Análises Físico-Químicas e Bacteriológicas de Mel

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO MARANHÃO 
PRÓ-REITORIA DE EXTENSÃO 
CENTRO DE CIÊNCIAS EXATAS E TECNOLOGIA 
DEPARTAMENTO DE TECNOLOGIA QUÍMICA 
 
 
 
CURSO DE ANÁLISES 
FÍSICO-QUÍMICAS E MICROBIOLÓGICAS DE 
MEL DE ABELHA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
São Luís 
2008 
1 INTRODUÇÃO 
 
 
O mel floral é um produto obtido do néctar das flores, que é processado por 
insetos sociais em especial as abelhas, que possuem toda a sua anatomia adaptada, 
onde sua anatomia interna é utilizada para armazenar, transportar o néctar das 
flores, bem como transformar o néctar em mel e transportar a água coletada no 
campo (ANEXO A). Segundo Guedes (2000), em artigo para o Almanaque Rural 
Apicultura, as abelhas então produzem o mel com características que variam de 
acordo com o tipo floral visitado. (Figura 1). 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1 - Abelha sem ferrão não identificada. 
 
Para produzir 100 g de mel uma abelha deve visitar cerca de um milhão de 
flores com ajuda de sua problocide (tromba), a abelha suga o néctar e o armazena 
em seu estômago de mel, voltando para a colméia. Uma abelha sem carga voa a 65 
km/h, juntando-se a sua colheita, cujo peso pode alcançar 1/4 do peso do seu corpo, 
ela diminui a sua velocidade de vôo para 30 km/h. Para obter 1 kg de mel, a abelha 
deve levar para colméia de 120.000 a 150.000 cargas de néctar. Se as flores, das 
quais as abelhas coletam a substância adocicada, estão a 1,5 km da colméia, para 
transportar cada 963 cargas cada abelha terá que voar 3 km. Conseqüentemente 
deverá percorrer um total de 360.000 a 460.000 km, para produzir um quilo de mel. 
(FUENTES, 2004). 
Nos tempos antigos fazia-se abundante consumo de mel como alimento 
promovedor de saúde e longevidade. A exemplo de Hipócrates, Pitágoras e tantos 
outros. Com a descoberta do açúcar de cana, e mais recentemente com os 
adoçantes químicos artificiais, o consumo de mel como alimento infelizmente caiu 
em desuso. Essa substituição trouxe enormes prejuízos ao homem. 
Mel de abelhas é o único alimento que não apodrece. Os arqueólogos 
encontraram mel nas tumbas egípcias com mais de 2.000 anos no estado 
cristalizado, em perfeito estado de conservação. Tanto que para validade do mel, é 
apenas simbólica, sendo concedido o prazo máximo de alimentos, que é de dois 
anos, além da observação de que é melhor “consumir até...”, o que não quer dizer 
que após aquela data o produto esteja estragado. 
Mel de abelhas é ao mesmo tempo alimento e medicamento, já afirmava 
Hipócrates o pai da medicina. O mel faz bem ao: coração, fígado, intestino, pulmões, 
pele, boca, rins e praticamente a todo corpo humano, sem nenhuma contra 
indicação. 
Seu uso diário, em substituição ao açúcar industrializado, só traz vantagens 
à saúde, principalmente à prevenção de cáries e o desaparecimento de gorduras 
localizadas, comuns aos consumidores de açúcar. (NATIPE, 2002). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2 REVISÃO DE LITERATURA 
 
2.1 História do surgimento das abelhas 
 
Há evidências de que as plantas eram polinizadas por abelhas desde o 
período terciário. Entre 24 e 40 milhões de anos atrás, já havia abelhas Pebleia sp 
(Figura 2) e Proplebeia (Mirins), seus fósseis foram encontrados na atual República 
Dominicana, no Caribe, perfeitamente conservados em âmbar. Um fóssil de Trigona 
sp (Figura 3) com 30 milhões de anos foi encontrado na Sicília e há outros de 
diferentes regiões, datados em 40 milhões de anos. Essas relíquias indicam que no 
período Eoceno já havia abelhas especializadas em determinadas plantas e que a 
maioria dos grupos conhecidos hoje já existia. Alguns estudiosos acreditam que a 
origem das abelhas tenha ocorrido no período Cretáceo, devido à descoberta de 
fóssil de Meliponae em New Jersey, América do Norte, sendo datada em 80 milhões 
de anos, idade que corresponde à Era Cretácea. (GUEDES, 2000). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2 - Abelha Plebéia sp. Figura 3 - Trigona sp na flor 
 de coroa-de-cristo. 
 
2.1.1 Primeiros Apicultores 
Acredita-se que os primeiros apicultores da história foram os egípcios, 
porque já criavam abelhas em potes de barro no ano 2.400 a.C. Prática que foi 
imortalizada nas paredes de suas pirâmides. No entanto, há registros que vinculam o 
pioneirismo a outro lugar. Os hindus já apreciavam mel em 6.000 a.C. e utilizavam 
própolis como cicatrizante. O mel também fazia parte do cardápio dos Sumérios 
(Figura 4) em 5.000 a.C. e havia colméias na ilha de Creta por volta de 3.400 a.C. 
(GUEDES, 2000). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Tumba de Pa-bu-sa. Luxor. Egipto. 
 
 Cueva de la Araña, em Bicorp (Valencia, Espana) 
 
Figura 4 - Pinturas Rupestre de aproximadamente 8.000 e 630 a.C. 
 
2.1.2 Apicultura no Brasil 
2.1.2.1 Meliponicultura 
 
Até 1840 as abelhas criadas no Brasil eram as nativas dos gêneros 
Lestrimellitini, Trigonini e Meliponini (Meliponae) (Figura 5), onde a sua maioria no 
mundo habita as regiões tropicais e subtropicais do país. Adaptadas ao meio 
ambiente são fundamentais para polinização de algumas espécies vegetais, porém 
inúmeras abelhas já foram extintas pelas queimas e desmatamentos provocados 
pelo homem. (GUEDES, 2000). 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 5 - Mandassaia (Melipona quadrifasciata) 
 
Segundo o Dr. Paulo Nogueira Neto, estudioso das abelhas Meloponineos 
para o Museu Nacional, primeiro a ensaiar uma criação científica, as velas, de muitos 
lugares da América Latina, são feitas de cera produzidas pelas abelhas. Segundo 
este estudioso “é provável que a maior parte do mel e da cera usados nos três 
primeiros séculos após o descobrimento viesse da abelha Urussú, a mais vulgar e a 
mais abundante em todo o Brasil” (NOGUEIRA NETO apud MEL E ABELHAS 
BRASILEIRAS, 2004). 
Entre 1850 e 1870 o brilhante farmacêutico Theodoro Peckolt ocupou-se em 
classificar e estudar as Trigonildas, abelhas sociais do Brasil. As abelhas bem como 
as observações biológicas de Peckolt foram enviadas a Frederic Smith, do British 
Musseum em remessas sucessivas. O pesquisador britânico fez uma monografia 
sobre as abelhas sociais do Brasil. (MEL E ABELHAS BRASILEIRAS, 2004). 
Nos estudos químicos realizados por Peckolt há a constatação de ausência 
de sacarose em alguns méis indígenas. Essa constatação química serviu de pretexto 
para que Rodolfo não incluísse a produção das abelhas nativas na farmacopéia 
brasileira (MEL E ABELHAS BRASILEIRAS, 2004). 
Os farmacêuticos brasileiros passaram quase toda a década de 40 do século 
XX tentando revisar a farmacopéia brasileira. Entre os quais estava o mel, tendo 
como grande defensor Elsior Coutinho que publicou suas idéias na revista brasileira 
de farmácia em 1941. 
2.1.2.2 Apicultura 
 
Em 1839, teve início à criação de abelhas que não eram de origem nativa do 
Brasil, aonde colméias vindas de Portugal para o Rio de Janeiro, a mando do Padre 
Antônio Carneiro Aureliano, ao fim de dois anos já haviam produzido mais de 200 
colméias dessas abelhas na Quinta Imperial. (GUEDES, 2000). 
Outros imigrantes, de origem alemã, em meados de 1845 iniciaram uma 
criação de abelhas Apis Nigra e Apis mellifera, para os estados do sul e sudoeste do 
país. “Em 1879, o apicultor Frederico Hanemann introduziu abelhas italianas (Apis 
mellifera lingustica) no Rio Grande do Sul, e uma colônia da mesma espécie chegou 
a Pernambuco em 1895, trazida pelo Padre Amato Van Emelen” (GUEDES, 2000, P. 
8). 
A partir das descobertas do geneticistaWarwick Estevan Kerr, na década de 
40, aumentou o interesse comercial e científico na cultura das abelhas. Suas 
observações a respeito dos hábitos e comportamentos das abelhas nativas e 
introduzidas no Brasil trouxeram um enorme desenvolvimento para a apicultura 
brasileira. (GUEDES, 2000). 
 
2.2 Taxonomia 
 
A taxonomia das abelhas mostra as principais características físicas e 
morfológicas das abelhas, nativas sem ferrão, daquelas que possuem ferrão, das 
sugadoras e das lambedoras de néctar bem como daquelas que formam colônias e 
aquelas que são solitárias. (Figura 6). 
 
 
 
 
Figura 6 - Fluxograma - Taxonomia. 
 
A Tiúba (Melipona compressipes fasciculata), abelha nativa sem ferrão 
genuinamente maranhense, enquadra-se no filo Arthropoda, classe Insecta, 
subclasse Pterygota (possuem asas), ordem Hymenoptera (insetos com quatro asas 
membranosas), subfamília Apoidea, família Apidae (abelhas sugadoras de língua 
Filo: Arthropoda 
Classe: Insecta 
Subclasse: Pterygota 
Ordem: Hymenoptera 
Subfamília: Apoidea 
Apinae 
(Abelhas com ferrões) 
Meliponinae 
(Abelhas sem ferrões) 
Apis Bombus Meliponini Trigonini Lestrimellitini 
longa), gênero Meliponinae, na subfamília meliponae (abelhas com ferrão atrofiado) 
dos gêneros Meliponini. 
 
2.3 Definição do mel de abelha 
 
A elaboração do mel resulta de duas modificações principais (processos) 
sofridas pelo néctar, uma física pela desidratação (eliminação da água), através da 
evaporação na colméia e absorção no papo, a outra reação química que atua sobre 
o néctar, transformando a sacarose, através da enzima invertase, em glicose e 
frutose. Ocorrem mais duas reações, em escala menor, que consiste em transformar 
o amido do néctar, através da enzima amilase em maltose e a enzima glicose-
oxidase transforma a glicose em ácido glicônico e peróxido de hidrogênio, este 
último, conhecido como água oxigenada. (LENGLER, 2001). A fonte principal do mel 
é o néctar das flores, açúcares dissolvidos secretados pelos nectários e colhido 
pelas abelhas. (Figura 7). 
 
 
Figura 7 - Abelha Uruçu (Melipona scutelaris) 
 
 
Outra fonte, em pequena proporção é o mel originado do orvalho, cuja 
secreção, de folhas de certas plantas, cochonilhas (muito freqüente nos Alpes 
Europeus) e substâncias doces diversas (bagaço de cana-de-açúcar e frutas). 
(LENGLER, 2001). 
O mel é basicamente uma mistura complexa de açúcares altamente 
concentrada. 
O mel de abelhas é um produto muito apreciado, no entanto, de fácil 
adulteração com açúcares ou xaropes. Desta forma, é necessário que haja algumas 
análises para a determinação da sua qualidade para que seja comercializado. 
Sua composição química foi objeto de revisões bibliográficas como a 
realizada por Campos e Serrano et al, apresentada em obra de Vilhena e Murandian, 
(1999 apud EVANGELISTA-RODRIGUES; SILVA; BESERRA, 2000, p. 5-6), “que 
sugeriram ser a composição do mel dependente de muitos fatores tais como: 
espécies colhidas, natureza do solo, raça de abelhas, estado fisiológico da colônia, 
estado de maturação do mel, condições meteorológicas, etc”. 
O mel da abelha do gênero meliponae, abelhas nativas sem ferrão, pouco se 
conhece a respeito de suas propriedades e características físico-químicas, tendo 
como base para estes estudos comparações com dados já existentes em relação ao 
mel das abelhas africanizadas. “Assim, se faz necessário estudar esse produto, 
porque os hábitos das abelhas nativas se diferenciam das abelhas africanizadas, 
podendo alterar também a composição do produto” (NOGUEIRA-NETO, 1997 apud 
EVANGELISTA-RODRIGUES; SILVA; BESERRA, p. 6). 
 
2.4 Composição química do mel de abelha 
 
Sabe-se que o mel é um produto que tem inúmeros componentes e 
substâncias em sua composição, desde açúcar até sais minerais, proteínas e 
vitaminas, com valores e proporções já determinados e que este mel é o da abelha 
Apis mellifera. O mais analisado para se obter dados e padrões a respeito dos 
valores e proporções destes componentes e substâncias presentes, como mostram 
as Tabelas 1 e 2 no item 2.4.1. 
 
2.4.1 Composição química do mel em geral 
 
A Tabela 1 apresenta valores de algumas análises físico-químicas realizadas 
com o mel de abelhas africanizadas (Apis mellifera). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tabela 1 - Composição físico-química do mel de flores e melato - instrução 
normativa nº 11 de 20 de outubro de 2000. 
Parâmetros físico-químicos Mel de flores Mel de melato 
1. Umidade máxima (%) 20,0 20,0 
2. Açúcares redutores (mínimo) (%) 65,0 60,0 
3. Sacarose (máximo) (%) 6,0 15,0 
4. Cinzas (resíduo mineral) (máximo) (%) 0,6 1,2 
5. Hidroxi Metil Furfural (máximo) (mg/kg) 60,0 60,0 
6. Acidez (máxima) (mg/kg) 50,0 50,0 
7. Atividade diastásica como mínimo 8 na escala Göthe (méis com baixo conteúdo 
enzimático, mínimo 3 na escala Göthe, sempre que o conteúdo de Hidroxi Metil 
Furfural não exceda a 15 mg/kg) 
8. Sólidos insolúveis em água (máximo) 0,1%, exceto mel prensado se tolera 0,5% 
Fonte: Lengler, 2001 
Açúcares redutores = glicose e frutose 
 
Quando o mel é secado e aquecido, no resíduo fica seu conteúdo em 
minerais. A Tabela 2 apresenta, em partes por milhão (ppm) o conteúdo de minerais 
do mel. 
 
Tabela 2 - Minerais em mel claro e mel escuro. 
Minerais Mel claro 
(ppm) mg/kg 
Mel escuro 
 (ppm) mg/kg 
 
Potássio 
Cloro 
Enxofre 
Cálcio 
Sódio 
Fósforo 
Magnésio 
Sílica 
Ferro 
Manganês 
Cobre 
 
205 
52 
58 
49 
18 
35 
19 
22 
2,40 
0,30 
0,29 
1676 
113 
100 
51 
76 
47 
35 
36 
9,40 
4,09 
0,56 
Fonte: Lengler, 2001 
 
No mel podem ser encontradas as seguintes substâncias: 
 
� Vitaminas: Vitamina A, Vitamina B (Tiamina), Vitamina B2 (Riboflavina), 
Vitamina B5 (Ácido Pantatênico), Vitamina B6 (Piridoxina), Vitamina B (Ácido Fólico), 
Vitamina C (Ácido Ascórbico), Vitamina H (Biotina), Vitamina PP (Niaciamina, 
niacina, ácido nicotínico); 
 
� Sais minerais: Cálcio, fósforo, enxofre, potássio, cloro, ferro, manganês, 
cobre, sílica, sódio; 
 
� Enzimas: Invertase, diastase, lípase, inulase, glicose-oxidase, catalase e 
fosfatase ácida; 
 
� Proteínas e aminoácidos: Prolinas, lisina, ácido glutâmico, ácido aspártico, 
arginina, cistina, glicina, histidina, isoleucina, leucina, metionina, felilalanina, serina, 
treonina, triptofano e tirocina. 
 
Temos ainda na composição do mel: cetonas e aldeídos e os ácidos e seus 
éteres. 
 
2.4.2. Aspectos Microbiológicos do Mel 
 
Além do seu uso como alimento, o mel tem sido utilizado pelas suas 
propriedades medicamentosas. A sua eficácia, como auxiliar terapêutico, tem sido 
demonstrada, embora, a explicação bioquímica desses efeitos ainda não seja 
conclusiva (MOLAN, 2001). Alguns dos compostos do mel são substâncias 
conhecidas como tendo ações fisiológicas que poderiam explicar tais efeitos. Sua 
capacidade de proteger a mucosa estomacal de ratos contra lesões induzidas por 
etanol está relacionada com a alta osmolaridade que é potencializada pelo aumento 
do fluido sem aumentar a acidez gástrica (GHARZOULI, 2001). Entre os diversos 
efeitos biológicos produzidos pelo mel, tem sido observado que este apresenta 
propriedades antibacteriana, antifúngica, imunológica e antioxidante (MOLAN, 2001; 
MOREIRA et al., 2001). 
O mel, quanto a suas propriedades é dividido em dois grandes grupos: 
méis peróxidos e méis não peróxidos ambos com poder bactericida sob uma grande 
variedade de microrganismos. Os méis peróxidos são os que têm como substância 
ativa o peróxido de hidrogênio e os méis não peróxidos têm seu efeito devido a 
outros compostos químicos como: ácidos orgânicos, destacando-se o ferúlico e o 
caféico, outros compostos fenólicos, flavonóides como: galangina, crisina e 
quercitina (TAORMINA etal., 2001). As ações antibacteriana e antifúngica têm sido 
amplamente divulgadas, nos mais diferentes agentes etiológicos de interesse 
médico, como Escherichia coli, Salmonella thyphimurium, Shigella sonnei, Listeria 
monocytogenes, Staphylococcus aureus, Streptococcus viridans, Helicobacter pylori 
e Candida albicans, entre outros (THEUNISSEN et al., 2001). 
Um aspecto importante da produção do mel em qualquer nível é a 
manutenção da qualidade do produto. A qualidade do mel utilizado como alimento 
está relacionada a pelo menos quatro fatores básicos: 1) o tipo de frasco utilizado 
para o envaze; 2) às condições de estocagem do produto; 3) às condições higiênicas 
da coleta e 4) às características higiênicas das abelhas. 
As embalagens apresentam um papel fundamental na preservação dos 
alimentos, funcionam como uma barreira física entre o produto embalado e seu 
entorno, resguardando o produto da incidência de luz e contato direto com a 
umidade atmosférica. A deficiência de hermetismo entre a tampa e o corpo da 
embalagem permite a passagem de umidade para o interior o que pode 
comprometer consideravelmente a sua qualidade. A umidade pode favorecer a 
fermentação de açúcares causada por microrganismos osmofílicos presentes no mel 
que fazem parte da sua microbiota ou que foram veiculados durante o processo de 
manejo ou que ainda não foram totalmente eliminados ou controlados durante o 
processo de pasteurização (RIEDEL, 1981). 
Segundo Lengler (2003), o armazenamento prolongado e em temperatura 
acima de 30ºC favorece a produção de hidroxi-metil-furfural (HMF) no mel, que deve 
ser avaliada em função do tempo de armazenamento. As modificações físico-
químicas, como a produção de (HMF), que é tóxico para as abelhas, serve de 
indicador de armazenamento inadequado e de adulteração do mel. Diferentes 
temperaturas de armazenamento podem favorecer granulação, fermentação e 
cristalização no mel, porém, mel cristalizado sem indícios de fermentação, pode ser 
consumido. 
A coleta do mel é de grande importância para a qualidade do produto 
destinado à comercialização. Tem que ser levado em consideração a época do ano 
com menor pluviosidade e umidade, além do procedimento de coleta de forma 
higiênica. Alguns produtores extraem o mel espremendo os favos com as mãos, 
outros utilizam hastes de metal ou madeira para perfurar o favo, fazendo-o escorrer e 
depois o filtram. Existe ainda a coleta por meio da aspiração com auxílio de uma 
bomba e a coleta por centrifugação (KERR, 1996). 
A qualidade do mel não depende apenas das práticas higiênicas do 
produtor, mas também está relacionada com os hábitos higiênicos das abelhas. A 
maioria das meliponas costuma visitar excrementos humanos, de animais e águas 
poluídas (NOGUEIRA NETO, 1997), ainda segundo este autor, com relação a esses 
hábitos, as abelhas são classificadas em: limpas, ocasionalmente limpas e sujas. 
Neste último grupo há as abelhas com hábitos bem menos adequados a ponto de 
seu mel não ser recomendado para consumo humano. A abelha mais higiênica é a 
popular Jati, (Tetragonisca angustula). Outras com hábitos higiênicos impróprios 
incluem: a Cupira, (Partamona cupira), Mandassaia (M. quadrifasciata), Jandaíra do 
Nordeste, (M. subnitida), Uruçú do Nordeste, (M. scutellaris), e (T. testaceicornis) já 
foram vistas coletando excrementos humanos, de animais e, a maioria, até mesmo 
barro para a construção de suas colméias. A Trigona necrofaga e outras espécies de 
trigonas são descritas como tendo o hábito de visitar carcaças de animais mortos 
para retirar deles sua fonte de proteínas. Nogueira Neto (1997) alerta para o risco de 
o mel transmitir a hepatite A. Além disso, existe ainda o risco de transmissão do 
botulismo infantil (NAKANO, H. & SAKAGUCHI, 1991) e da salmonelose, uma vez 
que o agente etiológico desta última patologia permanece viável por até 34 dias no 
mel de Apis. Este risco está relacionado com práticas higiênicas inadequadas. No 
mel das meliponas a viabilidade da Salmonella ainda não é conhecida (GROSSO et 
al., 2002). 
Para as abelhas do gênero Apis com características biológicas, 
produtividade, tipo de colônias, características físico-químicas e hábitos higiênicos 
diferentes das meliponas, existem normas estabelecidas para o físico-químico de 
qualidade do mel. O mesmo não acontece com o mel produzido por meliponas, pois 
não há, até o momento, normas que possam direcionar os procedimentos de análise 
ou que permitam estabelecer critérios para o consumo, tempo de estocagem, 
critérios de aceitação ou rejeição do consumo deste. Os artigos que se referem ao 
mel de meliponas sempre traçam paralelos com méis das abelhas do gênero Apis o 
que é inaceitável (CORTOPASSI-LAURINO & GUELLI, 1991). 
 
2.4.3. Mel de abelhas sem ferrão 
 
O mel das abelhas sem ferrão é rico em açúcar, contendo sais minerais, 
vitaminas, proteínas, podendo ser usado na complementação alimentar, como fonte 
desses nutrientes e até mesmo na prevenção de algumas doenças e infecções. 
O mel das abelhas sem ferrão é armazenado em potes feito de cera para 
armazenamento, maturação e conservação sendo que assim que o mel estiver 
maduro os potes são abertos e servem para alimentar todas as abelhas da colméia, 
inclusive a rainha, sendo que, esta recebe uma quantidade maior de mel para poder 
se desenvolver (ANEXO B), diferentemente do que ocorre com as abelhas 
africanizadas que guardam o seu mel em favos organizados de uma maneira 
totalmente diferente a das abelhas nativas sem ferrão e alimentam a sua rainha com 
geléia real. (Figura 8). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 8 - Potes de mel e favos de cria da abelha nativa. 
 
 
 
Outras características desse mel são suas propriedades organolépticas 
como cor, viscosidade, sendo mais fluido e mais claro que o mel da abelha Apis. 
Segundo Fuentes (2004, p. 2). (Figura 9). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 9 - Méis de abelhas indígenas sem ferrão corretamente 
colhidos e armazenados. 
 
2.5 Regulamento Técnico de Identidade e Qualidade do Mel de Abelha 
 
 Considerando a necessidade de padronizar o processamento de produtos de 
origem animal, visando assegurar igualitárias e total transparência da elaboração e 
comercialização deste produto, resolve segundo a instrução normativa nº 11 de 20 
de outubro de 2000 do Ministério da Agricultura e do Abastecimento: 
 
� Art. 1° - Aprovar o Regulamento Técnico de Identidade e Qualidade do Mel de 
Abelha; 
 
a) Art. 2° - Revogar a Portaria n° 367, de 4 de setembro, que aprovou o 
Regulamento Técnico de Identidade e Qualidade do Mel de Abelha. 
 
2.5.1 Objetivo 
 
Estabelecer a identidade e os requisitos mínimos de qualidade que deve 
cumprir o mel destinado ao consumo humano direto. 
Este Regulamento não se aplica para mel industrial e mel utilizado como 
ingrediente em outros alimentos. 
 
 
 
 
 
2.5.2. Definição 
 
Entende-se por mel, o produto alimentício produzido pelas abelhas melíferas, 
a partir do néctar das flores ou das secreções procedentes de partes vivas das 
plantas ou de excreções de insetos sugadores de plantas que ficam sobre partes 
vivas de plantas, que as abelhas recolhem, transformam, combinam com 
substâncias específicas próprias, armazenam e deixam madurar nos favos da 
colméia. 
 
2.5.3 Classificação 
2.5.3.1 Por sua origem 
 
a) Mel floral - é o mel obtido dos néctares das flores. 
 
� Mel unifloral ou monofloral - quando o produto proceda 
principalmente da origem de flores de uma mesma família, gênero ou 
espécie e possua características sensoriais, físico-químicas e 
microscópicas próprias. 
 
� Mel multifloral ou polifloral - é o mel obtido a partir de diferentes 
origens florais. 
 
b) Melato ou Mel de Melato - é omel obtido principalmente a partir de 
secreções das partes vivas das plantas ou de excreções de insetos sugadores 
de plantas que se encontram sobre elas. 
 
2.5.3.2 Segundo o procedimento de obtenção de mel do favo 
 
a) Mel virgem - produto que flui espontaneamente dos favos, quando 
desoperculados; 
b) Mel centrifugado - obtido por processo de centrifugação; 
c) Mel prensado - obtido por compressão a frio; 
d) Mel em favos - mantido dentro dos próprios favos. 
 
 
 
 
 
 
3. CONTROLE DE QUALIDADE FÍSICO-QUÍMICO DO MEL DE ABELHA 
 
3.1 Equipamentos e acessórios 
 
Relacionam-se, aos equipamentos a serem usados nas análises. 
 
3.1.1 Balança digital 
 
Utiliza-se uma balança digital Automarte, modelo AL500, com carga 
mínima de 0,02 g e carga máxima de 500 g, para determinação das massas das 
amostras. 
 
3.1.2 Forno Mufla 
 
Utiliza-se um forno mufla elétrico QUIMIS-TECNAL, com termostato 
variando sua temperatura de 100 a 1200º C, para calcinação do mel. 
 
3.1.3 Estufa de secagem e esterilização 
 
Utiliza-se uma estufa para a secagem modelo 315-SE, com circulação 
mecânica de ar e com variação de 0 a 110°C. 
 
3.1.4 Chapa de aquecimento 
 
Utiliza-se para aquecimento e secagem das amostras, chapa metálica de 
aquecimento marca FANEM, modelo 170/3, com variação de temperatura de 0 a 
100º C. 
 
3.1.5 pH-metro 
 
Para leitura de pH, utiliza-se um pH-metro, marca DIGMED, modelo 
Dmph/1, com precisão de 10-1 unidades. 
 
 
 
 
 
 
3.1.6 Refratômetro 
 
Utiliza-se para medir a percentagem direta de sólidos solúveis das 
amostras. 
 
3.1.7 Bomba a vácuo 
 
Utiliza-se para eliminar o excesso de água por sucção e ajudar em favor 
da filtração na determinação de sólidos insolúveis em água. 
 
3.2 Materiais e vidrarias 
 
Materiais e vidrarias a serem utilizados: 
 
� Cápsulas de porcelana; 
� Cadinhos de porcelana; 
� Garra metálica; 
� Suporte universal; 
� Bico de bunsen; 
� Pêra de sucção; 
� Tela de amianto; 
� Papel de filtro; 
� Pinça; 
� Espátula; 
� Tripé; 
� Agitador magnético; 
� Magneto; 
� Pisseta; 
� Provetas (normais e rolhas 
esmerilhadas); 
� Buretas; 
� Bolinhas de vidro; 
� Erlenmeyers; 
� Pipetas (graduadas e 
volumétricas); 
� Balões volumétricos; 
� Beckers; 
� Bastão de vidro; 
� Dessecador; 
� Tubos de ensaio; 
� Bomba a vácuo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3.3 Reagentes e soluções 
3.3.1 Reagentes 
 
Reagentes a serem utilizados: 
 
� Éter etílico; 
� Resorcina; 
� Ácido tânico; 
� Hidróxido de sódio; 
� Sal de Rochelle (tartarato de 
sódio e potássio tetrahidratado) 
� Ácido clorídrico; 
� Amido. 
� Glicerina; 
 
3.3.2 Soluções 
 
Soluções a serem utilizadas: 
 
� Solução de ácido tânico 0,5%; 
� Solução clorídrica de resorcina; 
� Hidróxido de sódio 5 mol/L; 
� Solução de lugol; 
� Azul de metileno 1%; 
� Solução de Fehling A e B; 
� Soluções de mel; 
� Solução de hidróxido de sódio 
0,05 N; 
� Ácido clorídrico 0,05 N. 
 
3.4 Análises físico-químicas do mel de abelha 
 
As análises serão realizadas segundo os métodos físico-químicos para 
análise de alimentos do Instituto Adolfo Lutz (2005). 
 
3.4.1 Brix 
 
A percentagem de sólidos solúveis é obtida pela leitura direta no 
refratômetro de cada amostra analisada. Utiliza-se a tabela do respectivo aparelho, 
onde nos deu a devida correção da temperatura em que foi lida. 
 
 
 
 
 
 
3.4.2 Umidade 
 
Umidade corresponde à perda de peso pelo produto quando aquecido em 
condições em que a água é removida. Utiliza-se como referência a Tabela de 
Chataway (ANEXO C), obtendo a umidade em percentagem, simplesmente, pelo 
valor de grau Brix obtido. Onde, fez-se a devida correção da temperatura de 30°C 
para 20°C com auxílio da Tabela do aparelho refratômetro. 
 
3.4.3 Acidez 
 
Na determinação da acidez de cada amostra pesa-se 10 g das mesmas em 
erlenmeyers de 250 mL onde se colocam 75 mL de água livre de CO2 e agita-se. 
Titula-se com solução de hidróxido de sódio 0,05 N até o pH chegar a 8,5; logo em 
seguida acrescenta-se 10 mL de NaOH 0,05 N imediatamente. Titula-se novamente, 
agora com solução de ácido clorídrico 0,05 N até o pH chegar a 8,3. A determinação 
da acidez pode ser expressa pela Equação 3. 
 
� Correções: 
 NaOH corrigido = volume gasto NaOH x fator do NaOH 
 HCl corrigido = volume gasto do HCl x fator do HCl 
� Cálculos: 
 Acidez livre = (NaOH gasto corrigido – branco) x 50 / peso da amostra. (Eq. 1) 
 Acidez lactônica = (10 – vol. HCl gasto corrigido) x 50 / peso da amostra. (Eq. 2) 
 Acidez total = Acidez livre + Acidez lactônica (meq/kg) (Eq. 3) 
 
3.4.4 Cinzas 
 
Resíduo mineral fixa ou cinzas é o nome dado ao resíduo obtido por 
aquecimento de um produto em temperatura próxima a 550 – 570°C. 
Pesa-se 5,0 g de cada amostra em cadinhos de porcelana, previamente 
aquecida em forno mufla a 550°C, resfria-se em dessecador até temperatura 
ambiente e pesa-se. Calcina-se em temperatura baixa e incinera-se no forno mufla a 
 
 
 
 
550°C, por quatro horas. Resfria-se em dessecador até temperatura ambiente e 
pesa-se. A determinação do teor de cinzas pode ser expressa pela Equação 4. 
 
 Cinzas (%) = P
N100 ×
 (Eq. 4) 
 
Onde: 
N = massa em gramas de cinzas; 
P = massa em gramas da amostra. 
 
3.4.5 Açúcares redutores 
 
Determina a osmolaridade a qual está envolvida na eliminação e controle da 
fauna microbiana. 
Na determinação de açúcares redutores, pesa-se 2,0 g de cada amostra e 
em seguida completa-se o volume em um balão volumétrico de 100 mL. 
Em erlenmeyers junta-se 50 mL de água destilada mais 10 mL da solução 
de Fehling A e adiciona-se 10 mL da solução de Fehling B, deixa-se ferver, marca-
se dois minutos e começa-se a titular com a solução de mel diluída, sob agitação, 
usa-se como indicador 3 gotas de azul de metileno a 1% e titula-se até atingir 
coloração vermelho tijolo. A determinação dos açúcares redutores pode ser 
expressa pela Equação 5. 
 
Açúcares redutores (%) = 
 x VP
Fc x 100 100 ×
 (Eq. 5) 
 
 
Onde: 
 
Fc = Fator de correção equivalente a 0,05; 
P = massa em gramas da amostra; 
V = volume em mL gasto na titulação. 
 
 
 
 
 
3.4.6 Açúcares totais 
 
Determinam-se os açúcares de cada amostra tomando-se 50 mL da solução 
restante de mel da análise de açúcares redutores num balão de 100 mL, acrescenta-
se 3 gotas de HCl concentrado e leva-se em banho-maria por 15 minutos, deixa-se 
esfriar em temperatura ambiente, neutraliza-se com NaOH 5 mol/L e completa-se o 
volume do balão. Titula-se da mesma forma que foi realizada para os açúcares 
redutores. Em seguida procede-se igual à determinação de açúcares redutores 
sendo expressa pela Equação 6. 
 
Açúcares totais (%) = 
 x VP
Fc x 100 100 ×
 (Eq. 6) 
 
Onde: 
 
Fc = Fator de correção equivalente a 0,05; 
P = massa em gramas da amostra; 
V = volume em mL gasto na titulação. 
 
3.4.7 Açúcares não-redutores 
 
A determinação de açúcares não-redutores é realizada pela subtração dos 
valores dos açúcares totais menos os valores dos açúcares redutores em relação a 
cada amostra. A determinação dos açúcares não-redutores pode ser expressa pela 
Equação 7. 
 
% Açúcares não-redutores = % A.T. – % A.R . (Eq. 7) 
 
Onde: 
 
A.T. = açúcares totais; 
A.R. = açúcares redutores. 
 
 
 
 
 
3.4.8 Determinaçãode pH 
 
“Representa as concentrações de íons de hidrogênio em uma solução que é 
influenciada por fatores além da quantidade de ácidos presentes, particularmente 
pelo conteúdo mineral”. (WHITE, 1992 apud CARVALHO, 2001, p. 11). 
Pesa-se 10,0 g de mel dilui-se em 10 mL de água destilada e mede-se o pH 
usando-se o pH-metro previamente calibrado e estabilizado. 
 
3.4.9 Cor 
 
A cor é um fator determinante para a aceitação do mel no mercado mundial, 
sendo os méis mais claros os preferidos pelos consumidores. A cor do mel está 
relacionada com a origem floral, o processamento e o armazenamento (SEEMANN e 
NEIRA, 1988), mas ainda depende dos fatores climáticos durante o fluxo do néctar e 
da temperatura na qual o néctar é transformado em mel no interior da colméia 
(SMITH, 1967). 
Para a determinação da cor seleciona-se o espectrofotômetro na faixa de 
560 nm, deixa-se estabilizar, zera-se o equipamento, usando-se como branco de 
glicerina PA. Faz-se a leitura em absorbância e usa-se como referência a Escala de 
Pfund (ANEXO D), para a determinação da cor de acordo com a faixa. 
 
3.4.10 Determinação de sólidos insolúveis em água 
 
Pesa-se 25,0 g de cada amostra em beckers de 400 mL, adiciona-se 200 mL 
de água quente e deixa-se em ebulição durante 20 minutos, substituindo a água 
evaporada. Filtra-se em papel de filtro whatman nº 4 ou equivalente (previamente 
lavado com água quente, colocado em placa de petri e aquecido em estufa a 100-
110°C, durante 1 hora, resfriado em dessecador até a temperatura ambiente e 
pesado). Lava-se com 800 mL de água quente, elimina-se o excesso de água por 
sucção, coloca-se o papel de filtro com o resíduo na mesma placa de petri e aquece-
se em estufa a 100-110°C, resfria-se em dessecador e pesa-se. A determinação do 
teor de sólidos insolúveis em água pode ser expressa pela Equação 8. 
 
 
 
 
 
Sólidos insolúveis (%) = P
N100 ×
 (Eq. 8) 
 
 Onde: 
 
N = massa em gramas do resíduo; 
P = massa em gramas da amostra. 
 
3.4.11 Lund 
 
Pesa-se 2,0 g de cada amostra. Transfere-se para uma proveta de 50 mL, 
com rolha esmerilhada, com auxílio de 20 mL de água. Adiciona-se 5 mL da solução 
de ácido tânico a 0,5%. Adiciona-se água até completar o volume de 40 mL. Agita-
se, deixa-se em repouso por 24 horas. 
O teste deve ser positivo formando-se um precipitado floculoso entre 0,6 a 
3,0 mL, indicando que a amostra é pura. Ausência ou vestígio de precipitação indica 
a presença de glicose comercial. 
 
3.4.12 Fiehe 
 
Pesa-se 5g de cada amostra em erlenmeyers de 250 mL. Adiciona-se 5 mL 
de éter e agita-se vigorosamente. Transfere-se a camada etérea para tubos de 
ensaio e deixa-se o éter evaporar à temperatura ambiente. Adiciona-se ao resíduo 
dos tubos 5 gotas de solução clorídrica de resorcina. 
O teste indica a presença de glicose comercial ou açúcar invertido técnico, 
ou ainda um mel que sofreu superaquecimento. Adquirindo cor vermelha intensa, 
indica presença de glicose comercial ou açúcar, indica ainda a presença de 
hidróximetilfurfural (HMF), que reage com a resorcina em meio ácido. 
Se a coloração for salmão, indica que o mel foi aquecido intensamente ou 
estocado prolongada mente em temperatura ambiente elevada. O teste deverá ser 
negativo para o mel puro. 
 
 
 
 
 
 
3.4.13 Lugol 
 
O teste indica a presença de amido e dextrinas ou açúcares comerciais. 
Pesa-se 10,0 g de cada amostra em beckers de 50 mL. Adiciona-se 10 mL 
de água. Agita-se, adiciona-se 1 mL de solução de lugol em cada amostra. 
Caso o mel seja puro, o teste deve ser negativo, a coloração final é próxima 
a do mel, caso contrário, adquirindo cor vermelho-violeta a azul, indica a presença 
de amido e dextrina. 
 
3.4.14 Determinação da atividade diastásica 
 
Através deste teste pode-se determinar a presença de fermentos 
diastásicos. 
Na determinação da atividade diastásica, em tubos de ensaio, mistura-se 5 
mL de solução de mel a 20% mais 5 mL de água destilada e 1 mL de solução de 
amido 1%. Incuba-se em banho-maria a 45°C por 1 hora exatamente e, então, 
acrescenta-se 1 mL da solução de lugol. 
O teste deve ser positivo formando-se uma coloração parda clara, indicando 
que o mel é legítimo e que possui atividade diastásica. Caso contrário, adquirindo 
cor azul, representa um mel sem atividade diastásica, mel artificial, não hidrolisa o 
amido. 
A Figura 10 apresenta de forma simplificada as etapas de coletas e análises 
físico-químicas do mel de abelha Tiúba (Melipona compressipes fasciculata). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 10. Fluxograma referente às análises físico-químicas do mel. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
QUANTITATIVAS QUALITATIVAS 
Cor 
Brix 
Umidade 
Acidez 
Açúcares redutores 
Açúcares totais 
Açúcares não - redutores 
Atividade diastásica 
Sólidos insolúveis em água 
Lund 
Fiehe 
Lugol 
Cinzas 
pH 
COLETA DAS AMOSTRAS 
T2 T1 
ANÁLISES FÍSICO-QUÍMICAS 
INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS 
 
 
 
 
4. CONTROLE DA QUALIDADE MICROBIOLÓGICA DO MEL DE ABELHA 
4.1. Equipamentos e acessórios 
4.1.1 Materiais, vidrarias e equipamentos 
Materiais e vidrarias a serem utilizados: 
� Tubos de ensaio; 
� Placas de Petri; 
� Bico de bunsen; 
� Erlenmeyers; 
� Pipetas (graduadas); 
� Beckers; 
� Bastão de vidro; 
� Swab 
� Discos de papel de filtro 
� Estufa Bacteriológica (37ºC); 
� Banho-maria (44,5ºC ± 0,5º) 
4.1.2 Meios de cultura e soluções 
4.1.2.1 Meios de cultura 
Meios de cultura a serem utilizados: 
� Caldo Lauril Sulfato; 
� Caldo Verde Brilhante e Bile 2%; 
� Caldo E.C; 
� Caldo Infusão Cérebro Coração (BHI) 
� Caldo Tetrationato; 
� Caldo Rapapport; 
� Agar Batata Dextrose; 
� Agar Dicloran Rosa de Bengala Cloranfenicol (DRBC); 
� Agar Plate Count (PCA); 
� Agar Mueller-Hinton; 
� Agar Sulfito Polimixina Sulfadiazina (SPS). 
 
 
 
 
 
4.1.2.2 Soluções 
 
Soluções a serem utilizadas: 
 
� Solução salina 0,85% estéril; 
� Solução de ácido tartárico 10%; 
� Solução de lugol; 
� Solução de verde brilhante. 
 
5. CONTROLE DA CONTAMINAÇÃO DOS ALIMENTOS 
 
Os microrganismos patogênicos estão presentes no solo e, 
conseqüentemente, nas colheitas, nas aves e nos peixes, enfim em vários 
alimentos. Portanto, é inevitável que os produtos in natura utilizados como 
ingredientes sejam veículos de contaminação patogênica. Dessa forma, para evitar 
toxinfecções alimentares, os patógenos dos ingredientes devem ser identificados e 
controlados. Os programas de controle devem ser implantados, sendo monitorados 
quanto à sua eficácia, além de serem revisados e modificados, sempre que 
necessário. 
 
5.1 Microrganismos indicadores da qualidade higiênico-sanitária dos alimentos 
e causadores de enfermidades de origem alimentar 
 
5.1.1 Coliformes Totais 
Este grupo é composto por bactérias da família Enterobacteriaceae, são 
capazes de fermentar a lactose com produção de gás, quando incubados a 35º-37ºC 
por 24-48 horas. São bacilos gram negativos não esporulados. Fazem parte desse 
grupo às bactérias do gênero Escherichia, Enterobacter, Citrobacter e Klebsiella, 
além de serem encontrados nas fazes, também podem persistir longos períodos e 
se multiplicar em ambientes não fecais, como vegetais, solo. A presença de 
coliformes totais no alimento não indica, necessariamente, contaminação fecal 
recente. O índice de coliformes totais é utilizado para avaliar as condições 
higiênicas, sendo que as altas contagens significam contaminação pós-
 
 
 
 
processamento, limpezas e sanificações deficientes, tratamentos térmicos 
ineficientes ou multiplicação durante o processamento ou estocagem. 
Coliformes a 45ºC e Escherichia coli asbactérias pertencentes a este grupo 
correspondem aos coliformes totais que apresentam a capacidade de continuar 
fermentando lactose com produção de gás, quando incubadas à temperatura de 
45ºC. Nessas condições, em torno de 90% das culturas de E. coli são positivas. O 
índice de coliformes a 45ºC ou de E. coli nos alimentos é empregado como indicador 
de contaminação fecal, ou seja, condições higiênico-sanitárias, visto que se estima 
que a população deste grupo é constituída de uma alta proporção de E. coli, que tem 
seu habitat exclusivo no trato intestinal do homem e de outros animais. Assim, sua 
presença pode indicar a possibilidade de ocorrerem outros microrganismos entéricos 
na amostra. 
Em alimentos processados, a presença de um número considerável de 
coliformes ou de enterobactérias pode indicar: processamento inadequado e/ou 
recontaminação pós-processamento, sendo as causas mais freqüentes aquelas 
provenientes da matéria-prima, equipamento sujo ou manipulação sem a devida 
higiene; proliferação microbiana que poderia permitir a multiplicação de 
microrganismos patogênicos. 
 
5.1.2. Diferenciação dos coliformes 
 
A enumeração dos coliformes pode ser efetuada utilizando métodos 
convencionais e métodos rápidos. O método convencional ainda muito empregado é 
o método dos tubos múltiplos que pode ser utilizado para estimar o número de 
coliformes pela técnica do Número Mais Provável (NMP). Para diferenciação entre 
os coliformes fecais dos não-fecais são necessários testes bioquímicos para 
identificação das espécies. Esses testes são coletivamente designados como 
reações IMVic → indol; vermelho de metila; reação de Voges-Proskauer e citrato de 
Simmons. Outros testes também são sugeridos como os carboidratos e 
aminoácidos. 
 
 
 
 
 
 
 
5.2. Escherichia coli 
Escherichia coli é a espécie predominante entre os diversos microrganismos 
anaeróbios facultativos que fazem parte da microbiota intestinal de animais de 
sangue quente. Pertence à família Enterobacteriaceae e entre suas principais 
características destacam-se: bacilos gram negativos não esporulados, capazes de 
fermentar glicose com produção de ácido e gás. A maioria fermenta também a 
lactose, com produção de ácido e gás. 
As linhagens patogênicas de E. coli são divididas de acordo com os 
sintomas clínicos nos seguintes grupos. 
 E. coli enterotoxigênica (ETEC) 
 E. coli enteropatogênica (EPEC) 
 E. coli enterohemorrágica (EHEC) 
 E. coli enterogregativa (EAggEC) 
 E. coli enteroinvasora (EIEC) 
 E. coli difusamente adesiva (DAEC) 
Está relacionada com casos de diarréias, principalmente infantil, com colites 
hemorrágicas, disenterias, infecções da bexiga, dos rins, infecções de feridas 
cirúrgicas, septicemia, síndrome urêmica hemolítica. Algumas destas enfermidades 
terminam em óbitos. 
 
5.3. Salmonella spp. 
O gênero Salmonella pertence à família Enterobacteriaceae. São gram 
negativos, anaeróbios facultativos, não formam esporos e têm forma de bastonetes 
curtos. A temperatura ótima de crescimento é de aproximadamente 38ºC e a 
temperatura mínima é de 5ºC. Como não formam esporos, são relativamente 
termolábeis, podendo ser destruídos a 60ºC por 15 a 20 minutos. 
Existem mais de 2.5001 sorotipos de salmonelas, dentre os quais 1.478 
pertencem à subespécie I, incluindo Salmonella sorotipo Typhi. Mudanças 
significativas ocorrem na nomenclatura e taxonomia das salmonelas nos últimos 
anos, baseadas, principalmente, nas suas características bioquímicas. 
 
 
 
 
O gênero Salmonella está dividido em duas espécies Salmonella entérica e 
Salmonella bongori, sendo a primeira subdividida em seis subespécies. Essas 
enterobactérias são transmitidas ao homem, principalmente, por meio de consumo 
de alimentos contaminados por fezes de animais ou humanas. 
Os sintomas característicos de doenças de origem alimentar causadas por 
Salmonella são: diarréia, náuseas, febre branda e calafrios, algumas vezes, vômitos, 
dor de cabeça e fraqueza. O período de incubação antes da doença é de cerca de 
16 a 72 horas. A enfermidade é, normalmente, auto-limitante e persiste durante 2 a 7 
dias. A pessoa infectada excretará grandes quantidades de Salmonella pelas fezes 
durante o período da doença. A dose infecciosa varia de acordo com a idade e a 
saúde da vítima, com o alimento e ainda com a linhagem da Salmonella. As doses 
infecciosas podem variar de 20 até 106 células. 
A contaminação do alimento ocorre devido ao controle inadequado de 
temperatura, de práticas de manipulação ou por contaminação cruzada de alimentos 
crus com alimentos processados. O microrganismo se multiplica no alimento até 
atingir a dose infecciosa. 
 
5.3. Bolores e leveduras 
 
O crescimento de bolores e leveduras é mais demorado do que o de 
bactérias em alimentos de baixa acidez e alta atividade de água. Portanto, 
dificilmente serão responsáveis pela deterioração desses alimentos. Em alimentos 
ácidos e de baixa atividade de água, no entanto, o crescimento de fungos é maior, 
provocando deterioração com grande prejuízo econômico em frutas frescas, 
vegetais e cereais. São também responsáveis pela deterioração de sucos de frutas, 
queijos, alimentos congelados, desidratados e em conserva como picles, quando 
armazenados em condições inadequadas. 
A presença de fungos filamentosos (bolores) e leveduras em índice elevado 
nos alimentos pode fornecer várias informações: 
� condições higiênicas deficientes de equipamentos; 
� multiplicação no produto em decorrência de falhas no 
� processamento e/ou estocagem; 
� matéria-prima com contaminação excessiva. 
 
 
 
 
 
A presença desses microrganismos pode tornar-se um perigo à saúde 
pública devido à produção de micotoxinas pelos bolores. Algumas medidas devem 
ser tomadas por manipuladores de alimentos suscetíveis a essa contaminação, na 
tentativa de reduzir ou eliminá-la: 
� boas práticas de higiene levam à redução da carga de esporos; 
� esses alimentos devem chegar o mais rapidamente possível ao 
� consumidor; 
� o armazenamento de alimentos congelados deve ser a temperaturas 
� inferiores a -12ºC; 
� eliminar ou reduzir o contato com o ar através de embalagens, por 
� exemplo; 
� adicionar ácidos ou conservadores químicos como benzoatos ou 
� sorbatos, para retardar o crescimento fúngico. 
 
Baixas contagens de bolores e leveduras são normais em alimentos frescos 
e congelados, não sendo, portanto, significativas. Somente quando o crescimento de 
bolor for visível ou o alimento apresentar um número elevado de leveduras, o 
consumidor será capaz de reconhecer a deterioração. Esta deterioração por 
leveduras não é prejudicial à saúde. 
 
6. MÉTODOS DE ANÁLISES 
6.1. Amostragem 
A obtenção correta das amostras, seu transporte para o laboratório e sua 
preparação para análise são etapas fundamentais para o sucesso de uma análise 
microbiológica. 
Seguir as seguintes etapas: 
� A amostra deve ser representativa, os produtos prontos para consumo 
devem ser coletados em suas embalagens originais fechadas, com especificações 
de dados que o identifique como, nº. do lote, data de fabricação, etc. Quando 
embalagens abertas precisam ser analisadas, é importante que sejam 
 
 
 
 
acondicionadas adequadamente para evitar contaminação com outros alimentos, 
manipuladores, e com o ambiente. 
� Os produtos acondicionados em embalagens, de difícil transporte para 
o laboratório podem ser amostrados “in loco”, com a máxima assepsia. 
� Alimentos perecíveis refrigerados devem ser mantidos entre 0º e 44ºC 
até o início da análise. Quando se tratar de alimentos congelados, as amostras 
devem ser descongeladas somente para a realização da análise. Como regra geral, 
toda amostra deve ser analisada até 36 horas após sua obtenção. Produtos 
perecíveis que não puderem ser analisadosnesse período podem ser refrigerados 
ou ainda congelados, dependendo do tipo de produto, objetivo da análise e tipo de 
microrganismo a ser pesquisado. 
� O número de unidades a serem coletadas para análise e dos critérios 
adotados para aprovação ou reprovação de um produto definem um plano de 
amostragem. 
 
6.2. Preparo da amostra para análise microbiológica 
6.2.1 Coleta da amostra 
� Técnicas assépticas devem ser utilizadas em todas as etapas; 
� Deve-se proceder à limpeza e a desinfecção da embalagem do 
alimento a ser analisado com álcool a 70%; 
� A quantidade analisada do alimento é muitas vezes na faixa de 25g (ou 
mL) 50g 
� A mostra precisa ser homogeneizada com diluente apropriado, a 
escolha do diluente depende do tipo do produto e dos microrganismos a serem 
pesquisados; 
� A homogeneização das amostras com o diluente pode ser feita em 
liquidificadores ou homogeneizadores de laboratório, denominados stomacher. 
 
6.2.2 Retirada da amostra 
A operação de retirada da amostra deve ser efetuada, preferencialmente, 
dentro de uma capela de fluxo laminar, ou próxima de um bico de Bunsen, com a 
chama a meia altura. 
 
 
 
 
As embalagens devem ser desinfetadas antes de sua abertura que deverá 
ocorrer de maneira asséptica. Amostras de alimentos líquidos devem ser retiradas 
com pipeta estéril, e os alimentos sólidos ou semi-sólidos devem ser pesados 
assepticamente. 
 
6.2.3 Preparo das diluições 
No preparo das diluições sucessivas, podem ser utilizados diversos 
diluentes; solução salina-peptonada, salina a 0,85% ou água estéril e outros. 
Para obtenção da diluição inicia (1/10) procede-se do seguinte modo: 
a) Retirar assepticamente porções de 25g ou 25 mL da amostra, colocando–se em 
homogeneizadores esterilizados ; 
b) Adicionar 225 mL do diluente; 
c) Homogeneizar por alguns minutos em velocidade reduzida, para não danificar as 
células microbianas. 
d) A partir da diluição inicial (1/10), proceder às diluições seguintes (1/100); (1/1000), 
etc. (Anexo E). 
 
6.3. Estimativa da população de coliformes totais, a 45ºC e Escherichia coli 
através do número mais provável (NMP). 
 
Tradicionalmente, as bactérias do grupo coliformes têm sido consideradas 
como indicadoras de poluição fecal em alimentos e águas. São bastonetes gram 
negativas, não esporuladas, de metabolismo aeróbio ou facultativo anaeróbio, da 
família das Entenobacteriaceae. O grupo dos coliformes totais (CT) apresenta a 
característica de fermentar a lactose com produção de gás dentro de 48 horas a 
35ºC. Mais de 20 espécies de bactérias podem ser classificadas como coliformes, 
originárias tanto do trato gastrintestinal do homem e de animais, como também de 
outros ambientes. 
O grupo de coliformes a 45ºC é formado pelos coliformes que fermentam 
lactose, com produção de gás dentro de 24-48 horas, em temperatura de 45ºC, 
normalmente em Caldo EC. Podem ser Citrobacter freundi, Enterobacter spp., 
(incluindo E. aerogenes e E. cloacae), Kleblsiella etc. Entretanto, Escherichia coli é a 
única espécie cujo habitat é o trato gastrintestinal do homem e de animais. 
 
 
 
 
Enterobacter, Klebsiella e Citrobacter podem desenvolver-se fora do trato intestinal, 
tais como vegetais e solo. 
Quando se determina à população dos coliformes a 45ºC, 90% corresponde 
á população de Escherichia coli. A técnica mais usada nos laboratórios para 
determinação de coliformes (totais e a 45ºC) é a do número mais provável (NMP) 
dos tubos múltiplos, onde se estima quantitativamente este grupo, utilizando-se a 
Tabela de Hoskins (Apêndice F). Outras técnicas são utilizadas para determinação 
de coliformes como membrana filtrante e simplate. 
 
6.3.1 Método Coliformes Totais 
� Prova Presuntiva 
Visa detectar a presença de microrganismos fermentadores de lactose, 
especialmente o grupo coliforme. Células estressadas por tratamentos térmicos, 
pelo congelamento ou outro motivo, podem ser recuperados nessa fase. 
 
� Procedimento 
Selecionar três diluições adequadas da amostra e inocular uma série de três 
tubos de ensaio contendo, em cada tubo, 10 mL de Caldo Lauril Sulfato e tubos de 
Durhan invertidos com cada uma das diluições decimais preparadas. Colocar, em 
cada tubo com o Caldo Lauril, 1,0 mL de do inoculo. Incubar em estufa de 
bacteriologia a 35-37ºC por 24 a 48 horas. Após as 48 horas, retirar os tubos de 
ensaio da estufa. São considerados positivos aqueles que apresentarem turvação do 
meio e presença de gás (bolhas de ar) no interior dos tubos de Durhan. Em seguida 
contar o número de tubos positivos correspondentes a cada diluição (Apêndice G). 
� Prova Confirmatória (Coliformes totais) 
O meio utilizado, o Caldo Verde Brilhante Lactose Bile 2%, contém dois 
inibidores (Bile e Verde Brilhante) do crescimento da microbiota acompanhante, 
especialmente bactérias gram-positivas. Assim, a produção de gás nos tubos, nas 
condições do teste, indica que houve desenvolvimento ou bactérias gram-negativas 
que fermentaram lactose, características do grupo coliforme. 
 
 
 
 
� Procedimento 
Riscar os tubos de ensaio positivos no Caldo Lauril Sulfato para os tubos de 
Caldo Verde Brilhante a 35-37ºC por 24 a 48 horas. Os tubos positivos apresentam 
turvação e formação de bolhas de gás nos tubos de Durhan. Anotar os resultados de 
consulte a tabela para NMP (Número Mais Provável) para coliformes totais por 
grama ou mL. 
 
6.3.2. Coliformes a 45ºC 
Para a qualificação dos coliformes a 45ºC risque os tubos de ensaio 
positivos no Caldo Lauril Sulfato e/ou dos tubos positivo do Caldo Verde Brilhante 
para os tubos de Caldo EC e coloque no banho-maria por 24 ou 48 horas. Os tubos 
positivos apresentam positividade semelhante nos Caldo Lauril e Verde Brilhante. 
Anotar os resultados consultando a tabela do NMP para coliformes a 45ºC por 
grama ou mL. 
 
6.3.2.1. Identificação de Escherichia coli 
A partir de cada tubo de ensaio positivo com Caldo EC riscar (estriar) placas 
de Petri para Agar EMB (Eosina Azul de Metileno) com auxilio de alça de níquel 
cromo e incubar a 35ºC por 18 a 24 horas. Ter o cuidado de, durante a inoculação, 
não colocar muito material da amostra, afim de não superlotar as placas, 
proporcionando às colônias crescimento isolado, transcorrido este tempo, verificar o 
crescimento de colônias com características de E. coli, ou seja, 2 a 3 cm de 
diâmetro, com brilho metálico esverdeado ou com centro escuro (Apêndice H). 
De cada placa correspondente a cada tubo, repicar de 2 a 3 colônias 
características para tubo com Agar Triptona de Soja (TSA) inclinado e incubar por 
18-24 horas a 35-37ºC. Efetuar em cada cultura em TSA, as provas bioquímicas: 
IMViC -Indol, Vermelho de metila, Vogues-Proskauer e Citrato de Simmons). 
Considerar a cultura positiva para E.coli, quando forem obtidos os seguintes 
resultados para o IMViC (Tabela 1). 
 
 
 
 
 
 
Tabela 1. IMViC. 
 
 
 
 
 
OBS: 
1- Outros testes bioquímicos podem ser adicionados, como os testes de 
carboidratos e aminoácidos. 
2- Tabela do NMP (Apêndice B). 
 
6.3.3. Pesquisa de Salmonella spp. 
Salmonella é um gênero da família Enterobacteriaceae, gram negativo, não 
esporulado. Várias espécies são patogênicas ao homem e aos animais. Habitando o 
trato intestinal de animais, Salmonella é eliminada pelas fezes. A possibilidade de 
contato dessas fezes contaminadas com águas, superfícies e manipuladores, torna 
iminente a sua veiculação por alimentos. 
Existem vários métodos para o isolamento de Salmonella, nenhum é 
completamente satisfatório para isolar todos os sorotipos presentes em qualquer 
alimento. Eles compreendem as seguintes etapas: pré-enriquecimento, 
enriquecimento seletivo, isolamento em agar seletivo e diferencial e seleção de 
colônias suspeitas, com as quais realizam-se provas bioquímicas,sorologia e 
fagotipagem, que definirão, finalmente, o sorotipo. 
 
� Técnica de Análise 
 
a) Pré-enriquecimento: Pesar 25 g ou medir 25 mL da amostra e adicionar 225mL de 
Caldo Lactosado ou Água Peptonada Tamponada. Incubar a 35-37ºC por 24 horas. 
b) Enriquecimento seletivo: Agitar o caldo pré-enriquecimento e inocular 0,1mL em 
10mL do meio Rapapport e 1,0mL em 10mL do Caldo Tetrationato. Incubar os meios 
a 37ºC e 42ºC/24 horas. 
 
 
 
 
c) Plaquemento em meio seletivo e diferencia l: Agitar os tubos de Caldo Rapapport 
e Tetrationato e estriar uma alçada de cada cultura em placas nos seguintes meios 
de cultura: Agar Hektoen, Agar Rambac e Agar XLD, identificando a origem das 
culturas (Rapapport e tetrationato). Incubar as placas invertidas a 35ºC por 24 horas. 
d) Seleção de colônias suspeitas: Transcorrido o período de incubação do 
plaqueamento seletivo, observar as colônias suspeitas de Salmonella com auxílio de 
manuais especializados (Apêndice I). 
e) Provas bioquímicas de triagem: Transferir duas ou mais colônias suspeitas de 
cada placa para tubos inclinados, contendo Agar TSI e LIA. Com auxílio de agulha 
de inoculação, tocar levemente o centro da colônia, estriar na superfície inclinada 
(ápice) do TSI e dar uma picada na base. Sem flambar a agulha, dar duas picadas 
na base do meio LIA e estriar na superfície. Rotular os tubos, identificando a origem 
das culturas e incubar a 35ºC por 24 horas. 
Reações típicas de Salmonella nos tubos de TSI e LIA, são as seguintes: 
 
� TSI → ápice alcalino (vermelho) e base ácida (amarela), com ou sem 
produção de gás (bolha) e de H2S (escurecimento do meio). 
� LIA → base alcalina (púrpura), a maioria produz H2S. Coloração 
vermelho-tijolo no ápice do meio LIA não é tipo de Salmonella. 
 
Submeter todas as culturas com reações típicas no meio LIA (base alcalina) 
e/ou no meio TSI (alcalina/ácida) a testes bioquímicos e sorológicos. Descartar 
apenas as culturas ápice/base ácidas no meio TSI e aquelas com base ácida no 
meio LIA (Apêndice J). 
 
� Provas bioquímicas de confirmação 
 
� Teste da urease: Inocular com alça, tubos de ensaio com Caldo Uréia. 
Incubar a 35ºC por 24 horas. Reação positiva: alteração da cor do meio para rosa 
escuro, pela viragem alcalina do indicador. A maioria das cepas de Salmonella é 
urease negativa (não altera a coloração do meio). 
 
 
 
 
Para os testes posteriores, renovar as culturas urease negativas em meio 
TSI inclinado e incubar a 35ºC por 24 horas. 
� Teste de fermentação do dulcitol: Inocular uma alçada em tubos de 
ensaio com Caldo Púrpura de Bromocresol com 0,5% de dulcitol. Incubar a 35ºC por 
48 horas. Reação positiva: acidificação do meio (amarelo). Reação negativa: 
coloração púrpura do meio. A maioria das cepas de Salmonella fermenta dulcitol. 
� Teste de utilização do malonato: Inocular cultura para tubos de ensaio 
com Caldo Malonato e incubar a 35ºC por 48 horas, mas examinar após 24 horas. 
Incubar um tubo controle não inoculado. A maioria dos sorotipos de Salmonella é 
malonato negativo (coloração verde). Malonato positivo (alteração de cor verde para 
azul). 
 
As culturas de Salmonella spp. apresentam o seguinte quadro: 
 
Teste Resultado 
Citrato de Simmons + 
Malonato - 
Vermelho de meti la + 
Voges-Proskauer - 
Indol _ 
Urease - 
Lisina + 
Açúcares; lactose - 
Açúcares; gl icose + 
Açúcares; dulcitol + 
Moti l idade (meio SIM) + 
 
6.3.4. Contagem de Bolores e Leveduras 
 
Os bolores são fungos com estruturas filamentosas. As leveduras são fungos 
unicelulares de forma esférica, ovóide, cilíndrica. Os fungos são talvez a causa mais 
comum de deterioração de alimentos estocados em ambientes domésticos, além 
disso, alguns bolores produzem micotoxinas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Técnica de Análise 
 
Retirar assepticamente 25g ou 25mL da amostra e preparar as diluições 
sucessivas (10-1 a 10-3). Pipetar alíquotas de 1mL de cada diluição para placas de 
Petri, fazendo de cada diluição placas em duplicatas. Adicionar a cada placa 15mL 
do Agar batata dextrose, previamente fundido, resfriado a 45ºC e acidificado com o 
ácido tartárico. Homogeneizar com movimentos em forma de oito. Deixar solidificar a 
temperatura ambiente. Incubar as placas a 25ºC por 3 a 5 dias. 
Para a contagem de bolores e leveduras em placas utilizando o Agar 
Dicloran Rosa de Bengala Cloranfenicol (DRBC) alíquotas de 0,1 mL das diluições, 
serão inoculadas na superfície das placas contendo o agar em duplicatas sendo 
espalhadas com bastão em “L”. As placas inoculadas serão incubadas por 3 a 5 dias 
à temperatura de 25° C . 
 
Resultados 
Após o período de incubação, considerar para contagem somente as 
placas da mesma diluição que apresentarem de 30 a 300 colônias. Em seguida, 
multiplicar a média das duas placas pelo fator de diluição correspondente, 
expressando o resultado em Unidades Formadoras de Colônias por grama ou 
mililitros (UFC/g ou mL) (Apêndice L). 
6.3.5 Pesquisa de Clostrídos Sulfito Redutores 
 
As bactérias do gênero Clostridium estão amplamente distribuídas na 
natureza, podendo ser encontradas no solo, ar, poeira, água, alimentos e até no 
trato intestinal do homem e de animais. 
Estas bactérias têm sido freqüentemente associadas a surtos de DTAs, 
quando uma população de, no mínimo 1 milhão de bactérias, contamina estes 
alimentos. 
A detecção de clostrídios sulfito redutores se faz por contagem em placas, 
em meio contendo sulfito de sódio e sais de ferro, além de antibiótico. A redução de 
sulfito, produzindo sulfeto, é detectada por sua reação com ferro, provocando o 
aparecimento de colônias negras, dentre aquelas redutoras de sulfito. Podem ser 
 
 
 
 
utilizados dois meios seletivos, o Agar Seletivo Sulfito Polimixina Sulfadiazina (SPS) 
e o Agar Triptose Sulfito Cicloserina (TSC) com emulsão de gema de ovo, usado 
para plaqueamento em profundidade. 
Uma outra bactéria sulfito redutora de grande importância é. C. botulinum 
que, se presente, será igualmente detectada. 
Muitos casos de surtos de toxinfecções relacionados a bactérias 
produtoras de toxinas de elevada potência em conservas enlatadas têm sido 
relatados. 
A pesquisa de determinadas espécies, como C. perfringens ou C. 
botulinum, se faz a partir da estimativa em meio de cultura, pela amostragem de 
colônias suspeitas e pelas respectivas provas bioquímicas. 
 
� Técnica de Análise 
Pesar assepticamente 25g ou medir 25mL da amostra e preparar 
diluições sucessivas. Pipetar alíquotas de 1mL de dada diluição em placas com Agar 
(SPS) ou TSC, previamente fundido e resfriado a 50ºC. Após a absorção do inoculo, 
adicionar uma sobrecamada cerca de 10mL do meio fundido e resfriado e permitir 
mais uma vez a sua solidificação. Incubar em jarra anaeróbica a 46ºC por 24 horas 
permitir mais uma vez a sua solidificação. 
Contar o número total de colônias negras, observando o limite entre 20 e 
200 colônias negras com ou sem halo por placa. Contar todas as colônias negras e 
calcular a média das duas placas (Apêndice M). 
 
� Confirmação das colônias típicas de Clostridium sulfito redutor 
Selecionar várias colônias típicas e transferir para tubos de Caldo Infusão 
Cérebro Coração (BHI), previamente desaerados. Incubar os tubos inoculados a 
35ºC/24 horas, preparar um esfregaço da cultura para coloração de gram e utilizar o 
caldo remanescente para teste de catalase. 
 
� Teste de catalase 
Adicionar ao tubo de BHI 1,0mL de peróxido de hidrogênio 3% e observar 
se ocorre borbulhamento imediato (teste positivo) ou não (teste negativo). Os 
clostrídios sulfito redutores são bastonetes gram positivos, catalase negativos. 
 
 
 
 
 
� Cálculo dos resultados 
Considerar como confirmadas todas as culturas de bastonetes gram positivos 
catalase negativos. Calcularo número de UFC/g ou mL em função do número de 
colônias típicas, diluição inoculada e percentual de colônias confirmadas. Por 
exemplo, para plaqueamento em profundidade, diluição 10-2, 25 colônias típicas, 10 
submetidas à confirmação, 8 confirmadas (80%) � UFC/g ou mL = 2,5 x 102 x 0,8 = 
2,0 x 103. 
 
6.3.6. Contagem Padrão em Placas (CPP) de Microrganismos Aeróbios 
Mesófilos Viáveis 
 
O método da Contagem Padrão em Placas (CPP), estima o número de 
células viáveis contidas em um alimento qualquer. Este método, não diferencia tipos 
de bactérias, sendo utilizado para se obter informações gerias sobre a qualidade de 
produtos, práticas de manufatura, matérias primas utilizadas, condições de 
processamento, manipulação e vida de prateleira. Não é um indicar de segurança, 
pois não estar diretamente relacionado à presença de patógenos ou toxinas. 
 
Sua presença em grande número indica: 
a) Matérias-primas excessivamente contaminadas; 
b) Limpeza e desinfecção de superfícies inadequadas; 
c) Higiene inadequada na produção; 
d) Condições inadequadas de tempo/temperatura durante a produção ou 
a conservação dos alimentos ou uma combinação destas circunstâncias. 
 
As técnicas utilizadas para se quantificar as bactérias são: “Pour Plate”, 
“Spread Plate”. O método CPP baseia-se na premissa de que cada célula viável, 
isolada, homogeneizada em um meio sólido (agar), dará origem a uma colônia uma 
vez que é teoria biológica que uma colônia provém de uma única célula microbiana. 
 
 
 
 
 
 
 
� Técnica de Análise 
 
Retirar assepticamente 25g ou 25mL da amostra e preparar diluições 
sucessivas. Pipetar alíquotas de 1mL de cada diluição para placa de Petri 
esterilizadas. Adicionar a cada placa 15-20mL de Agar Padrão para Contagem, 
previamente fundido e resfriado a temperatura de 45ºC. Homogeneizar em 
movimentos suaves em forma de oito (cerca de dez vezes) e deixar a temperatura 
ambiente, até a completa solidificação do agar. Após a solidificação, incubar as 
placas em posição invertida a 35-37ºC/48 horas (Apêndice N). 
 
� Resultados 
Transcorrido o tempo de incubação, considerar para contagem, somente 
as placas da mesma diluição que apresentarem de 30 a 300 colônias; o resultado 
deve ser expresso seguindo a formula: 
Nº de unidades formadoras de colônias/mL ou g = Nº de colônias x 
diluição. 
Sempre que quiser trabalhar com segurança, o método CPP exige o uso 
de placas de Petri em duplicatas. Muitos erros podem ser cometidos na execução do 
método: erros de pesagem, erros da amostra, erros na medida dos volumes dos 
diluentes e nas alíquotas a serem distribuídas nas diluições, erros no espalhamento 
do inoculo, contaminação nas operações e erros na homogeneização das amostras. 
 
No resultado: 
Contagem de bactérias = 36; Diluição = 10-3; Nº UFC = 36 x 103 UFC/g ou 
mL ou 36000 = 3,6 x 104 UFC/g ou mL. 
 
6.3.7. Atividade Antibacteriana do Mel pelo Método de KIRBY-BAUER (1966) 
 
Este método tem por objetivo verificar a ação de substâncias 
antimicrobianas no crescimento de bactérias. 
A determinação da atividade antimicrobiana do mel será realizada frente 
três bactérias patogênicas: Staphylococcus aureus, Escherichia coli, Proteus 
mirabilis. 
 
 
 
 
 
� Procedimentos 
1. Realizar o cultivo das cepas em caldo BHI (35°C/24h); 
2. Semear alíquotas de 0,1ml da cultura sobre a superfície do Agar Mueller Hinton, 
espalhando o inóculo com auxilio do swab (Figura 11). 
3. Após a semeadura, os discos impregnados com 0,75µl do mel são colocados 
sobre a superfície do agar inoculado e levemente pressionados com auxilio de uma 
pinça (Figura 12). 
4. Incubar as placas a 35°C pelo mínimo de 18 horas e máximo de 48 horas. 
 
� Interpretação dos resultados 
1. Observar as placas do antibiograma, verificando a presença ou ausência de halos 
de inibição do crescimento em torno dos discos. 
2. A zona clara de inibição (raio do halo de inibição) ao redor de cada disco é 
medida em milímetros com auxílio de régua (Figura 13). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 11. Semeadura da bactéria no Agar Muller Hinton 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 12. Deposição dos discos impregnados com o mel 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 13. Visualização da placa do teste de antibiograma 
 
 
 
 
7. REFERÊNCIAS 
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16 de julho de 2007]. 
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ANVISA, 2000. Disponível em: < www.anvisa.gov.br/regis/resol/12_/8_mel.htm >. 
[acessado em 26 de junho de 2007]. 
ALMEIDA, Daniela de. Espécies de abelhas (hymenoptera, Apoidea) e 
tipificação dos meios por elas produzidos em área de cerrado do Município de 
Pirassununga, Estado de São Paulo. 2002. 103f. Dissertação (Mestrado em 
Ciência, Área de Concentração: Entomologia) – Escola Superior de Agricultura Luis 
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Supl 2, Ed. 1990. 
BRASIL, Instrução normativa N° 11 de outubro de 2000, Ministério da Agricultura 
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Manual de Apicultura, Editora Agronômica CERES, S.P., 1972, p. 128-130 
CARVALHO, Lis de Sá. Verificação da pureza e análise físico-química do mel da 
abelha africanizada (Apis mellifera) e abelhas sem ferrão (mellipona compressipes 
fasciculata) comercializada na cidade de São Luís – MA. 2001. 47 f. Monografia 
(Graduação em Agronomia) – Universidade Estadual do Maranhão, São Luís, 2001. 
CHAVES, A. E. S. Análises Físico-Química do mel das abelhas africanizadas e 
abelha nativa do Maranhão: Apis mellifera e Tiúba melipona compressipes 
fasciculata. 66 f. Monografia (Graduação em Química Licenciatura) – UFMA. 2004. 
CODEX ALIMENTARIUS COMMISSION. Official methods of analysis. Vol. 3, supl 2, 
Ed 1990. 
 52 
 
 
 
 
CORTOPASSI-LAURINO, M. & GUELLI, D. S. Analyse Pollinique, Propriétés 
Physico-Chimiques et Action Antibactérienne des Miels D’abeilles Africanisées Apis 
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EVANGELISTA-RODRIGUES; Adriana, SILVA, Eva M. S. da; BESSERA, Ennio 
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INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Métodos físico-químicos para análise de alimentos. 
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Produção de Mel, Pólen, Geoprópolis e Cera. Informe Agropecuário,Belo 
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Maria, RS: Universidade Federal de Santa Maria, Departamento de zootecnia, 2001. 
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NOGUEIRA NETO, P. A Vida e Criação de Abelhas Indígenas Sem Ferrão 
Nogueirapis: São Paulo, 1997. 445p. 
SECRETARIA DE INSPEÇÃO DE PRODUTO ANIMAL. Normas higiênico-sanitárias 
e tecnológicas para mel, cera de abelha e derivados. Informe Agropecuário, Belo 
horizonte, v. 13, n. 149, p. 67-85. 1987. Apicultura. 
SOUZA, Darcet Costa; SILVEIRA, Fernando A da. Mel de boa qualidade exige 
cuidados. Informe Agropecuário, Belo Horizonte, v. 13, n. 149, p.38-43. 1987. 
TAORMINA, P. J.; NIEMIRA, B. A.; BEUCHAT, L. R. Inhibitory Activity of Honey 
Against Food Born Pathogens as Influenced by the Presence of Hydrogen Peroxide 
and Level of Antioxidant Power. Intern. J. Food Microbiol., v.69, p.217-225, 2001. 
 
 
 
 
THEUNISSEN, F.; GROBLER, S.; GEDALIA, I. The Antifungal Action of Three South 
African Honeys on Candida albicans. Apidologie, v.32, n.371, p.1-4, 2001. 
VERMELHO, A. B.; PEREIRA, A.F.; COELHO, R.R.R.; PADRÓN,T.S. Práticas de 
Microbiologia. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2006. 
 
 
 
 
 
ANEXOS 
 
 
ANEXO A – ANATOMIA INTERNA DA ABELHA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ANEXO B – ABELHA NATIVA (Rainha) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ANEXO C – TABELA DE CHATAWAY* - UMIDADE 
 
 
Índice de refração 
a 20°C 
Sólidos 
Solúveis % 
Peso específico 
a 20°C 
Umidade 
% 
1,4844 79,0 1,3966 21,0 
1,4849 79,2 1,3979 20,8 
1,4853 79,4 1,3992 20,6 
1,4858 79,6 1,4006 20,4 
1,4862 79,8 1,4020 20,2 
1,4866 80,0 1,4033 20,0 
1,4871 80,2 1,4046 19,8 
1,4876 80,4 1,4060 19,6 
1,4880 80,6 1,4074 19,4 
1,4885 80,8 1,4086 19,2 
1,4890 81,0 1,4101 19,0 
1,4895 81,2 1,4115 18,8 
1,4900 81,4 1,4129 18,6 
1,4905 81,6 1,4143 18,4 
1,4910 81,8 1,4156 18,2 
1,4915 82,0 1,4171 18,0 
1,4920 82,2 1,4182 17,8 
1,4925 82,4 1,4197 17,6 
1,4930 82,6 1,4212 17,4 
1,4935 82,8 1,4225 17,2 
1,4940 83,0 1,4239 17,0 
1,4945 83,2 1,4254 16,8 
1,4950 83,4 1,4267 16,6 
1,4955 83,6 1,4282 16,4 
1,4960 83,8 1,4295 16,2 
1,4965 84,0 1,4310 16,0 
1,4970 84,2 1,4324 15,8 
1,4975 84,4 1,4338 15,6 
1,4980 84,6 1,4352 15,4 
1,4985 84,8 1,4367 15,2 
1,4990 85,0 1,4381 15,0 
1,4995 85,2 1,4395 14,8 
1,5000 85,4 1,4409 14,6 
1,5005 85,6 1,4424 14,4 
1,5010 85,8 1,4438 14,2 
1,5015 86,0 1,4453 14,0 
1,5020 86,2 1,4466 13,8 
1,5025 86,4 1,4481 13,6 
1,5030 86,6 1,4495 13,4 
1,5035 86,8 1,4510 13,2 
1,5040 87,0 1,4525 13,0 
 
 
 
 
ANEXO D – TABELA DE CLASSIFICAÇÃO DA COR (ESCALA DE PFUND) 
 
 
 
Cor Escala de Pfund Faixa de cor 
Branco d’água 1 a 8 mm 0,030 ou menos 
Extra branco mais de 8 a 17 mm mais de 0,030 inc. 0,060 
Branco mais de 17 a 34 mm mais de 0,060 inc. 0,120 
Extra âmbar claro mais de 34 a 50 mm mais de 0,120 inc. 0,188 
Âmbar claro mais de 50 a 85 mm mais de 0,188 inc. 0,440 
Âmbar mais de 85 a 114 mm mais de 0440 inc. 0,945 
Âmbar escuro mais de 114 mm mais de 0,945 inc. ... 
 
 
 
 
Anexo E . Esquema das di luições sucessivas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Diluição 
Alimento (25g)
 
Homogeneizar 
225mL de H2O peptonada, 0,85% 
10-2 10-3 
1mL 
1mL 
10-1 
 
 
 
 
Anexo F. Tabela do Número Mais Provável (NMP), para séries de três 
tubos (NMP/g ou mL). 
Número de tubos positivas nas diluições Número de tubos positivos nas diluições 
10-1 10-2 10-3 NMP 10-1 10-2 10-3 NMP 
0 0 0 3 2 0 0 9.1 
0 1 0 3 2 0 1 14 
0 0 2 6 2 0 2 20 
0 0 3 9 2 0 3 26 
0 1 0 3 2 1 0 15 
0 1 1 6.1 2 1 1 20 
0 1 2 9.2 2 1 2 27 
0 1 3 12 2 1 3 34 
0 2 0 6.2 2 2 0 21 
0 2 1 9.3 2 2 1 28 
0 2 2 12 2 2 2 35 
0 2 3 16 2 2 3 42 
0 3 0 9.4 2 3 0 29 
0 3 1 13 2 3 1 36 
0 3 2 16 2 3 2 44 
0 3 3 19 2 3 3 53 
1 0 0 3.6 3 0 0 23 
1 0 1 7.2 3 0 1 39 
1 0 2 11 3 0 2 64 
1 0 3 15 3 0 3 95 
1 1 0 7.3 3 1 0 43 
1 1 1 11 3 1 1 75 
1 1 2 15 3 1 2 120 
1 1 3 19 3 1 3 160 
1 2 0 11 3 2 0 93 
1 2 1 15 3 2 1 150 
1 2 2 20 3 2 2 210 
1 2 3 24 3 2 3 290 
1 3 0 16 3 3 0 240 
1 3 1 20 3 3 1 460 
1 3 2 24 3 3 2 1100 
1 3 3 29 3 3 3 2400 
 
 
 
 
 
 
Anexo G. Enumeração de coliformes totais e a 45ºC. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1ml 1ml 1ml 
10-1 10-2 10-3 
Caldo Lauryl 
(CL) 
ESTUFA 
35ºC/24-48h 
2 alçadas 
Teste Confirmativo 
coliformes a 45ºC 
 (Caldo E.C.) 
2 alçadas 
Teste Confirmativo 
coliformes totais 
(Caldo VB) 
BANHO-MARIA 
45ºC/24h 
ESTUFA 
35ºC/24-48h 
Gás (+) 
Presença de 
coliformes a 45ºC 
Gás (-) 
Ausência de 
coliformes a 45ºC 
Gás (+) 
Presença de 
coliformes totais 
Gás (-) 
Ausência de 
coliformes totais 
TESTE BIOQUÍMICO 
Teste API-20E 
 
 
 
 
Anexo H. Identif icação de Escherichia col i. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Agar Eosina Azul de Metileno (Agar EMB) 
com crescimento de E. coli . 
 
Isolamento em Agar Tripcase Soja 
(Agar TSA)
 
 
Caldo E.C., presença de gás
 
 
 (+) para coliformes a 45ºC. 
 
 
INDOL
 
 
E. coli 
 
(+)
 
 
Série Bioquímica 
 
 
 
 
 
Anexo I. Pesquisa de Salmonella spp. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Estrias 
225ml de Água Peptonada Tamponada 
ESTUFA A 35ºC/24 horas 
ENRIQUECIMENTO 
 0,1mL 1mL 
10mL de Caldo 
Tetrationato 
 
10mL de Caldo Rapapport 
ESTUFA A 35ºC/24 horas 
Agar Tripcase Soja 
Testes 
Bioquímicos 
Agar Hektoen Agar Rambach 
INCUBAÇÃO 35ºC/24H 
ALIMENTO 25g ou 25ml 
 
 
 
 
Anexo J . Identif icação de Salmonella spp. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Citrato de Simmons 
 
 
 
 
Uréia 
 
Agar LIA 
 
 
Agar TSI 
 
 
a 
Testes Preliminares ( 1
 
 Etapa )
 
 
Vogues - Proskauer 
 
Vermelho de Metila 
 
 
Indol 
 
 
Testes Finais ( 2 a Etapa ) 
 
Fermentação de Lactose 
 Fermentação de Sacarose 
 
Caldo Malonato 
 
 
 
 
 
Anexo L. Contagem de Bolores e Leveduras. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
225ml solução 
salina estéril 
Agar Batata Dextrose 
adicionado Ácido Tartárico 
9 ml sol. 
salina 
1ml 
10-2 10-3 10-4 10-1 
1ml 1ml 
1ml 1ml 1ml 1ml