COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DOS ALIMENTOS

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COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DOS ALIMENTOS
Convencionou-se chamar “Composição Centesimal” de um alimento à proporção em que aparecem, em 100g do produto, grupos homogêneos de substâncias que constituem o alimento.
Também por convenção, os grupos homogêneos de substâncias constituintes do alimento são os seguintes:
1. Umidade ou voláteis a 105ºC
2. Cinzas ou resíduo mineral fixo
3. Lipídios, gorduras ou extrato etéreo;
4. Proteína bruta ou extrato nitrogenado;
5. Carboidratos, glicídios, açúcares ou sacarídeos;
6. Fibras ou substâncias insolúveis.
A composição centesimal de um alimento exprime de forma grosseira o valor nutritivo destes alimentos. Podemos, a partir da composição centesimal, verificar a riqueza do alimento em alguns grupos homogêneos considerados, assim como verificar, por cálculo, o valor calórico desse alimento.
Valor Calórico
O valor calórico ou valor energético de um alimento pode ser calculado conhecendo a quantidade de carboidratos, proteínas e lipídeos presentes no alimento, sabendo que o consumo de cada um destes fornece para o corpo:
Carboidratos (exceto polióis) fornecem 4 kcal/g Proteínas fornecem 4 kcal/g Gorduras fornecem 9 kcal/g
Portanto, podemos calcular o valor energético de um alimento utilizando a seguinte fórmula:
Valor energético ou calórico (kcal) = (g de proteínas x 4) + (g de carboidratos x 4) + (g de gorduras x 9)
UMIDADE
UMIDADE, ou teor de água, de um alimento é um dos índices mais importantes e mais avaliados em alimentos, sendo o ponto de partida para a determinação da composição centesimal. É de grande importância por refletir o teor de sólidos de um produto, por interferir na sua estabilidade (reações químicas, bioquímicas e microbiológica) e na sua textura.
Usualmente a quantidade de água nos alimentos é expressa pelo valor da determinação da água total contida no alimento. Porém, este valor não fornece informações de como está distribuída a água no alimento, nem permite saber se toda a água está ligada do mesmo modo ao alimento. Diferentes tipos de alimentos com o mesmo conteúdo de água diferem na sua estabilidade ou vida útil (vida de prateleira). Surge assim o conceito de ATIVIDADE DE ÁGUA (AW)
Os métodos para determinação de umidade podem ser classificados em:
MÉTODOS POR SECAGEM
Em estufas
Por radiação infravermelha
Em fornos de microondas
Em dessecadores
MÉTODOS POR DESTILAÇÃO
Método de Bidwell-Stirling
MÉTODOS QUÍMICOS
Método de Karl Fischer
MÉTODOS FÍSICOS
Densidade
Índice de refração
Condutividade elétrica
Constante elétrica
Cromatografia gasosa
Absorção de radiação infravermelha
Ressonância nuclear magnética
CINZAS OU RESÍDUO MINERAL FIXO
A fração "cinzas" representa as substâncias inorgânicas presentes no alimento. Quando um alimento é queimado (em uma mufla) a 550-570º C a matéria orgânica é transformada em CO2, H2O e NO2 (queima) permanecendo os minerais presentes no alimento (resíduo inorgânico chamado de “cinzas” ou “resíduo mineral fixo”).
A queima deve ser prolongada, não deve apresentar pontos de carvão e deve ser realizada até que a cinza mostre coloração uniforme, normalmente branca ou cinza, ocorrendo casos em que se apresenta vermelha ou avermelhada, verde ou esverdeada, devido ao excesso de certos elementos presentes
A matéria seca presente no alimento (EXTRATO SECO) é composta por matéria orgânica e matéria inorgânica (as cinzas ou minerais). Os minerais podem ser classificados como macroelementos e microelementos
MÉTODOS DE ANÁLISE DE CINZAS
A determinação dos constituintes minerais nos alimentos pode ser dividida em duas classes: determinação da cinza (total, solúvel e insolúvel) e determinação dos componentes individuais das cinzas.
Cinza solúvel e insolúvel em água: método bastante utilizado para a determinação da quantidade de frutas em geléias e conservas.
Alcalinidade da cinza: as cinzas de produtos de frutas e vegetais são alcalinas, enquanto de produtos cárneos e certos cereais são ácidas. A alcalinidade das cinzas e devido à presença de sais de ácidos fracos como o cítrico, tartárico e málico, que na incineração são convertidos nos carbonatos correspondentes. Esta técnica é utilizada para verificar adulteração em alimentos de origem vegetal ou animal.
Cinza insolúvel em ácido: esta determinação é importante para a verificação da adição de matéria mineral em alimentos como sujeira e areia em temperos, talco em confeitos e sujeira em frutas.
1) Determinação da cinza (total, solúvel e insolúvel)
A determinação da cinza total em alimentos é importante pelos seguintes motivos:
- Fornece informações sobre o valor nutricional do alimento, no tocante ao seu conteúdo em minerais e é o primeiro passo para análises subseqüentes de caracterização destes minerais.
- É usado como índice de refinação de açúcares e farinhas.
- É usado como indicativo de pureza e adulteração em alguns alimentos (ex: presença de areia, talco, sujeira em condimentos, conteúdo de frutas em geléias ou doces).
- Em águas: a presença de determinados minerais (carbonatos) na água pode causar problemas de incrustações nas tubulações e caldeira ou diminuir a eficiência de produtos usados na limpeza e sanitização da indústria.
TÉCNICA DETERMINAÇÃO CINZA TOTAL VIA SECA
PRINCÍPIO O método está baseado na determinação da perda de peso do material submetido à queima em temperaturas entre 550-570ºC. A determinação de cinzas permite verificar a adição de matérias inorgânicas ao alimento. A perda de peso fornece o teor de matéria orgânica do alimento. A diferença entre o peso original da amostra e o peso de matéria orgânica fornece a quantidade de cinza presente no produto.
MÉTODO 1 - APLICAÇÃO 
Aplica-se em alimentos em pó (rações, cereais, farinhas, farelos). Caso o alimento seja sólido (grãos, biscoitos, carnes, massas), devem ser triturados antes de iniciar a análise.
PROCEDIMENTOS
1. Pesar com exatidão, em cadinho calcinado (submetido à queima em forno mufla 550ºC, resfriado e mantido em dessecador), 5g de amostra. Anotar o peso do cadinho vazio e o peso da amostra. Ao manipular o cadinho, deve ser utilizada a tenaz.
2. Começar a incineração aos poucos, em bico de Bunsen, procurando aquecer igualmente todas as faces do cadinho (muito cuidado para a amostra não pegar fogo).
3. Quando o produto estiver transformado em uma massa de carvão, transferir o cadinho para o forno mufla a 550ºC, deixando-o por um espaço de tempo suficiente para a total destruição da matéria orgânica, até obter cinzas brancas (no caso de não branquear, adicionar algumas gotas de água destilada e levar à mufla novamente).
4. Deixar, então, que a temperatura diminua até, pelo menos, 150ºC.
5. Retirar o cadinho e deixar esfriar completamente em dessecador por, aproximadamente, 25min.
6. Pesar e anotar o peso.
MÉTODO 2 - APLICAÇÃO 
Aplica-se em alimentos líquidos.
PROCEDIMENTOS
1. Pesar com exatidão, em cadinho calcinado (submetido à queima em forno mufla 550ºC, resfriado e mantido em dessecador), 5g de amostra. Anotar o peso do cadinho vazio e o peso da amostra. Ao manipular o cadinho, deve ser utilizada a tenaz.
2. Levar o cadinho ao banho-maria, para evaporação da amostra. Caso isso não fosse feito, poderia haveria fervura e perda da amostra na mufla.
3. Seguir os procedimentos 3 a 6 do Método 1.
MÉTODO 3 - APLICAÇÃO 
Aplica-se a alimentos com altos teores de gordura e de açúcar.
PROCEDIMENTOS
1. Pesar o cadinho calcinado (submetido à queima em forno mufla 550ºC, resfriado e mantido em dessecador) e anotar o peso do cadinho vazio. Adicionar em torno de 3g de areia calcinada no cadinho, e anotar o peso da areia. Ao manipular o cadinho, deve ser utilizada a tenaz.
2. Pesar 5g de amostra sobre a areia calcinada, e anotar o peso da amostra. A adição de areia faz com que a amostra fique aderida, evitando a formação de espuma e conseqüente perda da amostra.
3. Seguir os procedimentos 2 a 6 do Método 1.
CÁLCULO
	 %CINZA = Peso da cinza x 100
 Peso da amostra
			
	 A diferença entre o peso do conjunto após a incineraçãoe o peso do cadinho vazio(ou peso do cadinho vazio mais areia) nos dará a quantidade “cinzas” da amostra.
Outra forma de fazer o cálculo é através da regra de três:
	Peso da cinza* ─ Peso da Amostra
 x ─ 100g
	 * O peso da cinza é a diferença entre o peso final do cadinho e o peso do cadinho vazio (ou peso do cadinho vazio mais areia). 
 x é a % CINZAS
Referências: CARVALHO et al.(2002); INSTITUTO ADOLFO LUTZ (2008)
Cinza solúvel e insolúvel em água: método bastante utilizado para a determinação da quantidade de frutas em geléias e conservas.
Alcalinidade da cinza: as cinzas de produtos de frutas e vegetais são alcalinas, enquanto de produtos cárneos e certos cereais são ácidas. A alcalinidade das cinzas e devido à presença de sais de ácidos fracos como o cítrico, tartárico e málico, que na incineração são convertidos nos carbonatos correspondentes. Esta técnica é utilizada para verificar adulteração em alimentos de origem vegetal ou animal.
Cinza insolúvel em ácido: esta determinação é importante para a verificação da adição de matéria mineral em alimentos como sujeira e areia em temperos, talco em confeitos e sujeira em frutas.
2) Determinação dos componentes individuais da cinza. 
Geralmente é realizada através da determinação de cinza por via úmida e utilizando posteriormente um método que dependerá dos minerais a serem determinados. Os métodos que são empregados nesta análise são: absorção atômica; emissão de chama;colorimetria; turbidimetria; titulometria. Todos os métodos, com exceção do último, são métodos instrumentais em que os equipamentos utilizados são sofisticados e caros.
A determinação de cinza por via úmida envolve a digestão ácida da amostra em temperaturas entre 150 e 350º C (temperaturas menores às utilizadas na via seca, evitando a decomposição de alguns minerais), decompondo a matéria orgânica. Para esta análise é utilizado um equipamento chamado digestor.
PROTEÍNAS OU EXTRATO NITROGENADO
As proteínas são polímeros de alto peso molecular, cujas unidades básicas são os aminoácidos ligados entre si por ligações peptídicas formando longas cadeias, em várias estruturas geométricas e combinações químicas para formar as proteínas especificas, cada qual com sua própria especificidade fisiológica.
Apesar da sua complexidade estrutural, as proteínas podem ser hidrolisadas (quebradas) em seus constituintes aminoácidos por enzimas ou por meio de fervura com ácidos e álcalis sob certas condições. As proteínas contêm átomos de C (50 a 55%); H (6 a 8%); O (20 a 24%); N (15 a 18%) e S (0,2 a 0,3%). A quantidade de N é importante pois a determinação de proteínas geralmente é realizada através da determinação de N.
São encontradas em quase todos os alimentos, tanto de origem animal, como de origem vegetal.
MÉTODOS PARA A DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS EM ALIMENTOS
Existem diversas técnicas para quantifica proteínas em alimentos, porém a mais utilizada é o método de Kjeldahl que determina o nitrogênio (N) total e através de um fator de conversão é transformado em proteína. A continuação é visto detalhadamente este método e são citados outros métodos de quantificação de proteínas.
1) METODO DE KJELDAHL: DETERMINAÇÃO ATRAVÉS DO NITROGÊNIO (N) TOTAL
PRINCÍPIO DO MÉTODO Este método determina N orgânico total, isto é, o N protéico e não protéico orgânico. Porém, na maioria dos alimentos, o N não protéico representa muito pouco no total.
O procedimento do método baseia-se no aquecimento da amostra com ácido sulfúrico para digestão até que o carbono e hidrogênio sejam oxidados. O nitrogênio da proteína é reduzido e transformado em sulfato de amônia. Adiciona-se NaOH concentrado e aquece-se para a liberação da amônia dentro de um volume conhecido de urna solução de ácido bórico, formando borato de amônia. O borato de amônia formado é dosado com uma solução ácida (HCI ou H2S04) padronizada.
Reações envolvidas na análise: As reações que ocorrem durante o processo da determinação dos processos nitrogenados podem ser resumidas em:
DIGESTÃO: coloca-se no balão ou tubo de Kjeldahl a amostra embrulhada em papel (celulose), juntamente com a mistura catalítica e o H2SO4 concentrado. Coloca-se no digestor, ocorrendo a seguinte reação:
O carbono, da matéria orgânica, é oxidado e o CO2 se desprende, e, no final da digestão, o material fica completamente claro, depois de passar por uma fase bastante escura, no início da digestão. Além dos grupamentos protéicos, existe nitrogênio sob a forma de amina, amida e nitrila, que são transformadas em gás amônio (NH3). O gás formada reage com o ácido sulfúrico (H2SO4), formando sulfato de amônia (NH4)2SO4. O sulfato de amônia formado, que fica no tubo, ao esfriar, forma cristais.
DESTILAÇÃO: pode ser feita por aquecimento direto ou por arraste a vapor, que é o preferido. Geralmente é realizada em um destilador de proteínas. O sulfato de amônia é tratado com hidróxido de sódio, NaOH (1+1), em excesso, ocorrendo a liberação do gás amônio (NH3), conforme reação:
Ao adicionar o hidróxido de sódio, colocam-se algumas gotas de indicador Tashiro, para garantir o excesso de base. O NH3 desprendido é recebido em um erlenmeyer contendo ácido bórico (H3 BO3) com indicador Tashiro, previamente adaptado ao conjunto. O H3BO3 mais o indicador muda de cor a medida que vai formando o NH4H2 BO3.
TITULAÇÃO: É a última fase onde o NH4H2BO3 é titulado com uma solução padrão de HCl 0,01N ou 0,1N ou ácido sulfúrico (H2SO4) a 0,1N, com fator conhecido até a viragem do indicador. A reação para a titulação é:
2) METODO POR BIURETO
O método por biureto foi proposto por Riegler em 1914, baseado na observação de que substâncias contendo duas ou mais ligações peptídicas formam um complexo de cor roxa com sais de cobre em soluções alcalinas. A intensidade da cor formada é proporcional à quantidade de proteína, e a medida é feita num colorímetro ou espectrofotômetro.
3) METODO POR FENOL (FOLLIN-CIOCALTEAU-LOWRY)
Foi uma das primeiras determinações colorimétricas de proteína, realizada a partir de 1912. É um método bastante utilizado e que se baseia na interação das proteínas com o reagente fenol e cobre em condições alcalinas. A reação colorimétrica envolve uma oxidação, catalisada por cobre, de aminoácidos aromáticos por um reagente heteropolifosfato (fosfotungístico-fosfomolibídico), desenvolvendo uma cor azul, que vai ser medida num colorímetro ou espectrofotômetro.e comparada com uma curva padrão.
4) METODO POR ESPECTROFOTOMETRIA ULTRAVIOLETA
A maioria das proteínas possui absorção UV em 280 nm devido à presença de tirosina, triptofano e fenilalanina, que são aminoácidos aromáticos, com anel benzênico, e, portanto, com duplas ligações conjugadas. As medidas são realizadas em espectrofotômetro no comprimento de onda de 280nm.
FIBRAS
As fibras podem ser definidas como substâncias componentes dos tecidos vegetais, que não constituem fonte de energia, porque não podem ser hidrolisadas por enzimas do intestino humano. No entanto, não é possível uma definição mais precisa de fibras porque as substâncias não digeríveis incluem misturas complexas e heterogêneas de substâncias. Na sua maioria as fibras são quimicamente carboidratos (com exceção da lignina).
A fibra pode ser classificada segundo suas funções como:
Polissacarídeos estruturais: na parede celular predominam celulose e polissacarídeos não celulósicos comohemicelulose e algumas pectinas.
Polissacarídeos não estruturais: gomas e mucilagens (excretadas pelas células vegetais) e polissacarídeos do gênero carragena e Agar (provenientes de algas).
Compostos estruturais que não são polissacarídeos: predominantemente lignina.
Em relação às fibras, alguns conceitos são importantes:
 Fibra Bruta Fibra Solúvel
 
 FibraFibra Alimentar Fibra Insolúvel
Fibra Insolúvel e Fibra Solúvel
Com base na sua solubilidade, as fibras provenientes da dieta podem ser classificadas em fibras solúveis e insolúveis.
FIBRA INSOLÚVEL As fibras insolúveis incluem a celulose, lignina, hemicelulose e algumas pectinas. Diminuem o tempo de transito intestinal, aumentam o peso das fezes, tornam mais lenta a absorção da glicose e retardam a digestão do amido. Não são fermentáveis no intestino.
FIBRA SOLÚVEL As fibras solúveis incluem as gomas, mucilagens, a maioria das pectinas e algumas hemiceluloses. São responsáveis pelo aumento da viscosidade do conteúdo gastrointestinal, retardando o esvaziamento e a difusão de nutrientes. Diminuem o tempo de transito intestinal, aumentam o volume fecal, retardam a digestão do amido e ajudam na remoção do colesterol. São hidratadas e fermentáveis no intestino.
FONTES: Embora em concentrações diferentes, a maioria dos alimentos contem uma combinação dos dois tipos de fibras: as solúveis, tendo como principais fontes alimentares as leguminosas e as frutas e as insolúveis que estão presentes nos grãos de cereais, no farelo de trigo, nas hortaliças e nas cascas de frutas.
MÉTODOS DE ANÁLISE DE FIBRAS
Antigamente era utilizado o método de determinação de fibra bruta para os alimentos. Porém, hoje este método é utilizado apenas para ração animal. Para alimentos para consumo humano utiliza-se o método de determinação de fibra alimentar. Pode ser importante também determinar a quantidade fibra solúvel e/ou insolúvel. Estes métodos são descritos nos links.
1. Determinação de fibra bruta. Método gravimétrico.
2. Fibra alimentar total. Método enzimático-gravimétrico.
3. Fibra alimentar solúvel e insolúvel. Método enzimático-gravimétrico
DETERMINAÇÃO DE FIBRA BRUTA
Durante muitos anos foi utilizada a determinação do teor de fibra ou o resíduo vegetal resultante de um tratamento não fisiológico, obtido pelo método de Henneberg, que consiste numa digestão acida e outra alcalina num material previamente dessecado e desengordurado. Posteriormente, o procedimento foi simplificado utilizando-se apenas uma etapa de digestão. Estes métodos fornecem valores baixos devido à utilização de digestão muito drástica, levando a perda de alguns componentes, não sendo mais adequados para a análise de alimentos, podendo ser aplicados apenas para de rações animais.
Importância da análise de FIBRA BRUTA: Avaliação nutritiva de rações: rações com muita fibra têm baixo valor nutritivo. Eficiência na moagem e refinação de farinhas. Adulterações do tipo de casca em nozes moídas, sementes em frutas processadas e serragem em alimentos em geral: estes adulterantes aumentam a quantidade de fibras.
TÉCNICA
APLICAÇÃO Este método tem por objetivo a determinação de fibra bruta em produtos de origem vegetal, concentrados e rações.
PRINCÍPIO Baseia-se na determinação do resíduo orgânico insolúvel da amostra, após uma digestão ácida e outra alcalina.
PROCEDIMENTO
1- Pesar 1 a 3 g de amostra conforme o teor de fibra bruta estimada.
2- Secar (retirar umidade quantitativamente em estufa).
3- Desengordurar (se teor de gordura for maior que 5%) com 4 porções de 20 mL de éter etílico, desprezando o éter. Secar em estufa a 105º C por 1h.
4- Transferir o resíduo para um Erlenmeyer (ou cadinho de vidro sinterizado para o sistema automático).
5- Adicionar 200 mL de ácido sulfúrico 1,25¨(150 mL no sistema automático) e algumas gotas de solução antiespumante.
6- Digerir sob refluxo por 30 min.
7- Filtrar quantitativamente em cadinho de vidro sinterizado ou em funil de Buchner com tela de nylon, polyester ou aço inox. Lavar o resíduo com água destilada fervente até completa neutralização.
8- Passar o resíduo quantitativamente para o Elrlenmeyer já usado quando não tiver sido utilizado aparelhagem automática. Lavar a tela ou o cadinho de vidro sinterizado com 200 mL de NaOH 1,25% (0,313N) em ebulição (sistema automático usar 150 mL) e adicionar algumas gotas de solução antiespumante.
9- Digerir com refluxo por exatamente 30 min.
10- Filtrar diretamente em cadinho de vidro sinterizado utilizando água destilada quente para a transferência.
11- Lavar o cadinho com aprox 20mL de álcool etílico e 20 mL de acetona.
12- Secar em estufa a 105°C até peso constante (aprox 3h), deixar secar em dessecador até temperatura ambiente e pesar.
13- Incinerar em a 550°C por 3h.
14- Desligar a mufla e quando estiver a aprox 250º C retirar o cadinho, colocar no dessecador deixando esfriar até temperatura ambiente e pesar em balança analítica.
CÁLCULOS
	Fibra bruta (%) = Pfibra x 100
 Pamostra
	Pfibra = Pcadinho antes da queima – Pcadinho depois da queima
Referências: CARVALHO et al.(2002); INSTITUTO ADOLFO LUTZ (2008)
DETERMINAÇÃO DE FIBRA ALIMENTAR
Para a análise de alimentos de consumo humano, o conhecimento do teor fibra alimentar é mais adequado do que o de fibra bruta. Hoje a definição mais aceita, para fins analíticos, e a de Asp que define as fibras, considerando os aspectos fisiológicos, como polissacarídeos (exceto amido) e lignina que não são digeridos pelo intestino delgado humano.
Hellenboon et al. (1975) desenvolveram o método enzimático-gravimétrico, que consiste em tratar o alimento com diversas enzimas fisiológicas, simulando as condições do intestino humano, permitindo separar e quantificar gravimetricamente o conteúdo total da fração fibra e/ou as frações solúveis e insolúveis. Este método foi posteriormente modificado por Asp et al (1983) e Prosky et al. (1984).
TÉCNICA Fibra alimentar total – Método enzimático-gravimétrico
PROCEDIMENTO
1- Pesar 1 de amostra seca e desengordurada (se mais de 5% de gordura) em triplicata em becker.
2- Adicionar 50mL de tampão fosfato e 100μL de enzima α-amilase termor-resistente.
3- Colocar no banho-maria com agitação a 100º C durante 30min.
4- Esfriar e colocar 8mL de NaOH 0,275N e acertar pH até 7,5.
5- Adicionar 100μL de protease (50mg de protease em 1mL de tampão fosfato).
6- Colocar no banho-maria com agitação a 60º C durante 30min.
7- Esfriar e adicionar 8 mL de ácido clorídrico 0,325N e ajustar o pH até 4,3. Adicionar 100μL de amiloglicosidase
8- Colocar no banho-maria com agitação a 60º C durante 30min.
9- Retirar do banho-maria e adicionar 280mL de etanol 95% (aproximadamente 4 vezes o volume do hidrolisado).
10- Deixar a mistura em repouso, à temperatura ambiente, por 1 hora, para a precipitação da fração fibra solúvel (OBS: a fibra solúvel estava no sobrenadante, a fibra insolúvel já estava precipitada).
11- Filtrar quantitativamente a solução alcoólica contendo o resíduo da hidrólise em cadinho especial (cadinho de vidro sinterizado contendo celite, previamente incinerado em mufla e tarado), conectando no sistema de vácuo com Kitassato.
12- Lavar o béquer com três porções de 20mL de álcool etílico 78% colocando todo o resíduo no cadinho (devagar).
13- Lavar o béquer com duas porções de 20mL de álcool etílico 95% colocando todo o resíduo no cadinho (devagar).
14- Lavar o béquer com duas porções de 20mL de acetona (devagar).
15- Colocar os cadinhos em estufa a 105°C por uma noite, colocar em dessecador 30min e pesar em balança analítica.
16- Determinar o teor de proteínas (P) em uma das triplicatas (utilizar método de Kjeldahl sem uso do digestor nem do destilador por causa do celite, usar método “micro-Kjeldahl”).
17- Incinerar os outros dois cadinhos em mufla a 525°C por 5horas para a determinação de cinzas (C).
18- Desligar a mufla e quando estiver a aprox 250º C retirar o cadinho, colocar no dessecador deixando esfriar até temperatura ambiente e pesar em balança analítica.
Notas Paralelo ao procedimento da amostra, processar pelo menos dois cadinhos em branco (sem amostra).
CÁLCULOS
Fibra alimentar total (%) = (RT-P-C-BT)*100 / m
 
RT = resíduo total da amostra
BT = resíduo total do branco
C = cinzas da amostra
m = massa da tomada da amostra
P = teor de proteínaReferências: INSTITUTO ADOLFO LUTZ (2008), AOAC (1995)
Fibra alimentar solúvel e insolúvel – Método enzimático-gravimétrico
PROCEDIMENTOS
1. Execute como a análise da fibra alimentar total. Concluída a etapa da hidrólise, filtre quantitativamente a solução contendo o resíduo.
2. Lave o béquer e o resíduo com duas porções de 10 mL de água a 70°C, recolhendo a água de lavagem junto com o filtrado da hidrolise.
3. Reserve o filtrado em béquer de 250 mL. A fração fibra insolúvel fica retida no cadinho e a solúvel no filtrado.
4. Lave o resíduo do cadinho contendo a fibra insolúvel com duas porções de 15 mL de álcool a 78%, duas porções de 15 mL de álcool a 95% e duas porções de 15 mL de acetona.
5. Seque os cadinhos em estufa a 105°C, durante uma noite.
6. Resfrie os cadinhos em dessecador e pese.
7. Utilize um dos cadinhos da amostra e um do branco para determinar o teor de proteína do resíduo insolúvel e dois cadinhos da amostra e um do branco para determinar o teor de cinzas do resíduo insolúvel.
8. Calcule a fração fibra insolúvel procedendo da mesma forma que para fibra total. Retome o béquer com o filtrado apos a hidrólise. Meça o volume.
9. Adicione álcool 95% a 60°C (medido após aquecimento) na proporção de 4:1 do volume do filtrado.
10. Cubra o béquer com papel alumínio e mantenha a mistura em repouso por 1 hora a temperatura ambiente, para a precipitação da fração fibra solúvel.
11. Filtre a solução alcoólica em cadinhos previamente tarados.
12. Proceda a lavagem, secagem e pesagem, como na fração fibra insolúvel.
13. Determine os teores de proteína e cinza da mesma forma que na fração fibra solúvel.
14. Calcule a fração fibra solúvel procedendo da mesma forma que para fibra total.
Referências: INSTITUTO ADOLFO LUTZ (2008)
CARBOIDRATOS
Estruturalmente os CARBOIDRATOS são aldeídos ou cetonas poli-hidroxilados ou compostos que, pela hidrólise, podem se transformar nestes.
Estão divididos em três grandes grupos:
 Carboidrato
 
Monossacarídeos Oligossacarídeos Polissacarideos
Nas tabelas nutricionais de alimentos, o conteúdo de carboidratos tem sido dado como carboidratos totais pela diferença, isto é, a percentagem de água, proteína, gordura, cinza e fibra subtraída de 100.
Na análise da COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DOS ALIMENTOS, ao nos referir aos CARBOIDRATOS estamos nos referindo aos carboidratos digeríveis, sem incluir aqueles não digeríveis (que citamos como FIBRAS).
Desta forma, podemos utilizar técnicas de análise para determinar a quantidade de açúcares e de amido em alimentos. Porém, a quantidade de carboidratos totais geralmente é determinada por diferença.
MÉTODOS DE ANÁLISE DE CARBOIDRATOS
A determinação da quantidade total de CARBOIDRATOS em um alimento (ou extrato livre de nitrogênio – NIFEXT é realizada geralmente por diferença. Para isso, devem ser determinados a quantidade de umidade, cinzas, proteínas, lipídeos e fibras da amostra e, por diferença, calcular a quantidade de carboidratos, utilizando a fórmula:
Carboidratos (%) = 100 – (% umidade + %cinzas + % proteínas + % gorduras + % fibras)
Entre os métodos quantitativos disponíveis para determinação de açúcares totais de açúcares redutores, os mais utilizados em alimentos são:
MÉTODO DE Munson-Walker
 Método gravimétrico baseado na redução de cobre pelos grupos redutores dos açúcares O método se baseia na reação de dois reagentes (Fehling A e Fehling B) com os açúcares redutores, formando um precipitado de óxido de cobre (mesma reação que acontece no método de Lane-Eynon). O precipitado é filtrado num cadinho, lavado com água quente, seco e pesado. A reação não é estequimétrica e existem tabelas que relacionam o peso do precipitado do óxido de cobre com a quantidade de açúcar para cada tipo de açúcar, ou através da calibração com soluções padrão de cada açúcar. O mais comum é expressar os resultados de açúcar total e redutor em termos de glicose.
PRINCIPAL REFERÊNCIA: CECCHI (2003) Outras referências
MÉTODO DE LANE-EYNON (TAMBÉM CONHECIDO COMO MÉTODO DE FEHLING)
Método titulométrico também baseado na redução de cobre pelos grupos redutores dos açúcares.
1) PRINCÍPIO
A determinação do teor de glicídios é realizada através do Método de Lane-Eynon, com utilização do Reagente de Fehling. O Método de Lane-Eynon baseia-se na redução de volume conhecido do reagente de cobre alcalino (Fehling) a óxido cuproso. O ponto final é indicado pelo azul de metileno, que é reduzido a sua forma leuco por um pequeno excesso de açúcar redutor.
A solução de açúcar é adicionada vagarosamente de uma bureta de Fehling a uma mistura em ebulição das duas soluções de Fehling. Próximo ao ponto de viragem é adicionado 1mL de uma solução aquosa de azul de metileno 2%, que muda a cor da solução de azul para incolor no ponto de viragem. A solução fica incolor, mas como existe o precipitado cor de tijolo, a cor visível da viragem é de azulpara vermelho tijolo. Existem dois fatores importantes a serem seguidos neste método para maior exatidão dos resultados:
1. A solução deve ficar constantemente em ebulição durante a titulação , porque o Cu2O formado pode ser novamente oxidado pelo O2 do ar e muda a cor novamente para azul.
2. A titulação deve levar no máximo 3 minutos porque pode haver decomposição dos açúcares com o aquecimento prolongado.
2) PADRONIZAÇÃO DO REAGENTE DE FEHLING
1. Preparar a solução padrão de glicose: pesar 0,500g de glicose pura (seca em estufa a vácuo ou regulada a 70ºC, durante 1h) e diluir a 100mL em balão volumétrico.
2. Colocar numa bureta de Fehling a solução padrão de glicose.
3. Transferir com pipeta volumétrica 10mL de solução Fehling A e 10mL de solução Fehling B para balão de titulação Fehling ( balão de fundo chato). Adicionar 40mL de água destilada juntamente com algumas pérolas de ebulição. Montar a estrutura e iniciar o aquecimento em bico de Bunsen.
4. Quando iniciar a fervura, começar a gotejar a solução-padrão até quase o final da titulação.
5. Quando iniciar o descoramento (perda da coloração azul), adicionar 1 gota de azul de metileno a 1% e completar a titulação até descoramento do indicador.
6. O tempo de titulação não deve ultrapassar 3 minutos. O ponto final da titulação será em torno de 10mL de glicose. Anotar o volume gasto.
Cálculo do título da solução Fehling:
FC = mL gastos de glicose x 0,5
 100
O FC será utilizado nos próximos cálculos.
3) MÉTODO DE DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES (em glicose)
APLICAÇÃO Aplica-se em produtos enlatados, salsicharia, queijos e outros produtos alimentícios que tenham em sua composição até 5% de açúcares (pesar 25g). E em produtos com alto teor de glicose como mel, geléias, etc (pesar 1g).
PROCEDIMENTO
1. Pesar a amostra homogeneizada em béquer de 250mL (anotar o peso).
2. Adicionar 50mL de água destilada e homogeneizar com bastão de vidro.
3. Transferir para balão volumétrico de 250mL (não completar o volume).
4. Adicionar 2mL de ferrocianeto de potássio a 15% e 2mL de acetato de zinco a 30%. Agitar bem e completar o volume.
5. Aguardar a floculação e sedimentação do material. Filtrar, identificando o frasco que recebe o filtrado.
6. Colocar o filtrado na bureta.
7. Pipetar volumetricamente 5mL de Fehling A e 5mL de Fehling B para o balão de titulação Fehling. Adicionar algumas pérolas de ebulição.
8. Adicionar 40mL de água destilada. Aquecer até ebulição e gotejar a solução da amostra até que inicie o descoramento. Adicionar 1 gota de azul de metileno a 1% e completar a titulação até descoramento do indicador
9. Mantendo a ebulição, adicionar 1 gota de azul de metileno a 1% e continuar a titulação até descoloração do indicador. Anotar o volume gasto.
CÁLCULOS
Glicídios redutores em glicose (%) = FC/2 x 250 x 100
 V x P
Onde:
	FC = título da solução de Fehling 
	V = volume da amostra gasto na titulação, em mL
	P = pesoda amostra em g
4) MÉTODO DE DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES TOTAIS
APLICAÇÃO Aplica-se a produtos enlatados, de salsicharia, queijos e outros produtos alimentícios que tenham até 5% de açúcares em sua composição (pesar 25g). Produtos com alto teor de sacarose, pesar 1g.
PRINCÍPIO Como os grupos redutores aldeído e cetona não se encontram livres na sacarose, efetua-se uma hidrólise ácida. O resultado são duas moléculas de açúcares redutores, uma de glicose e outra de frutose, que são determinadas pelo método de Lane-Eynon.
PROCEDIMENTO
1. Pesar a amostra homogeneizada em Erlenmeyer de 250 mL. Anotar o peso da amostra.
2. Adicionar 50mL de água destilada e dissolver a amostra.
3. Adicionar 2mL de ácido clorídrico concentrado (na capela) e levar ao banho-maria (60°C) por 60 min.
4. Esfriar e neutralizar com hidróxido de sódio 50%, usando papel indicador de pH.
5. Seguir os procedimentos 3 a 9 do Método açúcares redutores.
CÁLCULOS
Glicídios Totais (glicose + sacarose)% = FC/2 x 250 x 100
 V x P
Onde:
	FC = título da solução de Fehling 
	V = volume da amostra gasto na titulação, em mL
	P = peso da amostra em g
Cálculo dos glicídios não redutores: 
Glicídios não redutores em sacarose (%) = (Glicídios Totais – Glicídios Redutores) x 0,95 
0,95 = fator de conversão da sacarose.
5) MÉTODO DE DETERMINAÇÃO DE AMIDO
APLICAÇÃO Produtos com amido na sua formulação.
PRINCÍPIO O amido não apresenta reação redutora. Uma hidrólise enérgica em meio fortemente ácido produz exclusivamente glicose, sendo determinada pelo método de Lane-Eynon.
PROCEDIMENTO
1. Pesar 10 g de amostra homogeneizada em Erlenmeyer de 250 mL. Anotar o peso da amostra.
2. Adicionar 50mL de água destilada e dissolver a amostra.
3. Adicionar 10mL de ácido clorídrico concentrado (na capela).
4. Autoclavar a 120º C durante 30 min.
5. Esfriar e neutralizar com hidróxido de sódio 40%, usando papel indicador de pH.
6. Seguir os procedimentos 3 a 9 do Método açúcares redutores, colocando 4 mL de cada interferente.
Obs: para amostras com alto teor de amido deve ser realizada uma digestão alcalina antes da digestão ácida.
CÁLCULOS
Amido (%) = [ FC/2 x 250 x 100 – açúcares totais (%) ] x 0,90
 V x P
Onde:
	FC = título da solução de Fehling 
	V = volume da amostra gasto na titulação, em mL
	P = peso da amostra em g
	0,90 = fator de transformação de glicose em amido
Referências: CARVALHO et al.(2002); INSTITUTO ADOLFO LUTZ (2008). 
MÉTODO DE Somogyi
Método microtitulométrico baseado também na redução do cobre.
4. Métodos cromatográficos: papel, camada delgada, coluna, gasosa eÉ um método micro, serve para determinar pequenas quantidade de açúcares e também se baseia na redução do cobre pelos açúcares redutores. A determinação é realizada por diferença, quando se mede a quantidade de um reagente colocado em excesso, mas em quantidade conhecida, que não tenha reagido com os açúcares redutores. Os reagentes de cobre deste método contêm tampão fosfato, iodeto de potássio como fonte de iodo para a oxidação do íon cuproso e sulfato de sódio para inimizar a oxidação do óxido cuproso pelo oxigênio do ar. O açúcar reduotr reduz o cobre a óxido cuproso e este é oxidado pelo iodo, que é adicionado em excesso. O excesso de iodo é então titulado com tiossulfato de sódio. Os reagente também precisam ser padronizado com uma solução conhecida de açúcar, visto que as reações não são estequiométricas.
Métodos Cromatográficos
Os açúcares são determinados individualmente porque, na cromatografia, ocorre a separação de todos os tipos de açúcares presentes na amostra. Os métodos cromatográficos utilizados são:
Cromatografia em papel
Cromatografia em camada delgada
Cromatografia em coluna
Cromatográfica gasosa
Cromatografia líquida de alta eficiência
PRINCIPAL REFERÊNCIA: CECCHI (2003) Outras referências
MÉTODOS ÓTICOS
1) REFRATOMETRIA - Determinação DE graus brix
PRINCIPIO Quando uma luz penetra num liquido ela muda de direção; isto é chamado de refração. O ângulo de refração, medido em graus, indica à mudança de direção do feixe de luz. O refratômetro é um instrumento simples que pode ser usado para medir concentrações de soluções aquosas, consumindo apenas umas poucas gotas da solução. Sua aplicação estende-se pelas áreas de alimentos, agricultura, química e em industrias de manufaturados.
O índice de refração é uma propriedade física importante de sólidos, líquidos e gases que varia com a concentração. A escala Brix é calibrada pelo número de gramas de açúcar contidos em 100 g de solução.
PROCEDIMENTOS
1- Aferir com água o refratômetro de Abbé (o índice de refração da água a 20oC é de 1,3330)
2- Colocar a amostra e determinar o índice de refração.
3- Determinar a umidade com auxílio da tabela de Chataway.
CÁLCULOS
1- Anotar o índice de refração da amostra
2- Determinar a umidade, verificando o valor correspondente ao índice de refração obtido, na tabela de Chataway ajustada para leitura a 20ºC.
Obs.: Correção para a temperatura – Para cada grau centígrado acima de 20ºC adicionar 0,00023 e para cada grau centígrado abaixo de 20ºC subtrair 0,00023.
2) polarimetria
Neste método é utilizado o polarímetro que mede a rotação ótica de uma solução pura de um açúcar.
3) densimetria
A medida da densidade (gravidade específica) de uma solução de açúcar é realizada com um hidrômetro especial, que fornece a leitura em % de açúcar a 20º C (a densidade é função da concentração de açúcar para uma dada temperatura). Os resultado são exatos para soluções puras de açúcar e aproximados para alimentos açucarados como xaropes.
Referências: CECCHI (2003); CARVALHO et al.(2002); INSTITUTO ADOLFO LUTZ (2008)
Lipídeos
Os LIPÍDEOS (ou EXTRATO ETÉREO) são compostos encontrados nos organismos vivos, geralmente insolúveis em água e solúveis em solventes orgânicos tais como éter etílico, éter de petróleo, acetona, clorofórmio, benzeno e alcoóis. São compostos orgânicos formados por C,H,O e também podem possuir P,N e S, com predomínio de H.
Os lipídeos podem ser classificados em lipídeos simples e lipídeos compostos.
Os lipídeos são compostos por ácidos graxos que podem ser saturados, ou insaturados.
A determinação quantitativa de lipídeos em alimentos é um parâmetro básico para avaliações nutricionais e de processamento
MÉTODOS DE ANÁLISE DE LIPÍDEOS
Os métodos rotineiros para determinação quantitativa de lipídeos baseiam-se na extração da fração lipídica por meio de um solvente orgânico adequado. Após a extração e remoção do solvente, determina-se gravimetricamente a quantidade de lipídeos presente. O resíduo obtido não é, na verdade, constituído unicamente por triglicerídios, mas por todos os compostos que, nas condições da determinação, possam ser extraídos pelo solvente. Geralmente, são fosfatídeos, esteróis, vitaminas A e D, carotenóides, óleos essenciais, etc., mas em quantidades relativamente pequenas, que não chegam a representar uma diferença significativa na determinação.
Uma extração completa dos lipídeos se torna difícil em produtos contendo alta proporção de proteínas, e a presença de carboidratos também interfere. Nestes casos geralmente é necessária uma hidrólise ácida ou básica anterior à extração. Os métodos de quantificação de lipídeos podem ser classificados em:
1. Métodos de extração com solvente a quente
A - método de Soxhlet
B - Método de Goldfish
MÉTODOS DE EXTRAÇÃO COM SOLVENTE A QUENTE
Estes métodos são realizados em três etapas:
1) Extração de gorduras da amostra com solventes
2) Eliminação do solvente por evaporação.
3) Quantificação da gordura após secagem através de gravimetria.
A extração com solvente é mais eficiente quando o alimento é seco antes da análise, pois existe maior penetração do solvente na amostra. Pode-se utilizar a amostra que foi usada na determinação de umidade. A escolha do solvente vai depender dos componentes lipídicos existentes no alimento. Os dois solventes mais utilizados são o éter de petróleo e o éteretílico. E necessário um controle da temperatura e tempo de exposição do material no solvente.
A preparação da amostra para determinação de gordura deve ser cuidadosa de maneira a evitar a sua degradação. Em muitos alimentos processados, como em produtos derivados do leite, pão, produtos fermentados, açucarados e produtos animais, a maior parte dos lipídeos está ligada a proteínas e carboidratos, e a extração direta com solventes não polares é ineficiente. Estes alimentos precisam ser preparados para a extração de gordura por hidrólise ácida ou básica, ou outros métodos.
A. MÉTODO DE SOXHLET É um dos métodos mais utilizados para determinação de lipídeos em alimentos. O Soxhlet é um extrator que utiliza refluxo de solvente, através de um processo de extração intermitente. Pode ser utilizado somente com amostras sólidas. Tem a vantagem de evitar a temperatura alta de ebulição do solvente, pois a amostra não fica em contato com o solvente muito quente, evitando assim a decomposição da gordura da amostra, porém a quantidade de solvente é maior porque o volume total tem que ser suficiente para atingir o sifão do equipamento.
Existem extratores hoje em que a amostra seca é imersa diretamente no éter em ebulição, sendo a extração mais rápida.
Método de Soxhlet
APLICAÇÃO O Método de Soxhlet aplica-se a produtos e subprodutos de origem vegetal, animal e rações (amostras sólidas).
PRINCÍPIO O processo é eminentemente gravimétrico e está baseado na perda de peso do material submetido à extração com éter de petróleo.
PROCEDIMENTOS
1. Pesar em balança analítica em torno de 2 a 5g de amostra finamente moída em um cartucho de Soxhlet previamente preparado com papel filtro e algodão (anotar o peso).
2. Preencher o cartucho com algodão, até cobrir toda a amostra. Manipular o cartucho e o algodão com uma pinça (ou com luvas).
3. Secar em estufa a 105°C, por 2 horas.
4. Pegar com tenaz um balão de fundo chato com boca esmerilhada e já com pérolas de ebulição , previamente seco a 105°C por no mínimo 2h e resfriado em dessecador por 20-30min, e pesar.
5. Colocar o cartucho dentro do extrator de Soxhlet.
6. Conectar o extrator de Soxhlet ao balão e adicionar 250mL de éter de petróleo.
7. Conectar o conjunto ao condensador.
8. Ligar a chapa aquecedora e manter em aquecimento por longo período (ideal 8 horas após início da fervura, com velocidade de gotejamento de 4 a 5 gotas por segundo).
9. Retirar o conjunto cuidando para remover o máximo de éter do balão antes.
10. Colocar o balão na estufa a 105°C, por 1h.
11. Resfriar em dessecador e pesar o balão.
CÁLCULOS
LIPÍDIOS (%) = PL x 100 
                                   P
PL = Peso do balão com gordura – Peso do balão antes da extração
P = peso da amostra
Referências: CARVALHO et al.(2002); INSTITUTO ADOLFO LUTZ (2008)
B. MÉTODO DE GOLDFISH= E um método que também utiliza refluxo de solvente para extração, sendo que o processo de extração é contínuo e, portanto, mais rápido. Também pode ser utilizado somente com amostras sólidas. Tem a vantagem de utilizar menos solvente e ser mais rápido, pois o método, sendo contínuo, faz com que a amostra esteja permanentemente em contato com o solvente. No entanto, tem a desvantagem do contato do solvente muito quente com a amostra, o que pode acarretar degradação da gordura.
PRINCIPAL REFERÊNCIA: CECCHI (2003) Outras referências
2. Extração com mistura de solventes a frio
A - Método de Bligh-Dyer.
MÉTODO DE EXTRAÇÃO COM MISTURA DE SOLVENTES A FRIO: MÉTODO DE BLIGH-DYER
Neste método a amostra é homogeneizada com uma mistura de clorofórmio e metanol, em proporção tal que um sistema miscível (monofásico) é formado com a água da amostra. Uma diluição e nova extração posteriores com volumes determinados de clorofórmio e água, separa o sistema monofásico em duas camadas, formando um sistema bifásico: a camada clorofórmica, mais pesada, contendo os lipídios, e a camada metanólica contendo água e os compostos não lipídicos. Desta forma, é obtido um extrato lipídico purificado, quando a camada clorofórmica é isolada. O método permite muita flexibilidade de procedimento, mas é imperativo que as proporções entre os volumes de clorofórmio, metanol e água, sejam de 1:2:0,8 e 2:2:1,8, antes e após a diluição, respectivamente.
O método tem uma série de vantagens em relação à extração a quente:
1) Extrai todas as classes de lipídeos, inclusive os polares que representam um alto teor em produtos de trigo e soja e são importantes para avaliações dietéticas;
2) Os lipídeos são extraídos sem aquecimento e os extratos podem ser utilizados para avaliação de deterioração dos lipídeos através do índice de peróxidos e ácidos graxos livres, além das determinações do teor de carotenóides, vitamina E, composição de ácidos graxos e esteróis.
3) Pode ser utilizado em produtos com altos teores de umidade, além dos produtos secos.
4) A determinação completa pode ser realizada em tubos de ensaio não necessitando de equipamentos especializados e sofisticados.
TÉCNICA DE QUANTIFICAÇÃO DE LIPÍDEOS PELO MÉTODO DE BLIGH-DYER
APLICAÇÃO O Método de Bligh-Dyer é aplicável a qualquer tipo de alimento, porém ocorre uma restrição quanto à amostra, que deve ter até 10% de umidade (para alimentos com teor de umidade maior devem ser modificadas as quantidades de água/clorofórmio/metanol adicionadas a fim de respeitar as proporções entre eles).
PRINCÍPIO Esse método é bastante simples e caracteriza-se pela distinção de fases de um sistema formado basicamente pela amostra, metanol, clorofórmio e água, colocados em devidas proporções. As vantagens sobre a maioria dos métodos é que se consegue a extração e purificação dos lipídios, pela mistura de solventes e por não haver necessidade do uso de aquecimento.
PROCEDIMENTOS
1. Pesar entre 2,0 e 2,5g (amostra com teor de gordura acima de 20%) ou entre 3,0 e 3,5g (amostra com teor de gordura abaixo de 20%) de amostra finamente moída e homogeneizada (anotar o peso).
2. Adicionar exatamente 10mL de clorofórmio, 20mL de metanol e 8mL de água destilada.
3. Transferir a amostra para o funil de separação.
4. Tampar o funil e agitar a cada 3 minutos, lentamente, em movimentos circulares (totalizando 30 min). Cuidado para a tampa do funil não ser projetada por pressão.
5. Adicionar exatamente 10mL de clorofórmio e 10mL de solução de sulfato de sódio 1,5%.
6. Agitar lentamente por 2 minutos, em movimentos circulares (cuidado com a tampa do funil).
7. Deixar separar as camadas naturalmente.
8. Se considerar necessário, succionar a camada metanólica superior e descartar (em Becker para resíduos).
9. Filtrar a camada contendo o clorofórmio em papel de filtro (contendo 1g de Na2SO4), recebendo o filtrado em umbéquer.
10. Pipetar 5mL do filtrado com pipeta volumétrica e transferir para uma cápsula de porcelana previamente de seca emestufa por 2h, resfriada em dessecador (20-30min) e tarada.
11. Evaporar o solvente em estufa a 100°C, esfriar em dessecador e pesar.
CÁLCULOS 
% DE LIPÍDIOS TOTAIS = PL x 4 x 100 
                                                         P
PL = Peso da cápsula após a estufa – Peso da cápsula vazia 
P = peso da amostra
Observação: deve-se multiplicar por 4 na fórmula devido ao fato de termos colocado 20 mL de clorofórmio ao todo (10mL + 10mL), sendo assim todas as gorduras presentes no alimento estarão nos 20 mL de clorofórmio, mas somente 5mL deste foram colocados na cápsula para determinar o seu peso.
Referências: CARVALHO et al.(2002); INSTITUTO ADOLFO LUTZ (2008).
 EXTRAÇÃO POR HIDRÓLISE ÁCIDA E ALCALINA
Em alguns alimentos como pão e leite, a gordura está ligada a proteína e carboidratos e, portanto, deve ser liberada para a quantificação. Isto é realizado através de uma hidrólise ácida ou alcalina.
A - Hidrólise Ácida: Método de Gerber e Método de Babcock
A.1. Método de Gerber E um método de rotina utilizado somente para leite e produtos lácteos. A gordura no leite está presente em forma de emulsão de óleo e água, cercada de um filme de proteína. E necessárioquebrar este filme para conseguir a extração da gordura. Para tanto a amostra é tratada com ácido sulfúrico. É também adicionado álcool isoamílico para facilitar a separação da gordura e reduzir o efeito de carbonização do ácido sulfúrico sobre ela. Após a digestão, a amostra é centrifugada num tubo chamado butirômetro, que já vem calibrado com uma escala volumétrica. A gordura separada da fase aquosa com a proteína é medida volumetricamente diretamente no butirômetro. Existem vários tipos de butirômetros com escalas diferentes, para medir diferentes produtos lácteos, como creme de leite e queijos, e até para alguns produtos não láteos, como produtos processados de carne e peixe.
O método possui dois requisitos muito importantes para obtenção de bons resultados: 
- O ácido sulfúrico deve ter uma densidade de 1,82 g/mL e, portanto, o ácido concentrado que possui uma densidade de 1,84 g/mL deve ser diluído; 
- A leitura final da gordura no butirômetro deve ser feita a 71 ºC.
TÉCNICA DE QUANTIFICAÇÃO DE LIPÍDEOS PELO MÉTODO DE GERBER
A.2. Método de Babcock Utiliza também ácido sulfúrico para hidrólise da proteína. A diferença com o processo de Gerber está nas quantidades de leite e ácido sulfúrico adicionados, e na adição de água quente em vez de álcool isoamílico. O método é também volumétrico, e a medida é feita igualmente num tubo graduado. O método de Gerber é mais utilizado na Europa e o de Babcock nos Estados Unidos. Ambos os métodos não determinam os fosfolipídios, mas não há problemas com o leite integral que tem apenas 1% de fosfolipídios na gordura total. A manteiga possui aproximadamente 24% de fosfolipídios e, portanto, deve-se utilizar os métodos de Goldfish ou Soxhlet. O método de Gerber é duas a três vezes mais rápido que o de Babcock.
B. Hidrólise alcalina: Método de Rose-Gottlieb e Mojonnier No método de Rose-Gottlieb e Mojonnier, a amostra é tratada com hidróxido de amônia e álcool para hidrolisar a ligação proteína-gordura, sendo assim separada a gordura e esta é então extraída com éter de petróleo e éter etílico. O álcool precipita a proteína que é dissolvida na amônia e a gordura separada pode ser extraída com éter. A extração com éter de petróleo é eficiente em amostras com muito açúcar como, por exemplo, leite condensado. De uma maneira geral, o método é bastante empregado para laticínios em geral.
PRINCIPAL REFERÊNCIA: CECCHI (2003) Outras referências
TÉCNICA DE QUANTIFICAÇÃO DE LIPÍDEOS PELO MÉTODO DE GERBER
APLICAÇÃO O Método de Gerber é o mais utilizado na determinação de gordura no leite.
PRINCÍPIO Fundamenta-se no ataque seletivo da matéria orgânica por meio de ácido sulfúrico, com exceção da gordura do leite.
PROCEDIMENTOS
1. Colocar no butirômetro de Gerber 10mL de H2SO4 (d = 1,820 a 1,825) com cuidado. Acrescentar exatamente (compipeta volumétrica) 11mL de leite (vagarosamente, deixando verter pela parede, com cuidado para não misturar com o ácido) e 1mL de álcool iso-amílico.
2. Limpar o gargalo e arrolhar bem o butirômetro, com rolha de borracha limpa e seca (específica para o butirômetro), associando ligeira pressão com torção.
3. Agitar vagarosamente o butirômetro, envolvido em uma toalha, até promover a completa digestão da amostra. Durante a agitação deve-se manter sempre um dedo sobre a rolha para evitar que esta se solte devido à pressão interna no butirômetro. Sempre se deve utilizar a toalha porque haverá intensa produção de calor durante a digestão.
4. Colocar o butirômetro contendo a amostra em banho maria (60 a 70º C), durante 5 a 10 min tendo o bulbo do butirômetro voltado para baixo certificar que a rolha esteja bem firme).
5. Levar à centrifugação (1200 a 1500 rpm) por 4 a 5 min em uma centrífuga.
CÁLCULOS A leitura é realizada diretamente na escala do butirômetro.
Referências: CARVALHO et al.(2002); INSTITUTO ADOLFO LUTZ (2008).
3.Extração por hidrólise ácida e alcalina
A - Ácida: Método de Gerber e Método de Babcock
B - Alcalina: Método de Rose-Gottlieb e Mojonnier
EXTRAÇÃO POR HIDRÓLISE ÁCIDA E ALCALINA
Em alguns alimentos como pão e leite, a gordura está ligada a proteína e carboidratos e, portanto, deve ser liberada para a quantificação. Isto é realizado através de uma hidrólise ácida ou alcalina.
A - Hidrólise Ácida: Método de Gerber e Método de Babcock
A.1. Método de Gerber E um método de rotina utilizado somente para leite e produtos lácteos. A gordura no leite está presente em forma de emulsão de óleo e água, cercada de um filme de proteína. E necessário quebrar este filme para conseguir a extração da gordura. Para tanto a amostra é tratada com ácido sulfúrico. É também adicionado álcool isoamílico para facilitar a separação da gordura e reduzir o efeito de carbonização do ácido sulfúrico sobre ela. Após a digestão, a amostra é centrifugada num tubo chamado butirômetro, que já vem calibrado com uma escala volumétrica. A gordura separada da fase aquosa com a proteína é medida volumetricamente diretamente no butirômetro. Existem vários tipos de butirômetros com escalas diferentes, para medir diferentes produtos lácteos, como creme de leite e queijos, e até para alguns produtos não láteos, como produtos processados de carne e peixe.
O método possui dois requisitos muito importantes para obtenção de bons resultados: 
- O ácido sulfúrico deve ter uma densidade de 1,82 g/mL e, portanto, o ácido concentrado que possui uma densidade de 1,84 g/mL deve ser diluído; 
- A leitura final da gordura no butirômetro deve ser feita a 71 ºC.
TÉCNICA DE QUANTIFICAÇÃO DE LIPÍDEOS PELO MÉTODO DE GERBER
A.2. Método de Babcock Utiliza também ácido sulfúrico para hidrólise da proteína. A diferença com o processo de Gerber está nas quantidades de leite e ácido sulfúrico adicionados, e na adição de água quente em vez de álcool isoamílico. O método é também volumétrico, e a medida é feita igualmente num tubo graduado. O método de Gerber é mais utilizado na Europa e o de Babcock nos Estados Unidos. Ambos os métodos não determinam os fosfolipídios, mas não há problemas com o leite integral que tem apenas 1% de fosfolipídios na gordura total. A manteiga possui aproximadamente 24% de fosfolipídios e, portanto, deve-se utilizar os métodos de Goldfish ou Soxhlet. O método de Gerber é duas a três vezes mais rápido que o de Babcock.
B. Hidrólise alcalina: Método de Rose-Gottlieb e Mojonnier No método de Rose-Gottlieb e Mojonnier, a amostra é tratada com hidróxido de amônia e álcool para hidrolisar a ligação proteína-gordura, sendo assim separada a gordura e esta é então extraída com éter de petróleo e éter etílico. O álcool precipita a proteína que é dissolvida na amônia e a gordura separada pode ser extraída com éter. A extração com éter de petróleo é eficiente em amostras com muito açúcar como, por exemplo, leite condensado. De uma maneira geral, o método é bastante empregado para laticínios em geral.
PRINCIPAL REFERÊNCIA: CECCHI (2003) Outras referências
TÉCNICA DE QUANTIFICAÇÃO DE LIPÍDEOS PELO MÉTODO DE GERBER
APLICAÇÃO O Método de Gerber é o mais utilizado na determinação de gordura no leite.
PRINCÍPIO Fundamenta-se no ataque seletivo da matéria orgânica por meio de ácido sulfúrico, com exceção da gordura do leite.
PROCEDIMENTOS
1. Colocar no butirômetro de Gerber 10mL de H2SO4 (d = 1,820 a 1,825) com cuidado. Acrescentar exatamente (compipeta volumétrica) 11mL de leite (vagarosamente, deixando verter pela parede, com cuidado para não misturar com o ácido) e 1mL de álcool iso-amílico.
2. Limpar o gargalo e arrolhar bem o butirômetro, com rolha de borracha limpa e seca (específica para o butirômetro), associando ligeira pressão com torção.
3. Agitar vagarosamente o butirômetro, envolvido em uma toalha, até promover a completa digestão da amostra. Durante a agitação deve-se manter sempre um dedo sobre a rolha para evitar que esta se solte devido à pressão interna no butirômetro. Sempre se deve utilizar a toalha porque haverá intensa produção de calor durante a digestão.
4. Colocar o butirômetro contendo a amostra em banho maria (60 a70º C), durante 5 a 10 min tendo o bulbo do butirômetro voltado para baixo certificar que a rolha esteja bem firme).
5. Levar à centrifugação (1200 a 1500 rpm) por 4 a 5 min em uma centrífuga.
CÁLCULOS A leitura é realizada diretamente na escala do butirômetro.
Referências: CARVALHO et al.(2002); INSTITUTO ADOLFO LUTZ (2008)
Bibliografia
CARVALHO, H.H.; JONG, E.V.; BELLÓ, R.M.; SOUZA, R.B; TERRA, M.F. Alimentos: métodos físicos e químicos de análise. Ed. Da Universidade, UFRGS, Porto Alegre, RS, 2002,,180p.
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