APOSTILA PARASITOLOGIA exames

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE PERNAMBUCO 
DISCIPLINA DE PARASITOLOGIA 
 VLAUDIA M. A. COSTA 
 JOÃO INÁCIO IRMÃO 
RECIFE 
2008 
 
PARASITOLOGIA CLÍNICA 
 
EXAMES PARASITOLÓGICOS 
A maioria dos parasitos intestinais pode ser diagnosticada pelo exame das fezes, embora outros 
materiais como urina, escarro, secreções, tecidos e conteúdo duodenal, podem ser utilizados para 
identificação de algumas espécies de parasitas. No diagnóstico parasitológico podemos identificar 
mais frequentemente ovos e larvas de helmintos e os cistos, oocistos e trofozoítos de 
protozoários. A identificação correta dos parasitos vai depender principalmente das condições das 
amostras. Portanto, é fundamental a colheita adequada do material. 
No material fecal normalmente encontramos elementos como resíduos alimentares, células 
vegetais, grão de pólen, leucócitos e outros artefatos que podem facilmente ser confundidos com 
parasitos. Adultos de Ascaris lumbricoides, Enterobius vermicularis, proglotes de Taenia spp e 
de Dipylidium caninum podem ser encontrados no bolo fecal, sem que a presença de ovos seja 
identificada. Desta forma é importante a realização do exame macroscópico. 
A detecção e a identificação dos parasitos intestinais depende, portanto, da qualidade da amostra 
entregue ao laboratório. Na colheita deve-se observar o tipo de recipiente, volume, tempo da 
amostra, utilização de algumas drogas pelo pacientes, compostos químicos. Estes fatores podem 
interferir na realização do exame. O recipiente deve estar seco e limpo. Amostras secas nas 
bordas e na superfície devem ser rejeitadas. O pote deve estar livre de anti-sépticos, agentes 
germicidas, gotas de óleo e de urina para evitar a destruição de formas vegetativas. Fezes 
excretadas no solo não devem ser utilizadas para evitar a contaminação com larvas de vida livre. 
O material não pode ser obtido de privadas, pois a água e a urina poderiam destruir trofozoítos. 
Os medicamentos como antibiótico, antidiarréicos, antiácidos, derivados de bismuto e do bário, 
vaselina e óleos minerais podem interferir nos resultados levando a resultado falso negativo. A 
utilização de antibióticos pode afetar a flora intestinal normal causando diminuição ou ausência 
temporária dos organismos, visto que muitos parasitos se alimentam de bactérias intestinais. 
De um modo geral as amostra devem ser colhidas em dias separados, uma série de três amostras 
em não mais de 10 dias. Este procedimento propicia uma maior positividade, uma vez que a 
eliminação de ovos e cistos nem sempre ocorre continuamente. 
O tempo de colheita do material também influencia no resultado. Os trofozoítos de protozoários 
não se multiplicam nem encistam fora do organismo humano, e geralmente se degeneram após a 
 
excreção. Desta forma recomenda-se a leitura 30 minutos após a colheita de fezes líquidas, as 
fezes pastosas devem ser processadas até uma hora após evacuação. Pelo curto tempo nestes 
casos, este material deve ser colhido com substâncias conservantes como formalina, MIF, SAF, 
etc. Quando se trata de fezes sólidas este material pode ser observado até 24 horas ou 
preservados. 
SOLUÇÕES CONSERVADORAS DE MATERIAL FECAL 
Formalina a 10% 
MIF (mertiolato iodo formaldeído) 
SAF: 
TAF: utilizada na conservação de helmintos (larvas e vermes adultos). 
EXAME MACROSCÓPICO 
As amostras fecais não preservadas devem ser examinadas macroscopicamente para determinar 
consistência, odor, cor, presença ou ausência de sangue, muco, proglotes e vermes adultos. 
NORMAS TÉCNCAS DE SEGURANÇA LABORATORIAL 
 
Utilizar uniforme adequado nos trabalhos de laboratório. 
 
Manusear o material biológico devidamente protegido 
 
Evitar aspirar ou inalar produtos químicos ou biológicos. 
 
Identificar os produtos ou soluções antes de usar. 
formadas
 
Semi-formadas
 
Pastosas
 
Líquidas 
Cistos
 
trofozoito
 
Encaminhar ao lixo a vidraria danificada. 
 
Desprezar todas soluções sem identificações. 
 
Manter em soluções conservadoras o material diagnosticado para demonstração 
futura. 
 
O transporte de substâncias voláteis, ácidos ou bases fortes, deverá ser realizado com 
cuidados especiais de segurança. 
 
Manter em local de fácil acesso extintor de incêndio. 
 
Deixar no laboratório apenas os reativos, soluções e corantes de uso diário. 
 
Colocar em local de fácil acesso antídotos. 
CONTROLE DE QUALIDADE 
 
Não utilizar soluções, reagentes e corantes com a data vencida. 
 
Observar a adequada calibração de equipamentos (alça de platina) 
 
Manter o equipamento óptico (microscópio, lupa) em bom estado de conservação. 
 
Controle diário da temperatura de banho-maria e estufa. 
 
Não submeter vidraria e equipamentos calibrados à alta temperatura. 
 
Conservar adequadamente amostras padrões de parasitos e material de ensino. 
 
Estabelecer controle de qualidade externo mantendo intercâmbio com outros 
profissionais (instituições de referência). 
COPROLOGIA 
RESÍDUOS ALIMENTARES E ELEMENTOS ANORMAIS 
Introdução: 
Devido a uma grande variedade de elementos que o exame microscópio pode revelar nas fezes, 
nem mesmo os coprologistas mais experimentados são capazes de identificar tudo que é visto nas 
preparações de lâminas fecais. 
 
A coprologia tem como objetivo estudar as mais diversas funções digestivas, que direta ou 
indiretamente, estejam ligadas a formação de massa fecalógica final. 
A presença de estruturas como polimorfonucleares, eritrócitos, piócitos, grão de amido, fios e 
pêlos vegetais, cristais de Charcot Leyden, macrófagos, Blastocystis, etc., muitas vezes 
confundem os técnicos em microscopia com estruturas outras, tais como: trofozoítos, cistos, 
larvas e ovos. 
O referido tema possuí grande relevância no que diz respeito, principalmente aos chamados 
diagnósticos diferenciais dos esfregaços fecais, dando condições técnicas ao laboratório, para 
fornecer resultados que induzam ao medico o diagnóstico, facilitando a formulação das 
requisições direcionadas para cada caso específico. 
Ex.: requisição direcional para coprocultura ou para exame parasitológico. 
FINALIDADES GERAIS DA COPROLOGIA: 
 
Estudo das funções digestivas. 
 
Pesquisa do sangue oculto. 
 
Pesquisa bacteriológica 
 
Pesquisa parasitológica 
Na avaliação coprológica deve-se proceder de forma científica desde a avaliação com orientação 
médica ao paciente, até o tipo de dieta, coleta e manuseio até chegar aos resultados coprológicos 
finais. 
Normalmente o paciente é orientado, de acordo com o tipo de exame que se pretende fazer. Ex. 
na pesquisa de sangue oculto fecal, não podemos permitir que o doente ingira carnes ou 
medicamentos ferrosos, que certamente iriam mascarar os resultados. 
Para o exame parasitológico de rotina, não se deve prescrever qualquer tipo de regime alimentar 
especial. Para os exames coprológicos especiais como dosagem de gordura fecal e/ou das funções 
digestivas, recomenda-se o Regime misto ou seja, o paciente conserva os seus hábitos 
alimentares, acrescentando as substâncias alimentares específicas em qualidade e quantidade 
estipuladas pelo médico requisitante. 
DIETA DE GAUTIER para estudo dos elementos residuais das fezes: 
 
Carne de bovino-------------------------------------------------- 60 g 
Leite ---------------------------------------------------------------300 mL 
Manteiga --------------------------------------------------------- 30 g 
Pão -----------------------------------------------------------------100 g 
Batata --------------------------------------------------------------100 g 
OBS.: nestas quantidades prescritas, basta 1 única refeição de prova, não havendo necessidade de 
dieta porperíodo de 3 dias, como manda as dietas em geral. 
Ingerir uma cápsula de Carmim 0,3 g ao iniciar a dieta, a fim de facilitar o reconhecimento das 
fezes. 
Deve-se coletar todo o material da evacuação normal ( a mais próxima da prova) em frasco de 
boca larga limpo e seco remetendo imediatamente para o laboratório, ou colocar em geladeira 4 
oC para exame posterior. 
A maioria dos autores critica a utilização de purgantes para acelerar as evacuações. 
PESQUISA DE SANGUE OCULTO NAS FEZES 
PROCEDIMENTO: 
Espalhar pequena quantidade de fezes sobre o papel de filtro limpo e colocar duas gotas de água 
oxigenada sobre o esfregaço. Adicionar duas gotas de solução de benzidina. 
Observar imediatamente a cor. 
Leitura: 
A reação de benzidina é sensível, mas as gorduras podem torná-la positiva. 
Nenhuma mudança de cor: Negativo 
Cor esverdeada: Traços 
Cor verde claro: + 
Cor vede escuro: ++ 
Cor verde azulado: +++ 
Azul intenso: ++++ 
 
ASPECTOS GERAIS DA MATÉRIA FECAL: 
Aspectos do material fecal como, consistência, forma, cor, odor, viscosidade e pH, são fatores de 
grande relevância para o diagnóstico coprológico, como um todo, sendo considerados desde uma 
simples indução diagnóstica, até mesmo a alterações de caracteres patológicos de malignidade. 
Ex.: 
Fezes em formato típico de fita pode ser indício de algum estreitamento do reto sigmóide. 
Fezes com odor típico de cola de carpinteiro, fala a favor de infecção por ameba. 
Fezes com presença de sangue podem induzir a simples diagnósticos de processos 
hemorroidários ou câncer. 
EXAME MICROSCÓPICO 
 
Resíduos alimentares de origem animal 
 
Tecido conjuntivo, fibras musculares, gorduras e sabões. 
RESÍDUOS ALIMENTARES DE ORIGEM VEGETAL 
Amido intracelular, amido extracelular (amido amorfo), amido cru, celuloses, fibras e pêlos 
vegetais, vasos espiralados e células vegetais. 
ELEMENTOS DE ORIGEM INTESTINAL DE NATUREZA NÃO PARASITÁRIA: 
Muco, eritrócitos, leucócitos, piócitos, células epiteliais, cristais. 
ELEMENTOS DE ORIGEM INTESTINAL DE NATUREZA PARASITÁRIA E/OU 
PUROS COMENSAIS 
Protozoários, helmintos, artrópodes, Blastocystis, Meloidogyne e leveduras. 
CONCLUSÃO DE ESTUDO COPROLÓGICO COM DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL 
DAS LÂMINAS 
L1: leucócitos + eritrócitos + piócitos (raros/ausentes) + cristal de Charcot Leyden = diagnóstico 
sugestivo de Amebíase (Disenteria amebiana). 
 
L2: leucócitos + eritrócitos + piócitos (inúmeros) + ausência de cristal de Charcot Leyden = 
diagnóstico sugestivo de um processo bacilar (disenteria bacilar). 
Nestes casos em particular, o cristal e os piócitos foram elementos diferenciadores do diagnóstico 
laboratorial em lâmina. 
O diagnóstico diferencial em lâmina fecal é muito importante quando o médico necessita intervir 
com urgência, seja com relação ao tipo específico de exame que deva se requisitar ou mesmo 
com relação à terapêutica, principalmente quando se trata de paciente de baixa idade ou idosos. 
EXAME PARASITOLÓGICO DAS FEZES 
O exame parasitológico de fezes constitui na prática médica providência de fundamental 
importância para o diagnóstico das parasitoses intestinais. 
Sua execução envolve a utilização de vários métodos que objetivaram a pesquisa de protozoários 
intestinais nas suas formas císticas e vegetativas, como também de ovos, larvas e por vezes 
vermes adultos de helmintos. 
Além da possível presença de formas infectantes ou infestantes, de enteroparasitos, há também a 
possibilidade de que o material em exame contenha bactérias e vírus patogênicos. Portanto, deve 
ser observada uma série de cuidados não só na manipulação, como também na limpeza da 
vidraria e na destinação da amostra examinada. O emprego de substâncias desinfetantes se faz 
necessário. 
COLETA DE MATERIAL: 
Geralmente a colheita do material é feita em casa, portanto é necessário algumas recomendações, 
uma vez que sua coleta adequada é de fundamental importância. 
As amostras não devem ser colhidas durante uma semana depois que o paciente tenha tomado 
substâncias que deixam resíduos cristalinos, tais como compostos antidiarréicos, antiácidos, 
bismuto e bário. Além disso, laxativos oleosos tais como óleo mineral pode interferir no exame. 
Antibióticos e meios de contraste reduzem os números de organismos, particularmente 
protozoários, nas fezes durante 2 a 3 semanas. As amostras devem ser isentas de urina e não 
devem estar contaminadas por água do vaso sanitário ou pelo solo, pois estes podem conter 
 
protozoários e helmintos livres ou podem destruir trofozoítos. Água armazenada no laboratório 
também podem tornar-se contaminadas com estes organismos. 
Como os números de formas diagnosticados de alguns parasitos podem variar, é aconselhável 
examinar os espécimes obtidos em dias alternados ou de 3 em 3 dias, com um total de três 
espécimes sendo o mínimo para assegurar ausência de infecção. 
As fezes para exame coprológico devem ser colhidas em recipientes de boca larga 
cuidadosamente limpos, sem necessidade de esterilização. Colher o material correspondente à 
parte intermediária da evacuação, que é em geral de maior uniformidade. 
Quando o exame seriado obtido normalmente é examinado e não identifica parasito, podem ser 
conseguidos espécimes purgados, particularmente quando se suspeitam de infecções por 
protozoários. Deve-se usar purgativos salinos, como sulfato ou fosfasoda tamponada em vez de 
compostos de óleo mineral ou de magnésia, que podem interferir com o exame por causa dos 
glóbulos de óleo ou detritos cristalinos. 
ASPECTO MACROSCÓPICO DO MATERIAL FECAL 
Deve-se fazer um exame macroscópico das fezes, porque permite observar: 
a) Consistência: moldada, pastosa, diarréica. 
b) Presença de sangue e muco 
c) cor 
d) Helmintos adultos ou partes dos mesmos 
Quando se tratar de material moldado, ou mesmo pastoso, são indicados os métodos de 
concentração, ao passo que em se tratando de material diarréico, liquefeito ou com muco ou 
sangue, impõe-se os exames diretos a fresco ou após fixação pela hematoxilina férrica. Esta 
conduta é explicada pelo fato de que, geralmente, nas enteroprotozooses, as formas vegetativas 
são encontradas no material diarréico, enquanto cistos estão presentes em fezes pastosas e 
moldadas. Evidentemente, as formas vegetativas muito frágeis não resistem aos trâmites dos 
métodos de concentração. 
Todavia, também estes devem ser aplicados ao material liquefeito, portanto nas helmintoses 
intestinais podem sobrevir, muitas vezes, crises diarréicas. 
 
PROTOZOÁRIOS DE VIDA LIVRE 
TIPOS DE MOVIMENTO 
Movimento Amebóide: 
Processa-se por meio da emissão de prolongamentos do protoplasma, que são os pseudópodes. É 
o movimento das amebas, pode ser lento ou rápido. (amebídeos de vida livre) 
Movimento Flagelar: 
Processa-se as custas de flagelos, são filamentos longos, delgados e flexíveis. O número de 
flagelos nos animais varia de 01 a 08. É um movimento tipo saltitante, helicoidal, chicoteando o 
meio líquido (Euglena). 
Movimento Ciliar: 
Processa-se por meio de cílios, que são filamentos curtos e numerosos, envolvendo todo corpo do 
animal. É um movimento ondulante, oscilatório (Paramecium, Opalina, etc.) 
Algumas formas que são de vida livre ou saprozóicas no interior de animais: 
Rhizopoda 
 
Amoeba proteus 
Mastigophora 
 
Trichomonas, Chilomastix, Euglena 
Ciliophora - Paramecium, Opalina, Zeleriella, Nyctotherus 
OBSERVAÇÃO DO MATERIAL 
Exame Direto 
1. colocar uma gota do material a ser examinado numa lâmina, cobrindo com uma lamínula. 
2. Usando a objetiva de 45X, observar a presença de formas móveis dos protozoários 
(trofozoítos) 
3. Procurar focalizar o protozoário, que é facilmente reconhecido pelo seu movimento típico 
OBSERVAÇÃO DE FLAGELADOS E CILIADOS 
1. Preparar a lâmina com o material a observar 
2. Levar ao microscópio,usando a objetiva de 45X e observar os movimentos da forma 
pesquisada. 
 
3. Retirar com papel de filtro, parte da água existente entre a lâmina e lamínula, com cuidado, até 
conseguir uma diminuição do movimento do flagelado ou ciliado e verificar as características 
morfológicas 
MÉTODOS LABORATORIAIS APLICADOS NA IDENTIFICAÇÃO DE PARASITOS 
DO APARELHO DIGESTIVO 
QUALITATIVOS 
Preparação à fresco: 
Este método é indicado para o material fecal emitido recentemente (menos de 20 minutos), de 
consistência líquida ou pastosa e que se admite que contenham trofozoítos de protozoários. 
Exame Pelo Método Direto 
Este método foi utilizado pela primeira vez por Leeuwenhoek quando identificou a Giardia 
lamblia no século XVII. Tem sido empregado quando há carência de recursos ou a infestação 
parasitária é reconhecidamente intensa. Pode ser empregado em fezes de consistência variada, 
recentemente emitidas ou não. 
MÉTODO DE SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA (HOFFMAN, PONS & JANER) 
FUNDAMENTO: 
Precipitação de partículas, inclusive de cistos, ovos e larvas de parasitos ao fundo do cálice de 
sedimentação, devido a força de gravidade. 
INDICAÇÃO: 
Utilizado na pesquisa de ovos de S. mansoni, é atualmente usado na rotina diária dos laboratórios, 
na detecção de cistos de protozoários, de ovos e larvas de helmintos. 
Adolf Lutz, eminente pesquisador brasileiro, empregou o modelo pela primeira vez, no entanto, 
foi a partir dos trabalhos de Hoffman, Pons e Janer, que a técnica passou a ser conhecida 
mundialmente. A vantagem deste método é a economia dispensando o uso de reagentes e 
centrífugas. A desvantagem é a grande quantidade de detritos fecais, dificultando, com freqüência 
a preparação e o exame da lâmina. 
 
PROCEDIMENTO: 
1. Colocar cerca de 5g de fezes, coletados de várias partes do bolo fecal, em copo graduado 
ou Becker de 250 ml. Completar o volume de 50 a 60 ml de água corrente e misturar 
vigorosamente. 
2. Preparar a suspensão juntando 100 ml de água corrente. 
3. Filtrar essa suspensão através de gaze dobrado 4 vezes, recolhendo-a em copo de 
sedimentação de capacidade de 125 ml. 
4. Se necessário, adicionar água corrente, até completar aproximadamente ¾ do volume do 
copo cônico. Deixar a suspensão em repouso durante 1 a 2 horas. 
5. Com uma longa pipeta capilar, fixada a um bulbo de borracha, colher uma pequena 
porção do sedimento na camada inferior, depositando sobre uma lâmina. Se a preparação 
estiver muito espessa, diluir com uma gota de solução salina a 0,85% ou água corrente. 
Colher amostra adicional do centro e do fundo do sedimento. 
6. Examinar ao microscópio, a presença de ovos, larvas e cistos. 
CENTRÍFUGO-FLUTUAÇÃO PELO SULFATO DE ZINCO (FAUST & Cols.) 
FUNDAMENTO: 
Flutuação de cistos de protozoários e ovos leves de helmintos em solução de sulfato de zinco. 
INDICAÇÃO: 
Indicado na pesquisa de protozoários e de ovol leves de helmintos (Ancilostomídeos, Enterobius 
vermicularis, Trichuris trichiura). 
Esta técnica é imprópria para espécimes que contenham grande quantidade de gorduras. A 
técnica pode ser utilizada com fezes preservadas em formaldeído, SAF e outros fixadores, no 
entanto a densidade específica deverá se ajustada em 1.2 g/mL. O aumento de densidade poderá 
resultar em uma distorção dos organismos. 
Obs.: 
1. ovos de trematódeos e de cestóides podem estar presentes, portanto um exame completo deve-
se examinar também o sedimento. 
 
2. uma permanência prolongada da suspensão em sulfato de zinco, pode resultar em distorção dos 
cistos e ovos de nematódeos. A preparação deve ser examinada até 20 minutos. Deve-se utilizar 
tubos com fundo 
PROCEDIMENTO: 
1. Colocar 1 ou 2 g de fezes coletadas de várias partes do bolo fecal em frasco contendo 10 ml 
de água. Filtrar a suspensão através de gazes dobradas em quatro vezes , e receber o filtrado 
em um tubo cônico de centrífuga de 15 ml. 
2. Adicionar água corrente até completar 2/3 da capacidade do tubo. Centrifugar ( 650x g 
( 2500rpm) por 1 minuto ). 
3. Decantar o sobrenadante e adicionar 1 a 2 ml de água corrente ao sedimento , antes de 
ressuspendê-lo. Completar com água 2/3 do volume do tubo, agitar e centrifugar. 
4. Repetir a etapa 3, até que o sobrenadante apresente-se relativamente claro. 
5. Depois que o último sobrenadante é decantado, adicionar 1 a 2 ml do reagente , e 
ressuspender o sedimento: completar com sulfato de zinco 33% até 0,5 cm da borda do tubo e 
centrifugar (650 x g( 2500rpm) por 1 min ). 
6. Cuidadosamente, remover o tubo da centrifuga e, 
sem agitação Coloca-lo em uma estante em posição 
vertical. 
7. Com uma alça de arame (diâmetro de 5 a 7 mm) 
tocar no centro da membrana formada na superfície, 
transferido várias alçadas para uma lâmina de 
microscopia. Examinar ovos larvas e cistos. 
8. Depois de concluída a etapa 4, com auxílio de 
pipeta, encher o tubo até a borda com solução de 
sulfato de zinco. Colocar uma lamínula (22 x 22 mm) 
na superfície do tubo. Deixando-a em contato com o 
líquido durante 8 a 10 minutos. Remover a lamínula, 
invertendo a sua posição, e colocar a face com a gota 
sobre uma lâmina. Examinar para larvas e cistos. 
 
MÉTODO DE WILLIS 
FUNDAMENTO: 
Baseia-se na capacidade da solução saturada de cloreto de sódio em fazer flutuar ovos de 
helmintos considerados leves. 
INDICAÇÃO: 
1. Recomendado para a pesquisa de ovos de helmintos de baixo peso específico como 
ancilostomídeos e Trichuris trichiura ou ainda de ovos férteis de Ascaris lumbricoides. Não é 
recomendado para protozoários, ovos inférteis de A. lumbricoides e ovos de tremaódeos ou E. 
vermicularis.. Este método é bastante eficiente na identificação de ovos de ancilostomídeos, 
sobretudo nos casos em que há baixa infestação. Pode-se usar açucar ao invés do sal no preparo 
da solução (Sheather). 
PROCEDIMENTO 
1. Colocar uma quantidade de fezes de aproximadamente 1 a 2 g. coletada de várias 
partes do bolo fecal, em pequena cuba de vidro de 3 cm de diâmetro com 
capacidade aproximada de 20 ml. Completar ¼ da capacidade do recipiente com 
solução saturada de cloreto de sódio. 
2. Suspender as fezes na solução saturada salina até haver uma total homogeneização. 
3. A lamínula deve ficar em contato com o menisco durante 30 a 45 minutos; não 
deverá haver formação de bolhas de ar entra a lamínula e a superfície do líquido. A 
gota contendo os ovos se adere à face inferior da lamínula . 
4. Remover a lamínula e inverter rapidamente a sua posição sobre uma lâmina. 
5. Examinar ao microscópio com objetiva de pequeno aumento. 
 
CENTRÍFUGO-SEDIMENTAÇÃO POR FORMOL ACETATO DE ETILA 
FUNDAMENTO: 
Fornece o diagnóstico para ovos, larvas e cistos de todas as espécies de parasitos intestinais 
detectáveis, além de separar dos detritos, deixando o sedimento limpo. 
INDICAÇÃO: 
Destina-se à pesquisa de protozoários e helmintos nas fezes 
PROCEDIMENTO: 
1. Diluir aproximadamente 2 g de fezes em 5 mL de solução de formalina a 10% e filtrar 
por meio de gaze dobrada. 
2. colocar em tubo de centrifuga e acrescente 1 ou 2 gotas de detergente comercial. 
3. acrescentar 3 mL de acetato de etila comercial; 
4. tampe o tubo e agite por 10 segundos 
5. destampar e centrifugar por 2 minutos a 
2000rpm 
Observar a formação de quatro camadas distintas 
 
1a camada - sedimento no fundo do tubo 
 
2a camada formalina 
 
3a camada detritos 
 
4a camada acetato de etila 
6. despreze a camadas sobrenadantes com um 
movimento rápido 
7. ressuspender o sobrenadante com 7 ml de água. Tampe o tubo e agite 
8. centrifugar 2000 rpm por 2 minutos. Desprezar o sobrenadante 
9. deixar o tubo emborcado sobre gaze por 2 minutos 
10. ressuspender o sedimento com lugol. Colocar uma gota do sedimento sobre lâmina e 
procedera leitura. 
 
FUNÇÃO DO FORMOL: fixar e manter íntegras as estruturas de ovos, larvas e cistos por 
períodos prolongados. Tem função também de diluente. 
FUNÇÃO DO ACETATO DE ETILA: o acetato de etila remove as substâncias graxas e 
possibilita a flutuação dos detritos. É um eficiente solvente para objetos de plástico (tubo, 
pipetas, estantes, empregá-los sempre com objetos de vidro) 
FUNÇÃO DO DETERGENTE: o detergente se destina a aumentar a positividade para 
ovos de A. lumbricoides. Os ovos inférteis de ascaris têm a superfície acentuadamente 
mamilonada, permitindo que muitas gotículas de acetato de etila se alonguem na sua face 
voltada para o fundo do tubo. Em consequência alguns desses ovos seriam retidos junto ao 
sobrenadante. Em presença de detergente, que tem a propriedade de baixar a tensão 
superficial, as gotículas de acetato confluem umas em relação as outras com maior 
facilidade, reduzindo a possibilidade delas alongarem debaixo de estruturas como os ovos 
inférteis de Ascaris. 
CENTRÍFUGO-SEDIMENTAÇÃO POR FORMOL ÉTER (MÉTODO DE 
RITCHIE) 
FUNDAMENTO: 
Fornece o diagnóstico para ovos, larvas e cistos de todas as espécies de parasitos intestinais 
detectáveis, além de separar dos detritos e gorduras fecais. 
INDICAÇÃO: 
Destina-se à pesquisa de protozoários e helmintos nas fezes 
FUNÇÃO DO ÉTER: 
O éter tem a mesma função do acetato de etila, isto é, ele dissolve as substâncias graxas e 
faz flutuar os detritos, porém ele é mais volátil, explosivo e inflamável. 
PROCEDIMENTO: 
 
1. Colocar 1 ou 2g de fezes coletadas de várias partes do bolo fecal em frasco 
contendo 10ml de água corrente ou solução salina a 0,85%; 
2. Filtrar a suspensão através de gaze dobrada duas ou quatro vezes, e receber o 
filtrado em um tubo cônico de centrífuga de 15 ml. 
3. Centrifugar 2000 rpm por minuto); 
4. Decantar o sobrenadante e adicionar 1 a 2 ml de água corrente ou solução salina a 
0,85% ao sedimento antes de ressuspendê-lo. Completar com água corrente (ou 
solução salina a 0,85%) 2/3 do volume do tubo. Agitar e centrifugar 2000rpm por 1 
min). 
5. Repita a etapa 4, até que o sobrenadante se apresente relativamente claro. 
6. Depois que o último sobrenadante é decantado, ressuspender o sedimento com 1 a 2 
ml de formalina a 10% (dar preferência à solução tamponada de formalina a 10% , 
pH. Neutro). Completar o volume da suspensão em 10 ml com formalina a 10%. 
Deixar em repouso em repouso durante 5 minutos. 
7. Adicionar 3ml de éter ou acetado de etila, fechar o tubo e agitar vigorosamente, na 
posição invertida, por 30 minutos. Remover a tampa com cuidado. 
8. Centrifugar 2000rpm 1 min. Quatro camadas se formarão: (1) sedimento no fundo 
do tubo contendo os parasitas, (2) camada de formalina, (3) tampão de detritos 
fecais, e (4) camada de éter na superfície. 
9. Afrouxar e separar o tampão de detritos das paredes do tubo com um estilete fino,e 
com cuidado decantar as três camadas superiores. Limpar com swab de algodão as 
paredes do tubo, removendo os detritos remanescentes. 
10. Uma pequena quantidade de líquido que permanece nas paredes do tubo escorre 
para o fundo junto ao sedimento. Misturar o líquido e o sedimento, preparando as 
lâminas para a pesquisa de ovos, lavas e cistos. 
MÉTODO DE BAERMANN-MORAES 
FUNDAMENTO: 
Baseia-se no hidro e termotropismo das larvas e na tendência destas de sedimentar, 
espontaneamente, quando se encontram na água. 
 
INDICAÇÃO: 
Indicado na pesquisa de larvas de Strongyloides stercoralis. Demonstra também a presença 
de larvas de ancilostomídeos e por vezes até adultos de nematódeos pequenos como E. 
vermiculares. 
Ao serem examinadas fezes que permaneceram, antes do exame, em temperatura ambiente 
por período superior a 24 horas, ou ainda de indivíduos que sofrem de constipação 
intestinal, ocorre a possibilidade de que as larvas encontradas sejam rabditóides ou 
filarióides de ancilostomídeos e não de Strongyloides stercoralis 
PROCEDIMENTO: 
1. Encher o funil com água corrente, aquecida a 40-45ºC. 
2. Abrir a pinça de Mohr, deixando escorrer uma pequena quantidade de água para evitar a 
formação de bolhas de ar na haste e no tubo de látex. 
3. Colocar 8 a 10 g de fezes, recentemente emitidas, sobre gaze dobrada quatro vezes e, se 
necessário, juntar mais água, até que as fezes fiquem submersas. 
4. Deixar em repouso durante 60 minutos. 
5. Abrir a pinça e coletar parte do líquido em vidro de reógio; examinar ao microscópio 
estereoscópio (aumentos 20 a 30 x). Deixar em repouso durante alguns minutos, pois 
desta forma as larvas migrarão para o centro do vidro de relógio, ou proceder de acordo 
com o item 6. 
6. Coletar em tubo cônico de centrífuga. Centrifugar (500 x g por 1 min), e examinar o 
sedimento entre lâmina e lamínula. Corar a preparação com solução de Lugol, para a 
identificação das características morfológicas das larvas, e examinar ao microscópio com 
aumento de 20x. 
 
MÉTODO DE RUGAI, MATTOS & BRISOLA 
FUNDAMENTO: 
Baseia-se no hidro e termotropismo das larvas de S. stercoralis contidas no material fecal. 
INDICAÇÃO: 
Indicado na pesquisa de larvas de Strongyloides stercoralis. Demonstra também a presença 
de larvas de Ancilostomídeos, notadamente em pacientes portadores de constipação 
intestinal. 
A observação microscópica deve ser cuidadosa e toda larva visualizada deverá ser 
identificada segundo a chave de classificação proposta por AMATO NETO & cols. 
PROCEDIMENTO: 
1. Estender, sobre a abertura de um recipiente 
contendo fezes, gaze dobrada quatro vezes, e repuxar 
as extremidades para trás; 
2. Encher, com aproximadamente 70 a 100 ml de água 
corrente aquecida a 40-45°C, um copo cônico de 
sedimentação (capacidade de 125ml); 
3. Transferir o recipiente com as fezes para o interior 
do copo cônico de sedimentação, de modo que o 
líquido alcance toda a extensão da abertura do 
recipiente, cuidando para não formar bolhas de ar; 
4. Deixar em repouso durante 60 minutos. 
5. Colher o sedimento, no fundo do copo cônico, com pipeta capilar longa. Alguns autores 
recomendam retirar o recipiente do copo Cônico antes da colheita do sedimento. Entretanto, 
outros preferem manter o recipiente, para evitar o revolvimento do líquido; 
6. Examinar o sedimento entre lâmina e lamínula. Corar a preparação com solução de lugol. 
 
MÉTODO DE HARADA-MORI 
FUNDAMENTO 
O método visa o cultivo de larvas em papel de filtro. 
INDICAÇÃO 
Empregado no cultivo de larvas de ancilostomídeos e Strongyloides stercoralis presentes no 
material fecal. 
PROCEDIMENTO: 
1. Distribuir 0,5 g de fezes em tira de papel de filtro (3 
x 15 cm), deixando as extremidades livres. 
2. colocar a tira em um tubo de ensaio (18 cm), com 
água destilada, de modo q1ue a extremidade inferior 
toque na água; 
3. tampar o tubo de ensaio, deixar 7 a 14 dias na 
temperatura ambiente 
4. examinar com lupa o fundo do tubo 
5. adicionar formalina 10% de piperazina a 5% e colocar o tubo de ensaio em banho-maria a 
50oC por 15 minutos a fim de matar as larvas; 
6. retirar as larvas e coloca-las entre lâmina e lamínula para identificação. 
MÉTODO DE TAMISAÇÃO (pesquisa e identificação de proglotes) 
FUNDAMENTO: 
Este método fundamenta-se na tamisação do material fecal, como meio de captura de anéis 
(proglotes) de tenídeos. 
INDICAÇÃO: 
É indicado para a retirada de anéis de escólex de tenídeos das fezes para fins de diagnóstico para 
controle de cura; como também são encontrados vermes adultos de A. lumbricoides, E. 
vermicularis, T. trichiura, Ancilostomídeos e H. nana. Estes parasitas são encontrados no bolo 
fecal durante o início do tratamento. 
 
recomenda-se realizar o método com o material fecal excretado durante o dia. Para melhor 
conservação, as fezes devemser colocadas em formalina 10% 
PROCEDIMENTO: 
Emulsionar as fezes com água. Coar a emulsão através de peneira metálica. Este procedimento 
deve ser realizado em uma pia, servindo-se de um jato de água corrente. Vermes adultos como o 
Ascaris lumbricoides e Enterobius vermicularis são encontrados freqüentemente misturados ou 
na superfície das fezes, como também as proglotes de tenias. Outros helmintos como o Trichuris 
trichiura, ancilostomídeos e Hymenolepis nana são depositados no bolo fecal após o início do 
tratamento. Freqüentemente poderão ser encontrados helmintos adultos nas amostras fecais e 
ausência dos ovos. Esses processos macroscópicos são vantajosos para a demonstração e coleta 
de pequenos helmintos, de proglotes e de escólex. 
Identificação de Proglotes de Taenia 
Dois métodos são indicados para a identificação de proglotes de Taenia: o ácido acético e o de 
CAMPOS (AMATO NETO & CORREA, 1980). 
Método do Ácido Acético Glacial: 
1. Colocar em uma placa de Petri, contendo ácido acético glacial, a proglote a ser 
identificada, durante 15 a 20 minutos. 
2. Após o período, comprimi-la entre lâminas. 
3. Examinar sob iluminação intensa. 
Método de CAMPOS: 
1. Dissolver três comprimidos de metoquina em 5 ml de água destilada-deionizada. 
2. Mergulhar nesta solução, durante 15 minutos, a proglote a ser identificada. 
3. Após este período, comprimi-la entre lâminas. 
4. Examinar sob iluminação intensa. 
MÉTODO DA FITA GOMADA (GRAHAM) 
 FUNDAMENTO 
Baseia-se na utilização da fita gomada na apreensão de estágios evolutivos de parasitos, 
localizados na região perianal. 
 
INDICAÇÃO 
Este método é indicado para a pesquisa de todos os parasitos que prioritária ou ocasionalmente se 
deslocam até a região perianal. Assim sendo, poderemos detectar o Enterobius vermicularis, 
Taenia sp, e eventualmente ovos de Ascaris lumbricoides, Ancilostomídeos e Trichuris trichiura. 
PROCEDIMENTO 
1. Coleta do material deverá ser realizada pela manhã 
antes que o paciente realize sua higiene. Recomendar 
que o paciente não utilize pomada ou outro qualquer 
medicamento de uso tópico na região anal ou perianal 
na noite anterior ao exame. 
2. Tomar um pedaço de fita gomada com 
aproximadamente 10 cm, colar nas extremidades dois 
retângulos de papel "oficio", a fim de servirem para 
identificação dos pacientes e manuseio do técnico, 
sem risco de contaminação. 
3. Montar em tubo de ensaio. (l5xI50) de modo que a 
parte adesiva permaneça livre, na parte externa do 
fundo do tubo. 
4. Recomendar que o paciente fique em decúbito ventral, e aplicar a fita gomada montada sobre 
a região perianal, tendo o cuidado de afastar os glúteos. 
5. Após a coleta, aplicar a fita gomada sobre a lâmina pressionando levemente do centro para a 
periferia a fim de evitar a apreensão de bolhas de ar. 
6. Preparar no mínimo duas lâminas. Em seguida levar a microscopia. 
7. As lâminas assim preparadas poderão ser encaminhadas até dois meses após, devido a 
capacidade de conservação da técnica 
TÉCNICA DE KINYOUN 
FUNDAMENTO 
Os coccídios coram-se pela fucsina básica , adquirindo coloração vermelha ou rosa brilhante 
intensa; e são álcool ácido resistente, destacando-se de outros resíduos, leveduras e bactérias. 
 
INDICAÇÃO 
Este método é indicado para pesquisa dos coccídios intestinais, Cryptosporidium parvum, 
Cyclospora cayetanensis e Isospora belli 
PROCEDIMENTO: 
1. Preparar o esfregaço com uma a duas gotas de fezes frescas ou preservadas. Deixar secar a 
temperatura ambiente. 
2. Fixar submetendo direto ao calor rapidamente. 
3. Cobrir com Fucsina 3 a 5 minutos 
4. Lavar rapidamente 
5. Diferenciar com álcool ácido até não sair mais corante. 
6. Lavar com água 
7. Contra corar com azul de metileno 30 segundos a 1 minuto. 
8. Deixar secar e examinar ao microscópio 
Obs.: a coloração de fundo da preparação depende do corante utilizado; azul de metileno concede 
a cor azul aos organismos que não se coram pela fucsina, enquanto o verde malaquita cora o 
fundo verde e o ácido pícrico em amarelo 
SOLUÇÃO DE FUCSINA CARBÓRICA 
Fucsina básica 4,0 g 
Fenollíquido 8,0 g 
Álcool a 95 % 20 mL 
Água destilada 100 mL 
Dissolver a fucsina no álcool e no fenol. 
Filtrar antes de usar. 
SOLUÇÃO DE ÁCOOL-ÁCIDO CLORÍDRICO A 0,1% 
HCl P.A 0,1 mL 
Álcool 99 mL 
SOLUÇÃO ESTOQUE DE AZUL DE METILENO 
Azul de metileno 1,4 g 
Álcool a 95% 100 mL 
 
SOLUÇÃO DE USO AZUL DE METILENO 
Solução estoque 10 mL 
Água destilada 90 mL 
MÉTODOS QUANTITATIVOS 
Estes métodos são empregados quando se deseja avaliar a intensidade da infestação parasitária, 
ou ainda quando se pretende comparar métodos laboratoriais. Descreveremos dois destes 
métodos; o de STOLL-HAUSHEER e o KATO-KATZ. 
MÉTODO DE STOLL-HAUSHEER (contagem de ovos) 
FUNDAMENTO 
Baseia-se na diluição de quantidade conhecida de fezes e a contagem do número de ovos de uma 
amostra da diluição, de maneira a deduzir a intensidade parasitária. 
INDICAÇÃO 
Indicado na avaliação da carga parasitária e suas repercussões patogênicas. Ex. Ancilostomídeos. 
PROCEDIMENTO 
1. Preencher com NaOH (N/1 O), o frasco de Stoll até a marca que corresponde a 56 mL. 
2. Adicionar fezes até que o líquido (NaOH) alcance a marca de 60 mL. 
3. Introduzir no frasco pérolas de vidro (+ 12) e em seguida, obturá-lo com rolha de borracha. 
4. Agitar bem até a perfeita homogeneização logo após, retirar com pipeta aspiratória 0,1 mL da 
suspensão. Pipeta aspiratória ou pipeta automática. 
5. Colocar em lâmina, cobrir com lamínula e examinar em pequeno aumento. 
6. Contar o número total de ovos na lâmina. 
7. Calcular o número de ovos por grama de fezes, multiplicando o valor encontrado por 150 
8. Examinar sempre mais de uma lâmina e trabalhar com a média aritmética. O resultado 
encontrado é indicado por alguns autores como ovos/rnL 
OBS. O resultado deverá ser corrigido segundo a consistência das fezes. Fezes formadas, 
multiplicar o resultado por 1; fezes pastosas por 1,5; e fezes diarréicas por 3. Os resultados 
 
conseguidos em material fecal líquido não são confiáveis. A agitação recomendada no ítem 4 
nunca deverá ser com movimentos circulares e sim de alto para baixo. 
MÉTODO DE KATO-KATZ 
FUNDAMENTO 
Fundamenta-se na contagem de ovos de helmintos em lâmina qpós o peneiramento e contato com 
substância conservadora. 
INDICAÇÃO 
Indicado para avaliação da carga parasitária no diagnóstico e controle de cura após o tratamento. 
Ex. Schistosoma mansoni. 
Contar os ovos encontrados em toda a lâmina e multiplicar por 23, a fim de ter o número de ovo 
por grama de fezes. 
OBS.:Apesar de ser recomendado para a pesquisa de helmintos, este método tem sido empregado 
com mais frequência na esquistossomose, devido às modificações que podem ocorrer na 
morfologia dos ovos de outros parasitas. 
A função da glicerina é a clarificação da matéria fecal, tornando-a transparente e permitindo 
melhor visualização dos ovos aí presentes. Os ovos de Ascaris e de Trichuris conservam-se bem 
por semanas ou meses, enquanto os ovos de Ancilostomídeos têm sua visualização comprometida 
por este método. 
PROCEDIMENTO: 
1. Colocar a amostra fecal sobre o papel absorvente. 
2. Comprimir a tela metálica ou de náilon sobre as fezes, fazendo com que parte passe 
através das malhas. 
3. Remover as fezes que passam através das malhas e transferi-las para o orifício do cartão, 
colocado sobre a lâmina. 
4. Depois de encher o orifício central, remover com cuidado o cartão, deixando as fezes com 
a lamínula. 
5. Cobrir as fezes com a lamínula de celofane, invertendo e pressionando a lâmina sobre o 
papel absorvente. 
6. Deixar a preparação em repouso (clarificação) durante 30 minutos a 34-40°C ou à 
temperatura ambiente por 1-2 horas. 
 
7. Examinar apreparação ao microscópio 
MÉTODOS PARA EXAME DOS PARASITOS DO SANGUE 
O exame microscópico do sangue constitui valioso recurso para o diagnóstico das doenças 
parasitárias cujos agentes apresentam formas evolutivas sanguíneas. A preparação de bons 
esfregaços sanguíneos é importante na diferenciação de parasitos, principalmente de 
protozoários. 
COLHEITA DE SANGUE 
O sangue pode ser colhido por punção do lóbulo da orelha, da superfície palmar da ponta de um 
dedo da mão, no caso de lactentes da superfície plantar do grande artelho ou no calcanhar. No 
caso da orelha, é a margem livre do lóbulo e não a face lateral que deve ser puncionada. A picada 
deve ser feita com deliberação e lentamente, para não provocar dor. A picada deve ter 
profundidade de 3mm. Não se deve utilizar um local edemaciado ou congestionado. 
Em animais de laboratório a colheita de sangue é feita segundo o seu porte. 
EXAME A FRESCO 
Uma pequena gota de sangue, examinada entre lâmina e lamínula em médio aumento. Esta nos 
permite demonstrar de forma rápida microfilárias e Trypanosoma. 
EXAME SECO (PREPARAÇÃO CORADA) 
Pode ser realizado em gota espessa e/ou camada delgada ou esfregaço. 
GOTA ESPESSA 
Colher 3 a 4 gotas de sangue na lâmina e com a ponta de um estilete, desfibriná-la. Deixar secar 
ao abrigo de corrente de ar quente que podem causar esporos de fungos contaminantes, ou deixar 
secar em estufa a 37 C. o desfibramento impede a coagulação e consequentemente fendilhamento 
da preparação, garantindo a necessária aderência do sangue ao vidro durante a coloração. 
Realizar desemoglobinização antes da coloração. 
 
CAMADA DELGADA OU ESTIRAMENTO 
Colhida a gota de sangue na lâmina, imedatamente coloca-se a lâmina distensora na posição. Por 
capilaridade, o sangue espalha prontamente na zona de contato das lâminas. Num movimento 
rápido e contínuo, a lâmina distensora é deslocada para frente, obtendo-se assim a camada 
delgada. 
COLORAÇÃO DA CAMADA DELGADA 
MÉTODO DE GIEMSA 
FUNDAMENTOS 
Fixação do estiramento pelo metanol e coloração pela solução de Giemsa. 
MÉTODO DE LEISHMAN 
FUNDAMENTOS 
Fixação e coloração do estiramento pela solução de azul de metileno e eosina 
BIBLIOGRAFIA 
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 REY, L. Bases da Parasitologia Médica. Ed. Guanabara Koogan, 3a ed, 2010. 
 REY, L. Parasitologia. Ed. Guanabara Koogan, 4a ed, 2008. 
CIMERMAN, B.; FRANCO, M.A. Atlas de parasitologia. São Paulo: Atheneu, 1999. 
COURA, J. R. Dinâmica das Doenças Infecciosas e Parasitárias. Volumes I e II. Editora 
Guanabara Koogan. 2005 
DE CARLI , G.A.- Parasitologia Clínica. Seleção de Métodos e técnicas de Laboratório para o 
Diagnóstico das Parasitoses Humanas SP. Ed.Atheneu,810pp, 2001 
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