superficiais quanto as mais profundas; 
02. evitar a autólise e impedir a proliferação bacteriana; 
03. coagular as proteínas, de forma moderada; 
04. conservar os detalhes estruturais tão próximos quanto possíveis daqueles que 
apresentavam “in vivo”; 
05. promover o endurecimento relativo das peças anatômicas, dando às estruturas uma 
consistência semi-sólida; 
06. impedir o aparecimento de estruturas artificiais; 
07. aumentar a afinidade das estruturas celulares pelos corantes. 
 
12. Os agentes fixadores podem ser classificados em Químicos e Físicos: os primeiros são 
preferidos para o estudo das células e dos tecidos. Esses agentes são subdivididos em 
Simples, quando constituídos de um só componente e, de Misturas fixadoras, quando 
formados por mais de um componente. 
 
13. Fixadores simples: o mais freqüentemente usado é o GLUTARALDEÍDO, um gás 
preparado em solução saturada que, após amadurecer, recebe o nome popular de 
formol ou formalina. 
 
14. O formol penetra bem, mas de forma lenta, o que exige aumento do tempo de fixação 
(de 6 a 24 horas) e peças de dimensões o mais reduzidas possível. 
 
15. Misturas Fixadoras têm por objetivo, complementar a ação de um fixador simples, 
aumentando suas boas qualidades e atenuando seus defeitos. As misturas mais comumente 
usadas são: BOUIN e ZENKER. 
 
16. A mistura de Bouin possui boa penetração, sendo excelente para uso geral, 
fixando bem proteínas mas, pobremente o glicogênio e os ácidos nucléicos. 
 
17. Desmineralização caracteriza-se pela retirada dos sais minerais das peças histológicas 
normalmente mineralizadas, como os ossos e dentes, ou daquelas que, anormalmente, se 
tornaram sede de depósitos dos mesmos. 
 
18. A desidratação é a etapa do processamento que visa a retirada de toda a água 
do espécimen, substituindo-a pelo solvente orgânico. Como agente desidratante 
utiliza-se uma bateria crescente de xilol. 
 
19. A diafanização consiste na substituição do xilol pelo agente diafanizante, 
conferindo à peça histológica alto índice de refração, tornando-a translúcida. Como 
agentes diafanizadores, utilizam-se o toluol e o clorofórmio. 
 
20. O diafanizador tem obrigatoriamente, que ser miscível com o agente desidratante 
(álcool) e ser dissolvente da parafina, o que faz com que esta, penetre na intimidade dos 
tecidos, durante a fase seguinte do processamento histológico (impregnação). 
 
21. Embebição ou Impregnação é a fase na qual a peça histológica é imersa na 
parafina sólida, que penetra nos interstícios da mesma, ocupando completamente, 
todos os seus espaços. 
 
22. A impregnação de peças histológicas é realizada numa estufa, onde ela permanece 
líquida devido à temperatura estar 2oC acima do ponto de fusão da parafina. 
 
23. A inclusão definitiva da peça na parafina, que constituirá o bloco, é feita num 
molde apropriado (barras de Leuchestert - em forma de L - ou formas de papel). 
 
24. Após o aparamento do bloco, onde ocorre a remoção do excesso de parafina, a peça 
histológica incluída é presa num suporte metálico (ou de madeira) e, posteriormente, o bloco 
será preso ao porta-objetos do micrótomo. 
 
25. A microtomia tem por finalidade cortar a peça histológica em fatias finíssimas, utilizando-
se para isto um aparelho mecânico denominado micrótomo. 
 
26. Pescaria é a etapa do processo onde os cortes são pescados e colados por sobre 
uma lâmina de vidro limpa; utiliza-se para este fim, uma solução de albumina / 
entellan, v/v. 
 
27. Para retirada da parafina, a lâmina com o corte histológico é imersa em banhos de xilol: 
esta etapa é denominada de desparafinização. 
 
28. Sendo a água destilada, a solução diluente da maioria dos corantes, após a 
desparafinização, os cortes devem ser hidratados; isto é, a substituição paulatina, do álcool 
pela água. Para tal, utilizamos uma bateria decrescente de álcool etílico até a água corrente. 
 
29. A maioria dos elementos que constituem os tecidos é naturalmente colorida. 
Para que eles se tornem ainda mais visíveis no microscópio óptico comum e 
contrastem em relação uns aos outros, os cortes devem ser corados. 
 
30. Coloração é o processo que consiste em submeter o corte histológico, já hidratado, à 
ação de um ou vários corantes. Os corantes, substâncias ou agentes utilizados para corar, 
são constituídos por sais cujos cátions, ânions ou ambos, são coloridos. 
 
31. Quando somente o cátion do sal é colorido, diz-se que o corante é básico (ex: azul de 
metileno, hematoxilina). Quando apenas o ânion do sal é colorido, diz-se que o corante é 
ácido (ex: eosina). Quando ambos os íons são coloridos, considera-se que o corante seja 
neutro (ex: eosinato de azul de metileno) 
 
32. Os componentes dos tecidos que se coram com corantes básicos são chamados 
basófilos, sendo denominados de acidófilos os que se coram por corantes ácidos. 
 
33. A coloração dupla pela Hematoxilina - Eosina é a mais utilizada na rotina em Citologia. 
Existem várias fórmulas de preparo da hematoxilina, sendo as principais: Hematoxilina de 
Harris, Hematoxilina de Delafield, Hematoxilinade Mayer e Hematoxilina de Carazzi. 
 
34. A hematolixilina, corante básico azulado, é carregada negativamente 
(catiônico), enquanto a eosina, corante avermelhado, é carregada positivamente 
(aniônica). 
 
35. Corantes básicos (positivos) ligam-se a múltiplos grupos PO-3/4 em ácidos nucléicos e, 
em menor grau, a múltiplos grupos SO–3 em certas macromoléculas intersticiais da matriz. Já 
os corantes ácidos (negativos), ligam-se aos sítios positivos (NH+3) em proteínas fixadas. 
 
36. Quando submetidas à dupla coloração, os núcleos celulares coram-se em tonalidades de 
azul, roxo ou violeta, pela hematoxilina e o citoplasma, varia do róseo ao alaranjado, 
corado pela eosina. 
 
37. Uma vez corados, os cortes deverão ser cobertos por uma lamínula, que irá protegê-los e 
preservá-los por longo tempo; este processo é denominado de montagem. 
 
38. Usualmente, o meio de montagem permanente mais utilizado, o bálsamo da Suécia, não 
é miscível com a água, presente nos cortes; dessa forma, torna-se imprescindível sua 
retirada. 
 
39. A retirada da água das estruturas inter e intracelulares, é realizada através do uso de 
uma bateria crescente de álcool (desidratação). 
 
40. O álcool, não sendo miscível com o meio de montagem permanente necessita 
ser substituído por uma substância, que obrigatoriamente, seja miscível, tanto no 
álcool quanto no bálsamo da Suécia (meio de montagem); utiliza-se como agente 
diafanizador, o xilol (diafanização). 
 
41. A montagem final consiste em fechar o material (corte, esfregaço, etc) em um tipo de 
câmara constituída pela própria lâmina de vidro, que suporta o espécimen e uma lamínula de 
vidro. 
 
42. A lamínula é colada sobre o material com o auxílio de uma resina natural (ou sintética) 
solidificável, altamente refringente, que serve, ao mesmo tempo, para aumentar a 
transparência dos cortes e conservá-los. 
 
43. O meio anidro de montagem mais usado é o bálsamo do Canadá, cujo índice de 
refração, quando dissolvido no xilol, é próximo ao do vidro de que é feito a 
lamínula, o que se evita a perda de raios luminosos por reflexão da luz.