Bioinforme - Tecnicas e Valores de Referências

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BIOINFORME
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SÉRGIO FRANCO MEDICINA DIAGNÓSTICA
DIRETORA GERAL
Márcia Marinho
DIRETOR ADMINISTRATIVO E FINANCEIRO
Fabio Xavier
DIRETOR DE TI
José Otavio Garcia
DIRETOR DE MARKETING
Ricardo Medina
DIRETORA DE ATENDIMENTO
Selma Costinha
COORDENADORA DA QUALIDADE
Carmen Sacramento
COORDENADORA DE TESOURARIA
Cleonice Maria da Silva
COORDENADOR DE IMAGEM
Dr. Cyro Fonseca
COORDENADORA DE LABORATÓRIOS
Flávia Malta
COORDENADORA DE RELACIONAMENTO COM O CLIENTE
Flávia Souto
COORDENADOR DE FATURAMENTO E CONTAS A RECEBER
Izaias Krull Ribeiro
COORDENADORA DE RELACIONAMENTO COM CONVÊNIOS
Judimária Oliveira Santos
COORDENADORA DE ATENDIMENTO
Maria Rejane de Oliveira
COORDENADORA DE MARKETING
Rachele Montellano
RESPONSÁVEL TÉCNICA E ASSESSORA CIENTÍFICA
Trude Dimetz
BIOINFORME
ORGANIZADORES
Márcia Marinho
Lucia Maria de Oliveira
Ricardo Medina
Rachele Montellano
DESIGN
EG.DESIGN / DIREÇÃO DE ARTE
Evelyn Grumach
Ricardo Hippert
EG.DESIGN / DESIGNERS
Ricardo Hippert
Fernando Braga
Manuela Roitman 
Sérgio Franco Medicina Diagnóstica
Bioinforme - Sérgio Franco. 7. ed. Rio de Janeiro, 2006.
392p.
ISBN: 85-86241-03-2
Inclui bibliografia
1. Diagnóstico de laboratório. 2. Laboratórios Médicos.
I. Título
Copyright 2006 by Laboratórios Médicos 
Dr. Sérgio Franco LTDA.
Rua Xavier Pinheiro 439 Qd. 29 Rodovia Rio-Petrópolis 
Duque de Caxias Rio de Janeiro RJ CEP 25085-007
telefone 21 2672 7070 fax 21 2672 7141 
e-mail faleconosco@sergiofranco.com.br 
www.sergiofranco.com.br
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BIOINFORME
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Pela visão e ousadia em iniciar 
uma revolução na área de apoio diagnóstico, 
compartilhando conhecimento, 
viabilizando o acesso de inúmeros pacientes 
ao que havia de mais moderno e, principalmente, 
por nos inspirar a continuar a sua obra.
AO DR.SÉRGIO AFFONSO MONTEIRO FRANCO
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Quando lançou o primeiro Bioinforme, há mais de 30 anos, o Sérgio Franco Medicina Diagnóstica tinha 
como objetivo agregar informações científicas e proporcionar aos médicos mais uma ferramenta para 
a realização do diagnóstico.
Reunindo em uma única publicação os procedimentos e as indicações referentes a milhares de exa-
mes, o Bioinforme logo se transformou em uma importante fonte de consulta para os mais diversos 
públicos envolvidos com a patologia clínica. Um resultado que nos orgulha e nos incentiva a continuar 
com esse trabalho, aperfeiçoando-o cada vez mais.
Na edição em que comemoramos os 32 anos dessa iniciativa, você tem em mãos uma obra que traz 
informações revistas e aprimoradas. E um capítulo que, mais do que novas técnicas ou procedimentos, 
traz uma visão do futuro. A genética desenvolveu-se nos últimos anos a uma velocidade extraordi-
nária. Com o Projeto Genoma, abriu-se um fascinante campo de estudos, que está revolucionando 
a medicina. As possibilidades são infinitas. E nós, do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica, queremos 
estar cada vez mais juntos à área médica para explorá-las. 
Esperamos que este Bioinforme seja de grande utilidade a todos os profissionais da área médica. E 
que, além de muita informação, ele traga a certeza de que estaremos sempre a seu lado, apoiando o 
seu trabalho. 
INTRODUÇÃO
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Até onde podemos ir? O quanto podemos saber? 
Atrás dessas respostas, homens como Hipócrates permitiram que sua vocação despertasse. Homens 
como Isaac Newton deixaram que seus pensamentos voassem. Homens como Mendel se fizeram 
levar pela curiosidade para experimentar novas idéias.
A ciência nos brindou com inúmeros exemplos de pessoas abnegadas, ousadas e, acima de tudo, apaixo-
nadas. Pessoas que construíram os degraus para que pudéssemos atingir o incrível patamar de conheci-
mento que temos hoje. Essa paixão, essa busca e esse arrebatamento foram responsáveis por histórias 
fascinantes. Histórias que uniram pessoas, transformaram sociedades e atravessaram o tempo.
Uma dessas histórias é a jornada do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica. 
Começou em 1940, quando o médico patologista clínico Sérgio Affonso Monteiro Franco , ao lado de 
dois outros médicos, criou no Rio de Janeiro um pequeno laboratório de análises clínicas, que teria 
como marca registrada a inovação. 
Nos anos 50, tornamo-nos pioneiros na técnica de dosagens hormonais por processos químicos, 
permitindo exames mais rápidos e confiáveis. Na década seguinte, fomos os primeiros a oferecer o 
exame de gasometria e a adquirir equipamentos automatizados. Nos anos 70, alcançamos a posição 
de maior laboratório do país em número de atendimentos diários e na publicação de trabalhos no 
exterior. Em 1974, lançamos a primeira edição do Bioinforme, publicado como um resumo de técnicas 
e valores de referência, que logo se tornou fonte de consulta obrigatória entre os profissionais da área. 
Na década de 1980, seguindo a tendência dos maiores laboratórios do mundo, concentramos as análi-
ses em nosso parque tecnológico. E, muito antes de se falar em políticas de Recursos Humanos, inves-
timos fortemente no treinamento e na formação dos nossos colaboradores. 
Na década de 1990, inovamos mais uma vez ao colocar várias áreas dividindo um mesmo espaço, trabalhan-
do integradas pela automação. Nesse período, inauguramos a Divisão de Apoio a Laboratórios (DAL), o Setor 
Biomolecular e de Genética, o Setor de Bioquímica Especial e a primeira ilha robótica da América Latina.
SÉRGIO FRANCO ONTEM E HOJE
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No início do ano 2000, além das atividades em análises clínicas, passamos a oferecer também diag-
nóstico por imagem. Com a virada do século, ampliamos e remodelamos toda a nossa rede de atendi-
mento, criando unidades modernas e aconchegantes. Desde então, oferecemos a maior abrangência 
de atendimento do Rio de Janeiro. 
Em 2004, inauguramos o maior e mais moderno Núcleo Técnico-Científico do Estado do Rio de Janeiro, 
com 11 mil metros quadrados de área construída e equipamentos de última geração, alguns deles 
únicos na América Latina. 
Hoje, realizamos mais de três mil tipos de exame. Além disso, nossos clientes e parceiros podem con-
tar com facilidades antes inimagináveis, como acesso a resultado de exames pela internet, coleta em 
domicílio, laudo gráfico e muito mais. 
Temos investido fortemente para proporcionar cada vez maior apoio e praticidade aos médicos. Prova 
disso é a nossa Central de Relacionamento Médico, na qual profissionais de cada uma das áreas da 
medicina diagnóstica ficam à disposição da classe médica para acompanhar a realização de exames, 
conversar sobre resultados e ouvir sugestões. 
Com um foco permanente no aperfeiçoamento, conquistamos rigorosas certificações de qualidade, 
como o ISO 9001/2000, e obtivemos acreditação de respeitadas instituições, como Inmetro, Sociedade 
Brasileira de Análises Clínicas, Sociedade Brasileira de Hematologia e Hemoterapia, Sociedade Brasilei-
ra de Patologia Clínica, Sociedade Brasileira de Patologia e Center for Diseases Control. 
Paralelamente, as ações de responsabilidade social tornaram-se uma marca do Sérgio Franco Medi-
cina Diagnóstica, com iniciativas que têm gerado resultados extremamente positivos tanto para os 
nossos colaboradores quanto para a sociedade.
Assim tem sido a nossa história, que já completou mais de 65 anos. E vai ser assim no futuro, quando 
a biologiamolecular, a genética ou algo que ainda estamos por descobrir nos coloque frente a frente 
com novos desafios, novas perguntas e, sem dúvida alguma, com novas conquistas.
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AUTORES E COLABORADORES
Márcia Marinho
Médica Clínica, Diretora Geral do Sérgio Franco Medicina Diag-
nóstica, MBA executivo pelo Coppead, ex-diretora do Hospital 
CardioTrauma de Ipanema.
Antonio Salvador dos Santos 
Médico Patologista Clínico e Dermatologista, integrante da 
Central de Relacionamento Médico do Sérgio Franco Medicina 
Diagnóstica e Coronel Médico R/1 do Serviço de Saúde do Exér-
cito Brasileiro.
Dafne Dain Gandelman Horovitz
Médica Geneticista, Mestre em Clínica Obstétrica pela UFRJ, 
Doutora em Saúde Pública pela UERJ, Médica Geneticista do 
Instituto Fernandes Figueira-IFF/Fiocruz/RJ e da CERES-Genéti-
ca. Vice-presidente da Sociedade Brasileira de Genética Clínica, 
Presidente do Comitê de Genética da Sociedade de Pediatria RJ. 
Consultora de Genética do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica.
Dalva Margareth Gomes Boelter dos Santos
Médica Patologista Clínica, Endocrinologista/Metabologista, 
Mestre em Endocrinologia pela UFRJ, Consultora do Setor de 
Bioquímica do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica. Licenciada 
para uso de radioisótopos in vitro pela CNEN. 
Edilea Amorim
Bióloga, Supervisora da Unidade Hospitalar do Sérgio Franco 
Medicina Diagnóstica, lotada no Hospital Pasteur.
Efigenia de Lourdes Teixeira Amorim
Farmacêutica Microbiologista, Coordenadora dos Setores de 
Microbiologia e Urinálise do Sérgio Franco Medicina Diagnós-
tica, Farmacêutica-Bioquímica do Instituto Municipal da Mu-
lher Fernando Magalhães/Secretaria Municipal de Saúde.
Fernanda Volponi Licio
Farmacêutica-Bioquímica com Pós-graduação em Hemato-
logia pela UFRJ, Coordenadora das Unidades Hospitalares do 
Sérgio Franco Medicina Diagnóstica.
Filomena Maria Cardoso Figueiredo da Silva
Bióloga, Especialista em Patologia Clínica, integrante da Central de 
Relacionamento Médico do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica.
Glicínia Pimenta
Farmacêutica-Bioquímica, com especialização em Citometria 
de Fluxo pelo Royal Marsden NHS Trust – Londres. Responsável 
pelo Setor de Imunofenotipagem do Serviço de Hematologia do 
Hospital Clementino Fraga Filho – UFRJ. Consultora Científica do 
Setor de Hematologia do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica.
Ilmara Maria Rohloff de Mattos
Bióloga, com especialização em Análises Clínicas, integrante da 
Central de Relacionamento Médico do Sérgio Franco Medicina 
Diagnóstica. Professora de Pós-graduação em Análises Clínicas 
nas Faculdades São Judas Tadeu e Luiza Marcilac.
Izidro Bendet
Médico Patologista Clínico e Virologista, Pós-graduado em Bio-
logia Parasitária pela Fiocruz, Consultor Científico do Setor de 
Imunoensaios do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica.
Jane de Almeida Gonçalves
Bióloga com especialização em Análises Clínicas, Supervisora 
da Unidade Hospitalar do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica, 
lotada no Hospital Mario Lioni. 
Jorge Luiz Fernando de Menezes
Médico Patologista Clínico e Hematologista, Médico Patologis-
ta Clínico do Hospital Estadual Getúlio Vargas e IASERJ. Con-
sultor Científico do Setor de Hematologia do Sérgio Franco 
Medicina Diagnóstica.
José Pascoal Simonetti
Biomédico, Mestre em Biologia Parasitária e Doutor em Biolo-
gia Celular e Molecular pela Fiocruz, Coordenador do Setor de 
Biologia Molecular / Genética do Sérgio Franco Medicina Diag-
nóstica, Pesquisador Titular do Departamento de Virologia da 
Fiocruz.
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Juan Clinton Llerena Jr.
Médico Geneticista, Doutor em Citogenética Humana pela 
UFRJ, com Pós-doutorado na Inglaterra. Coordenador do Cen-
tro de Genética Médica do Instituto Fernandes Figueira-IFF/
Fiocruz/RJ. Coordenador do Comitê de Ética e Pesquisa em 
Seres Humanos do IFF/Fiocruz. Médico Geneticista da CERES-
Genética do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica. 
Kalil Madi
Médico Anatomopatologista, Coordenador do Setor de Ana-
tomia Patológica e Citopatologia do Sérgio Franco Medicina 
Diagnóstica, Professor Titular do Departamento de Patologia 
da Faculdade de Medicina da UFRJ.
Lucia Maria de Abreu Faria
Biomédica, Coordenadora da Central de Preparo e Distribuição 
do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica.
Lucia Maria de Oliveira
Médica, Patologista Clínica, Biomédica, Mestre em Microbiolo-
gia pela UFRJ, com MBA em Saúde pelo COPPEAD, Coordenado-
ra Médica do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica e Professora-
assistente da Faculdade de Medicina da UERJ. Vice-presidente 
financeira da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica Medici-
na Laboratorial (SBPC-ML) 
Lúcia Monteiro de Castro Lima Netto
Médica, Hematologista e Hemoterapeuta, Consultora Médica do 
Setor de Hematologia do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica.
Luciene Silva Rodrigues
Biomédica, Analista Clínica, integrante da Central de Relacio-
namento Médico do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica.
Luisa Helena Hasselmann
Bióloga, Analista Clínica, integrante da Central de Relaciona-
mento Médico do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica.
Maria Fernanda Miguens Castelar Pinheiro
Médica, Endocrinologista, Mestre e Doutora em Endocrinolo-
gia, Coordenadora Médica do Setor de Imunoensaios do Sérgio 
Franco Medicina Diagnóstica.
Maria Luiza Lopes Moreira
Farmacêutica-Bioquímica, Analista Clínica, Coordenadora do 
Setor de Bioquímica do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica.
Maria Luiza Macedo Silva
Bióloga, Mestre e Doutor em Ciência pela UFRJ, Coordenadora 
Técnica do Setor Citogenética em Hemopatias Malignas do Sér-
gio Franco Medicina Diagnóstica, Citogeneticista de Referência 
do Ministério da Saúde, Responsável pelo Laboratório de Cito-
genética do CEMO–INCA, Professora do Curso de Pós-gradua-
ção em Oncologia do INCA, Co-autora de Pesquisa do Outreach 
Program, St. Jude Children’s Research Hospital, Memphis. 
Marli Cruz Rambaldi
Farmacêutica-Bioquímica, Hematologista, Coordenadora do 
Setor de Hematologia do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica.
Nivia de Oliveira Silva
Bióloga, Analista Clínica, Coordenadora dos Setores de Parasito-
logia e Biossegurança do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica e 
do Setor de Parasitologia do Hospital Universitário Pedro Ernes-
to. Membro CB36-ABNT e avaliador especialista do INMETRO
Paulo Coura Silva
Biólogo, Supervisor da Unidade Hospitalar do Sérgio Franco 
Medicina Diagnóstica, lotado no Hospital Cardiotrauma.
Raquel Rosa Sabino
Bióloga, com especialização em Análises Clínicas, Supervisora do 
Sérgio Franco Medicina Diagnóstica, lotada no Hospital São Lucas.
Ricardo Guerreiro de Souza
Farmacêutico-Bioquímico, Pós-graduado em Hematologia, 
Coordenador da Unidade Hospitalar do Sérgio Franco Medici-
na Diagnóstica, lotado no Hospital de Clínicas de Niterói.
Sheila Vasques Leandro Argolo
Farmacêutica-Bioquímica, Analista Clínica, Coordenadora do 
Setor de Química e Toxicologia, Coordenadora do Setor de Me-
trologia e Coordenadora de Novos Projetos do Sérgio Franco 
Medicina Diagnóstica.
Trude Dimetz
Farmacêutica-Bioquímica, Analista Clínica, licenciada para 
uso de radioisótopos in vitro pela CNEN, Responsável Técnica 
e Assessora Científica do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica e 
Professora Assistente da Endocrinologia da FCM-UERJ.
Vânia de Morais da Costa
Bióloga, Analista Clínica, integrante da Central de Relaciona-
mento Médico do Sérgio Franco Medicina Diagnóstica.
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Pré-analítico 15
Anatomia Patológica 23
Biologia Molecular 41
Bioquímica 69
Citogenética 105Endocrinologia 111
Fluidos Biológicos 145
Hematologia 161
Imunologia 199
Microbiologia 249
Parasitologia 285
Química e Toxicologia 301
Valores de Referência 327
Agradecimentos 369
Bibliografia 371
Index 378
Índice Remissivo 381
SUMÁRIO
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FASE PRÉ-ANALÍTICA
PRÉ-ANALÍTICO
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E fissionais envolvidos tanto no desempenho da análise quanto 
na interpretação de um laudo.
Observações: 
– Os fatores de influência, dietas especiais, bem como as in-
terferências específicas para cada exame, serão discutidos 
detalhadamente durante a abordagem do teste no capítulo 
pertinente.
– O preparo e as orientações ao paciente, inerentes aos testes 
gráficos e por imagem, estão descritos detalhadamente no 
capítulo específico. 
Fatores de Influência e Interferência
JEJUM E DIETA
Uma dúvida freqüente por ocasião da realização de exames 
é quanto à obrigatoriedade ou não de jejum e à duração do 
mesmo. Para testes sangüíneos como os de glicose, testes de 
tolerância (glicose, d-xilose, lactose etc.), perfil lipídico, ferro e 
capacidade de fixação do ferro, vitamina B12, folato, caroteno, 
insulina, peptídeo C e gastrina, o jejum é recomendado para 
uma análise adequada. No caso da dosagem de triglicerídeos 
não se deve ingerir alimentos por um período mínimo de 12 
horas para evitar falsos valores alterados. Vários testes hor-
monais, imunológicos e até mesmo bioquímicos, como o de 
colesterol, podem ser realizados sem jejum (desde que não 
venham acompanhados da dosagem de outros lipídios ou gli-
cose). Apesar de não haver obrigatoriedade de jejum para estas 
análises, desaconselham-se excessos alimentares. O indicado, 
quando possível, é esperar o intervalo de algumas horas após 
a refeição (mínimo de quatro) para evitar possíveis interfe-
rências. Aumentos nos triglicerídeos normalmente produzem 
FASE PRÉ-ANALÍTICA
Preparo do paciente 
e coleta de amostras
Nas últimas décadas, a medicina laboratorial vem am-
pliando largamente sua atuação. Novas tecnologias 
foram implantadas, como anticorpos monoclonais, 
genética molecular, citometria de fluxo, contribuindo 
como parte do processo de decisão diagnóstica na 
confirmação, tratamento, monitoramento e preven-
ção das doenças. Com todos estes avanços, o grande 
desafio é tornar clara a influência de diversos fato-
res e a possibilidade de interferências e de eventuais 
limitações nas diversas etapas que compreendem 
o processo das análises para o apoio diagnóstico. A 
combinação de variações fisiológicas, de influências 
e interferências traz dificuldades até mesmo à inter-
pretação de determinações simples. 
A qualidade de um laudo está diretamente relacionada a três 
fases distintas do processo de análise: a fase pré-analítica, a 
fase analítica e a fase pós-analítica. A etapa pré-analítica ini-
cia-se com o pedido médico, incluindo, quando necessário, as 
informações adequadas quanto à indicação e à suspeita diag-
nóstica, passa pelo preparo do paciente e envolve todo o pro-
cedimento de coleta, manuseio, conservação e transporte da 
amostra (quando pertinente).
Portanto é de grande importância difundir o conhecimento do 
impacto das novas e velhas variáveis pré-analíticas para os pro-
VARIÁVEIS PRÉ-ANALÍTICAS
Dieta
Drogas/medicamentos
Exercícios
Tabaco (fumo)
Raça
Sexo
Idade
Fase do ciclo menstrual
Menopausa
Estresse
Postura
Hora da coleta
Jejum
Garroteamento
Anticoagulantes
Sangue venoso ou capilar
Velocidade da coleta
Ordem da coleta
Turvação/lipemia
Bilirrubina
Contaminantes físicos (desinfetantes, cremes etc.)
Contaminações bacteriológicas
Hemólise
Centrifugação
Tempo de processamento
Exposição à luz solar
Evaporação
Aliquotagem
Condições de transporte
Preservativos inadequados
Contaminações
(frascos inadequados, bactérias)
Variáveis do paciente Variáveis da amostra Variáveis observadas no preparo da amostra
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Omudanças no aspecto do soro (soros opalescentes ou lipêmi-
cos) que potencialmente causam interferência no resultado 
de várias dosagens. Jejuns prolongados, superiores a 14 horas, 
são também desaconselháveis porque influenciam as dosa-
gens séricas, como no caso (novamente) dos triglicerídeos, que 
podem apresentar resultados falsamente baixos. Nos dias que 
antecedem os exames, deve-se manter a alimentação habitual, 
exceto para os testes em que se preconize dieta especial (vide 
relação adiante). Bruscas mudanças alimentares podem acar-
retar alterações na concentração de alguns constituintes plas-
máticos. Evitar, portanto, dietas rígidas. 
Um regime rico em proteínas pode levar ao aumento de uréia, 
amônia, ácido úrico e uratos, especialmente quando há ingesta 
em grandes quantidades na noite que antecede o exame. Isso 
pode influenciar o resultado, já que as alterações permanecem 
aparentes mesmo 12 horas mais tarde. Refeições gordurosas 
podem causar, em alguns indivíduos, ligeiro aumento na ati-
vidade da fosfatase alcalina, de duas a quatro horas após a 
ingesta, e também são desaconselháveis para os testes de coa-
gulação, dentre outros. Alimentação rica em abacaxi, abacate e 
tomate podem elevar o ácido 5-hidroxi-indol-acético. 
A cafeína interfere no metabolismo dos lipídios, elevando os áci-
dos graxos livres, e seu consumo habitual pode levar a alterações 
nas concentrações séricas de colesterol e triglicerídeos. Pelo es-
tímulo da medula adrenal, ela também aumenta a liberação de 
catecolaminas e pode alterar discretamente os níveis de glicose 
basais e os testes de tolerância. A cafeína pode taquicardizar o 
paciente e deve, portanto, ser evitada no dia do exame. 
Com referência a testes gráficos e por imagem:
– Ergométrico, holter, mapa, ECG, ECG-AR: recomenda-se duas 
horas de jejum.
– Ressonância magnética: não exige jejum, exceto para a Co-
langio RM (12h). 
– Tomografia computadorizada: recomenda-se quatro horas 
de jejum.
– Teste ergométrico (prova do esforço): o paciente não deve 
estar em jejum. Recomenda-se uma refeição leve, evitando-
se, no entanto, a cafeína (café, chá, chocolate etc.) e bebidas 
alcoólicas. Também não se deve fumar nas três horas que an-
tecedem o teste.
Observações:
– O jejum preconizado poderá ser reduzido, ou até mesmo re-
visto, no caso de recém-nascidos e crianças, para situações de 
urgência e diante de solicitações médicas específicas.
– Para alguns testes, o jejum pode não ter sido preconizado, 
mas deve-se verificar a necessidade, ou não, de uma dieta es-
pecial nos dias que os antecedem.
Relação dos exames que exigem dieta especial:
– Ácido oxálico em urina de 24 horas.
– Ácido 5-hidroxi-indol-acético em urina de 24 horas.
– Catecolaminas fracionadas em urina de 24 horas/plasma.
– Ácido vanilmandélico em urina de 24 horas.
– Hidroxiprolina em urina de 24 horas.
– Serotonina em urina de 24 horas/plasma.
– Metanefrinas em urina de 24 horas.
– Sangue oculto nas fezes.
– Coprologia funcional, digestibilidade e resíduos alimentares.
– Teste de PAK.
– Dosagem de gordura fecal.
– Dosagens de renina e aldosterona – avaliar o teor de sódio 
da dieta.
ÁLCOOL E TABACO
Não se tem relato de que o uso casual do álcool tenhaalgum 
efeito significativo nos testes laboratoriais. Porém, ele pode 
afetar vários componentes e provocar modificações no meta-
bolismo, dependendo da amplitute, quantidade e freqüência 
do consumo. O uso de bebida alcoólica entre duas e quatro ho-
ras antes do exame diminui a glicose sérica e aumenta o lac-
tato plasmático. Como conseqüência imediata da ingesta de 
álcool, observamos também o aumento da concentração séri-
ca do ácido úrico e dos triglicerídeos – que nestes últimos pode 
ser substancial, de até 40% em períodos de uso mais freqüen-
te. Como o álcool é uma substância irritante para a mucosa 
gástrica, podendo causar sangramento em pacientes sensíveis, 
seu consumo é igualmente desaconselhável durante a pesqui-
sa de sangue oculto nas fezes.
O tabaco é composto por uma ampla variedade de substân-
cias, como a nicotina, piridina, cianureto, tiocianureto etc., e o 
mecanismo de seus efeitos ainda não foi plenamente elucida-
do. Deve-se ainda levar em conta a exposição contínua ao mo-
nóxido de carbono, considerando se a técnica usada para fu-
mar envolve inalação ou não, qual a espécie (cigarros, charutos, 
cachimbo) e em que quantidade se fuma. As várias alterações 
associadas ao tabaco, agudas ou crônicas, acontecem direta ou 
indiretamente e são também influenciadas pelo sexo e idade 
do paciente. Podem apresentar aumentos: as catecolaminas, a 
glicose, o cortisol, a aldosterona e os ácidos graxos livres. Eleva-
ções da carboxiemoglobina, com desvio à esquerda da curva de 
dissociação do oxigênio, levam a uma subseqüente compensa-
ção com aumento de hematócritos.
As alterações causadas pelo tabagismo crônico incluem a ele-
vação da atividade de várias enzimas, glóbulos brancos, vita-
minas, marcadores tumorais (antígeno carcinoembrionário 
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E – CEA), metais pesados e lipoproteínas. O fumo interfere no 
teste ergométrico, devendo ser evitado por ocasião de sua 
realização. 
DROGAS (MEDICAMENTOS, VITAMINAS ETC.)
Diversas drogas podem interferir, in vivo ou in vitro, nos resulta-
dos de análises laboratoriais. É importante que o clínico esteja 
atento ao que o paciente está tomando, incluindo medicações 
sem receita, ferro, minerais, vitaminas etc. Altas concentrações 
de vitamina C, por exemplo, podem elevar os resultados das 
frutosaminas e do ácido úrico, produzir falso-negativos para 
sangue oculto nas fezes e provocar possíveis alterações na crea-
tinina sérica.
O uso de contraceptivos orais eleva os níveis séricos da glo-
bulina ligadora da tiroxina e, em conseqüência, os hormônios 
tireoidianos T3 total e T4 total. Elevam-se também os níveis 
séricos do ferro, triglicerídeos, transaminase pirúvica, gama-
glutamil-transpeptidase, enquanto diminuem os níveis de al-
bumina. Vários outros testes laboratoriais são afetados.
As drogas diuréticas freqüentemente diminuem a concentra-
ção de potássio e elevam o sódio, o cálcio e a glicose. A nicotina 
e o álcool serão abordados separadamente.
A dosagem de creatinina pode sofrer interferência de vários me-
dicamentos, como, por exemplo, a dipirona. E dependendo da 
metodologia empregada, esta influência será maior ou menor.
No monitoramento de drogas terapêuticas, é importante ob-
servar o horário da coleta em relação à ultima dose. Para mui-
tos medicamentos, o monitoramento é feito no intervalo entre 
as doses, utilizando-se, em alguns casos, a coleta durante o 
pico de concentração da droga. 
GRAVIDEZ
A gravidez provoca mudanças metabólicas profundas e diversos 
exames têm seus valores modificados dependendo do período 
de gestação. Mas nem sempre o laboratório é informado sobre a 
gravidez da paciente ou sua fase gestacional. Concentrações de 
estrogênios e progesterona resultam em aumentos na secreção 
de prolactina, da globulina ligadora da tiroxina e o conseqüente 
aumento do T3 e T4 totais. Porém, o oposto pode ocorrer com o 
hormônio luteinizante e o hormônio fólico estimulante.
Há mudanças na função renal, com especial elevação dos ní-
veis de filtração glomerular que levam a uma maior excreção 
da glicose, uréia, creatinina e proteína. Observam-se, portanto, 
diminuições no nível sérico destas substâncias. Há no soro ele-
vações de lipídios, colesterol e triglicerídeos, inclusive alfafeto-
proteína, alfa-1-antitripsina, além de um aumento da atividade 
das enzimas: lactato desidrogenase, leucina aminopeptidase e, 
no caso da fosfatase alcalina, especialmente pela presença da 
isoenzima placentária.
Com freqüência, ocorrem mudanças nos parâmetros hemato-
lógicos: hematócrito e hemoglobina diminuem. As plaquetas 
podem gradualmente ter seus níveis reduzidos. Observam-se 
ainda efeitos nos fatores de coagulação, como o IX, que pode 
elevar-se ligeiramente, além dos fatores VII e X, que comumen-
te sobem. A partir do final do primeiro trimestre, as elevações 
do fibrinogênio contribuem para o aumento da velocidade de 
hemossedimentação, que permanece alterada por um curto 
período, mesmo após o parto.
EXERCÍCIO FÍSICO
A atividade física influencia e interfere consideravelmente no 
metabolismo e deve-se avaliar com cuidado os resultados ob-
tidos de amostras coletadas após exercícios. Dependendo da 
duração e da intensidade, várias são as substâncias afetadas 
nas concentrações urinárias e sangüíneas. Na fase inicial dos 
exercícios, há um aumento de glicose e de insulina que pode 
levar à hipoglicemia com a intensificação da atividade física. A 
desidrogenase láctica, a creatinofosfoquinase e a aldolase são 
enzimas extremamente sensíveis, que se elevam com exercí-
cios de pouca duração e intensidade, e sua maior atividade é 
freqüente em atletas. As glicoproteínas, transferrina, transa-
minases, uréia, creatinina, ácido úrico, contagem de leucóci-
tos e haptoglobina podem elevar-se. A renina e a aldosterona 
plasmáticas também respondem com grandes aumentos após 
exercícios físicos de baixa intensidade, como a deambulação.
A prática de exercícios estimula a secreção do cortisol, podendo 
desaparecer o ritmo circadiano. Também observam-se aumentos 
na excreção de cortisol livre urinário e nas concentrações plas-
máticas de aldosterona, hormônio de crescimento, prolactina e 
catecolaminas (tanto plasmática quanto urinária). Com exercí-
cio físico moderado, o colesterol e os triglicerídeos diminuem, 
podendo permanacer assim por vários dias. Os ácidos graxos 
aumentam de forma importante após exercícios extenuantes. 
E, diretamente proporcional à duração e à intensidade dessa ati-
vidade física, podem surgir a hematúria e a proteinúria. 
O aprimoramento do condicionamento físico modifica as con-
centrações lipídicas, diminuindo o colesterol sérico, a fração 
LDL-colesterol e os triglicerídeos. Mas, em contrapartida, os 
valores de HDL-colesterol tendem a crescer. 
Na dosagem do PSA, é importante avaliar se o paciente fez exer-
cícios em aparelhos que exerçam pressão na região prostática 
(por exemplo, o selim da bicicleta). Essa pressão funciona como 
uma massagem prostática, aumentando os níveis de PSA.
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POSTURA
Mudanças de postura podem alterar profundamente a con-
centração das substâncias no sangue periférico. É, portanto, 
importante conhecer a circunstância física do paciente por 
ocasião da coleta da amostra: enquanto pacientes hospitaliza-
dos estão freqüentemente deitados ou reclinados antes da co-
leta da amostra, os ambulatoriais estão sentados ou de pé. Ao 
mudarda horizontal para uma postura ereta, há, em razão da 
pressão hidrostática, uma perda de água e de moléculas filtrá-
veis, de pequeno peso molecular, do compartimento intravas-
cular para o espaço intersticial. A redução do volume plasmá-
tico (em torno de 12%) irá aumentar a concentração de molé-
culas de alto peso molecular, como as proteínas e substâncias 
a elas ligadas (cálcio, lipídios, bilirrubinas, drogas terapêuticas 
etc.). Porém, para outros analitos de baixo peso molecular, facil-
mente difusíveis no sangue, a postura não faz diferença (uréia, 
por exemplo). Ao se interpretar tais resultados, é importante 
observar que a secreção de renina e aldosterona sofre gran-
de variação com a mudança de postura, devendo-se levar em 
conta a posição do paciente no momento da coleta. Verifica-se 
ainda uma elevação precoce da secreção das catecolaminas, 
por causa da variação da posição recostada para a ereta. Outro 
exemplo importante trata da excreção urinária do cálcio, que 
aumenta em pacientes acamados por longos períodos.
RITMO CIRCADIANO
Os valores de alguns constituintes líquidos orgânicos variam 
ciclicamente ao longo do dia. A magnitude do efeito do ritmo 
circadiano pode ser maior do que geralmente se leva em conta 
na interpretação dos exames. Vários fatores podem estar en-
volvidos nestas variações, como a postura, a atividade física, a 
alimentação, o estresse, a luz do dia e o sono. Além da influên-
cia de fatores individuais, muitos hormônios mostram varia-
ções diurnas e biológicas aleatórias ao longo de 24 horas. O 
cortisol e o ACTH apresentam valores mais elevados pela ma-
nhã do que à tarde e à noite e são muito influenciados pelo es-
tresse. Em grau menor, o TSH também apresenta uma variação 
circadiana, com níveis mais elevados após a meia-noite e mais 
baixos em torno do meio-dia. Portanto, podem-se observar va-
lores ligeiramente alterados desse hormônio, principalmente 
se a coleta for realizada no período noturno.
A fosfatase ácida, o potássio, a transferrina e o ferro sérico 
mostram-se também mais elevados pela manhã, alterações 
que, neste último, podem atingir de 30% a 50%, além de sua 
variação intra-individual no dia-a-dia.
Também os eosinófilos variam com a hora do dia, apresentan-
do-se mais baixos à tarde; linfócitos e leucócitos têm seus valo-
res máximos pela manhã, e o urobilinogênio urinário atinge sua 
excreção máxima à tarde. É também quando os triglicerídeos 
estão mais altos, bem como o fosfato, a uréia e o hematócrito. 
Outro importante fator de influência é a sazonalidade. Como 
exemplo, a vitamina D que sofre interferência da exposição 
à luz solar, com redução dos seus níveis no inverno, principal-
mente em países onde as estações são bem definidas. O opos-
to se aplica ao T3 total que, por sua ação calorigênica, apresen-
ta níveis mais elevados no inverno.
Os valores para as provas funcionais foram padronizados pela 
manhã, portanto elas devem ser realizadas, preferencialmente, 
neste período. Algumas outras interferências estão descritas 
nos diversos capítulos do Bioinforme .
HEMÓLISE
A ruptura da hemácia, ou hemólise, pode ocorrer por um pro-
cesso mecânico ou metabólico, seja em um processo natural de 
renovação da célula vermelha ou como conseqüência de doen-
ça. A hemólise por anemia hemolítica ou por punção venosa 
causa elevação de LDH, bilirrubinas, transaminases, potássio, 
magnésio e fosfatase ácida. Hemólises causadas por trauma-
tismo durante a punção, o que se observa mais freqüentemen-
te em recém-nascidos, podem invalidar os resultados de testes 
de coagulação, pela liberação de tromboplastinas. A hemólise 
tem efeitos menos marcantes em proteínas totais, fosfatase 
alcalina, ferro e fósforo, podendo mascarar reações com anti-
corpos hemolisantes.
TRANSPORTE E PREPARO DA AMOSTRA
Com o desenvolvimento de novos conhecimentos e recursos, e 
com um preparo adequado, pode-se transportar o material a 
ser analisado para diversos pontos, garantindo, com seguran-
ça, a estabilidade dos constituintes. Hoje, o envio e recebimen-
to de espécimes biológicos entre diferentes pontos do país e 
até mesmo entre países podem ser feitos rotineiramente, des-
de que se observem os procedimentos necessários (recipientes 
especiais, o uso de gelo seco para congelamento da alíquota, 
caixas específicas isolantes ou refrigeradas etc.) para garantir 
a preservação dos analitos a serem pesquisados. As conse-
qüências de um preparo e transporte inadequados variam 
desde a perda da amostra por vazamento até alterações na 
concentração dos seus diferentes constituintes.
VALORES DE REFERÊNCIA
Quando se fala em valores de referência é necessário cuidado 
e atenção, pois não são somente metodologias e equipamen-
tos que os influenciam. Deve-se levar em conta que variações 
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E fisiológicas, alimentares, climáticas, genéticas, sexo, idade e de 
ritmo circadiano, bem como interferências diversas, podem 
influenciar no resultado de um exame. Estas situações nem 
sempre são contempladas na população estudada, quando se 
estabelecem valores referenciais. Estes são determinados pelo 
estudo de um certo grupo de indivíduos presumivelmente sa-
dio e expressam o que foi verificado em 95% da população em 
questão e não na sua totalidade. O que é realidade para uma 
população pode não ser para outra. Portanto, deve-se ter em 
mente que os valores de referência servem como um guia ge-
nérico e não devem ser usados como um denominador do que 
é normal ou anormal. 
Idade: Pode determinar mudanças drásticas na concentração 
dos constituintes de fluidos corpóreos. Ao analisar um laudo, 
devemos considerar a idade do paciente, pois mudanças me-
tabólicas ocorrem desde o nascimento e continuam até a ve-
lhice, representando, em alguns casos, grande influência nos 
valores de referência. Um bom exemplo são as alterações do 
primeiro mês de vida, no que diz respeito, especialmente, aos 
valores referenciais do hematócrito e da bilirrubina. Para estes 
testes, os limites devem ser considerados de acordo com a fai-
xa etária em dias. A atividade da fosfatase alcalina também 
sofre grandes variações com a idade, atingindo o pico na fase 
de crescimento como reflexo da atividade osteoblástica. Assim, 
por ocasião da análise do resultado de um teste, deve-se obser-
var a existência, ou não, de diferentes faixas de referência de 
acordo com a idade do paciente.
Sexo: Grande parte das diferenças observadas nos valores de 
referência estão ligadas à influência bioquímica dos hormô-
nios, causa de mudanças metabólicas importantes, como na 
puberdade e na menopausa. A massa muscular, geralmente 
mais pronunciada no sexo masculino, leva a valores mais ele-
vados de creatinina, ácido úrico e uréia, bem como à atividade 
de enzimas ligadas ao metabolismo muscular, como a CK e a 
aldolase. Deve-se levar em conta que a prática de exercícios fí-
sicos e o uso de substâncias para o aumento dessa massa tam-
bém podem influenciar consideravelmente os resultados. 
Raça: O efeito da influência racial deve ser somado a fatores am-
bientais e socioeconômicos (dieta, exercícios, hábitat etc.). Entre 
as alterações diretas do fator racial estão uma maior ou menor 
incidência de doenças geneticamente determinadas em certos 
grupos étnicos, como a talassemia e a anemia falciforme. 
Diferenças entre laboratórios: Emdecorrência da padroniza-
ção, metodologia e equipamento utilizados, os valores de re-
ferência podem mudar de um laboratório para outro. Isto se 
aplica especialmente aos ensaios imunológicos, pelo uso de 
anticorpos com diferentes origens e características.
TUBOS ADEQUADOS PARA COLETA DE SANGUE
Muitas são as alterações que podem ser encontradas nas 
amostras biológicas em decorrência da escolha inadequada do 
tubo de coleta. O contato extenso das células sangüíneas com 
o soro pode modificar a concentração de numerosos analitos. 
A barreira criada entre estes componentes pelo uso do gel se-
parador, porém, permite uma maior eficiência no processo de 
pré-análise. 
Alguns analitos sofrem interferência do tipo de material em-
pregado na fabricação do tubo (plástico ou vidro). No caso da 
serotonina, ACTH e fatores da coagulação, as amostras devem 
ser mantidas em recipientes de plástico. 
Usados durante a coleta para prevenir a coagulação, preservar 
componentes e inibir o metabolismo e/ou catabolismo do san-
gue, a escolha de anticoagulantes e a quantidade empregada 
em relação ao volume do sangue colhido são importantes para 
a qualidade do resultado: se a substância for inadequada, pode 
interferir na reação; se estiver em pouca quantidade, permite a 
coagulação; e, em excesso, pode diluir a amostra, interferindo 
no resultado.
EDTA (Ácido etilenodiaminotetracético): É o anticoagulante re-
comendado internacionalmente para análises hematológicas 
que envolvem a contagem e a observação da morfologia das 
células. O EDTA age como um quelador de íons e sua atuação 
se deve à ligação com o cálcio, interferindo na cascata da coa-
gulação sangüínea. Conserva a morfologia das hemácias e leu-
cócitos, e impede a aglutinação e a agregação das plaquetas, 
embora, em alguns pacientes, possa observar-se, in vitro, uma 
aglutinação progressiva das plaquetas. O fenômeno, denomi-
nado pseudotrombocitopenia, pode elevar a contagem dos 
glóbulos brancos e falsear resultados de plaquetas. Atualmen-
te, o uso de tecnologia avançada permite detectar este efeito 
através de alarmes especiais dos instrumentos. 
Heparina: Atua no processo de coagulação, inibindo a forma-
ção de trombina, impedindo, com isso, a conversão do fibri-
nogênio em fibrina. Não altera a morfologia nem o tamanho 
celular, porém os conserva por pouco tempo, o que não o torna 
o anticoagulante indicado para avaliar plaquetas e leucócitos. 
Também confere coloração azulada ao esfregaço. Usado em 
curvas de hemólise por não alterar osmoticamente as hemá-
cias, está disponível comercialmente em sais de lítio, sódio e 
amônia, embora seja mais utilizado em forma de lítio. 
Citrato de sódio: Como o EDTA, o citrato se liga ao cálcio, impe-
dindo a coagulação. É o anticoagulante de escolha para os es-
tudos de coagulação, o que parece estar associado a seu efeito 
em preservar pró-coagulantes lábeis. Preconiza-se ser sempre 
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o segundo tubo colhido para evitar que os fatores tissulares 
da coagulação, liberados pelos tecidos danificados durante a 
coleta, alterem o resultado.
Fluoreto de Sódio: Inibe a enzima enolase na via glicolítica, daí 
sua ação antiglicolítica. Indicado para coleta de glicose e de 
testes de tolerância a açúcares.
INFORMAÇÕES ADICIONAIS
– Em virtude do grande número de variáveis, às vezes pode ser 
necessária a coleta de uma nova amostra, para melhor ava-
liação de um resultado. 
– Alguns exames microbiológicos necessitam da especificação 
do tipo de cultura solicitado: aeróbios, anaeróbios, fungos ou 
micobactérias. A indicação clara do sítio de coleta do mate-
rial, bem como o dado clínico, também são de fundamental 
importância. Com base nestas informações, será selecionado 
o meio de cultura adequado ao crescimento do provável mi-
croorganismo patogênico. 
– Para algumas dosagens hormonais, bem como para os tes-
tes de depuração (clearance), informações como peso, altura, 
medicamentos e data da última menstruação são de fun-
damental importância para a liberação do resultado. Estes 
dados permitem avaliações adequadas do ciclo hormonal, 
correções da superfície corporal do paciente em relação à su-
perfície-padrão etc.
– Apesar de toda a evolução na área laboratorial, não existe 
uma técnica que seja, ao mesmo tempo, 100% sensível e 
100% específica. Portanto, podem ocorrer tanto resultados 
falso-positivos quanto falso-negativos, o que torna o diálogo 
entre o médico assistente e os profissionais do laboratório de 
fundamental importância para uma melhor interpretação 
dos resultados.
Tubos com tampa Anticoagulante Material obtido após centrifugação
Tijolo Não Soro
Amarela Não, com gel separador Soro
Lilás EDTA Plasma
Azul Citrato Plasma
Verde Heparina Plasma
Cinza Fluoreto Plasma
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AMOSTRAS
TÉCNICAS DE COLORAÇÃO
CITOPATOLOGIA
IMUNO-HISTOQUÍMICA
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Patologia é o estudo (logo) da doença (pathos), por meio das alterações estruturais e funcionais das 
células, tecidos e órgãos, envolvendo tanto a ciência básica quanto a prática clínica. 
Segundo afirmava Rudolf Virchow, considerado o pai da patologia moderna no século XIX, virtual-
mente todas as formas de lesão orgânica têm sua origem em alterações moleculares ou estruturais 
nas células.
Totalmente integrado às técnicas moleculares, microbiológicas, imunológicas e de diagnóstico por 
imagem, através da troca direta de informações entre os mais diferentes setores técnicos, e de um 
moderno sistema informatizado de dados e laudos incorporados, o patologista pauta o diagnóstico 
sempre na correlação clínico-patológica conforme a tradição iniciada por Morgagni no século XVIII.
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AAMOSTRAS
O setor de Anatomia Patológica recebe um grande 
espectro de amostras: peças cirúrgicas, materiais pro-
venientes de biópsias, raspados e curetagens, peças 
anatômicas, fetos ou natimortos, além de sedimen-
tos de líquidos orgânicos e secreções naturais para 
realização de blocos celulares (cell blocks).
A adequação da amostra, extremamente crítica, se inicia no 
momento do procedimento cirúrgico. Isto é, nos cuidados com 
o uso de agentes químicos e/ou físicos que possam danificar 
os tecidos que serão enviados à análise histopatológica, com-
prometendo o resultado. 
O fixador rotineiramente empregado é o formaldeído (formol), 
em geral comercializado na proporção de 37% a 40%, e que 
deve ser preparado e utilizado a 10% (uma parte de formol para 
nove partes de água), num volume que corresponda a cerca de 
10 vezes o volume da amostra. O recipiente para transporte 
deve ser grande o suficiente para acondicionar o volume neces-
sário de fixador e amostra, recobrindo todos os lados da peça, 
de modo a evitar que ela fique deformada após a fixação; deve 
ter tampa e abertura larga o bastante para que a amostra seja 
retirada facilmente depois de fixada, pois o tecido perde sua 
elasticidade pela ação do fixador. Recipientes de latadevem ser 
evitados, pois a ferrugem altera a coloração dos tecidos. Espé-
cimes grandes que flutuem (por exemplo, pulmão) devem ser 
cobertos com gaze ou compressa. 
Vale lembrar que alguns estudos especiais requerem outros 
tipos de fixadores como, por exemplo, a análise para avaliação 
de infertilidade, em que se usa o de Bouin.
A correta identificação do material através de etiquetas ou 
esparadrapos no próprio recipiente é outro item de extrema 
importância. Deve-se colocar o nome completo do paciente e 
caracterizar a amostra com os seguintes dados: o tipo de pro-
cedimento (biópsia, raspado, curetagem ou exérese do órgão 
ou de parte dele) e o órgão biopsiado ou excisado tão logo pos-
sível. Recomenda-se o uso de lápis, pois a tinta da caneta pode 
se desfazer quando molhada. No ato de admissão em nosso la-
boratório, os recipientes entregues passam a ser identificados 
por etiquetas com código de barras, o que garante que podem 
ser rastreados durante todo o processamento técnico e libera-
ção do resultado.
O médico deve preencher adequadamente a requisição para 
exame histopatológico, padronizado pelo laboratório, ou ane-
xar, em separado, os seguintes dados: 
– Nome completo e idade do paciente;
– Dados clínicos e epidemiológicos;
– Hipóteses diagnósticas;
– Procedimento realizado;
– Tipo de material colhido/retirado.
Dados sobre o médico assistente, como nome e telefone para 
contato, são essenciais para se estabelecer uma correlação clí-
nico-patológica ideal. Em caso de revisão de lâmina, se possí-
vel, acrescentar uma cópia do laudo histopatológico realizado 
previamente.
TÉCNICAS DE COLORAÇÃO
Tanto as técnicas de rotina quanto as especiais se ba-
seiam em padrões considerados de excelência para 
a prática da Patologia. A mais usada rotineiramente 
é o método de hematoxilina-eosina. Com relação às 
especiais, dispomos dos seguintes métodos:
Para o tecido conjuntivo:
1. Tricrômico de Gomori para fibras musculares e colágeno.
2. Método de Verhoeff para fibras elásticas.
3. Método de Van Gieson para fibras colágenas.
4. Método de Gomori para fibras reticulares.
Para hidratos de carbono:
1. Ácido periódico de Schiff (PAS) para mucina, glicogênio, 
membranas basais e fungos.
2. Método de PAS com digestão pela diástase para eliminar a 
coloração atribuída ao glicogênio.
3. Método de mucicarmin de Mayer para mucina e, especifica-
mente, a cápsula dos criptococos.
4. Método de Vermelho do Congo de Bennhold para substân-
cia amilóide.
5. Método de Alcian Blue pH 2,5 para mucinas sulfatadas áci-
das débeis, ácido hialurônico e mucina salivar.
6. Método de digestão com hialuronidase para eliminar a colo-
ração atribuída ao ácido hialurônico, condroitina-4 sulfato e 
condroitina-6 sulfato.
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E VANTAGENS: método menos invasivo e de menor custo que a 
histopatologia.
Pesquisa de células com inclusão viral (herpesvirus) e 
acantolíticas (teste de Tzanck) 
Utilizado na pesquisa da etiologia das lesões bolhosas. As cé-
lulas com características de infecção por herpesvirus indicam 
a natureza viral, mas não definem qual o tipo (I, II ou herpes-
zoster) já que citopatologicamente a alteração é inespecífica. A 
presença de células acantolíticas indica pênfigo.
MÉTODO: Coloração por Papanicolaou em esfregaço úmido.
AMOSTRA: Bolhas em pele, mucosas, glande, inclusive esôfago 
ou outra víscera oca. Identificar duas ou mais lâminas foscas 
com as iniciais do paciente, tomando o cuidado de tocá-las 
apenas nas bordas. Deixar próximo e aberto o frasco com ra-
nhuras (frascolpo), já contendo álcool comum (a 95º). Locali-
zar uma bolha íntegra na pele ou mucosa. Fazer assepsia local 
com álcool a 70%. Abrir a bolha com bisturi, procurando colher 
o líquido, passando-o na lâmina, que é imediatamente mergu-
lhada no álcool. Raspar com suavidade o fundo e a face inter-
na da cúpula da bolha. Estender o material em outra lâmina e 
mergulhá-la em seguida no álcool. 
VANTAGENS E DESVANTAGENS: Método não invasivo, que pode de-
finir o diagnóstico e orientar o tratamento. Um mínimo de des-
secamento do esfregaço no ato do preparo das lâminas pode 
ser o bastante para prejudicar a interpretação microscópica.
Cell block
Esta técnica é usada na pesquisa de células neoplásicas, na 
classificação de neoplasias ou em pesquisa de microrganis-
mos. Pode seguir-se ao preparo dos esfregaços para a citopato-
logia, aproveitando-se da sobra do material (sedimento).
MÉTODO: Inclusão em parafina do sedimento (hematoxilina-
eosina, PAS, Prata etc.).
AMOSTRA: Líquidos e secreções orgânicas (exemplo: líquido 
pleural, ascítico ou pericárdico, escarro, lavados de lesão ou de 
agulha etc.).
VANTAGENS E DESVANTAGENS: 
– Aumenta o potencial diagnóstico da citopatologia;
– Permite pesquisa por diversas colorações especiais;
– Aumenta o custo do exame.
Colpocitologia oncótica
Empregada no rastreamento de lesões pré-neoplásicas ou 
neoplásicas do colo uterino, vagina e, em menor escala, do 
Para pigmentos e minerais:
1. Método de Fontana-Masson para grânulos argentafins e 
pigmentos.
2. Método de Churukian-Schenk para grânulos argirófilos.
3. Método de Hall para bilirrubina.
4. Método de Perls para hemossiderina e alguns óxidos e sais 
de ferro.
Para detecção de bactérias, fungos e outros microrganismos:
1. Método de Warthin-Starry (pH 4,0) modificado para espiro-
quetas e outros microrganismos.
2. Método da prata-metenamina de Grocott para fungos.
3. Método de Brown-Hopps (Gram) para bactérias gram-posi-
tivas e gram-negativas.
4. Método de Ziehl-Neelsen para bacilos álcool-ácido resistentes.
5. Método de Fite-Faraco para bacilos álcool-ácido resistentes e 
outros microrganismos, como o Rodococcus equi.
6. Método de Giemsa, procedimento de uma hora de Gaffney, 
para algumas bactérias como o Helicobacter pylori, alguns 
parasitos como a Giardia lamblia e para identificar melhor 
as células de linhagem hematopoiética.
7. Ácido periódico de Schiff (PAS) para fungos.
8. Método de mucicarmin de Mayer para identificar a cápsula 
dos criptococos. 
CITOPATOLOGIA 
Tem por objetivo estudar líquidos e secreções com a 
finalidade de auxiliar o raciocínio diagnóstico. É im-
portante ressaltar que o diagnóstico citopatológico 
geralmente é presuntivo, exigindo, com freqüência, 
uma complementação através de biópsia. A seguir, 
relacionamos os principais exames: 
Citopatologia geral 
Utilizada no diagnóstico de lesões pré-neoplásicas, neoplási-
cas, de alterações específicas de cada órgão ou de efeito viral.
MÉTODO: Microscopia óptica do esfregaço úmido corado pelo 
método de Papanicolaou e esfregaço seco corado pelo método 
de Giemsa.
AMOSTRA: Qualquer secreção orgânica ou raspado de qualquer 
superfície do corpo.
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endométrio, na avaliação da microflora vaginal e detecção de 
viroses genitais. A ausência de células cilíndricas endocervicais 
e/ou metaplásicas indica que a JEC ( junção escamo-colunar) 
não está representada nos esfregaços analisados, comprome-
tendo a finalidade do exame.
MÉTODO: Microscopia dos esfregaços corados pela coloração de 
Papanicolaou.
AMOSTRA: Esfregaço da mucosa vaginal, raspado do ectocérvice 
e escovado endocervical.
Para a coleta cérvico-vaginal tríplice, a amostra deve ser colhi-
da do fundo do saco posterior, para que contenha também ma-
terial de descamação endometrial. 
Para a coleta ectocervical, usar a espátula de Ayre,com a extre-
midade mais saliente no interior do orifício externo, e raspar 
em 360º a superfície ectocervical. 
Para a coleta endocervical, devem ser usadas escovinhas es-
peciais para introdução no canal cervical e rotação em 360º. 
Evitar o uso de cotonetes ou swabs. Estender cada esfregaço, 
mergulhando-o imediatamente no recipiente adequado com 
álcool para evitar dessecamento.
No mínimo três dias antes do exame ginecológico:
– Evitar relações sexuais;
– Evitar ducha higiênica ou uso de desinfetantes locais;
– Evitar uso de tampão vaginal.
VANTAGENS E DESVANTAGENS: 
– Método simples, não invasivo, de baixo custo;
– Coleta inadequada pode promover resultados falso-negati-
vos no rastreamento do câncer;
– Alterações degenerativas podem levar a um diagnóstico fal-
so-positivo ou impossibilitar a avaliação oncológica.
Avaliação hormonal isolada (com índice de Frost) 
Utilizado na avaliação superficial do trofismo vaginal. 
No pico estrogênico predominam as células superficiais, pla-
nas e dispersas. O efeito progesterônico, se houve adequado 
preparo estrogênico prévio, se traduzirá por predomínio de 
células intermediárias, com citoplasma dobrado ou plicado, e 
com descamação em grupamentos. O padrão gravídico é pro-
gesterônico exuberante, com células naviculares. Já os esfrega-
ços atróficos (sem estímulo suficiente de hormônios sexuais) 
mostrarão predomínio de células profundas.
O índice de Frost indica, respectivamente da esquerda para a 
direita, o percentual de células profundas, intermediárias e su-
perficiais, porém é facilmente alterado em infecções vaginais 
e/ou citólise.
MÉTODO: Microscopia dos esfregaços corados pela coloração de 
Papanicolaou.
AMOSTRA: Secreção da parede lateral da vagina, no terço médio.
No mínimo três dias antes do exame ginecológico:
– Evitar relações sexuais;
– Evitar ducha higiênica ou uso de desinfetantes locais;
– Evitar uso de tampão vaginal.
VANTAGENS E DESVANTAGENS:
– Método simples e de baixo custo; 
– Infecção vaginal, citólise ou dessecamento inviabilizam o 
exame.
Curva hormonal (colpocitograma) 
Usada na avaliação do status hormonal feminino:
Curva bifásica = ciclo ovulatório.
Curva monofásica = ciclo anovulatório.
Curvas multifásicas ou atípicas = disfunções hormonais com 
variações ao longo do ciclo.
A curva monofásica pode ser do tipo hiperestrogênica, trófica, 
hipoestrogênica ou ainda atrófica, conforme o nível de estímu-
lo hormonal.
MÉTODO: Microscopia dos esfregaços corados pelo método de 
Papanicolaou.
AMOSTRA: Secreção da parede lateral da vagina. Estender o es-
fregaço, mergulhando-o imediatamente no recipiente adequa-
do com álcool para evitar dessecamento.
Deve ser realizado um mínimo de três coletas, a intervalos re-
gulares, dentro de um mesmo ciclo menstrual. O ideal são qua-
tro coletas (uma por semana). 
No mínimo três dias antes do exame ginecológico:
– Evitar relações sexuais;
– Evitar ducha higiênica ou uso de desinfetantes locais;
– Evitar uso de tampão vaginal.
VANTAGENS E DESVANTAGENS: 
– Método simples, não invasivo, de baixo custo;
– Infecção vaginal, citólise ou dessecamento inviabilizam o 
exame;
– As múltiplas coletas tornam o exame desconfortável para a 
paciente.
Punção biópsia aspirativa ou PAAF (punção aspirativa 
por agulha fina)
Diagnóstico etiológico das lesões nodulares ou císticas em 
órgãos palpáveis ou acessíveis por palpação, radiologia e/ou 
ultra-sonografia.
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E MÉTODO: Citocentrifugação e técnica de preparo do cell block.
AMOSTRA: Qualquer nódulo visceral ou subcutâneo acessível 
por punção externa.
ORIENTAÇÕES DE COLETA: 
Identificar as lâminas com nome e/ou iniciais do paciente. Fa-
zer assepsia do local a ser puncionado com álcool iodado ou 
similar. Palpar a lesão a ser puncionada e calcular sua distância 
da pele. Fixar o nódulo com a mão esquerda (se destro), entre 
os dedos indicador e polegar, e, escolhendo a trajetória mais 
curta, introduzir a agulha (seringa com êmbolo todo baixo) de 
modo suave, porém firme, através da pele, até sentir que o pe-
netrou (mudança na consistência da área puncionada). Com a 
agulha ainda no interior do nódulo, promover o vácuo na se-
ringa, puxando o êmbolo, e, com movimentos de vaivém, intro-
duzir a agulha em diferentes direções, formando um “leque”, 
sempre mantendo o vácuo da seringa. Sem retirar a agulha, 
deixar descer o êmbolo, eliminando o vácuo da seringa. Cessar 
a punção, removendo o conjunto seringa/agulha. Tirar a agu-
lha da seringa, puxando o êmbolo para deixar entrar ar e, em 
seguida, recolocar a agulha na seringa.
Colocar uma gotícula de álcool no centro da lâmina. Ejetar o 
material puncionado sobre a gotícula de álcool (em quanti-
dade que não se espalhe até as bordas da lâmina, porque isto 
promoveria perda da amostra). Estender o material com outra 
lâmina, em cruz (isto é, uma posição de ângulo reto entre as 
duas lâminas opostas), sem espalhar demais, e imergi-las ime-
diatamente no álcool. Ejetar outra gota do material numa lâ-
mina seca e estendê-la como na operação anterior. Esta lâmina 
não será colocada no álcool, e sim num pote vazio.
Aspirar e ejetar várias vezes, com a mesma agulha e seringa, 
pequena quantidade de solução de soro fisiológico e álcool, 
para lavar a agulha. Este líquido deverá ser recolhido e enviado 
ao laboratório juntamente com as demais lâminas já prepara-
das. Será identificado como “lavado da agulha”.
Lâminas prontas – Microscopia do material corado pelo Papa-
nicolaou e Giemsa.
Líquidos – Concentração do sedimento por centrifugação e/ou 
citocentrifugação, microscopia do sedimento resultante cora-
do pelo Papanicolaou e Giemsa e, nos casos possíveis, micros-
copia do sedimento incluído em parafina (cell block).
VANTAGENS E DESVANTAGENS: 
– Procedimento ambulatorial, de menor custo e menos invasi-
vo que a abordagem cirúrgica; 
– Limitações diagnósticas em relação ao exame histopatológico; 
– A punção com material pouco abundante e/ou com artefato 
pode inviabilizar o diagnóstico.
IMUNO-HISTOQUÍMICA
Conceituação
Imuno-histoquímica (IHQ) é a identificação de epíto-
pes no tecido através da reação antígeno-anticorpo 
(Ag-Ac), revelada por um marcador visual e examina-
da à microscopia óptica e/ou eletrônica. 
Indicações da IHQ
Suas principais indicações são: 
– Determinação de histogênese de tumores anaplásicos; 
– Caracterização de carcinomas de origem incerta;
– Identificação de produtos celulares;
– Subtipagem de linfomas;
– Prognóstico de neoplasias;
– Identificação de agentes infecciosos.
No caso de neoplasias a seleção de painéis de anticorpos (Acs) 
pode ser dirigida a conjuntos de diagnósticos diferenciais ba-
seados na morfologia, seguindo-se uma reação complementar 
com seleção de Acs individualizados. Outra possibilidade é o 
uso de um painel de Acs, avaliando-se caso a caso. Em ambas 
as situações é importante a correlação com o contexto clínico-
morfológico. 
Na determinação da histogênese, o caminho inicial consiste em 
estabelecer o tipo de linhagem celular: epitelial (carcinomas), 
mesenquimal (sarcomas), hematológico (linfomas) ou outro. 
Determinada a histogênese, o raciocínio seguinte é: 
Epitelial: escamoso ou glandular; 
Mesenquimal: muscular, fibroso, esquelético, adiposo ou neural; 
Hematológico: célula T, B, null cell, histiocíticoou outro tipo 
celular. 
Em alguns casos, a IHQ contribui para a identificação de tu-
mores benignos e/ou malignos, como, por exemplo, quando se 
detecta gonadotrofina coriônica ectópica, cadeias leves para 
estabelecer monoclonalidade etc. Embora a maioria dos casos 
seja resolvida na rotina histológica, o estudo imuno-histoquí-
mico tem papel importante nos casos de difícil diagnóstico, na 
determinação de sítio primário e também como parâmetro 
prognóstico no estudo das neoplasias.
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Histórico
A IHQ iniciou seu desenvolvimento a partir da produção de Acs, 
acoplados ou não à fluoresceína, seguindo-se a utilização de 
Acs não fluoresceinados. Nenhum procedimento teve papel 
tão importante no campo do diagnóstico patológico nos últi-
mos 50 anos como a IHQ, um método sensível e específico, que 
permite a correlação com os parâmetros morfológicos e pode 
ser empregado na rotina diagnóstica de material histológico 
e citológico. 
Alguns avanços foram responsáveis pelo aumento do interesse 
por marcadores imunológicos, como a clonagem de DNA nos 
estudos de biologia celular, que possibilitou o conhecimento 
da distribuição de proteínas nos diferentes tipos de célula (fi-
lamentos intermediários). Outro fator foi a tecnologia dos mo-
noclonais, que permitiu identificar não só antígenos celulares, 
mas também os diversos estágios da diferenciação celular.
A tecnologia dos hibridomas revolucionou o processo de pro-
dução de Acs monoclonais, permitindo alta especificidade e 
qualidade, necessária para garantir a reprodutibilidade dos 
testes. São produzidos pela fusão entre células esplênicas, ob-
tidas de animal imunizado, e células de mieloma, produtoras 
de Ac. As células esplênicas transferem a especificidade anti-
gênica para as células do mieloma, que passam a produzir Acs 
dirigidos ao antígeno imunizante. Cada célula do hidridoma 
tem sua própria especificidade antigênica, reconhece apenas 
um epítope presente na mistura imunizante, e toda sua pro-
gênie produz Acs idênticos. Os Acs policlonais têm origem em 
inoculações de imunógeno não purificado no animal, estimu-
lando a diferenciação de diversos clones de linfócitos B produ-
tores de AC; cada um destes clones é dirigido para um único 
epítope da mistura imunizante. 
Técnica
O método imuno-histoquímico se baseia no uso de Acs mono 
e/ou policlonais para detectar determinantes antigênicos nos 
tecidos, quer sejam de localização nuclear, citoplasmática ou 
de superfície, sem necessidade de extração ou prévio fraciona-
mento. Permite a utilização em material fixado em formol e in-
cluído em parafina. Estes fatores impulsionaram o aperfeiçoa-
mento diagnóstico, possibilitando a correlação com os critérios 
histológicos e o estudo retrospectivo.
Na reação antígeno-anticorpo (Ag-Ac), a ligação é mais rápida 
que a dissociação. Por isso, durante as etapas, o excedente de 
anti-soro é retirado em lavagens, estabelecendo o equilíbrio 
entre os imunorreagentes e o complexo formado.
As técnicas permitem o uso do Ac primário (Ac específico) dire-
tamente acoplado a enzimas, que, ao interagir com um excesso 
de substrato, resulta em um produto colorido. Empregam-se 
ainda outras técnicas, como a indireta em duas etapas e as que 
estabelecem a ampliação da reação, usando-se algumas enzi-
mas como reagentes de detecção. As mais comuns são a fosfa-
tase alcalina (APAAP) e a peroxidase (PAP), que usam o complexo 
Ag-Ac antienzima como sistema de ampliação da reação. 
A peroxidase ligada à avidina (ABC) pode também ser empre-
gada em sistemas com anticorpo secundário biotinilado. Estas 
reações requerem um substrato (peróxido de hidrogênio) e um 
terceiro componente para desencadear a reação. Os mais co-
muns são os complexos amino (3-3’ diaminobenzidina – DAB) 
que funcionam como doador de elétrons. Duas condições são 
importantes para uma boa reação: que o produto não se dis-
perse do sítio de ligação e que seja detectável por microscopia 
óptica ou por citometria de imagem.
O máximo de sensibilidade ocorre com sistemas de detecção 
em múltiplas etapas, porque ampliam o sinal ao intensificar a 
marcação do Ac primário. A sensibilidade da reação é estabele-
cida pela quantidade mínima de antígeno que pode ser detec-
tada, efetuando-se o ajuste da técnica por comparação com os 
controles, usados para garantir a reprodutibilidade do método, 
e pela diluição dos Acs primários. A comparação de controles 
obtidos do próprio material (tecido não corado) é feita para 
determinar a intensidade e a especificidade da coloração, en-
AVIDINA-BIOTINA-PEROXIDASE
avidina
biotina
peroxidase
anticorpo biotinilado
(anticorpo secundário)
anticorpo específico
(anticorpo primário)
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E quanto os controles positivos confirmam a boa funcionalidade 
dos reagentes.
A localização de uma substância em determinada célula usual-
mente indica o sítio de síntese; o mesmo ocorre com relação 
à histogênese dos tecidos que necessariamente não têm que 
expressar determinado antígeno. A sensibilidade da reação é 
estabelecida pela quantidade mínima de antígeno que pode 
ser detectada; o ajuste da técnica é feito por comparação com 
os controles e pela diluição dos Acs, de forma a se estabelecer o 
equilíbrio entre a quantidade de epítopes e a de Acs no meio.
Como a antigenicidade depende da natureza físico-química do 
antígeno em sua estrutura tridimensional, as forças físicas e 
químicas (pH, temperatura ambiente, molaridade) do meio de 
fixação do tecido têm influência na preservação ótima destes 
antígenos. A possibilidade de alterar esta antigenicidade tam-
bém pode ser influenciada por outros fatores, como a autólise, 
a má impregnação em parafina etc.
Marcadores de diferenciação
Os indicadores que permitem a identificação da histogênese 
são chamados marcadores de diferenciação celular. Isso porque 
os diferentes tipos celulares expressam antígenos distintos, 
dependendo de sua maturação (moléculas de diferenciação) e 
de seu estado funcional. Assim, tumores bem diferenciados ex-
pressam fenótipos mais similares aos das células normais da 
mesma histogênese. Células de tumores pouco diferenciados, 
ao contrário, não mantêm esta fidelidade. 
Os marcadores de diferenciação são muito usados na avaliação 
das neoplasias hematológicas, com reconhecimento dos diversos 
estágios do desenvolvimento celular. Os antígenos presentes nas 
células tumorais refletem os que se encontram presentes nas cé-
lulas normais. Com o surgimento do fenótipo neoplásico, elas pas-
sam a ganhar, perder ou sofrer modificação de seus antígenos. 
As alterações na expressão de antígenos em células tumorais 
são tanto mais significativas quanto menor for a diferenciação 
do tumor. Também podem surgir alterações em células jovens 
que nunca adquiriram antígenos de diferenciação e passam 
a produzir substâncias estranhas à sua histogênese, como os 
hormônios ectópicos. 
O surgimento de um determinado antígeno usualmente au-
sente no tecido normal pode não ser conclusivo para a defi-
nição de um tipo de neoplasia, porque a expressão também 
pode ocorrer em tecido regenerativo. A maioria dos marcado-
res tumorais pertence ao grupo de antígenos de diferenciação 
e podem ser proteínas estruturais, produtos de secreção, antí-
genos de superfícieetc.
Marcadores tumor-associados
Alguns tumores podem expressar antígenos que não se expri-
mem em células normais e são chamados tumor-associados. 
Os Acs contra estes antígenos não identificam se a célula é ma-
ligna ou benigna, mas a sua presença permite diferenciar uma 
neoplasia de outra, como no estudo de metástases (exemplo: 
antígeno próstata-específico). Outra situação é a de heteroge-
neidade das células tumorais, com porções da população ex-
pressando diferentes antígenos, talvez por representar a pre-
sença de diferentes clones.
Marcadores de proliferação celular
A proliferação celular é tradicionalmente determinada pelas 
figuras de mitose à microscopia óptica, análise de fase S por 
citometria de fluxo ou por detecção de antígenos associados à 
proliferação através de Acs monoclonais. Os antígenos estuda-
dos com maior freqüência são PCNA e Ki-67, que se expressam 
exclusivamente em núcleos em proliferação, permitindo deter-
minação da fração de crescimento dos tumores.
Marcadores mais freqüentemente utilizados 
no diagnóstico das neoplasias e de algumas 
doenças infecciosas
ACTINA DE MÚSCULO LISO 
Reage com miofilamentos citoplasmáticos com expressão em 
músculo liso, células mioepiteliais e neoplasias correspondentes.
ACTINA SARCOMÉRICA, POLICLONAL
Marcador de células musculares estriadas.
ALFAFETOPROTEÍNA 
Antígeno oncofetal com expressão em tumores de células 
germinativas e diferenciação para saco vitelínico; presente em 
fígado fetal, se expressa em tumores de células germinativas, 
hepatoblastoma e, às vezes, hepatocarcinoma.
ANTÍGENO BRST-2 (GCDFP-15)
Marcador de carcinoma de mama.
ANTÍGENO BER-EP4
Marcador de células de origem epitelial.
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ANTÍGENO CA 15.3
Marcador de carcinoma mamário.
ANTÍGENO CA 19-9
Marcador de carcinoma de pâncreas e trato gastrointestinal.
ANTÍGENO CA 125
Marcador de carcinoma de ovário, vesícula seminal, colo uteri-
no, endométrio, trato gastrointestinal, tireóide e mama.
ANTÍGENO CARCINOEMBRIONÁRIO (CEA OU CD66E)
Expressão na diferenciação epitelial do tubo digestivo, mama, 
ovário, pulmão etc. e respectivos tumores.
ANTÍGENO DE MEMBRANA EPITELIAL (EMA) 
Expressão em células epiteliais, plasmócitos, algumas células 
linfóides malignas, meningiomas, membrana celular de meso-
teliomas e neoplasias linfóides, como o linfoma anaplásico de 
grandes células.
ANTÍGENO HEPATOCITÁRIO ESPECÍFICO (HSA)
Marcador de hepatócitos.
ANTÍGENO MELAN A
Marcador de melanócitos normais e neoplásicos.
ANTÍGENO MYO-D1
Marcador de rabdomiossarcoma.
ANTÍGENO PROSTÁTICO ESPECÍFICO (PSA) 
Expressão em células secretórias e ductais de próstata, tanto 
normais quanto neoplásicas, e utilizado na identificação de 
metástases.
ANTÍGENO RCC (RENAL CELL CARCINOMA MARKER GP200)
Marcador de células tubulares renais normais e neoplásicas.
ANTÍGENO RELACIONADO AO FATOR DE VON WILLEBRAND 
(FATOR VIII) 
Marcador de células endoteliais e megacariócitos.
ANTÍGENO TTF1
Marcador de carcinomas de pulmão e tireóide, e neoplasias 
neuroendócrinas.
BCL-2 
Proteína de membrana mitocondrial, codificada pelo gene en-
volvido na translocação t(14;18), reagindo com linfócitos T, zona 
do manto. Não reage com células de centro de folículo.
BRCA1 – CLONE GLK-2
Sua expressão pode ser observada nos carcinomas ovarianos 
com mutação no exon 11.
CALDESMON – CLONE H-CD
Útil na determinação de tumor muscular liso uterino/sarcoma 
do estroma endometrial.
CALPONINA
Marcador de células mioepiteliais.
CALRETININA
Marcador de mesotelioma.
CALCITONINA 
Reage com polipeptídeo presente em células parafoliculares 
da tireóide (células C) e carcinoma medular da tireóide. 
CÉLULA MESOTELIAL – HBME-1
Expressão em células mesoteliais, com marcação de membra-
na no mesotelioma e de citoplasma no adenocarcinoma.
CÉLULA MIELÓIDE – CD-34
Expressão em precursor mielóide e leucemias M2 e M3.
CICLINA D1 (RABBIT MONOCLONAL ANTIBODY) – CLONE SP4
Marcador de linfoma de células do manto.
CDX2 – CLONE CDX2-88
Útil na determinação de sítio primário/identificação do adeno-
carcinoma de origem intestinal. 
CD1A
É uma glicoproteína de superfície relacionada ao MHC classe I. 
Marcador da histiocitose de células de Langerhans, cuja positi-
vidade é exigida para um diagnóstico definitivo.
CD4
Expressão em subpopulação linfocitária T auxiliar, timócitos, 
linfomas T, como micose fungóide, leucemia T do adulto asso-
ciada ao HTLV. 
CD5
 Marcador de linfócitos T, linfoma linfocítico/leucemia linfóide 
crônica e linfoma da zona do manto.
CD7
Marcador de linfócitos T.
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E CD8
Marcador de linfócitos T.
CD10 (CALLA)
Marcador de células foliculares e linfoblastos, normais e neo-
plásicas, além de tumor do estroma endometrial e carcinoma 
de células claras.
CD14 
Expressão em células de linhagem mielomonocítica, monóci-
tos, macrófagos e células de Langerhans.
CD15 
Expressão em granulócitos, células dendríticas, células Reed-
Sternberg da doença de Hodgkin e linfomas T.
CD20 
Marcador pan-B com expressão de diferenciação e ativação 
de linfócitos normais e neoplásicos nos linfomas e leucemias 
agudas e crônicas. É negativo em linfócitos B com diferencia-
ção plasmocitóide.
CD21
Marcador de células dendríticas foliculares.
CD23
Marcador de linfoma linfocítico e folicular, e células dendríticas 
foliculares.
CD3 
Complexo associado à superfície dos linfócitos T medulares e 
corticais do timo, sangue periférico e medula óssea; é um antí-
geno precocemente detectado.
CD30 
Expressão em células mono e multinucleares da doença de 
Hodgkin, linfomas de grandes células, alguns linfomas T pleo-
mórficos, células B e T ativadas e neoplasias não linfóides, 
como carcinoma embrionário.
CD31 (CÉLULA ENDOTELIAL) 
Glicoproteína com expressão em células endoteliais normais 
e neoplásicas, megacariócitos e plaquetas, subpopulações de 
células T e B.
CD34
Marcador de células hematopoiéticas primitivas e células en-
doteliais; pode ser positivo em casos de tumor fibroso solitário 
da pleura, hemangiopericitoma, tumor estromal gastrointesti-
nal e dermatofibroma protuberans.
CD43 
Expressão em linfócitos T e linhagem mielóide normal e neo-
plásica, com co-expressão com marcadores B de linfomas de 
baixo grau e linfomas de células do manto.
CD45 (ANTÍGENO LEUCOCITÁRIO COMUM) 
Glicoproteína transmembrânica com expressão na maioria 
dos leucócitos, utilizada para diferenciar neoplasias linfóides 
das de outra linhagem; apresenta sensibilidade em linfomas 
de alto grau.
CD45RO 
Variante de CD45, apresenta baixo peso molecular, com ex-
pressão em linfócitos T, percentual significativo de CD4+, ti-
mócitos e maioria das neoplasias T, monócitos, granulócitos e 
macrófagos.
CD56 (N-CAM)
Marcador de neoplasias neuroendócrinas e alguns linfomas T, 
além de células NK.
CD57 
Expressão em subpopulação mononuclear com atividade na-
tural killer, células de Schwann, células neuroectodérmicas. 
Linfócitos T citotóxicos co-expressam CD8 e CD57.
CD61
Marcador de megacariócitos e plaquetas.
CD68 
Marcador pan-histiocítico com expressão em precursores mie-
lóides, granulócitos, monócitos e macrófagos, incluindo células 
de Kupffer e células de polpa vermelha esplênica.