ROTEIRO AULAS PRÁTICAS FISIOLOGIA VEGETAL

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Universidade Federal Rural de Pernambuco, UFRPE 
Unidade Acadêmica de Serra Talhada, UAST 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FISIOLOGIA VEGETAL – ROTEIRO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
AUTORES: Adriano do Nascimento Simões (Prof. Fisiologia Vegetal) 
Maria Luiza Pereira de Araújo (Estudante de Biologia) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SERRA TALHADA, PE 
MARÇO DE 2010 
 
 
SEÇÃO I 
 
FOTOSSÍNTESE 
 
 Na fotossíntese, a luz (radiação eletromagnética) é utilizada para 
transferir elétrons para a redução de NADP+ a NADPH, com a oxidação de 
H2O, e gerar energia para formação de ATP. Esse “poder assimilador” (elétrons 
e energia) é então usado para reduzir CO2 a carboidratos, com ganho de 
energia (energia química). O processo como um todo pode ser representado 
pela equação geral: 
 Luz 
 CO2 + 2H2O (CH2O)n + H2O + O2 
 Cloroplastos 
 
 A fotossíntese compõe-se de três processos parciais, a saber: 
1) Processo fotoquímico, que resulta na conversão de energia luminosa em 
energia química, pela formação de NADPH e ATP. O processo envolve 
pigmentos para a absorção da luz (reações biofísicas) e co-fatores e enzimas 
diversas (reações químicas). Os pigmentos responsáveis pela absorção da luz 
são as clorofilas e os carotenóides. 
2) Processo físico de transporte, por difusão do CO2, do ar externo até o local 
de reação na matriz dos cloroplastos. 
3) Processos bioquímicos relacionados com a redução do CO2, envolvendo 
várias reações enzimáticas. 
 Os fatores externos que afetam diretamente a fotossíntese, como luz, 
concentração de CO2 e temperatura, têm efeito seletivo sobre cada um desses 
processos parciais. O processo fotoquímico é afetado apenas pela luz, 
enquanto o de difusão de CO2 é influenciado pela diferença de concentração 
desse gás no ar externo (ou turbulento) e na matriz dos cloroplastos, sendo 
levemente alterado pela temperatura. Já os processos bioquímicos são 
afetados principalmente pela temperatura. 
 O estado hídrico da folha (determinado por seu potencial hídrico) tem, 
principalmente, efeito indireto sobre o transporte de CO2, via abertura dos 
estômatos, que opõem maior ou menor resistência ao fluxo de gases e vapor 
d´água entre o interior da folha e o meio externo. Os estômatos são, portanto, 
reguladores tanto da fotossíntese quanto da transpiração. 
PRÁTICA Nº 1 
 
PIGMENTOS HIDROSSOLÚVEIS E LIPOSSOLÚVEIS EM TECIDOS 
VEGETAIS 
 
INTRODUÇÃO 
 Além das clorofilas e dos carotenóides, que são lipossolúveis, as plantas 
contêm outros pigmentos, como os flavonóides, que constituem uma série de 
compostos relacionados, solúveis em água, tendo como estrutura básica um 
esqueleto C15 de flavona. Os flavonóides ocorrem universalmente nas plantas 
superiores, mas são incomuns entre as criptógamas. Encontram-se dissolvidos 
em água, no suco celular (no interior do vacúolo) tanto de folhas como de frutos 
e de raízes, mas se acumulam especialmente nas flores, conferindo-lhes as 
cores características. Desses pigmentos, os mais conhecidos são as 
antocianinas, cada qual com uma cor distinta, que varia, conforme o pH, do 
azul ao vermelho, embora algumas sejam incolores. Além de sua importância 
como atrativo para insetos polinizadores, parecem ter a função de inibidores de 
bactérias e têm sido utilizadas como marcadores, por taxonomistas, na 
classificação de plantas. 
 As antocianinas ocorrem na forma de glicosídeos, ligados comumente a 
uma ou duas unidades de glicose ou de galactose. A parte molecular sem 
açúcar ainda mantém a coloração e é denominada antocianidina. O acúmulo 
de antocianinas em caules, folhas ou frutos é estimulado por altos níveis de luz, 
por deficiência de certos nutrientes (nitrogênio, fósforo, enxofre e outros) e por 
temperaturas baixas. 
 
OBJETIVOS 
Observar a separação de pigmentos lipossolúveis e hidrossolúveis por 
meio de sua partição em solventes não miscíveis. 
 Acompanhar as variações das propriedades de alguns destes 
pigmentos, em função das variações do pH do meio ou de sua hidrólise parcial. 
 
MATERIAL 
• Folhas 
• Homogeneizador 
• Proveta 
• Tubos de ensaio 
• Funil separador 
• Funil de vidro 
• Acetona 80% 
• Éter etílico 
• Papel-filtro 
• gase 
• Pipetas de 15 mL 
• NaOH 0,1N 
• HCl 0,1N 
• KOH 3N 
 
PROCEDIMENTO 
Homogenize 1 a 2 g de folhas coloridas (Coleus, p. ex.) em 20 a 50 mL de 
acetona 50% ou em álcool etílico PA. Filtre o homogenato por meio de oito 
camadas de gases ou algodão e, em seguida filtre-o através de duas camadas 
de papel filtro. 
Coloque 10 mL do filtrado num funil separador e adicione, escorrendo pelas 
paredes, igual quantidade de éter etílico e igual quantidade de água destilada. 
Execute movimentos leves de rotação no funil separador. 
Observe a separação das camadas. 
Recolha em um tubo de ensaio cerca de 5 mL da camada inferior e dilua 
com igual volume de água destilada. 
Proceda da mesma forma com a camada superior, observando as 
diferenças. 
Acrescente à mistura proveniente da camada inferior algumas gotas de 
NaOH 0,1 N e anote o resultado. Em seguida, adicione a mesma quantidade de 
HCl 0,1 N e observe o que acontece. 
À mistura proveniente da camada superior acrescente algumas gotas de 
KOH 3 N e observe o que acontece. 
 Explique os resultados obtidos. 
QUESTÕES 
1. Represente esquematicamente a partição dos pigmentos lipo e 
hidrossolúveis nas fases da mistura de solventes. 
2. Onde se localizam, na célula, os pigmentos lipossolúveis das plantas 
verdes? Quais são estes pigmentos? 
3. Faça o esquema de uma célula vegetal, indicando os seus principais 
constituintes. 
4. Quais os pigmentos hidrossolúveis e em que partes das células eles se 
encontram? 
5. Por que podemos afirmar, com certeza que as antocianinas não participam 
da fotossíntese? 
6. Por que certos frutos ficam mais vermelhos quando expostos à luz solar? 
7. Se você fizesse um extrato de pétalas de uma flor vermelha, que tipo de 
pigmento seria encontrado ao fazer sua separação por partição em solventes? 
O que aconteceria se você alterasse o pH da solução. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRÁTICA Nº 2 
 
DETERMINAÇÃO DO ESPECTRO DE ABSORÇÃO DOS PIGMENTOS DOS 
CLOROPLASTOS 
 
INTRODUÇÃO 
 As folhas absorvem mais fortemente as radiações das faixas do azul-
violeta e do amarelo-vermelho, mas transmitem ou refletem quase toda a 
radiação da faixa do verde. Os pigmentos dos cloroplastos são os responsáveis 
por essa absorção. Cada fóton da radiação absorvida irá excitar uma molécula 
de clorofila nos tilacóides dos cloroplastos. 
 Podem-se purificar um tipo de pigmento e determinar, com auxílio de um 
colorímetro ou espectrofotômetro, sua absorbância relativa nos diferentes 
comprimentos de onda e, construir um “espectro de absorção”. 
 Quando se estuda o efeito da luz de diferentes comprimentos de onda 
(usando quantidades não saturantes) num processo, como a fotossíntese, 
obtém-se um “espectro de ação”. O espectro de ação, comparado com o 
espectro de absorção do pigmento, ajuda a elucidar a possível participação de 
um pigmento no processo. 
 
OBJETIVO 
 Determinar o espectro de absorção dos pigmentos dos cloroplastídios. 
 
MATERIAL 
• Extrato cetônico de pigmentos de cloroplastos 
• Extrato de carotenóides 
• Acetona pura 
• Colorímetro ou espectrofotômetro 
 
PROCEDIMENTO 
de 
Utilizando extrato cetônico ou alcoolico de folhas de algodão, raízes de 
cenoura, frutos de morango e de raízes de beterraba, determine a absorbância 
nos comprimentos de onda disponíveisno colorímetro ou espectrofotômetro. 
Caso o extrato esteja muito concentrado, dilua-o com acetona. Use a acetona 
pura para ajustar o zero de absorbância (ou 100% de tramitância). 
 Construa um gráfico e coloque na abscissa os comprimentos de onda e, 
na ordenada, as respectivas absorbâncias. 
 Da mesma forma, determine o espectro de absorção de uma preparação 
de carotenóides e compare com o espectro anterior. 
 
QUESTÕES 
1. Quais são as faixas de comprimentos de onda em que os extratos de 
pigmentos dos cloroplastos mais absorvem? 
2. Por que a absorbância é menor na região da luz verde? 
3. Os carotenóides apresentam espectro da absorção semelhante ao das 
clorofilas? 
4. Quais são os comprimentos de onda mais absorvidos pelos carotenóides? 
5. Para quantificar as clorofilas a e b de um extato cetônico ou de pigmentos 
por meio de um foto colorímetro, podem-se utilizar comprimentos de onda na 
faixa da luz azul? E da luz vermelha? 
6. Qual é o princípio básico de funcionamento de colorímetro (ou 
espectrofotômetro)? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRÁTICA Nº 3 
 
SÍNTESE DE AMIDO: EFEITO DA CLOROFILA E DA LUZ 
 
INTRODUÇÃO 
 Os principais produtos que se acumulam como resultado da atividade 
fotossintética são a sacarose e o amido. Hexoses livres, como glicose e 
frutose, são menos abundantes. Poucas espécies acumulam frutosana ou, em 
menor quantidade, polissacarídeos semelhantes. 
 A sacarose é o principal açúcar transportado no floema e pode ser 
acumulado em grandes quantidades em certos tecidos de algumas plantas, 
como a cana-de açúcar. Entretanto, a reserva mais importante, na grande 
maioria das plantas, é o amido. 
 O amido forma-se sempre em plastídios, em que aparece como grãos de 
estrutura característica. Nas folhas, ele é sintetizado nos cloroplastos, mas em 
tecidos não clorofilados, os grãos de amido são formados nos amiloplastos 
(leucoplastos). Nas folhas, o teor de amido aumenta durante o dia, em virtude 
de a translocação não acompanhar a taxa de acúmulo promovido pela 
fotossíntese, e a noite, já que a translocação continua e a respiração consome 
amido, decresce. 
 O amido apresenta-se constituído por amilose (cadeias não-ramificadas) 
e amilopecnita (cadeias ramificadas). Ambos os constituintes colorem-se pelo 
“lugol” (uma solução de iodo-iodeto de potássio), o que permite a utilização 
dessa solução para testar a presença de amido nas células. 
 
OBJETIVOS 
 Relacionar a presença de amido com a de clorofila e folhas variegadas. 
 Demonstrar a importância da luz para que o amido se acumule nas 
folhas. 
 
MATERIAL 
• Folha variegada (Coleus p. ex.) e folha totalmente verde 
• Solução de lugol (I2 + KI) 
• Azulejo branco ou cidro relógio ou placa de Petri 
• Álcool etílico comercial 
• Fogareiro elétrico ou bico de bulsen 
• Béquer de 250 ml 
 
PROCEDIMENTO 
 
1. Efeito da clorofila 
 Observe uma folha de planta variegada (Pedilanthus, Euphorbiaceae). 
Faça um desenho desta folha mostrando os limites das manchas brancas e 
verdes. Se a folha, apresentar cutícula espessa, faça vários furos (com um 
estilete) em toda a sua extensão. Mergulhe a folha, pelo período de meio a um 
minuto, em água fervente e transfira-a para um copo contendo álcool etílico em 
banho-maria, deixando-a até sua despigmentação completa. 
 Coloque a folha, com a face abaxial para cima, sobre um azulejo branco 
(ou vidro de relógio ou placa de Petri) e trate-a com algumas gotas de lugol. 
Uma coloração azulada intensa (quase preta) indica a presença de amido. 
 
2. Efeito da luz 
 Pegue uma folha de feijão que tenha permanecido por uns três dias no 
escuro, (também pode ser utilizadas folhas de plantas de milho ou de feijão 
mantidas no escuro pelo mesmo período). 
 Pegue outra folha da mesma espécie, mas que tenha sido mantida sob 
luz intensa, e proceda da mesma forma descrita no item anterior, no intuito de 
determinar a presença ou não de amido. Compare os resultados. 
Observação: 
 A solução de lugol é preparada, dissolvendo-se 15g de KI em 1 litro de 
água, na qual se dissolvem, em seguida, 3 g de I2. 
 
QUESTÕES 
1. Em que parte de uma folha variegada se verifica a presença de amido? 
2. Qual o papel da luz e dos cloroplastos na síntese de amido? 
3. Uma folha verde e branca apresentou reação positiva ao lugol nas partes 
claras? Como você explica isso? 
4. Tecidos internos de um caule não apresentam cloroplastos desenvolvidos, 
no entanto o teste com lugol acusa a presença de amido nesses tecidos. 
Explique. 
5. Quais são as organelas celulares que acumulam amido? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 PRÁTICA N°4 
 
SEPARAÇÃO DE PIGMENTOS CLOROPLASTÍDICOS POR 
CROMATOGRAFIA EM PAPEL 
 
INTRODUÇÃO 
Os pigmentos dos cloroplastos localizam-se nos tilacóides, associados 
ás membranas lipoprotéicas. Suas principais funções são a absorção da 
energia radiante e a transferência dessa energia a uma série de compostos 
oxirredutíveis, os quais permitem a formação de O2, ATP e NADPH + H+. O 
pigmento que participa diretamente da transferência de elétrons é apenas a 
clorofila a, enquanto a clorofila b e os carotenóides têm uma atuação indireta, 
transferindo a energia luminosa à clorofila a. 
Cada tipo de pigmento tem uma estrutura química definida, com um 
padrão característico de duplas ligações conjugadas que determina a absorção 
seletiva de certos comprimentos de onda, fazendo com que cada pigmento 
apresente coloração específica. Assim, a clorofila a é verde azulada, a clorofila 
b é verde-amarelada, as xantofilas são amarelas e os carotenos são 
alaranjados. Além das cores, esses pigmentos apresentam diferentes 
afinidades pelos diversos solventes orgânicos e pela água, em função da 
proporção dos radicais hidrofílicos que cada um deles possui. 
Uma técnica extremamente simples que permite a separação destes 
pigmentos é a cromatografia em papel. Esta técnica revolucionou, em 1944, a 
separação e detecção de produtos de reações, permitindo a determinação e a 
identificação de compostos. No caso, ela consiste no uso de tiras de papel-filtro 
como suporte de uma fase aquosa, no qual uma fase móvel orgânica se dirige 
para o ápice. As substâncias a serem separadas são colocadas próximo à base 
da tira e se movem verticalmente, dependendo de sua afinidade por uma das 
fases (a aquosa e a orgânica). A separação é, portanto, baseada na partição 
liquido-liquido dos compostos. 
 
OBJETIVOS 
Separar e identificar alguns pigmentos dos cloroplastos, por meio da 
técnica de cromatografia em papel. 
 
MATERIAL 
• Folhas de plantas sugeridas pelo instrutor 
• Tira de papel-filtro (20 x 40 cm) 
• Cuba de vidro para cromatografia 
• Tetracloreto de carbono 
• Tubo de ensaio 
• Funil de vidro 
• Placa de petri 
• Areia lavada 
• Almofariz 
• Tesoura 
• Algodão 
• Acetona 
• Pipeta Pasteur 
• Secador de cabelo 
 
PROCEDIMENTO 
Pegue três folhas da planta indicada pelo instrutor, picote-as com uma 
tesoura e junte os pedaços com um pouco de areia num almofariz. Coloque um 
pouco de acetona e homogenize. Filtre o homogenato em algodão, num funil 
de vidro, e recolha o filtrado num tubo de ensaio. 
Corte uma tira de papel-filtro de aproximadamente 20 x 4 cm, tomando o 
cuidado de manuseá-la o mínimo possível (a gordura da mão atrapalha). 
Com uma pipeta Pasteur, passe 5 a 10 camadas do extrato dos 
pigmentos foliares sobre a origem do cromatograma, as quais deverão ser 
estreitas e concentradas, devendo-se ventilar levemente o papel após a 
aplicação de cada camada. 
Em seguida, coloque 5 a 10 ml de tetracloreto de carbono (solvente) em 
uma cuba. Fixe a tira de papel-filtronuma placa de petri invertida e introduza-a 
no interior da cuba, de modo que sua extremidade encoste no solvente, mas 
sem mergulhar a origem (mancha). 
Após 1 a 2 horas, identifique os pigmentos, considerando a coloração 
que cada faixa formada apresentou. 
 
QUESTÕES 
1. Transcreva a estrutura molecular dos pigmentos dos cloroplastos. 
2. Como se pode explicar a separação de pigmentos pela cromatografia de 
papel, com base na estrutura molecular de cada composto? 
3. Por que as clorofilas as clorofilas a e b não se separam bem por 
cromatografia em papel? 
4. Identifique as fases estacionárias e móveis do sistema e explique como 
elas estão atuando na separação dos pigmentos. 
5. Caracterize: “frente”, “origem” e “valor Rf”. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 PRÁTICA N°5 
 
FATORES QUE AFETAM A FOTOSSÍNTESE EM 
Elodea canadensis 
 
INTRODUÇÃO 
Muitas informações a cerca da influência de fatores como luz, CO2 e 
temperatura sobre a fotossíntese podem ser obtidas com facilidade, 
contando-se o número de bolhas produzidas pela planta aquática Elodea 
Canadenses, submetida a várias condições do meio. 
Algumas experiências serão feitas, usando-se um pequeno ramo de 
Elodea submerso em água (freqüentemente uma solução de KHCO3 a 0,1%), 
com o ápice para baixo, dentro de um tubo de ensaio; deve-se escolher, de 
preferência, a ponta de um ramo novo. As bolhas a serem contadas sairão do 
caule pela parte seccionada. Deve-se compreender que, em experimentos 
dessa natureza, os resultados nem sempre são perfeitos, pois o número de 
bolhas pode variar durante a experiência, em função de fatores tão diversos 
como tamanho do ramo, alterações mecânicas na região cortada e variações 
na solubilidade do oxigênio provocadas por mudanças de temperatura etc. De 
qualquer modo, o “método de bolhas” é utilíssimo nas aulas práticas, em 
virtude de sua extrema simplicidade. 
 
OBJETIVOS 
Verificar o efeito dos fatores externos luz e temperatura sobre a 
fotossíntese. 
Comprovar a utilização do gás carbônico na fotossíntese. 
 
MATERIAL 
• Tubos de ensaio de 2 a 17 cm (4); 
• Copos de 600 ml, forma alta (4), com tampas de isopor; 
• Suporte para tubos de ensaio; 
• Refletor, com lâmpada de 200 W; 
• Cronômetro; 
• Termômetro; 
• Lâmina de barbear; 
• Pinça de ponta fina; 
• Ramos de Elodea recentemente colhidos. 
 
PROCEDIMENTO 
 
1. Efeito da intensidade de luz 
Coloque um ramo de Elodea em um tubo de ensaio, que deve ser 
preso a um suporte e colocado dentro de um copo com água a 30 °C, para 
atenuar as variações de temperatura. 
Com o frasco situado a 1,0 m de uma lâmpada de 200 W (30 µmol m-
2s-1), determine o número de bolhas produzidas por minuto ate obter um 
número constante de bolhas uniformes. 
Em seguida, aproxime a lâmpada (deve-se evitar mexer no tubo) para 
0,30 m da planta (de modo a obter uma densidade de fluxo fotônico de 170 
µmol m-2s-1). Espere cinco minutos até a estabilização da nova condição e 
faça a mesma contagem de bolhas por três minutos. 
Finalmente, após próxima a lâmpada para 0,10 m da planta e um 
intervalo de 5 minutos, faça a contagem das bolhas, à semelhança das 
anteriores. 
Normalize os dados, considerando 100 o número maximo de bolhas e 
os outros em relação a ele. 
Faça um gráfico dos resultados do experimento, colocando na 
ordenada a intensidade da fotossíntese (expressa pelo número médio de 
bolhas por minuto) e, na abscissa, o fluxo fotônico. 
 
2. Efeito da temperatura 
Coloque o mesmo tubo utilizado no experimento anterior a 0,30 m da 
lâmpada de 200 W. 
Primeiramente mergulhe o tubo em um tubo contendo água a 20 °C. 
Após 5 minutos de estabilização, determine o número de bolhas 
produzidas por minuto, durante 5 minutos consecutivos. 
Em seguida, substitua a água do copo (sem mexer no tubo) por água a 
30, 40 e 50 ºC, fazendo as mesmas contagens de bolhas por 5 minutos em 
cada temperatura. Espere 5 minutos, antes de iniciar nova contagem, cada 
vez que a água for mudada. 
Normalizando o número máximo de bolhas para 100, faça um gráfico 
com os resultados de seu experimento, colocando na ordenada o número 
médio de bolhas e, na abscissa, a temperatura. 
 
3. Utilização do CO2 
Enumere 3 tubos de ensaio e encha-os com uma solução de KHCO3 
0,1%. 
Coloque um ramo de Elodea nos tubos 1 e 2, e envolva o ultimo com 
papel alumínio ou plástico preto. 
Mantenha todos os tubos a 0,3 m de uma fonte de luz. 
Após um período de 2 horas, adicione uma ou duas gotas de 
fenolftaleína em cada tubo e observe se há alguma diferença na intensidade 
de coloração dos dois. 
 
QUESTÕES 
1. Por que o aumento da intensidade luminosa faz também aumentar a 
fotossíntese em Elodea? 
2. Por que ao medir a taxa de fotossíntese em resposta a variações na 
intensidade de luz se deve sempre colocar o tubo contendo Elodea em 
um copo de água? 
3. Por que, ao aumentar a temperatura, a fotossíntese da Elodea também 
aumenta até sertã temperatura? 
4. Por que ocorre queda na fotossíntese em temperaturas mais elevadas? 
5. Por que as águas contendo plantas aquáticas são, em geral, mais 
ácidas a noite do que durante o dia? 
6. Nesses experimentos com Elodea, você estar determinando a taxa de 
fotossíntese real (total) ou aparente (liquida)? Explique. 
7. Que gás forma as bolhas que se desprendem do ramo de Elodea 
iluminado? Que evidências indiretas você obteve como suporte para 
sua afirmativa? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SEÇÃO II 
 
RESPIRAÇÃO 
 
 A respiração promove a liberação controlada de energia armazenada em 
moléculas orgânicas para a manutenção e o crescimento do sistema vivente. 
Importantes moléculas de reserva nos organismos vegetais que são utilizadas 
na respiração pertencem ao grupo dos carboidratos, especialmente o amido, a 
sacarose e a hemecelulose, e ao grupo dos lipídeos, particularmente os 
triacilglicerídeos. Eventualmente, outras substâncias, como ácidos orgânicos e 
aminoácidos, são também utilizados. Primeiramente, todas as moléculas 
orgânicas têm origem na fotossíntese, e a respiração apenas libera a energia 
química previamente armazenada pela transformação da energia 
eletromagnética da luz. 
 Normalmente, as reações da respiração iniciam-se com a glicose. Numa 
primeira etapa, a glicose, por meio de uma seqüência de reações, é 
transformada em ácido pirúvico. Essa fase denomina-se glicólise e ocorre sem 
redução líquida do oxigênio em condições anaeróbicas. Numa segunda etapa, 
por meio do chamado ciclo dos ácidos tricarboxílicos (ciclo de Krebs), o ácido 
pirúvico é oxidado, em condições aeróbicas, com utilização de oxigênio, dando 
como produtos finais CO2 e H2O (respiração aeróbica). A degradação 
incompleta de glicose nos organismos anaeróbicos gera pequena quantidade 
de energia, enquanto o seu catabolismo completo, nos organismos aeróbicos, 
fornece muito mais energia. Em ambos os casos, essa energia é armazenada 
na forma de ATP. 
 A degradação enzimática da molécula de glicose na respiração é 
fundamentalmente um processo de oxirredução, em que carbono é oxidado do 
nível de (CH2O) a CO2 e oxigênio é reduzido de O2 a H2O. Portanto, enzimas 
do grupo das oxirredutases, incluindo principalmente desidrogenases e 
oxigenases, atuam em diversos passos da seqüência degradativa. Além de 
oxirredutases, outras enzimas participam do processo. 
 As reações bioquímicas da respiração são influenciadas pela 
temperatura. Como são reguladas por enzimas, os seus limites de temperatura 
são relativamente pequenos. A respiração ente 0 ºC e 35 ºC segue bem de 
perto a lei de vant´Hoff. O Q10 para tecidos vegetais submetidos a temperaturas 
entre 5 e 25 ºCé de 2,0 a 2,5. Quando se estuda o efeito da temperatura sobre 
a respiração, deve-se levar em conta o tempo de duração do experimento, pois 
a intensidade do processo pode modificar-se com o correr do tempo, 
independentemente de outros fatores. 
 A respiração implica perda de matéria seca e trocas gasosas (absorção 
de oxigênio e produção de CO2). Os métodos utilizados para medir a 
respiração baseiam-se na determinação de algum desses parâmetros. A 
medida da variação do peso da matéria seca requer grande quantidade de 
material, além de sua destruição. Os métodos baseados em trocas gasosas 
são mais sensíveis, requerem menos materiais e não são destrutivos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRÁTICA Nº 6 
 
DEMONSTRAÇÃO DA RESPIRAÇÃO PELO MÉTODO DO INDICADOR 
 
INTRODUÇÃO 
Nos processos fotossintético e respiratório ocorrem trocas gasosas com 
o meio ambiente. Na respiração aeróbica, há consumo de oxigênio e liberação 
de gás carbônico, enquanto na fermentação não há consumo de oxigênio, mas 
pode haver liberação de gás carbônico (apenas no caso da fermentação 
alcoólica). O CO2 em presença de água forma ácido carbônico. Portanto, num 
sistema fechado, a respiração acidifica a fase aquosa, já que se estabelece um 
equilíbrio entre as fases aquosas e líquida (com deslocamento para a direita): 
 
CO2 CO2 H2CO3 H+ + HCO3- 
(ar) (água) (água) (água) 
 
 Se a fase aquosa contiver um indicador de pH, as variações na 
quantidade de CO2 no ar podem ser detectadas pelas mudanças de coloração. 
O azul de bromotimol é um indicador, que se apresenta verde em meio neutro, 
azul em meio básico e amarelo em meio ácido e pode, portanto, ser usado para 
se observar a acidificação de uma fase aquosa por CO2 proveniente da 
respiração. 
 
OBJETIVO 
Demonstrar a ocorrência de atividade respiratória em diversos materiais 
biológicos. 
 
MATERIAL 
• Suspensão de levedo, em solução de sacarose a 10%; 
• Suspensão de levedo, em água destilada; 
• Suspensão de levedo fervido; 
• Folha; 
• Malhas de plástico ou suporte metálicos (5); 
• Água contendo CO2 (água mineral gasosa); 
• Sementes de milho em germinação; 
• Canudos de refresco ou pipetas; 
• Solução de azul de bromotimol; 
• Tubos de ensaio grandes (9); 
• Tubos de ensaios pequenos (4); 
• Estante para tubos de ensaio; 
• Plástico preto (ou papel-alumínio); 
• Rolhas de borracha; 
• Conta-gotas; 
• HCl 0,1N; 
• NaOH 0,1N; 
• Folha de algodão. 
 
PROCEDIMENTO 
Enumere 7 tubos de ensaio de tamanho médio e adicione neles 5 gotas 
de azul de bromotimol. Coloque no fundo dos tubos de nº 2 a 6 uma malha de 
plástico (ou um pequeno suporte metálico), para manter uma plataforma cerca 
de 1 cm acima do nível do indicador. Esse arranjo servirá de apoio para um 
tubo menor, que conterá o material a investigar e que não deve tocar a solução 
indicadora. Com esses tubos, proceda aos seguintes ensaios: 
 
Tubo 1- Testemunha, para referência da coloração inicial do indicador. 
Tubo 2- Coloque suspensão de levedo preparada em solução de 
sacarose/glicose a 10% até a metade de um tubo de ensaio pequeno, que será 
introduzido no tubo maior com o indicador até tocar o suporte. 
Tubo 3- Proceda da mesma forma anterior, mas usando suspensão de 
levedo preparada em água. 
Tubo 4- Proceda da mesma forma anterior, porém usando suspensão de 
levedo previamente fervida. 
Tubo 5- Proceda de forma semelhante à anterior, colocando 10 
sementes recém-geminado de milho/feijão no tubo pequeno ou sobre uma 
mecha de algodão umedecido, mas que não esteja em contato com a solução 
indicadora. 
Tubo 6- Proceda de forma semelhante à anterior, colocando 10 
sementes secas de milho/feijão no tubo pequeno ou sobre uma mecha de 
algodão umedecido, mas que não esteja em contato com a solução indicadora. 
Tubo 7- Coloque uma tira de folha no suporte, acima do indicador. 
Enrole o tubo de ensaio em papel-alumínio para evitar a entrada de luz. 
 
Arrolhe bem todos os tubos imediatamente após a montagem e aguarde 
cerca de 1 hora. Observe as mudanças na cor do indicador e anote suas 
observações, adotando um sistema de convenção para as variações de cor da 
solução indicadora. 
Enquanto espera, execute os seguintes ensaios: 
 
Teste 1 
Coloque 3 ou 4 gotas do indicador em um tubo de ensaio e acrescente 
uma gota de HCl 0,1 N. Observe o que ocorre. Em seguida, adicione NaOH 
0,1N, gota a gota, até que haja nova mudança de cor. Anote esta mudança e 
explique os resultados. 
 
Teste 2 
Coloque 3 ou 4 gotas do indicador em outro tubo de ensaio. Acrescente 
algumas gotas de água contendo gás carbônico (pode ser refrigerante sem 
sabor) até que mude a coloração. Anote o resultado. 
 
Teste 3 
Coloque 10 a 12 gotas do indicador em um tubo de ensaio. Sopre 
devagar, através de um canudo de refresco (ou uma pipeta), de modo que o ar 
borbulhe na solução. Anote a mudança de cor. 
 
 
QUESTÕES 
1- Comparando os resultados dos testes 1 e 2, o que acontece ao CO2 
quando dissolvido em água? 
2- Explique o resultado do teste 3. 
3- O que havia em comum nos tubos onde houve mudança de cor? 
4- Compare e justifique os resultados obtidos nos tubos 2, 3 e 4. 
5- Para demonstrar a respiração em folhas, foi necessário cobrir o tubo 
com papel-alumínio. Por quê? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRÁTICA Nº 7 
 
ATIVIDADE DA CATALASE E TUBÉRCULO DE BATATA 
 
INTRODUÇÃO 
Durante a respiração, pode haver formação de peróxido de hidrogênio 
(H2O2), que é tóxico para células. Sabe-se que essa substância é um potente 
inibidor de enzimas, devendo existir, portanto, um mecanismo enzimático nos 
tecidos que promova sua destruição. Há evidências de que células geralmente 
contêm enzimas denominadas catalases, que utilizam H2O2: 
 Catalase 
 H2O2 2H2O + O2 
 
Outras funções de catalase nas plantas ainda não estão determinadas. 
 
OBJETIVO 
Observar a atividade da catalase em tubérculo de batatinha. 
 
MATERIAL 
- Água oxigenada 20 volumes; 
- Placa de Petri (1); 
- Tubérculo de batatinha. 
 
PROCEDIMENTO 
Coloque uma fatia fina de tubérculo de batatinha em uma placa de Petri 
e cubra-a com uma solução diluída (30:1) de peróxido de hidrogênio. A 
evolução de bolhas de oxigênio indica a presença de catalase. 
Repita a operação com uma fatia de batatinha que tenha sido 
anteriormente fervida por 5 minutos. Interprete os resultados. 
 
QUESTÕES 
1. Dê a reação das catalases, indicando o substrato e os produtos. 
2. Cobrindo fatias de batatinha com água oxigenada, observa-se maior 
evolução de bolhas de oxigênio nos tecidos da periferia do que nos tecidos 
internos. Por quê? 
3. Que diferenças existem entre catalases, peroxidases e desidrogenases 
quanto às reações que catalisam? 
5. Explique a principal diferença entre enzimas “preexistentes” e as sintetizadas 
“de novo”. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SEÇÃO III 
 
ÁGUA EM CÉLULAS E TECIDOS 
 
Na maioria dos processos fisiológicos das plantas é importante o grau de 
saturação hídrica das células, mas estas nem sempre se encontram 
inteiramente saturadas, o que acarreta a formação de forças motoras para o 
fluxo de água através de tecidos ou órgãos da planta. 
Diversas relações têm sido feitas entre o estado hídrico de umacélula 
ou tecido e a energia livre da água. Esta energia é afetada por diversos fatores, 
físico-química ou meramente mecânicos, como a rigidez da parede celular. A 
concentração de solutos no vacúolo determina o potencial de soluto (Ψs), 
enquanto a pressão hidrostática, condicionada pela parede celular, determina o 
potencial de pressão (Ψp). O potencial mátrico ou matricial (Ψm) é afetado pela 
quantidade de colóides ou de estruturas micelares da parede celular. Todos 
esses elementos compõem o potencial hídrico total (Ψw) da célula ou tecido, 
que, em última instância, significa a sua capacidade de ganhar ou perder água. 
Assim: 
Ψw = Ψp + Ψs + Ψm 
 
 Os métodos conhecidos para determinação de cada um desses 
parâmetros são imprecisos ou inadequados, pois, em sua maioria, utilizam-se 
medições indiretas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRÁTICA Nº 8 
 
DEMONSTRAÇÃO DA OSMOSE NA CÉLULA DE TRAUBE 
 
 
INTRODUÇÃO 
 As membranas de permeabilidade diferencial são de diversas naturezas. 
Nos primeiros estudos dos fenômenos osmóticos empregavam-se membranas 
inorgânicas aderida à parte interior de cápsulas de argila ou procela, que são 
permeáveis à água e impermeáveis a solutos de peso molecular elevado, 
conseguindo-se dessa forma um osmômetro perfeito. 
 A membrana de Traube, formada pela combinação química do CuSO4 
com o K4Fe(CN)6, é facilmente construída em laboratório, quando esses dois 
compostos reagem em meio aquoso. Quando um cristal de ferrocianeto é 
adicionado a uma solução de sulfato de cobre, nota-se facilmente a formação 
contínua de membranas, por meio do rompimento (absorção de água além do 
limite da resistência da membrana) e do aumento de tamanho, ocorrendo à 
combinação química dos dois solutos, quando entram em contato. 
 
OBJETIVO 
 Observar o processo de osmose e o crescimento asmótico da célula de 
Traube. 
 
MATERIAL 
- Solução de CuSO4 2% 
- Cristal de K4Fe(CN)6 
- Tubo de ensaio (1) 
 
PROCEDIMENTO 
 Coloque no tubo de ensaio cerca de 10 mL de solução de sulfato de 
cobre e adicione um cristal de ferrocianeto de potássio. Ponha o tubo em lugar 
firme e, sem tocar nele ou movê-lo, observe o que acontece no período de 1 
hora. 
QUESTÕES 
1- Escreva a reação química envolvida na formação da célula artificial de Traube. 
Qual é a constituição química da membrana? 
2- Que substâncias existem dentro e fora da célula de Traube? 
3- Qual é a substância que atravessa a membrana? Qual é a evidência de sua 
resposta? 
4- Que aconteceria se a membrana de Traube fosse permeável aos íons cobre? 
5- Durante a formação da célula de Traube, as membranas rompem-se e 
refazem-se continuamente até que o processo se interrompa. Qual é a causa da 
paralisação do processo? 
6- Por que a célula artificial de Traube é usada para demonstrar o fenômeno da 
osmose? 
7- Por que as células vegetais não se rompem quando colocadas em água 
destilada, mesmo sabendo que sua concentração se solutos no meio interno é 
maior do que no meio externo? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRÁTICA Nº 9 
 
INTENSIDADE DA OSMOSE 
 
INTRODUÇÃO 
Quanto mais concentrada uma solução, menor o seu potencial de soluto. 
Quando separada da água pura por membrana semipermeável, o resultado final 
é a movimentação da água para a solução, demonstrando a maior capacidade 
da água pura na realização de trabalho. 
 
OBJETIVO 
Comparar os efeitos de soluções com diferentes potenciais osmóticos na 
intensidade da osmose. 
 
MATERIAL 
- Soluções de sacarose de 0,5 e 1,0 M; 
- Sacos de diálise (3); 
- Varas de vidro (3), de diâmetro conhecido; 
- Régua milimetrada. 
 
PROCEDIMENTO 
 Encha cada um dos três sacos de diálise com soluções de sacarose na 
concentração de 0,5 e 1,0 M e água pura. Na outra extremidade de cada saco, 
enfie uma vara de vidro de diâmetro conhecido, amarrando o saco firmemente à 
vara de vidro, de forma que o nível da solução apareça acima da parte 
amarrada. 
 Suspenda então os saquinhos em três copos com água, prendendo as 
varas de vidro a um suporte. Marque o tempo, e depois de 30 minutos, meça a 
altura da coluna d’água na vara de vidro. 
 
QUESTÕES 
1- Defina osmose como um processo físico-químico. 
2- Explique as diferenças encontradas nos três sistemas. Por que, enquanto 
maior a concentração de sacarose, maior é a subida da coluna líquida na 
vara de vidro? 
3- Que outro fator, além da concentração de sacarose, pode ter afetado a 
intensidade da osmose? 
4- À medida que ocorre a entrada de água no osmômetro, o que acontece 
com a sua pressão osmótica? 
5- O que você faria para medir a pressão osmótica do sistema? 
6- O que aconteceria com o sistema se você usasse ácido acético em vez de 
sacarose? 
7- Até que a altura máxima, na vara de vidro, subiria a coluna líquida, 
supondo que a vara fosse infinitamente comprida? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRÁTICA Nº 10 
 
RELAÇÃO ENERGÉTICA DA EMBEBIÇÃO 
 
INTRODUÇÃO 
 A adsorção de água por colóides esteja estes participando de sistemas 
físicos (por exemplo, papel, amido ou solo), ou de sistemas biológicos 
(células vivas), chama-se comumente embebição. A embebição é resultante 
da interação entre as moléculas d´água e as superfícies sólidas. Parte da 
energia livre (ou atividade) da água é reduzida pela presença de superfícies 
de interação, aparecendo no sistema na forma de calor. 
 A redução da energia livre d´água, em razão de fenômeno de superfície 
(embebição, adsorção, capilar), é medida pelo que se chama potencial 
mátrico (Ψm). 
 
OBJETIVOS 
Observar a variação de temperatura quando o amido se hidrata e 
estimar o potencial mátrico aproximado correspondente. 
 
MATERIAL 
- Amido hidratado (deixado ao ar); 
- Amido desidratado (seco em estufa, por 2h, a 105 ºC) 
- Água quente e fria; 
- Proveta de 5 mL ou pipeta graduada de 5 mL; 
- Termômetro; 
- Dessecador. 
 
PROCEDIMENTO 
 Num tubo de ensaio comum, coloque uma camada de amido de milho de 
20 a 30 mm de altura. Mergulhe o bulbo de um termômetro na massa de amido 
e anote a temperatura. 
 Em um copo à parte, misture água quente e fria até obter a mesma 
temperatura do amido. Adicione, então, ao tubo cerca de 3 ml dessa água e 
observe imediatamente a variação de temperatura. Continue observando até 
que a temperatura atinja o máximo. 
 Repita o procedimento, utilizando amido previamente desidratado em 
estufa e guardado em dessecador. 
 
QUESTÕES 
1- Por que, ao se adicionar água ao amido desidratado, ocorre aumento da 
temperatura? Qual é a fonte da energia calorífera desprendida? 
2- O resultado desse exercício permite estimar a pressão mátrica do amido. É 
sabido que, durante a embebição, um aumento da temperatura de 0,03ºC 
corresponde a uma pressão de 3,4Mpa. Qual seria a pressão que se 
deveria aplicar à amostra de amido para evitar sua expansão durante o 
fenômeno da embebição? 
3- Por que, quando se coloca água em amido desidratado, a temperatura do 
sistema aumenta muito mais do que quando se adiciona água em amido 
hidratado? 
4- Qual o processo envolvido na absorção de água pelas sementes nas 
primeiras horas de germinação? 
5- Como você explica que sementes muito desidratadas consigam remover 
água da atmosfera (em forma de vapor)? 
6- Como fazer para determinar o potencial mátrico da celulose pulverizada? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 PRÁTICA N°11____ 
PLASMÓLISE E EFEITO DE SUBSTÂNCIAS TÓXICAS SOBRE A 
PERMEABILIDADE DAS MEMBRANAS CELULARESINTRODUÇÃO 
Quando se coloca uma célula vegetal numa solução, ela ganha ou perde 
água, conforme seu potencial hídrico seja menor ou maior do que o potencial 
hídrico da solução externa. Se o potencial hídrico da célula for maior 
(positivamente) do que o da solução externa, a célula perderá água e o 
protoplasma, com o vacúolo, vai-se retraindo ate separar-se da parede celular. 
Esse fenômeno é denominado plasmólise e o inverso, desplasmólise. Ambos 
só ocorrem porque o protoplasma é envolvido por uma membrana celular, ou 
plasmalema, dotada de permeabilidade diferencial (permeabilidade seletiva ou 
semipermeabilidade). Essa permeabilidade mantém as duas fases – solução 
externa e solução interna – separadas. A membrana celular deixa a água 
passar livremente, mas impede, em maior ou menor grau, a passagem de 
solutos, e isso fazem com que as fases externa e interna se conserve 
individualizadas. É certo que o vacúolo possui sua própria membrana também 
com características semipermeáveis, mas em série com a membrana celular, e, 
assim, o protoplasma e o vacúolo funcionam como um todo, em suas relações 
hídricas. 
Se as membranas plásmicas, cuja integridade física é essencial para a 
manutenção da permeabilidade, forem danificadas por agentes químicos ou 
físicos, os solutos terão livre trânsito e se distribuirão no meio aquoso (externo 
e interno) por difusão. As células e organelas perderão, portanto, a capacidade 
de reter solutos contra o gradiente de concentração (potencial eletroquímico, 
mais precisamente). 
A parede celular das células vegetais, por outro lado, não oferece 
restrição à passagem de água e solutos (excerto moléculas muito grandes). 
Como os microporos e microcapilares de sua estrutura estão cheios de água, 
retida com grandes forças mátricas, moléculas gasosas não a atravessam. No 
tecido que perde água por evaporação (transpiração), as paredes celulares 
estarão sempre hidratadas, já que o fluxo de água se dá do vacúolo para a 
parede celular. As células perdem água, tendendo a retração, sem que o 
protoplasma se separe da parede celular. Grandes tensões desenvolvem-se, 
assim, nas células, podendo, levar a ruptura e desorganização da estrutura 
protoplasmática e, conseqüentemente, à morte. 
 
OBJETIVOS 
 Observar os processos de plasmólise e desplasmólise em células de 
tecidos foliar. 
Verificar o efeito do álcool etílico sobre a permeabilidade das 
membranas celulares. 
 
MATERIAL 
• Solução de sacarose a 0,25 M; 
• Álcool etílico; 
• Microscópio; 
• Lâminas e lamínulas de vidro, para microscópio; 
• Lâmina de barbear; 
• Tiras de papel-filtro; 
• Estilete e bastão de vidro; 
• Pinça de ponta fina; 
• Folhas de zebrina ou de outra espécie indicada. 
 
PROCEDIMENTO 
Com o auxilio de uma lâmina de barbear e uma pinça, remova alguns 
fragmentos da epiderme inferior de uma folha de zebrina (de preferência sobre 
a nervura principal) ou de outra folha conveniente. 
Coloque-os em uma lâmina com uma gota de água destilada, cubra com 
a lamínula e observe ao microscópio. 
Seque a água com papel-filtro e coloque a solução de sacarose 0,25 M. 
Observe como o protoplasma se desloca da parede celular em conseqüência 
de sua diminuição de volume, fenômeno que se chama plasmólise. 
Substitua a solução de açúcar por água destilada. Se não houver 
mudança alguma, repita o procedimento com células plasmolisadas 
recentemente. 
Depois de provocar plasmólise num fragmento de epiderme de zebrina, 
segundo a técnica usada anteriormente, trate-o com uma ou duas gotas de 
álcool. Observe o que acontece com o pigmento vermelho do vacúolo 
(antocianina). 
 
QUESTÕES 
1. Defina plasmólise e desplasmólise. 
2. Desenhe uma célula normal e uma célula plasmolisada. 
3. Qual é o pigmento vermelho das células de zebrina e onde se localiza? 
4. O que sai da célula durante a plasmólise, água ou suco celular? Qual a 
evidencia para a sua conclusão? 
5. Por que a sacarose, e não outro soluto qualquer, é utilizado para provocar o 
fenômeno da plasmólise? 
6. Por que o pigmento não saiu das células quando houve plasmólise? E por 
que saiu quando as células plasmolisadas foram tratadas com álcool? 
7. Por que, quando se quer determinar plasmólise em células, se utilizam 
soluções de sacarose ou de carbonato de cálcio e nunca substâncias coma 
ater ou acetona? 
8. Por que as células de uma folha não se plasmolisam quando ela murcha? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 PRÁTICA N°12___ 
DETERMINAÇÃO DO POTENCIAL OSMÓTICO DE TECIDOS 
VEGETAIS PELO MÉTODO PLASMOLÍTICO 
 
INTRODUÇÃO 
Esse método baseia-se no fato de, numa célula em “plasmólise 
incipiente”, a solução plasmolisante externa e o suco celular terem a mesma 
pressão osmótica. Sendo a pressão de parede, nesse ponto, igual a zero (e 
dispersando o valor da pressão mátrica), os valores dos potenciais hídricos da 
solução externa e do suco celular são também iguais. 
O problema, para o caso de uma única célula, resume-se, então, em 
encontrar uma solução que provoque a plasmólise incipiente (estado fisiológico 
no qual a pressão da parede começa a equivaler a zero). Para o caso de 
tecidos, considera-se que a plasmólise incipiente manifesta-se quando 50% 
das células estão plasmolisadas. 
 
OBJETIVO 
Determinar o potencial osmótico de um tecido foliar, empregando o 
método plasmolítico. 
 
MATERIAL 
• Soluções de sacarose 0,08-0,10............ 0,26M 
• Lâminas e lamínulas para microscopia; 
• Papel absorvente; 
• Lâmina de barbear; 
• Microscópio; 
• Placa de toque; 
• Folha de zebrina. 
 
 
 
 
PROCEDIMENTO 
Coloque algumas gotas de cada uma das soluções de sacarose, 
separadamente, em cada escavação das placas de toque, colocando também 
em cada uma, dois ou três fragmentos de epiderme de zebrina. 
Após 20 a 30 minutos, examine ao microscópio os pedaços de epiderme 
correspondentes a cada solução que contenham, no mínimo, 50 células 
vermelhas. Conte o número de células vermelhas túrgidas e o número de 
células vermelhas plasmolisadas em cada solução de sacarose e determine a 
porcentagem de células plasmolisadas em cada uma das soluções. 
Construa um gráfico em que, na abscissa, estejam as concentrações 
das soluções e, nas ordenadas, a percentagem de células plasmolisadas. 
Identifique a solução equivalente à plasmólise incipiente. 
 
QUESTÕES 
1. Defina plasmólise incipiente. 
2. Por que a plasmólise incipiente pode ser utilizada para determinar a 
pressão osmótica (pi) de um tecido? Por que um grau de plasmólise 
qualquer não poderia ser utilizado para medir esse parâmetro? 
3. Qual é a pressão osmótica das células do material usado em MPa a 20°C? 
4. Por que em plasmólise incipiente a pressão osmótica da célula é igual a 
pressão osmótica da solução externa? 
5. Na determinação da pressão osmótica das células de zebrina pelo método 
plasmolítico, você chegou a um valor equivalente a uma solução 0,12 M de 
sacarose. Então: 
6. Qual é o valor da pressão de parede das células em plasmólise incipiente? 
7. Qual é o potencial hídrico das células nessa mesma condição? 
8. A pressão osmótica da célula em plasmólise incipiente tem o mesmo valor 
que a pressão osmótica da célula em sua condição inicial? Explique. 
9. Quais são as principais vantagens e desvantagens deste método para 
determinar a pressão osmótica do tecido? 
10. Qual é o valor do potencial de parede de uma célula bastante 
plasmolisada? Explique. 
 
ANEXO 
Pressão Osmótica de Soluções Molares de Sacarose a 20°C, em MPa 
(0,1 MPa= 1 bar= 0,987 atm) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
MOLA- 
RIDA- SEGUNDAS DECIMAIS 
DE 
 0 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 0,06 0,07 0,08 0,09 
0 0 0,026 0,054 0,08 0,1070,124 0,161 0,187 0,214 0,241 
0,1 0,267 0,295 0,321 0,347 0,375 0,401 0,427 0,454 0,481 0,508 
0,2 0,536 0,564 0,594 0,622 0,65 0,679 0,707 0,736 0,765 0,794 
0,3 0,823 0,852 0,882 0,912 0,941 0,97 1 1,033 1,064 1,094 
0,4 1,124 1,155 1,185 1,226 1,256 1,287 1,317 1,347 1,388 1,418 
0,5 1,449 1,479 1,526 1,55 1,58 1,621 1,661 1,692 1,732 1,763 
0,6 1,803 1,834 1,874 1,915 1,945 1,985 2,026 2,067 2,097 2,137 
0,7 2,178 2,218 2,259 2,3 2,34 2,411 2,462 2,462 2,502 2,543 
0,8 2,583 2,634 2,674 2,715 2,755 2,796 2,836 2,877 2,917 2,968 
0,9 3,009 3,059 3,11 2,15 3,201 3,252 3,202 3,353 3,404 3,454 
1 3,505 3,556 3,616 3,667 3,718 3,768 3,819 3,87 3,93 3,981 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 PRÁTICA N°13 
 
DETERMINAÇÃO DO POTENCIAL HIDRICO DE TECIDOS VEGETAIS 
PELO MÉTODO DESIMÉTRICO OU DE SCHRAKOW 
 
INTRODUÇÃO 
Esse método baseia-se na transferência líquida de água entre amostras 
de tecido vegetal e soluções-teste de preções osmóticas conhecidas. A 
transferência é determinada pela mudança de densidade das soluções-teste. A 
densidade das soluções aumenta, diminui ou permanece invariável, conforme o 
tecido tenha potencial hídrico menor, maior ou igual a solução externa, 
respectivamente. 
 
OBJETIVO 
Determinar o potencial hídrico de um tecido foliar pelo método 
desimétrico. 
 
MATERIAL 
• Soluções de sacarose de 0,10; 0,15; 0,20;.......... 0,50 M; 
• Tubos de ensaio grandes (9); 
• Tubos ensaio pequenos (9); 
• Azul-de-metileno (cristais); 
• Pipetas de ponta capilar (pipeta Pasteur); 
• Tesoura ou lâmina de barbear. 
 
PROCEDIMENTO 
Coloque 2 mL de cada uma das soluções de sacarose 0,10; 0,15; 
0,20;............... 0,50 M, em tubos de ensaio grandes e a mesma série paralela 
de soluções em tubos de ensaio pequenos. 
Do material indicado pelo instrutor, tome pequenos fragmentos (cortados 
com lâminas de barbear ou tesoura) e coloque-os em cada um dos tubos de 
ensaio grandes ate nivelar os 2 mL das soluções de sacarose. 
Após duas horas, coloque um pequeno cristal de azul-de-metilenio em 
cada tubo grande e agite, a fim de colorir as soluções que estiveram em 
contato com os fragmentos. 
Com uma pipeta de ponta capilar, recolha um pouco de cada solução 
colorida e solte, lentamente, uma gota no meio da solução de igual 
concentração que permaneceu sem fragmentos nos tubos de ensaio pequenos. 
Observe, contra uma fonte de iluminação, se a gota se desloca para 
cima, para baixo ou permaneceu mais ou menos estacionada (se o potencial 
hídrico do material estudado for superior, inferior ou igual ao da solução em 
que estiver submerso). Casso a gota colorida não fique estacionada em 
qualquer das soluções, pode-se repetir o ensaio, utilizado uma série de 
soluções, cujas concentrações sejam intermediarias entre as concentrações 
em que a gota desceu e subiu, respectivamente. 
Determine o potencial hídrico do tecido em MPa, consultando a tabela 
apropriada, que relaciona as molaridades das soluções de sacarose às suas 
pressões osmóticas. 
 
QUESTÕES 
1. Qual é o fundamento do método de Schardakow, de determinação do 
potencial hídrico de tecidos vegetais? 
2. Por que o método de Shardakow, de determinação do potencial hídrico é 
também denominado densimétrico? 
3. Em folas de zebrina encontrou-se pelo método densimétrico, um potencial 
hídrico de -0,3 MPa. Em plasmólise incipiente, o mesmo tecido apresentou 
uma pressão osmótica e +0 2 MPa . Confederando que não tenha havido 
alteração no volume celular pergunta-se: 
4. Qual a pressão de turgescência (P) do tecido (potencial de pressão)? 
5. Esse tecido absorveria água se fosse colocada em água pura? Por quê? 
6. Você pode com esse método, determinar o valor da pressão osmótica das 
células? Explique. 
7. Quais são as vantagens e desvantagens do método densimétrico na 
determinação do potencial hídrico de tecidos vegetais? 
8. Qual a função do azul-de-metileno n esse exercício? Se o tecido usado 
fosse de beterraba haveria necessidades desse corante? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SEÇÃO IV 
 
ABSORÇÃO E PERDA DE ÁGUA PELA PLANTA 
 
 O fluxo de vapor d´água no contínuo solo-planta-atmosfera ocorre na 
forma líquida, no solo e na planta, e na forma de vapor, da planta para a 
atmosfera. Se o ar não está normalmente saturado, o fluxo dá-se na direção 
solo-atmosfera. Na verdade, os potenciais hídricos na atmosfera são muito 
baixos, o que gera a força motora do transporte de água no sistema, já que as 
partes vegetais úmidas expostas, particularmente as folhas, ao perderem água 
têm o seu potencial hídrico reduzido. Forma-se assim um gradiente de 
potencial hídrico decrescente, do solo para atmosfera, com um fluxo de água 
na mesma direção. Todavia, o fluxo não depende unicamente das diferenças 
de potenciais (gradientes), mas também das resistências superficiais 
encontradas no percurso. Em qualquer seção do percurso, do solo à superfície 
da raiz, desta à folha, dos espaços intercelulares até a superfície foliar e no ar 
na camada limítrofe, o fluxo (Jw) é proporcional à diferença de potenciais (∆Ψ) 
e inversamente às resistências (R): 
 
 Jw = ∆Ψ/ΣR 
 
 A resistência estomática age em paralelo com a resistência cuticular 
(soma de condutâncias), construindo, as duas, resistências epidérmicas. Como 
a resistência cuticular é muito alta (baixa condutância), sua contribuição é 
negligenciável no controle do fluxo paralelo de vapor d´água (transpiração). Daí 
o fato de a transpiração estomática representar a maior parte da transpiração 
total. 
 Além da perda d´água por evaporação (transpiração), a planta também 
pode perder água na forma líquida, a chamada gutação ou sudação. Embora 
não ocorra em todas as plantas, esse fenômeno é mais facilmente observável 
em certas plantas herbáceas de pequeno porte, em condição de abundância de 
água e de transpiração praticamente nula. 
 
 
 
PRÁTICA Nº 14 
 
GUTAÇÃO E SUDAÇÃO 
 
INTRODUÇÃO 
 Além de perda de água em forma de vapor (transpiração), plantas 
herbáceas, em certas situações, podem perder água na forma líquida (sudação 
ou gutação). Ao longo das margens das folhas destas plantas existem poros de 
abertura fixa, denominados hidatódios, associados a um tecido parenquimático 
modificado. A absorção radicular pode resultar uma pressão nos vasos do 
xilema (a chamada pressão radicular), quando a água é forçada a sair através 
dos hidatódios, na forma de gotas. 
 
OBJETIVO 
Avaliar as condições necessárias para a ocorrência do fenômeno de 
sudação. 
 
MATERIAL 
-Vasos com plantinhas de milho ou de tomate; 
- Solução de NaCl a 5% 
- Campânula ou cuba de vidro 
 
PROCEDIMENTO 
Obtenha dois vasos pequenos , com 2 ou 3 plantinhas de milho ou de 
tomate. Regue um dos vasos com solução de sal de cozinha a 5% e o outro 
com água. 
Cubra ambos com uma campânula ou cuba de vidro. 
Aguarde cerca de 2 horas e observe as margens das folhas. 
 
QUESTÕES 
1- Por que não houve gutação no vaso irrigado com solução salina? 
2- Qual é a força responsável pela sudação, e como se origina? 
3- Por que há necessidade de cobrir as plantas com uma campânula? 
4- Descreva a estrutura típica de um hidatódio, fazendo um desenho e 
nomeando os tecidos. 
 
PRÁTICA Nº 15 
 
RECUPERAÇÃO DE TURGESCÊNCIA EM RAMOS CORTADOS 
 
 
INTRODUÇÃO 
 O transporte de água no xilema, das raízes para a parte aérea, requer 
que a coluna de água permaneça contínua; se a coluna se romper (cavitação), 
o fluxo de água cessará no vaso particular em que ocorre a ruptura. Nesse 
caso, a água deve, de algummodo, contornar a bolha para haver ruptura e 
manter a continuação da coluna líquida. 
 A coluna de água, no entanto, pode separar-se se, por ventura, entrar ar 
nos vasos do xilema (embolia). Normalmente, isso não ocorre em função da 
impermeabilidade dos vasos lenhosos, mesmo sob as altas tensões a que 
podem estar submetidos. Todavia, nos ramos cortados, o ar penetra 
rapidamente nos vasos, interrompendo a continuação da coluna líquida e 
interpondo uma grande resistência ao fluxo. 
 
OBJETIVO 
Verificar o efeito da presença de ar nos vasos sobre a translocação de 
água pelo xilema. 
 
MATERIAL 
- Ramos de plantas (tomateiro, feijoeiro, caruru-de-porco, etc.) 
- Trompa de vácuo (ou bomba de vácuo); 
- Massa plástica de modelar; 
- Lâmina de barbear; 
- Quitazato. 
 
PROCEDIMENTO 
 Retire quatro secções de ramos, de mais ou menos 0,10 - 0,15m, de 
uma das plantas recomendadas pelo instrutor. Deixe-os murchar durante uma 
ou duas horas, sobre a mesa do laboratório. Quando as secções si verem 
“tombando”, por falta de turgescência, submeta esses ramos aos seguintes 
tratamentos: 
 
1- Mergulhe a base do primeiro ramo num copo de água. 
2- Corte cerca de 50 mm da base do segundo ramo e mergulhe a extremidade 
cortada em água, como no caso anterior. 
3- Mergulhe em água a base do terceiro ramo, corte cerca de 50 mm dessa 
base (debaixo d´água) e deixe-o absorvendo água no copo. 
4- Coloque a base do quarto ramo num frasco para vácuo (quitazato) contendo 
água até a metade. Tampe bem a boca do frasco com massa de modelar (com 
cuidado para não quebrar ou amassar o caule) e aplique vácuo durante uns 5 
minutos. Desligue o vácuo e deixe o ramo absorvendo água do próprio frasco. 
 Observe os quatro tratamentos continuamente, durante cerca de 30 
minutos, anotando os sinais de recuperação. Explique as diferenças 
observadas. 
 
QUESTÕES 
1- Dentre os tratamentos aplicados, que ramos recuperam a turgescência mais 
rapidamente? 
2- Como você explica as diferenças na rapidez de recuperação da turgescência? 
3- Como você poderia correlacionar esse fenômeno com a teoria coeso-tenso-
transpiratória? 
4- Tendo em vista suas observações, que recomendações você faria a um 
floricultor, quanto ao período do dia mais indicado para corta ramos de flor? Que 
explicação você daria para justificar sua recomendação 
5- Como você trataria um ramo de flor para conservá-lo túrgido por mais tempo? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRÁTICA Nº 16 
 
EXSUDAÇÃO DA SEIVA DO FLOEMA 
 
INTRODUÇÃO 
 Quando se corta o caule sadio de aboboreira/mamoeiro o floema exsuda 
rapidamente. A exsudação começa com grande velocidade, mas, dentro de 
dois minutos, diminui e pára. Cortando-se uma fatia de um milímetro da base 
do caule, o processo se renova. Pode-se repetir a operação por horas, e o 
volume total de exsudado coletado é muitas vezes maior do que o volume do 
floema do caule que foi removido, nos cortes sucessivos. 
 O fato descrito comprova a existência de pressão (positiva) no conteúdo 
do floema e constitui uma evidência a favor da hipótese do fluxo em massa. A 
existência da pressão na seiva do floema é um requisito fundamental para 
hipótese de Munch (fluxo por pressão). 
 
OBJETIVO 
Verificar a existência da pressão (positiva) na seiva do floema. 
 
MATERIAL 
- Folha de aboboreira, com pecíolo; 
- Álcool etílico comercial; 
- Tubo de ensaio grande; 
- Lâmina de barbear 
 
PROCEDIMENTO 
Pegue um tubo de ensaio contendo álcool até cerca da metade da altura. 
Corte a base do pecíolo de uma folha de aboboreira, usando uma lâmina de 
barbear, e introduza rapidamente o pecíolo no tubo com álcool. 
Observe. 
 Quando a exsudação parar, remova o pecíolo do álcool, corte uma pequena 
fatia de sua base e introduza-a novamente no álcool. Repita a operação por 
mais algumas vezes. 
 Agora tome uma folha murcha da mesma espécie e proceda da mesma 
forma. A observação de fios do exsudato é mais fácil quando se coloca o tubo 
contra luz. 
 
QUESTÕES 
1- De que regiões do pecíolo sai o exsudato? 
2- Por que a exsudação paralisa após alguns minutos? 
3- Qual é o exsudato normal da seiva do floema, sob pressão ou sob tensão? 
 Justifique sua resposta. 
4- Na folha murcha, observe se a exsudação da seiva do floema. Por que a 
intensidade da exsudação é menor que na folha túrgida? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRÁTICA Nº 17 
 
CONSTRUÇÃO DO MODELO DO FLUXO POR PRESSÃO – MODELO DE 
MUNCH 
 
INTRODUÇÃO 
 A hipótese do fluxo por pressão levantada por Munch, em 1926, é a mais 
difundida para explicar a translocação no floema. Ela implica mecanismo 
passivo de transporte no floema sem, no entanto, desprezar o concurso de 
energia metabólica. O sistema para comprovar o modelo de Munch é de fácil 
construção e envolve dois osmômetros interligados por um tubo. 
 
Objetivos 
Construir o modelo indicativo do fluxo em massa, por pressão (hipótese 
de Munch), e observar seu funcionamento. 
 
MATERIAL 
- Solução de bicromato de potássio; 
- Solução de sacarose a 25%; 
- Pedaços de barbante; 
- Sacos de diálise; 
- Vara de vidro em forma de “U”; 
- Béqueres de 1L (2). 
 
PROCEDIMENTO 
 Coloque em água, por uma hora, duas tiras, de 0,15 m de comprimento 
cada uma, de tubos de membrana de diálise. Amarre cuidadosamente uma das 
extremidades das tiras, de maneira a não deixar qualquer vazamento. 
 Encha um dos sacos com solução de sacarose/glicose concentrada e 
amarre vigorosamente a outra extremidade na parte terminal da vara de vidro 
em forma de “U”. O outro saco de diálise, contendo água pura deverá ser 
amarrado na outra extremidade da vara de vidro. 
 Faça a imersão do saco com sacarose em um béquer com água 
contendo a solução de bicromato de potássio. O saco de diálise com água 
deve ser imerso em outro copo contendo água de torneira. 
 Disponha o conjunto de tal maneira que o copo contendo o saco com 
sacarose fique num nível inferior (cerca de 0,10 a 0,15m) em relação ao copo 
do saco contendo apenas água. 
 Observe o sistema em operação, durante cerca de 1 hora. 
 
QUESTÕES 
1- Como as três partes deste modelo podem ser correlacionadas com as partes 
de uma planta viva? 
2- Qual é o papel do bicromato de potássio colocado no copo com o saco 
contendo sacarose? 
3- Na hipótese do fluxo em massa, modelo de Munch, qual é a força motriz do 
movimento? 
4- Qual é a evidência, nesse modelo artificial, de que a translocação de solutos 
orgânicos se dá sob pressão e não sob tensão? 
5- No modelo artificial de Munch, o transporte da solução de sacarose paralisa-
se após algum tempo. Como se explica que, numa planta viva, o fluxo se 
mantenha sustentado, sempre no sentido da fonte para o dreno? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SEÇÃO VI 
 
PERMEABILIDADE E TRANSPORTE 
 
 As células das plantas superiores são circundadas por membranas que 
limitam o protoplasto (plasmalema), o vacúolo (tonoplasto) e as organelas, tais 
como cloroplastos, mitocôndrias, peroxissomos e glioxissomos. Os cloroplastos 
e as mitocôndrias apresentam dupla membrana. 
 Investigação a respeito da composição química, da ultra-estrutura e das 
funções das membranas indicam que todas possuem características comuns. A 
composição química mostra que praticamente todas apresentam cerca de 69% 
de proteínas e 40% de lipídios. Quanto à ultra-estrutura, não se conhece ainda 
ao certo, sua arquitetura e os tipos de forças que causam a coesão dos 
constituintes protéicos e lipídicos. Com relação às suas funções, sabe-se que 
estas apresentam permeabilidade diferencial em relação às partículas 
(moléculas ou íons). Essa seletividade está provavelmenteassociada à 
natureza da partícula, à ultra-estrutura da própria membrana e à disponibilidade 
de energia metabólica. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRÁTICA Nº 18 
 
PERMEABILIDADE DAS MEMBRANAS CELULARES A MOLÉCULAS E 
ÍONS 
 
INTRODUÇÃO 
 O vermelho-neutro é um corante vital, que penetra rapidamente no 
interior da célula, acumulando-se no vacúolo. E meio ácido, o corante 
apresenta-se rosado ou avermelhado e, em meio alcalino amarelado, com o 
ponto de viragem a um pH próximo de 7,2. Como o conteúdo vacuolar do 
levedo é de caráter ácido, ao penetrar a célula o vermelho-neutro apresenta 
coloração rosada. Se uma base penetrar no interior da célula, alterando 
conseqüentemente o pH do meio celular, o vermelho-neutro muda de 
coloração, pasando a amarelo. Assim, esse corante pode dar uma indicação de 
velocidade de penetração e uma substância pelo tempo necessário para 
modificar sua coloração. 
 
OBJETIVO 
Avaliar a permeabilidade diferencial de células de levedo a moléculas e 
íons. 
 
MATERIAL 
- Levedo (fermento de padaria); 
- Solução de carbonato de sódio a 0,5%; 
- Solução de vermelho neutro a 0,02% 
- Solução de ácido clorídrico 0,02N; 
- Solução de ácido acético 0,02N; 
- Solução de hidróxido de sódio 0,02N; 
- Solução de hidróxido de amônio 0,02N; 
- Tubos de ensaio (6); 
- Estante para tubo de ensaio; 
- Funil de vidro; 
- Papel-filtro de porosidade fina. 
 
 
 
PROCEDIMENTO 
Prepare uma suspensão de levedo a 20% em carbonato de sódio a 0,5% 
e coloque 2 ml desta suspensão em 5 tubos de ensaio. 
 A cada um dos tubos adicione igual quantidade de solução de vermelho-
neutro em água a 0,02%. 
 Prepare um sexto tubo contendo apenas vermelho-neutro e carbonato 
de sódio em quantidades iguais. 
 Anote a coloração da solução de carbonato de sódio mais vermelho-
neutro (tubo 6) e das suspensões do levedo com o carbonato de sódio e 
vermelho-neutro (tubos 1 a 5) e interprete as diferenças. 
 Faça agora os seguintes testes: 
(1) Filtre o conteúdo do primeiro tubo e observe a cor do material retido no 
papel-filtro. Adicione ao filtrado 1 ml de solução de vermelho-neutro e registre o 
ocorrido. 
(2) Ferva em banho-maria o tubo 2, com respectivo conteúdo, e observe o que 
acontece. Explique o resultado. 
(3) Adicione 3 ml da solução de hidróxido de sódio 0,02N ao tubo 3. 
(4) Acrescente 4 ml da solução de hidróxido de amônio 0,02N aos tubos 4 e 5. 
(5) Aos tubo 4 e 5, já com hidróxido de amônio, acrescente, respectivamente, 2 
ml de ácido clorídrico 0,02N e 2 ml de ácido acético 0,02N. Faça uma 
observação bem rápida da possíveis mudanças de cor da solução indicadora. 
 
 Na interpretação dos resultados, tenha em mente que, em solução 
aquosa, o carbonato de sódio, o ácido clorídrico e o hidróxido de sódio estão 
em estado predominantemente ionizado; o ácido acético e o hidróxido de 
amônio encontram-se, principalmente, na forma molecular. Leve também em 
consideração a estrutura das membranas celulares. 
 
QUESTÕES 
1- Por que o vemelho-neutro adquire a coloração de reação ácida ao ser 
adicionado à suspensão de levedo em carbonato de sódio, que tem reação 
básica? Qual o tempo para a mudança de coloração? 
2- Sabendo que todos os íons utilizados durante o experimento são 
monovalentes, como você explica a penetração mais rápida do íon potássio em 
relação ao sódio? 
3- Por que moléculas de peso relativamente baixo atravessam mais 
rapidamente as membranas celulares do que o íons de peso semelhante? 
4- A uma suspensão de levedo em Na2CO3 a 0,5% foi adicionado ma solução 
de vermelho-neutro; a mistura foi fervida. Por que ela apresentou cor amarela 
após fervura? 
5- Uma suspensão de levedura foi misturada com uma solução de vermelho-
neutro, adquirindo uma coloração avermelhada. Com a adição de NH4OH 
(0,02N), tornou-se amarelada imediatamente. O que você conclui quanto ao pH 
do suco celular e à permeabilidade das membranas ao NH4OH? Explique. 
6- Por que, para a execução deste experimento, é imprescindível a utilização 
do vermelho-neutro? 
7- Supondo que haja quatro tipos de partículas, AB, C+, D++, E+++, e que a 
penetração dessas partículas numa membrana celular se dê por difusão 
simples, qual a ordem decrescente de penetração e por quê? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRÁTICA Nº 19 
 
EFEITO DA TEMPERATURA SOBRE A PERMEABILIDADE DAS 
MEMBRANAS CELULARES 
 
INTRODUÇÃO 
A beterraba contém um pigmento vermelho hidrossolúvel, a betanina, do 
gruo das betacianinas, que, juntamente com as betaxantinas, forma uma classe 
de pigmentos vermelhos e amarelos denominados betalaínas. Esses 
pigmentos são encontrados apenas em 10 famílias, pertencentes todas a uma 
só ordem. 
 A estrutura molecular das betala´nas, que contém nitrogênio, não guarda 
nenhuma relação co a das antocianinas, mas elas como os flavonóides em 
geral, possuem um açúcar e sua molécula. A parte da molécula de betanina 
sem o açúcar é a betanidina, que conserva a cor. 
 Ao contrário da antocianinas, as betalaínas não mudam de cor com a 
variação do pH. 
 O tonoplasto e a plasmalema são essencialmente impermeáveis às 
antocianinas e betalaínas. Entretanto, com tratamentos adequados, a 
permeabilidade pode aumentar, fazendo com que estes pigmentos saiam das 
células. Vários fatores ambientais podem afetar, ou mesmo desorganizar, a 
permeabilidade diferencial das membranas, como a temperatura. 
 
OBJETIVO 
Observar o efeito de temperaturas diversas sobre a permeabilidade de 
membranas de células de raízes de beterraba. 
 
MATERIAL 
- Raízes de beterraba; 
- Tubos de ensaio (6) 
- Pipeta de 20 ml; 
- Perfurador de rolha; 
- Banho-maria; 
- Suporte para tubo de ensaio. 
 
PROCEDIMENTO 
Retire, com um furador de rolhas, cerca de 10 mm de diâmetro, cilindro 
de uma raiz de beterraba vermelha. Corte 7 pedaços de coloração homogênea, 
com 20 mm de comprimento, e lave-os por cerca de 5 minutos, em água 
corrente, até que não saiam mais pigmentos pelas superfícies de corte. 
 Deixe um cilindro no congelador (-15ºC), por mais ou menos uma hora e 
coloque os cilindros restantes em tubos de ensaio contendo 13 ml de água 
destilada. 
 Leve os tubos de ensaio para banhos às temperaturas de 0, 10, 20, 40 e 
60ºC, mantendo-os nessas condições, por cerca de uma hora. Retire o cilindro 
de congelador e coloque-o em um tubo de ensaio contendo 13 ml de água 
destilada, agitando-o. 
 Transfira o conteúdo de cada tubo para uma cubeta de 
espectrofotômetro e leia as respectivas absorbâncias, a 525nm. 
 Construa um gráfico em que apareçam as temperaturas nas abscissas e 
as absorbâncias nas ordenadas. 
 
QUESTÕES 
1- Por que a absorbância é bastante baixa entre 10 e 30 ºC e aumentando em 
temperaturas mais elevadas? 
2- Por que a absorbância é alta quando se congela o cilindro de beterraba? 
3- Que outro tratamento provocaria o mesmo efeito? 
4- Cilindros de batatinha poderiam ser utilizados para estudar a permeabilidade 
pelo método colorimétrico? Justifique. 
5- Por que os fruticultores geralmente armazenam seus frutos em temperaturas 
baixas, mas nunca inferiores a zero? 
6- Desenhe um modelo de membrana, indicando sua constituição química. 
7- Qual é a importância da lavagem dos cilindros de beterraba durante 5 
minutos em água corrente?