Cap 5 Clivagem

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CAPÍTULO 5 Clivagem: Criando multicelularidade 167
N
167
Para nossa limitada inteligência, pode pa-
recer simples dividir um núcleo em partes
iguais. A célula, manifestadamente, abriga
uma opinião muito diferente.
E. B. WILSON, (1923)
Deve-se mostrar o máximo respeito por
tudo que cresce exponencialmente, não
importa o seu tamanho.
GARRETT HARDIN, (1968)
OTÁVEL COMO SÓ ELA É, a fertilização é o passo inicial do desenvolvi-
mento. O zigoto, com o seu novo potencial genético e com sua nova dispo-
sição do citoplasma, inicia agora a produção de um novo organismo
multicelular. Em todas as espécies de animais conhecidas, isso começa por um proces-
so chamado clivagem, uma série de divisões mitóticas pelo qual o enorme volume do
citoplasma do ovo é dividido em numerosas pequenas células nucleadas. Essas células
em estado de clivagem são chamadas de blastômeros.
Na maioria das espécies (mamíferos sendo a principal exceção) a velocidade da
divisão celular e a colocação dos blastômeros um em relação ao outro estão comple-
tamente sob controle das proteínas e dos mRNAs armazenados no oócito pela mãe. O
genoma zigótico transmitido por mitose para todas as outras células, não funciona em
embriões com clivagem precoce. Poucos, se alguns, mRNAs são produzidos mais
tarde durante a clivagem, o embrião pode dividir-se apropriadamente até mesmo quan-
do produtos químicos são usados para inibir a transcrição. Também em muitas espéci-
es, não há aumento do volume embrionário durante a clivagem. Isso difere da maioria
dos casos de proliferação de células, do qual existe um período de crescimento celular
entre as mitoses: a célula se expande para quase o dobro de seu volume, daí se divide.
Esse crescimento produz um aumento total de células enquanto mantém uma razão
relativamente constante entre volume nuclear e volume citoplasmático. Durante a cliva-
gem embrionária, no entanto, o volume citoplasmático não aumenta. Antes, o enorme
volume do citoplasma zigótico é dividido cada vez mais em células menores. O primeiro
ovo é dividido ao meio, em seguida em quartos, em oitavos, e assim por diante. Essa
divisão do citoplasma do ovo, sem o aumento do seu volume, é acompanhada pela
abolição do período de crescimento entre as divisões, enquanto a clivagem dos núcleos
ocorre numa razão tão rápida nunca vista antes (nem mesmo em células de tumor). Um
ovo de rã, por exemplo, pode ser dividido em 37.000 células em apenas 43 horas. A
mitose na Drosophila, em estágio de clivagem, ocorre a cada dez minutos por mais de
duas horas, e em apenas 12 horas forma algo em torno de 50.000 células. Esse aumento
em número de células pode ser apreciado comparando a clivagem com outras fases do
desenvolvimento. A Figura 5.1 mostra o logaritmo de números celulares em um embrião
de rã representado graficamente em função do tempo de desenvolvimento (Sze, 1953).
Ela ilustra uma evidente descontinuidade entre clivagem e gastrulação.
Uma conseqüência dessa divisão rápida é a razão do volume citoplasmático/nucle-
ar se tornar cada vez menor assim que a clivagem progride. Em muitos tipos de embri-
ões, a diminuição da razão entre os volumes citoplasmático e nuclear é crucial na
Clivagem: Criando multicelularidade 5
168 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
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iã
o
Horas a 150C
Clivagem Gastrulação
regulagem do tempo da ativação de certos genes. Por exemplo, na rã Xenopus laevis,
a transcrição de novas mensagens só é ativada após 12 divisões. A essa altura, a razão
da clivagem diminui, os blastômeros tornam-se móveis e os genes nucleares começam
a ser transcritos. É sabido que algo no ovo está sendo titulado pela recém-produzida
cromatina, porque o tempo dessa transição pode ser mudado experimentalmente alte-
rando na célula a razão da cromatina para o citoplasma (Newport and Kirschner,
1982a,b), ainda que a clivagem comece logo após a fertilização e termine assim que o
embrião atinja um novo equilíbrio entre o núcleo e o citoplasma.
Q PADRÕES DE CLIVAGEM EMBRIONÁRIA
Clivagem é um processo muito bem coordenado e é regulado pelas leis genéticas. O
padrão da clivagem embrionária de uma dada espécie é determinado por dois parâme-
tros principais: (1) a quantidade e a distribuição de proteína do vitelo dentro do
citoplasma e (2) aqueles fatores no citoplasma do ovo que influenciam no ângulo do
fuso mitótico e na determinação do tempo de sua formação.
A quantidade e distribuição de vitelo determina onde a clivagem pode ocorrer e o
tamanho relativo dos blastômeros. Quando um pólo do ovo é relativamente livre de
vitelo, a divisão celular ocorre nesse pólo de uma forma mais rápida do que a do pólo
oposto. O pólo rico em vitelo é chamado de pólo vegetal; a concentração de vitelo no
TTTTTabela 5.1abela 5.1abela 5.1abela 5.1abela 5.1 Classsificação dos tipos de clivagem
Simetria
Padrão de clivagem Posição do vitelo de clivagem Animais representativos
Holoblástica Isolécito (oligolécito) Radial Equinodermos, Amphioxus
(clivagem completa) (vitelo escasso, distribuído por igual) Espiral Maioria dos moluscos,
anelídeos, nematelmintos, platelmintos
Bilateral Ascídios
Rotacional Mamíferos
Mesolécito (moderadamente telolécito) Radial Anfíbios
Meroblástica Telolécito (vitelo denso, concentrado Bilateral Moluscos cefalópodos
(clivagem incompleta) em uma extremidade do ovo) Discoidal Répteis, peixes, aves
Centrolécito (vitelo concentrado no Superficial Maioria dos artrópodos
centro do ovo)
Figura 5.1Figura 5.1Figura 5.1Figura 5.1Figura 5.1
Formação de novas células du-
rante o desenvolvimento preco-
ce da rã Rana pipiens. (Segundo
Sze, 1953.)
CAPÍTULO 5 Clivagem: Criando multicelularidade 169
pólo animal é relativamente baixa. O núcleo do zigoto é freqüentemente deslocado em
direção ao pólo animal. No geral, o vitelo inibe a clivagem. A Tabela 5.1 fornece a
classificação dos tipos de clivagem e mostra a influência do vitelo no padrão e na
simetria da clivagem. Em zigotos com relativamente pouco vitelo (ovos isolécitos e
mesolécitos) a clivagem é holoblástica, significando que o sulco da clivagem se extende
por todo o ovo. Zigotos contendo grande acúmulo de proteína vitelínica sofrem cliva-
gem meroblástica, onde somente uma porção do citoplasma é clivado. O sulco da
clivagem não chega a penetrar na porção de vitelo do citoplasma. Clivagem meroblástica
pode ser discoidal, como nos ovos das aves, ou superficial, como em zigotos de
insetos, dependendo onde o depósito de vitelo estiver localizado, de um lado (telolécito)
ou no centro do citoplasma (centrolécito), respectivamente.
O vitelo é uma extraordinária adaptação que permite ao embrião se desenvolver na
ausência de uma fonte externa de alimentação. Animais desenvolvidos sem grandes
concentrações de vitelo, como os ouriços-do-mar, normalmente formam o estágio
larval muito rapidamente. Esse estágio larval pode se alimentar por si só, o desenvol-
vimento continua com a larva nadando livre. Embriões de mamíferos, que também
não possuem uma grande quantidade de vitelo, adotam uma outra estratégia: a pla-
centa, como veremos adiante, se torna a primeira diferenciação do embrião mamífero
separando as células que irão formar a placenta. Esse órgão fornece alimento e oxigê-
nio para o embrião durante sua longa gestação.
No outro extremo estão os ovos dos insetos, peixes, répteis e aves. A maior parte
do seu volume celular é vitelo. O vitelo deve ser o suficiente para nutrir esses animais,
sendo que eles se desenvolvem sem um estágio larval ou placentário. A correlação
entre grandes concentrações de vitelo e a falta do estado larval é conhecida em algu-
mas espécies de rãs. Algumas rãs tropicais, tais como as Eleutherodactylus e a
Arthroleptella não passam pelo estágio de girino. Ao contrário, eles provém seus
ovos com quantidades enormes de concentração de vitelo(Lutz, 1947). Os ovos não
necessitam ser colocados na água porque o estágio de girino foi eliminado. (Isso será
discutido mais adiante no Capítulo 19.)
No entanto, o vitelo é somente um fator influenciando o padrão de clivagem em
uma espécie. Existem também padrões herdados de divisões celulares que são adicio-
nados às restrições do vitelo. Isso pode ser prontamente observado em ovos isolécitos,
nos quais muito pouco vitelo está presente. Na ausência de grandes quantidades de
vitelo, quatro tipos principais de clivagem podem ser observados: holoblástica radial,
holoblástica espiral, holoblástica bilateral e clivagem holoblástica rotacional.
Clivagem holoblástica radial
Clivagem holoblástica radial é a forma mais simples de clivagem de se entender. Nesse
tipo de clivagem os sulcos têm orientação paralela e perpendicular ao eixo animal-
vegetal do ovo. Esse tipo de clivagem é característico de equinodermos e do
protocordato Amphioxus, assim como de rãs e salamandras.
A holotúria, SynaptaA holotúria, SynaptaA holotúria, SynaptaA holotúria, SynaptaA holotúria, Synapta
A clivagem padrão da holotúria, Synapta digita, é ilustrada na Figura 5.2. Após a
união dos pronúcleos, o eixo da primeira haste mitótica é formado perpendicularmen-
te ao eixo animal-vegetal do ovo. Para esse fim, o primeiro sulco da clivagem passa
diretamente através dos pólos animal e vegetal, criando duas células filhas do mesmo
tamanho. Essa clivagem é conhecida como meridional porque passa pelos dois pólos
como um meridiano no globo. Os sulcos da segunda clivagem estão no ângulo reto
dos sulcos da primeira clivagem, mas continuam perpendiculares ao eixo animal-ve-
getal do ovo. Os dois sulcos da clivagem aparecem simultaneamente em ambos
blastômeros e também passam pelos dois pólos. Dessa maneira, as primeiras duas
divisões são, ao mesmo tempo, meridional e perpendicular uma com a outra. A terceira
divisão é equatorial: as hastes mitóticas de cada blastômero estão agora em posição
170 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Pólo animal Plano de clivagem
meridional
Plano de
clivagem
equatorial
Pólo vegetal
Metade Animal Pólo animal
Metade Vegetal
Blástula oca
(aberta por corte) Pólo vegetal
paralela ao eixo animal-vegetal, e o sulco resultante da clivagem separa os dois pólos um
do outro, dividindo o embrião em oito blastômeros iguais. Cada blastômero na metade
animal do embrião está agora diretamente acima do blastômero da metade vegetal.
A quarta divisão é meridional novamente, produzindo duas fileiras de 8 células
cada, enquanto a quinta divisão é equatorial, produzindo quatro fileiras de 8 células
cada. Sucessivas divisões produzem embriões de 64,128 e 256 células, com divisões
meridionais alternando com divisões equatoriais. Os embriões resultantes consistem
de blastômeros dispostos em fileiras horizontais ao longo de uma cavidade central.
Em ambos os pólos do embrião, os blastômeros se movem, uns em direção aos ou-
tros, para criar uma esfera oca composta de uma única camada de células. Essa esfera
oca é chamada de blástula, e a cavidade central é referida como blastocele. A qual-
quer momento durante a clivagem da Synapta, um embrião seccionado através de
qualquer meridiano produz a imagem refletida de duas metades. Esse tipo de simetria
é característico de uma esfera ou cilindro e é chamada de simetria radial. Dessa manei-
ra, Synapta tem clivagem holoblástica radial.
OuriçoOuriçoOuriçoOuriçoOuriço-----dododododo-Mar-Mar-Mar-Mar-Mar
O ouriço-do-mar também apresenta clivagem holoblástica radial, mas com algumas
importantes modificações. A primeira e a segunda clivagem são similares as da
Synapta; ambas são meridionais e perpendiculares em relação a outra. Similarmen-
te, a terceira clivagem é equatorial, separando os dois pólos um do outro (Figura
5.3). Na quarta clivagem, no entanto, os eventos são bem diferentes. As quatro
células da camada animal se dividem meridionalmente em oito blastômeros, cada
qual com o mesmo volume. Essas células são chamadas mesômeros. A camada
vegetal, no entanto, sofre uma clivagem equatorial desigual para produzir no pólo
vegetal quatro células grandes, os macrômeros, e quatro pequenas, os micrômeros
(Figura 5.4; Summers et al., 1993). Assim que a célula com 16 embriões clivar, os
oito mesômeros se dividem para formar duas camadas “animais”, an
1
 e an
2
, uma se
equilibrando em cima da outra. Os macrômeros se dividem meridionalmente, for-
mando uma camada de oito células abaixo de an
2
. Os micrômeros também se divi-
dem, produzindo um pequeno grupo abaixo da camada maior. Todos os sulcos de
clivagem da sexta divisão são equatoriais; a sétima clivagem é meridional, produzin-
do uma blástula com 128 células.
Figura 5.2Figura 5.2Figura 5.2Figura 5.2Figura 5.2
Clivagem holoblástica no equinodermo Synapta
digita, levando à formação de uma blástula oca,
conforme mostrado no corte (último painel).
(Segundo Saunders, 1982.)
CAPÍTULO 5 Clivagem: Criando multicelularidade 171
(A) (B)
(A) Pólo animal
Pólo vegetal
Metade animal
Mesômeros derivados
derivados
Metade vegetal
Micrômeros Macrômeros
(B) (C) (D)
an
1
an
2
veg
1
veg
2
Em 1939, Sven Hörstadius realizou um experimento simples demonstrando que o
controle do tempo e colocação de cada clivagem de ouriço-do-mar é independente de
clivagens preexistentes. Ele demonstrou que se inibisse a primeira, a segunda e tercei-
ra clivagens, sacudindo os ovos, ou colocando-os em água do mar hipotônica, a
clivagem desigual (quarta) que forma os micrômeros, ainda ocorreria no tempo apro-
priado. Sendo assim, Hörstadius concluiu que existem três fatores que determinam a
clivagem em um embrião de 8 células: (1) existem mudanças progressivas no citoplasma,
Figura 5.3Figura 5.3Figura 5.3Figura 5.3Figura 5.3
Clivagem no ouriço-do-mar. (A) Planos de cli-
vagem nas primeiras três divisões e formação
de camadas particulares de células nas divi-
sões 3-6. (B-D) Fotomicrografias de embriões
vivos do ouriço-do-mar Lytechinus pictus, vi-
são de cima para baixo do pólo animal. (B) O
estágio de 2 células. (C) O estágio de 4 células.
(D) O estágio de 32 células, mostrado sem a
membrana de fertilização para permitir a vi-
sualização dos mesômeros do pólo animal, os
macrômeros centrais e dos micrômeros vege-
tais em ângulo para o centro. (Fotografia cor-
tesia de G. Watchmaker.)
Figura 5.4Figura 5.4Figura 5.4Figura 5.4Figura 5.4
Formação de micrômeros durante a quarta di-
visão de embriões de ouriços-do-mar. Os pó-
los vegetais dos embriões são visualizados por
baixo. (A) A localização e orientação do fuso
mitótico na parte baixa das células vegetais
são visualizadas com luz polarizada no em-
brião vivo. (B) A clivagem através desses fu-
sos, colocados assimetricamente, produziu mi-
crômeros e macrômeros. (de Inoué, 1982, cor-
tesia de S. Inoué.)
172 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
algum tempo após a fertilização, que direcionam os fusos formados para uma certa
direção; (2) deve haver material formador de micrômero no citoplasma vegetal; e (3)
deve haver algum mecanismo pelo qual o material formador de micrômeros seja ativa-
do no tempo correto (Hörstadius,1973).
No desenvolvimento do ouriço-do-mar, o estágio de blástula começa na fase de
128 células. Nesse estágio, as células formam uma esfera oca circundando a blastocele
central (Figura 5.5A,B). Nessa altura, todas as células são do mesmo tamanho, os
micrômeros tendo diminuída sua divisão celular e clivando menos freqüentemente.
Toda a célula está em contato com o fluido proteináceo da blastocele e com a camada
hialina dentro do envoltório de fertilização. Durante esse tempo, os contatos entre as
células são estreitados. Dan-Sohkawa a Fujisawa (1980) analisaram esse método em
embriões de estrela-do-mar e mostraram que o fechamento da cavidade esférica é
contemporânea com a formação dejunções apertadas entre os blastômeros. Essas
junções unem as células frouxamente conectadas num tecido epitelial onde a blastocele
é isolada do ambiente externo (Figura 5.5C). Dando prosseguimento a sua divisão, a
camada celular é expandida e se afina. Durante esse período, a blástula permanece
como uma camada unicelular grossa.
Duas teorias surgiram para explicar a concomitante proliferação de células e
formação da blastocele. Dan (1960) conjeturou que o motivo maior dessa expan-
são é o influxo de água na cavidade da blastocele. Já que o blastômero secreta
proteína na blastocele, seu fluido torna-se espesso. Esse fluido absorve grandes
quantidades de água por osmose, exercendo pressão nos blastômeros para se ex-
pandirem. Essa pressão também alinha o longo eixo de cada célula para que a
divisão nunca seja para dentro da blastocele. Isso criaria uma expansão adicional
fazendo com que a população fosse orientada somente para um plano. Wolpert e
Gustafson (1961) e Wolpert e Mercer (1963) propuseram que a pressão da
blastocele não é necessária para se conseguir esse efeito. Eles enfatizaram o papel
de adesividade das células entre si e a camada hialina. Eles mostraram que en-
quanto permanecessem fortemente atracadas na camada hialina, as células não
têm alternativa a não ser a de se expandir. Essa expansão cria a blástula ao invés
do contrário. Certamente, a camada hialina é vital para expansão da blastocele, e
se a adesão de células da camada hialina é inibida por anticorpos para a hialina,
então a expansão da blastocele cessa (Adelson e Humphreys, 1988). Em um tra-
balho recente (Ettensohn e Ingersoll, 1992) concluíram que é provável que ambos
Figura 5.5Figura 5.5Figura 5.5Figura 5.5Figura 5.5
Blástulas de ouriço-do-mar. (A) Esquema de um corte controle através de uma blástula precoce
de ouriço-do-mar, mostrando uma camada única de células arredondadas rodeando uma grande
blastocele. (B) Com a contínua divisão, as células da blástula tardia mostram diferenças de forma
à medida que as células da placa vegetal se alongam, (C) Junções apertadas (flecha) formando–
se entre células de uma blástula de equinodermo com 1024 células. (A e B segundo Giudice,
1973; C de Dan-Sohkawa e Fujisawa, 1980, cortesia dos autores.)
(B) Blástula mais velha com
placa vegetal achatada e tufo ciliar
Cílio
Blastocele
(A) Blástula jovem (C)
CAPÍTULO 5 Clivagem: Criando multicelularidade 173
(A)
Crescente
Cinzento
(H)
Blastocele
(G)(F)(E)
(B) (C) (D)
mecanismos expandem a blastocele. Durante a clivagem precoce, a adesão à cama-
da hialina parece ser o fator mais importante, enquanto que em estágios mais
tardios, a pressão osmótica também parece exercer o seu papel.
A células da blástula desenvolvem cílios em sua superfície externa (Figura 5.6),
desse modo, causando a rotação da blástula dentro do envoltório de fertilização. Logo
após, as células da parte animal do embrião sintetizam e secretam uma enzima de
eclosão que lhes permite digerir a membrana fertilizante (Lepage et al., 1992), o em-
brião se torna uma blástula eclodida livre para nadar.
AnfíbiosAnfíbiosAnfíbiosAnfíbiosAnfíbios
Clivagem na maioria dos embriões de rãs e salamandras é radialmente simétrica e
holoblástica, como na clivagem do equinodermo. O ovo do anfíbio, no entanto, con-
tém muito mais vitelo. Esse vitelo, que é concentrado no hemisfério vegetal, é um
impedimento à clivagem. Sendo assim, a primeira divisão começa no pólo animal e
vagarosamente se estende até a região vegetal (Figura 5.7). Na salamandra axolotle, o
sulco da clivagem se estende através do hemisfério animal a uma velocidade próxima
de 1mm/min. O sulco da clivagem seciona o crescente cinzento e depois diminui para
menos de 0.02-0.03mm/min ao se aproximar do pólo vegetal (Hara, 1977).
A Figura 5.8A é uma varredura no microscópio eletrônico, mostrando a primeira
clivagem em um ovo de rã. Podemos notar as dobras nos sulcos da clivagem e a
diferença entre os sulcos nos hemisférios animal e vegetal. A Figura 5.8B mostra que
enquanto o sulco da primeira clivagem ainda está tentando clivar o vitelo
citoplasmático do hemisfério vegetal, a segunda clivagem já começou próxima ao
pólo animal. Essa clivagem está em ângulos retos em relação à primeira, e é também
meridional. A terceira clivagem, como era de se esperar, é equatorial. No entanto,
por causa do vitelo vegetalmente colocado, esse sulco da clivagem em ovos anfíbios
é muito mais próximo do pólo animal. Ele divide o embrião de rã em quatro
blastômeros animais pequenos (micrômeros) e quatro grandes blastômeros
(macrômeros) na região vegetal. Essa clivagem holoblástica desigual estabelece duas
regiões embrionárias principais: uma de divisão rápida de micrômeros, próxima ao
pólo animal, e outra de macrômeros, mais lenta (Figura 5.8C). Assim que a clivagem
progride, a região animal se torna abarrotada com numerosas células pequenas,
enquanto a região vegetal contém uma pequena quantidade de grandes macrômeros
carregados de vitelo (ver Figura 5.7).
Embriões anfíbios contendo de 16 a 64 células são freqüentemente chamados
mórulas (do Latim “amora”, da qual sua forma é vagamente reminiscente). No estágio
de 128 células a blastocele se torna aparente e o embrião é considerado uma blástula.
Figura 5.6Figura 5.6Figura 5.6Figura 5.6Figura 5.6
Células ciliadas da blástula. Cada célula desen-
volve um único cílio. (Cortesia de W. J.
Humphreys.)
Figura 5.7Figura 5.7Figura 5.7Figura 5.7Figura 5.7
Clivagem de um ovo de rã. Sulcos de clivagem,
designados por números romanos, estão enu-
merados por ordem de aparecimento. (A, B)
O vitelo vegetal impede a clivagem fazendo
com que a segunda divisão comece na região
animal do ovo, antes da primeira divisão ter
dividido o citoplasma vegetal. (C) A terceira
divisão é deslocada em direção ao pólo animal.
(D-H) No final, o hemisfério vegetal contém
blastômeros mais longos e mais escassos que
os da metade animal. (Segundo Carlson, 1981.)
174 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
(B)(A)
(A)
(B)
(C)
Na realidade, a formação da blastocele foi traçada desde o primeiro sulco de clivagem.
Kalt (1971) demonstrou que na rã Xenopus laevis o primeiro sulco da clivagem se
alarga no hemisfério animal para criar uma pequena cavidade intercelular que é isolada
do ambiente externo por junções intercelulares muito apertadas (Figura 5.9). Essa
cavidade se expande durante clivagens subseqüentes para se tornar uma blastocele.
A blastocele provavelmente presta duas principais funções no embrião das rãs: (1)
é uma cavidade que permite migração celular durante a gastrulação, e (2) previne
células que estão abaixo interagir prematuramente com as células de cima. Quando
Nieuwkoop (1973) tirou células do topo da blastocele de um embrião de salamandra
aquática e colocou-as junto a células do vitelo vegetal na base da blastocele, essas
células animais se tornaram mesoderma ao invés de ectoderma. Como o tecido meso-
dérmico é normalmente formado dessas células animais, que são adjacentes aos pre-
cursores do endoderma, parece plausível que células vegetais influenciam células ad-
jacentes para se diferenciar em tecidos mesodérmicos. Sendo assim, a blastocele apa-
rece para prevenir o contato do endoderma com células destinadas para dar origem à
pele e aos nervos.
Enquanto essas células estão dividindo-se, numerosas células com moléculas de
adesão mantêm as células juntas. Uma das mais importantes dessas moléculas é a EP-
caderina. O mRNA para essa proteína é fornecido no citoplasma do oócito, e se essa
mensagem é destruída (injetando no oócito oligonucleotídeos antisense complemen-
tares para esse mRNA), a EP-caderina não é produzida e a adesão entre os blastôme-
ros é dramaticamente reduzida (Heasman et al., 1994). Isso resulta na obliteração da
blastocele (Figura 5.10).
Figura 5.8Figura 5.8Figura 5.8Figura 5.8Figura 5.8
Micrografias ao microscópioeletrônico da clivagem de um ovo de rã. (A) Primeira clivagem. (B)
Segunda clivagem (4 células). (C) Quarta clivagem (16 células), mostrando a discrepância de
tamanho entre as células animais e vegetais aparecendo após a terceira divisão. (A de Beams e
Kessel, 1976, cortesia dos autores; B e C cortesia de L. Biedler.)
Figura 5.9Figura 5.9Figura 5.9Figura 5.9Figura 5.9
Formação da blastocele num ovo de rã. (A)
Primeiro plano de clivagem mostrando uma
pequena fenda, que posteriormente se desen-
volve na blastocele. (B) embrião de oito célu-
las mostrando uma pequena blastocele (fle-
cha) na junção de três planos de clivagem. (de
Kalt, 1971, cortesia de M. R. Kalt.)
Sulco de
clivagem
Pregas
CAPÍTULO 5 Clivagem: Criando multicelularidade 175
(B)(A)
Clivagem holoblástica espiral
Clivagem espiral é característica de vermes anelídeos, platelmintos turbelários, ver-
mes nemertinos e todos os moluscos, exceto cefalópodos. Difere da clivagem radial
em muitas maneiras. Primeiro, os ovos não se dividem em paralelo ou em orientações
perpendiculares ao eixo animal-vegetal do ovo; de preferência, a clivagem se dá em
ângulos oblíquos, formando a disposição “espiral” de blastômeros filhos. Segundo, as
células se tocam entre si em mais lugares do que em embriões clivados radialmente.
Na realidade, elas assumem o empacotamento com a orientação termodinamicamente
mais estável, parecido com o de bolhas de sabão adjacentes (Figura 5.11). Terceiro,
embriões de clivagem espiral normalmente realizam menos divisões antes de começar
a gastrulação, tornando possível saber o destino de cada célula da blástula. Quando os
destinos das células individuais em embriões de anelídeos, platelmintos turbelários e
moluscos foram comparados, as mesmas células foram vistas no mesmo lugar e o seus
destinos, de uma maneira geral, foram idênticos (Wilson, 1898). As blástulas então
produzidas não têm blastocele e são chamadas de estereoblástulas.
As Figuras 5.12 e 5.13 retratam a clivagem de embriões de moluscos. As duas
primeiras clivagens são quase meridionais, produzindo quatro grandes macrômeros
(marcados A, B, C e D). Em muitas espécies, os blastômeros são de tamanhos diferen-
tes (D sendo o maior), uma característica que permite serem individualmente identifi-
cados. Em cada sucessiva clivagem, cada macrômero origina um pequeno micrômero
no seu pólo animal. Cada quarteto sucessivo de micrômeros é deslocado para a direita
ou para a esquerda de seu macrômero irmão, criando um relacionamento espiral ca-
racterístico da clivagem. Observando o embrião pelo pólo animal, as partes superiores
do eixo mitótico parecem alternar entre o sentido horário e o anti-horário. Isso faz
com que micrômeros alternados se formem obliquamente para a esquerda e para a
direita do seu macrômero. Na terceira clivagem, o macrômero A dará origem a duas
células filhas, macrômero 1A e micrômero 1a. As células B, C e D se comportam
similarmente, produzindo o primeiro quarteto de micrômeros. Na maioria das espéci-
es, os micrômeros estão à direita do seu macrômero (olhando para o pólo animal),
uma disposição indicando uma espiral dextra (oposta à sinistra). Na quarta clivagem,
Figura 5.10Figura 5.10Figura 5.10Figura 5.10Figura 5.10
Depleção de EP-caderina mRNA no oócito de Xenopus, resultando na perda de adesão entre os
blastômeros e na obliteração da blastocele. Oligonucleotídeos antisense complementares à men-
sagem da EP-caderina foram injetados no embrião unicelular, prevenindo a expressão da EP-
caderina. A blastocele é obliterada em embriões depletados de EP-caderina, mas (B) não pelos
controles. (de Heasman et al., 1994; fotografia, cortesia de J. Heasman.)
Figura 5.11Figura 5.11Figura 5.11Figura 5.11Figura 5.11
Diagrama mostrando o arranjo de quatro e oito
bolhas de sabão num prato ligeiramente côn-
cavo. O arranjo termodinâmico maximiza o
contato e é muito reminiscente daquele de em-
briões que se clivam em espiral. (Segundo
Morgan, 1927.)
176 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
(B) Vista lateral
(A) Vista do pólo animal
o macrômero 1A se divide para formar o macrômero 2A e o micrômero 2a; e o micrômero
1a se divide para formar mais dois micrômeros, 1a1 e 1a2. Mais clivagens irão produzir
blastômeros 3A e 3a a partir do macrômero 2A; e micrômeros, como por exemplo o 1a2,
se dividem para produzir células tais como as 1a21 e 1a22.
A orientação da clivagem plana para a esquerda ou para a direita é controlada por
fatores citoplasmáticos dentro do oócito. Isso foi descoberto analisando mutações da
espiral do caracol. Alguns caracóis têm sua espiral aberta à direita da concha, enquan-
to outros têm sua abertura para à esquerda. Normalmente, a rotação da espiral é a
mesma para todos os membros de uma determinada espécie. Todavia, ocasionalmen-
te, ainda são encontrados mutantes. Exemplificando, em espécies em que a espiral
abre para a direita, serão encontrados alguns indivíduos com a abertura espiral para a
esquerda. Crampton (1984) analisou os embriões desses caracóis aberrantes e obser-
vou que sua clivagem precoce difere da normal.
Figura 5.12Figura 5.12Figura 5.12Figura 5.12Figura 5.12
Clivagem em espiral do molusco Trochus vista
do pólo animal (A) e de um lado (B). Em B,
as células derivadas do blastômero A estão
coloridas. Os fusos mitóticos, esquematizados
nos estágios precoces, dividem as células de-
sigualmente e em ângulo aos eixos vertical e
horizontal.
Figura 5.13Figura 5.13Figura 5.13Figura 5.13Figura 5.13
Clivagem espiral do caracol Ilyanassa. O blas-
tômero D é maior que os outros, permitindo a
identificação de cada célula. A clivagem é dextra.
(A) estágio de 8 células. PB é o corpo polar.
(B) Metade da quarta clivagem; os macrômeros
já se dividiram em células grandes e pequenas
orientadas espiralmente. (de Craig e Morrill,
1986, cortesia dos autores.)
CAPÍTULO 5 Clivagem: Criando multicelularidade 177
(A) Enrolamento sinistrogiro
(B) Enrolamento dextrogiro
A orientação das células após a segunda clivagem estava diferente (Figura 5.14),
graças a uma orientação diferente do aparelho mitótico nos caracóis com enrolamento
sinistrogiro. Todas as subseqüentes divisões em embriões de espiral para a esquerda
são imagens espelhares daqueles embriões com espirais dextras. Na Figura 5.14, pode-
mos notar que a posição do blastômero 4d (o qual é muito importante, já que sua
progênie irá formar os órgãos mesodérmicos) é diferente nos dois tipos de espirais
dos embriões. Geralmente, os dois caracóis são formados com seus corpos em lados
diferentes da abertura da espiral.
A direção da abertura na espiral da concha do caracol é controlada por um único
par de genes (Sturtevant, 1923; Boycott et al., 1930). No caracol Limnaea peregra a
maioria dos indivíduos são espiralados para a direita. Raros mutantes, exibindo aber-
tura esquerda, foram encontrados e acasalados com caracóis tipo-selvagem. Esses
acasalamentos mostraram que existe um alelo D “dextrogiro” que é dominante em
relação ao alelo d “sinistrogiro”. No entanto, a direção da clivagem não é determinada
pelo genótipo do caracol em desenvolvimento, mas pelo genótipo da mãe do caramujo.
Caramujo fêmea do tipo dd pode produzir somente herdeiros de espiral sinistra, mes-
mo quando o genótipo dos herdeiros é Dd. Um indivíduo Dd irá se espiralar tanto
para a direita quanto para a esquerda dependendo do genoma de sua mãe. Esses cru-
zamentos produzem o seguinte quadro:
Figura 5.14Figura 5.14Figura 5.14Figura 5.14Figura 5.14
Olhando do pólo animal de caracóis enrolados para a direita e para a esquerda. A origem do
enrolamento para direita e para a esquerda do caracol pode ser reconhecida pela orientação do
fuso mitótico na segunda clivagem. Os caracóis sinistrogiros e dextrogiros se desenvolvem como
imagens espelhares uma da outra. (Segundo Morgan, 1927.)
178 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Os fatores genéticosenvolvidos no enrolamento do caracol são trazidos ao
embrião no citoplasma do oócito. É o genótipo do ovário, no qual o fenótipo se
desenvolve, que determina em que direção a clivagem vai ocorrer. Quando Freeman
e Lundelius (1982) injetaram no ovo de mães dd, uma pequena quantidade de cito-
plasma proveniente de caracóis com espirais dextras, os embriões resultantes apre-
sentaram espirais para a direita. Citoplasmas de caracóis com espiral esquerda não
afetaram os embriões com a espiral direita. Isso confirma a observação que mães do
tipo selvagem estavam colocando um fator em seus ovos que estava ausente ou
defeituoso nas mães dd. [cleave1.html]
Outra descoberta emocionante com relação a clivagem dos moluscos está na co-
municação entre os blastômeros. Nos moluscos de blastômeros de igual tamanho no
estágio de quatro células*, a determinação de que a célula que originará a célula pre-
cursora mesodérmica será alcançada entre a quinta e a sexta clivagem. Nessa altura, o
macrômero 3D se estende para dentro entrando em contato com os micrômeros do
pólo animal. Sem esse contato, a célula 4d produzida pelos macrômeros 3D não pro-
duz mesoderma (van den Biggelaar e Guerrier, 1979). Injetando corantes de baixo
peso molecular, de Laat e colegas (1980) demonstraram que na hora do contato (e
não antes), pequenas moléculas são capazes de difundirem-se entre os macrômeros
3D e os micrômeros centrais. Imagens ao microscópio eletrônico mostram que nesse
momento, aparecem junções de fenda na superfície dessas células.
*Não se preocupe, daremos no Capítulo 16 mais informações sobre embriões de moluscos com
blastômeros de tamanhos desiguais.
Adaptação pela modificação da clivagem embrionária
Informações adicionais Especulações&
tos são sedentários e as larvas que nadam
livremente seriam sempre carregadas cor-
renteza abaixo. Essas ostras, no entanto, re-
solveram esse problema efetuando duas mo-
dificações no seu desenvolvimento. A pri-
meira altera a clivagem embrionária. Na típi-
ca clivagem dos moluscos, ou todos os
macrômeros são iguais em tamanho, ou o
blastômero 2D é a maior célula no estágio
embrionário. No entanto, a divisão desse
Unio é tal que o blastômero 2d fica com a
maior parte do citoplasma (Figura 5.15). Essa
célula se divide para produzir a maior parte
das estruturas larvais, incluindo uma glân-
VOLUÇÃO é causada pela altera-
ção hereditária do desenvolvimen-
to embrionário. Às vezes, somos
dula capaz de produzir uma concha maciça.
Essas larvas (chamadas gloquídias) asse-
melham-se a pequenas armadilhas para
urso; possuem pêlos sensíveis que permi-
tem as válvulas da concha fecharem-se
abruptamente quando tocadas pelas guel-
E
capazes de identificar uma modificação da
embriogênese que impediu o organismo de
sobreviver diferentemente em ambientes
hostis. Uma dessas modificações, descober-
ta por Frank Lillie em 1898, é causada pela
alteração do padrão típico da clivagem es-
piral na família unionídeo das ostras.
Ao contrário da maioria das ostras, Unio
e seus aparentados vivem em locais de água
corrente. As correntes criam um problema
para a dispersão das larvas, porque os adul-
Figura 5.15Figura 5.15Figura 5.15Figura 5.15Figura 5.15 Formação de larvas de gloquídia
pela modificação da clivagem em espiral. Após
formação do embrião de 8 células (A), a dispo-
sição do fuso mitótico motiva a maioria do
citoplasma D penetrar no blastômero 2d (B).
Esse blastômero grande 2d se divide (C), para
finalmente originar a grande concha “armadi-
lha de urso” da larva (D). (Segundo Raff e
Kaufman, 1983.)
(B)(A) (C) (D)
CAPÍTULO 5 Clivagem: Criando multicelularidade 179
Pólo vegetal Pólo vegetal Vista do pólo vegetal
(A (B) (C) (D)
Ectoderma
Ectoderma
neural
Músculo Notocorda
Mesênquima
Endoderma
ras ou barbatanas dos peixes que por ali
estiverem passando. Elas “pegam uma ca-
rona” com o peixe até estarem prontas para
cair e, através de metamorfose, transformar-
se em moluscos adultos. Dessa maneira,
podem se espalhar correnteza acima.
Em algumas espécies, as gloquídias são
liberadas da bolsa de criação da fêmea e
meramente aguardam um peixe passar. Ou-
tras espécies, tal como a Lampsilis ventri-
cosa, aumentaram as chances de suas lar-
vas encontrarem um peixe realizando outra
modificação no seu desenvolvimento
(Welsh, 1969). Muitos moluscos desenvol-
vem um manto fino e saliente em volta da
concha circundando a bolsa de criação. Em
alguns unionídeos, a forma da bolsa de cri-
ação (marsúpio) e as ondulações do manto
imitam o comportamento e a forma de pe-
quenos peixes nadando. Para tornar a ilu-
são mais completa, desenvolveram uma
mancha preta em forma de olho (ocelo) de
um lado e uma nadadeira do outro. O “pei-
xe” visto na Figura 5.16 não é um peixe real,
mas sim a bolsa de criação e o manto abaixo
dela. Quando o peixe que estiver ao alcance
for atraído, o molusco despeja as gloquídias
da bolsa de criação. Dessa maneira, a modi-
ficação de padrões de comportamentos já
existentes permitiram moluscos unionídeos
sobreviver em ambientes hostis.
Clivagem Holoblástica BilateralClivagem Holoblástica BilateralClivagem Holoblástica BilateralClivagem Holoblástica BilateralClivagem Holoblástica Bilateral
Clivagem holoblástica bilateral é encontrada primariamente nos ascídios (tunicados).
A Figura 5.17 mostra a clivagem padrão de um tunicado, Styela partita. O fenômeno
mais admirável nesse tipo de clivagem é que o primeiro plano de clivagem estabelece
o único plano de simetria no embrião, separando o embrião do que será o seu futuro
lado direito e esquerdo. Cada divisão sucessiva orienta-se em relação a esse plano de
simetria, e o meio embrião formado de um lado da primeira clivagem é a imagem espelhar
do meio embrião do outro lado. A segunda clivagem é meridional, como a primeira
divisão; mas ao contrário da primeira divisão, não passa através do centro do ovo. Em
vez disso, ela cria duas grandes células anteriores (blastômeros A e D) e duas peque-
nas células posteriores (blastômeros B e C). Cada lado tem agora um blastômero
grande e um pequeno. Durante as três próximas divisões, as diferenças no tamanho e
na forma destacam a simetria bilateral desses embriões. No estágio de 32 células, uma
pequena blastocele se forma e começa a gastrulação.
Como foi mencionado no capítulo 4, certos tunicados (incluindo S. partita) con-
têm regiões citoplasmáticas coloridas. Durante a clivagem, essas se tornam fracionadas
em células diferentes. Além do mais, o tipo de citoplasma que a célula recebe determi-
na seu destino. Células recebendo citoplasmas claros se tornam ectoderma; aquelas
contendo citoplasma amarelo se transformam em células mesodérmicas; as células
Figura 5.16Figura 5.16Figura 5.16Figura 5.16Figura 5.16
Simetria bilateral em um ovo de tunicado.
(A) Ovo não-clivado, mostrando os desti-
nos das várias regiões citoplasmáticas. (B)
embrião de oito células, mostrando os blas-
tômeros e os destinos das várias células.
Pode ser visualizado como duas metades de
4 células; daqui em diante, cada divisão no
lado direito do embrião tem uma divisão
espelhar do lado esquerdo. (C, D) Vistas de
embriões mais tardios do pólo vegetal. (As
regiões do citoplasma destinadas a formar
determinados órgãos estão marcadas em A e
são codificadas por cor em todo o diagra-
ma.) (Segundo Balinsky, 1981.)
Figura 5.16 Figura 5.16 Figura 5.16 Figura 5.16 Figura 5.16 Peixe falso sobre o molusco
unionídeo lampsilis ventricosa. O “peixe” é,
na verdade, a bolsa da cria e o manto do
molusco. (Fotografia, cortesia de J. H. Welsh.)
180 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Estágio precoce
da implantação
Estágio de 2 células Zona pelúcida
Útero
 Primeira clivagem
Mórula
Oviduto
Blastocisto
Ovário
Fertilização
Ovulação
que incorporam inclusões ardósia se tornam endoderma e ascélulas cinza claro, o
tubo neural e a notocorda. Esses plasmas coloridos estão localizados bilateralmente
em volta do plano de simetria e, assim, eles serão divididos pelo sulco da primeira
clivagem em metades direita e esquerda do embrião. A segunda clivagem motiva o
provável mesoderma se posicionar nas duas células posteriores, enquanto o provável
tubo neural e cordomesoderma serão formados pelas duas células anteriores. Mais
adiante, a terceira divisão irá repartir essas regiões citoplasmáticas, de modo que as
células formadoras do mesoderma são confinadas aos dois blastômeros vegetais pos-
teriores, e as células do cordomesoderma são restritas as duas células vegetais anteri-
ores. O destino de cada célula do embrião precoce de Styela tem sido acompanhado e
será discutido em detalhe no Capítulo 13.
Clivagem holoblástica rotacional
Não é surpresa alguma que o estudo da clivagem em mamíferos tenha-se tornado um
desafio. Os ovos de mamíferos estão entre os menores do reino animal, tornando
difícil seu manuseio experimental. O zigoto humano, por exemplo, tem somente 100
µm de diâmetro, praticamente invisível, sendo seu volume menor de um milésimo do
ovo de Xenopus. Também, zigotos de mamíferos não são produzidos em números
comparáveis aos embriões do ouriço-do-mar ou de rãs. Normalmente, menos de 10
ovos são ovulados por uma fêmea em um determinado tempo, tornando difícil a ob-
tenção de material para estudos bioquímicos. E como uma barreira final, o desenvol-
vimento dos embriões dos mamíferos se completa dentro de outro organismo ao invés
de um ambiente externo. Só recentemente foi possível a duplicação de algumas dessas
condições internas e observar o desenvolvimento in vitro.
Com todas essas dificuldades, valeu a pena esperar o conhecimento da clivagem
de mamíferos, já que a clivagem nos mamíferos é completamente diferente de ou-
tros padrões de divisão celular embrionária. O oócito dos mamíferos é liberado pelo
ovário e varrido pelas fímbrias até o oviduto (Figura 5.18). A fertilização ocorre na
ampola do oviduto, região próxima ao ovário. A meiose é então completada, e a
primeira clivagem começa um dia depois. A clivagem nos mamíferos está entre as
mais lentas do reino animal – de 12 a 24 horas de separação. Enquanto isso, os cílios
no oviduto empurram o embrião em direção ao útero; a primeira clivagem ocorre
durante essa jornada.
Existem várias características da clivagem dos mamíferos que as distinguem de
outros tipos de clivagem. A primeira é relativa a lentidão das divisões. A segunda
diferença fundamental é a singular orientação dos blastômeros dos mamíferos um em
relação ao outro. A primeira clivagem é uma divisão meridional normal; no entanto, na
Figura 5.18Figura 5.18Figura 5.18Figura 5.18Figura 5.18
Desenvolvimento de um embrião humano des-
de a fertilização até a implantação. A compac-
tação em embriões humanos ocorre no dia 4,
quando ele está no estágio de 10 células. O ovo
“eclode” da zona quando alcança o útero, e é
provável que a zona evite a adesão das células
em clivagem de se colarem ao oviduto, em lu-
gar de viajar para o útero. (Segundo Tuchmann-
Duplessis et al., 1972.)
CAPÍTULO 5 Clivagem: Criando multicelularidade 181
(A) (B) (C )
(D) (E) (F)
(B) MAMÍFERO
(Coelho)
Plano de
clivagem II
Plano de
clivagem I Plano de
clivagem IIA
Plano de
clivagem I
Plano de
clivagem IIB
(A) EQUINODERMO
(Ouriço-do-mar)
segunda clivagem um dos dois blastômeros se divide meridionalmente e o outro se
divide equatorialmente (Figura 5.19). Esse tipo de clivagem é chamada de clivagem
rotacional (Gulyas, 1975).
A terceira principal diferença entre a clivagem nos mamíferos e a da maioria dos
outros embriões é marcada pela falta de sincronização das divisões precoces. Os
blastômeros de mamíferos não se dividem ao mesmo tempo. Dessa maneira, embriões
de mamíferos não aumentam por igual do estágio de 2 para 4 e para 8 células, mas
freqüentemente contêm números ímpares de células. Também, diferente dos outros
genomas animais, o genoma mamífero é ativado durante a clivagem precoce, sendo o
responsável pela produção de proteína necessária para a clivagem. No camundongo e
na cabra, a mudança do controle maternal para o zigótico ocorre no estágio de duas
células (Piko e Clegg, 1982; Prather 1989). [cleave2.html]
CompactaçãoCompactaçãoCompactaçãoCompactaçãoCompactação
Talvez a diferença mais crucial entre a clivagem de mamífero e todos os outros tipos
envolva o fenômeno da compactação. Como mostra a Figura 5.20, blastômeros mamí-
feros, atravessando o estágio de 8 células, formam um arranjo solto com espaço sufi-
ciente entre eles. Seguindo a terceira clivagem, no entanto, os blastômeros passam
Figura 5.19Figura 5.19Figura 5.19Figura 5.19Figura 5.19
Comparação da clivagem precoce (A) em
equinodermos (clivagem radial) e (B) em mamí-
feros (clivagem rotacional). Nematóides também
têm uma forma rotacional de clivagem, porém,
não formam a estrutura blastocística caracterís-
tica dos mamíferos. Detalhes sobre a clivagem
dos nematóides serão fornecidos no Capítulo 13.
(Segundo Gulyas, 1975.)
Figura 5.20Figura 5.20Figura 5.20Figura 5.20Figura 5.20
Clivagem de um único embrião de camundon-
go in vitro. (A) estágio de 2 células. (B) estágio
de 4 células. (C) início do estágio de 8 células.
(D) Estágio de 8 células compactado. (E)
Mórula. (F) Blastocisto. (de Mulnard, 1967,
cortesia de J. G. Mulnard.)
182 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
(A) (B)
por uma mudança espetacular em seu comportamento. De repente, se amontoam,
maximizando seu contato com outros blastômeros, formando uma bola compacta de
células (Figuras 5.20C,D e 5.21). Esse pacote é estabilizado por junções apertadas
que se formam entre as células, selando o interior da esfera (Figura 5.22). As células
no interior da esfera formam junções com espaços, desse modo, permitindo pequenas
moléculas e íons passarem entre elas.
As células do embrião compactado se dividem para produzir uma mórula de 16
células. Essa mórula consiste de um pequeno grupo de células internas rodeadas por
um grupo maior de células externas (Barlow et al.,1972). A maior parte dos descen-
dentes das células externas se tornam células do trofoblasto (trofectoderma). Esse
grupo de células não produz estruturas embrionárias. Ao invés disso, formam o tecido
do cório, a parte embrionária da placenta. O cório permite ao feto conseguir oxigênio
e nutrientes da mãe. Também secreta hormônios para que o útero da mãe retenha o
feto e produza reguladores de resposta imune, fazendo com que a mãe não rejeite o
embrião como faria com um órgão transplantado. No entanto, células do trofoblasto
não são capazes de produzir células do próprio embrião. Elas são necessárias para
implantar células do embrião na parede uterina (Figura 5.23).
O embrião do camundongo é derivado dos descendentes das células internas do
estágio de 16 células, suplementada por células divididas do trofoblasto durante a
transição para o estágio de 32 células (Pedersen et al., 1986; Fleming, 1987). Essas
células geram a massa celular interna que dará origem ao embrião, acompanhada da
bolsa com vitelo, alantóide e âmnio. Essas células não aparentam ser somente diferen-
tes das células do trofoblasto, mas também sintetizam proteínas diferentes nesse está-
gio do desenvolvimento precoce. Durante o estágio de 64 células, a massa celular
interna (aproximadamente 13 células) e as células do trofoblasto se tornam camadas
de células separadas, nenhuma delas contribuindo para células do outro grupo (Dyce
et al., 1987; Fleming, 1987). Dessa forma, a distinção entre os blastômeros do trofo-
blasto e da massa celular interna representa o primeiro evento diferenciado no desen-
volvimento dos mamíferos.
Inicialmente, a mórula não tem uma cavidade interna. No entanto, durante um
processo chamado cavitação, a célula do trofoblasto secreta um fluido paradentro da
mórula para criar a blastocele. A massa celular interna fica posicionada de um lado do
anel de células do trofoblasto (veja Figuras 5.20, 5.22 e 5.23). Essa estrutura é chamada
blastocisto e é outro marco da clivagem de mamíferos.
Figura 5.21Figura 5.21Figura 5.21Figura 5.21Figura 5.21
Micrografia ao microscópio eletrônico de embriões de camundongos de 8 células. (A) não-
compactados e (B) compactados. (Cortesia de C. Ziomek.)
CAPÍTULO 5 Clivagem: Criando multicelularidade 183
Figura 5.22Figura 5.22Figura 5.22Figura 5.22Figura 5.22
Compactação e formação do blastocisto de
camundongo. (A,B) embrião de 8 células, (C)
mórula de 16 células, (D) blastocisto de 32
células. O lado esquerdo representa o organis-
mo inteiro ou sua visão em corte. O lado direi-
to detalha as mudanças associadas com o ama-
durecimento do trofoblasto. (Figuras à direita
segundo Fleming, 1992.)
Proteínas da membrana Microtúbulos e actina Mitocôndrias
apical citoplasmática
(A) Estágio precoce de 8 células: não-polar, porém com efeitos de contato local
(B) Compacto de 8 células: polar, correntes iônicas.
Basolateral: adesão de E-caderina; junções de fendas, ZO-1. Microtúbulos acetilados.
Apical: microvilosidades, actina cortical, endossomos, actina citoplasmática, microtúbulos
Apical
Junções apertadas
Lateral
Basal
(C) 16 células:
Adesão basolateral intensificada, laminina, cingulina, mitocôndria, vesículas lipídicas.
Basal: lisossomos, Golgi
Junções apertadas
entre células exteriores
Junções de fendas
entre células interiores
(D) 32 células: transporte vetorial de fluido.
Basolateral: desmossomos. Basal: Na+, K+ - ATPase. Apical: transportadores e canais
Microvilosidades
Massa celular
interna (ICM)
Blastocele
Trofoblasto
E-caderinaDesmossomos Desmossomos Junções apertadas (ZO-1)
Direção da corrente iônica Lisossomos secundários (ZO-1) + cingulina
Na+, K+ - ATPase Golgi Actina cortical
Junções de fendas Filamentos de Microvilosidades
 citoqueratina
184 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
(A) (B)
A Superfície da Célula e o Mecanismo de Compactação
Informações adicionais Especulações&
OMPACTAÇÃO CRIA AS cir-
cunstâncias que trazem á tona a pri-
meira diferenciação no desenvolvi-
bém conhecida como uvomorulina), uma
glicoproteína adesiva de 120-kDa, sinteti-
zada no estágio de 2 células é distribuída
uniformemente por toda a membrana celu-
lar. No entanto, com a ocorrência da
compactação, a E-caderina se torna restrita
aqueles sítios da membrana celular que es-
tão em contato com os blastômeros adjacen-
tes. Anticorpos para essa molécula causam
a descompactação da mórula (Figura 5.25;
Peyrieras et al., 1983; Johnson et al., 1986).
A porção de carboidrato dessa glicoproteí-
na pode ser essencial para o seu funciona-
mento, sendo a tunicamicina (droga que ini-
be a glicosilação das proteínas) também é
capaz de prevenir a compactação.
Experimentos recentes mostraram que
a via do fosfatidilinositol também pode ser
importante para inicializar a compactação.
Se embriões de 4 células de camundongo
forem colocados em um meio contendo dro-
gas que ativam a proteína quinase C, ocorre
compactação prematura. Similarmente
diacilglicerídeos podem momentaneamen-
te provocar a compactação de embriões de
4 células. Quando isso ocorre, a E-caderina
acumula-se especificamente nas junções
entre os blastômeros (Winkel et al., 1990).
Esses resultados sugerem que a ativação da
proteína quinase C pode iniciar a compac-
tação mudando a localização da E-caderina.
E finalmente, a membrana celular pode
também ser modificada durante a compac-
tação, por meio de reorganização do citoes-
queleto. As microvilosidades, extendidas
C
mento de mamíferos: a separação do trofo-
blasto da massa celular interna. Como isso é
feito? Existe uma crescente evidência que a
compactação é realizada por intermédio de
eventos que ocorrem na superfície das célu-
las dos blastômeros adjacentes. No primeiro
estágio da compactação, cada um dos oito
blastômeros interage com os seus vizinhos
para sofrer polarização da membrana.
Componentes diferentes da superfície das cé-
lulas migram para regiões diferentes da cé-
lula (veja Figura 5.22; Ziomek e Johnson,
1980). Isso pode ser observado, marcando
certas moléculas da superfície celular com
corantes fluorescentes. Uma dessas marca-
ções, que reconhece a classe das glicoprote-
ínas, mostra que no estágio de 4 células, es-
sas glicoproteínas são aleatoriamente distri-
buídas por toda a membrana (Figura 5.24A).
No entanto, na metade do estágio de 8 célu-
las, essas moléculas são encontradas predo-
minantemente nos pólos mais distantes do
centro do agregado (Figura 5.24B). A pola-
rização da membrana é influenciada por in-
terações célula a célula porque acontece so-
mente quando a célula está em contato, no
mínimo, com um outro blastômero. Se um
blastômero for separado do resto do embrião
perde sua polarização.
Proteínas específicas da superfície ce-
lular cumprem o seu papel na compactação.
Uma dessas moléculas, E-caderina (tam-
Figura 5.23Figura 5.23Figura 5.23Figura 5.23Figura 5.23
Implantação de blastocistos de mamíferos
no útero. (A) Blastocistos de camundongo
entrando no útero. (B) Implantação inicial
do blastocisto no útero de um macaco
Rhesus. (A de Rugh, 1967; B cortesia da
Carnegie Institution of Washington, Chester
Reather, fotógrafo.)
Figura 5.24Figura 5.24Figura 5.24Figura 5.24Figura 5.24 Polarização de componentes
da membrana em blastômeros de camundongo
durante o estágio de 8 células. (A) Distribui-
ção homogênea, não-polar, de componentes
da membrana marcados com concanavalina A
fluorescente no estágio de 4 células. (B) Dis-
tribuição heterogênea, polar, desses compo-
nentes no estágio de 8 células. (A de Fleming
et al., 1986; B de Levy et al., 1986. Fotografi-
as cortesia dos autores.)
(A)
(B)
CAPÍTULO 5 Clivagem: Criando multicelularidade 185
por actino-filamentos, aparecem na superfí-
cie de células adjacentes, unindo uma célu-
la à outra. Essas microvilosidades podem
ser os sítios onde a E-caderina está funcio-
nando para mediar adesão intercelular. O
achatamento dos blastômeros um contra o
outro pode, portanto, ter acontecido em vir-
tude do encolhimento do blastômero atra-
vés da despolimerização da actina (Pratt et
al., 1982; Sutherland e Calarco-Gillam, 1983).
Dessa maneira, existem evidências cres-
centes de que a compactação é causada
por mudanças na arquitetura da superfície
celular dos blastômeros. No entanto, não
está totalmente certo como esses eventos
se relacionam um com o outro, ou como
são coordenados e integrados na cadeia
de eventos que causa a compactação.
Formação da massa celular internaFormação da massa celular internaFormação da massa celular internaFormação da massa celular internaFormação da massa celular interna
O processo crucial para o precoce desenvolvimento dos mamíferos é a criação da
massa celular interna distinta do trofoblasto. Como a célula é direcionada para um ou
outro desses caminhos? Como a célula é informada que dará origem a uma porção do
mamífero adulto ou que dará origem a um singular tecido de sustentação que será
descartado no nascimento? As observações de embriões vivos sugerem que essa im-
portante decisão está meramente no fato de a célula estar no lugar certo na hora certa.
Até o estágio de 8 células, não existem diferenças óbvias na bioquímica, morfologia
ou potência de qualquer um dos blastômeros. No entanto, a compactação forma célu-
las internas ou externas com propriedades muito diferentes. Marcando os vários blas-
tômeros, muitos investigadores descobriram que as célulasque estavam do lado de
fora formariam o trofoblasto, enquanto que as células do lado de dentro formariam o
embrião (Tarkowski e Wróblewska,1967; Sutherland et al.,1990).*Hillman e colegas
(1972) mostraram que quando cada blastômero de um embrião de camundongo de 4
células é colocado na superfície externa de uma massa de blastômeros agregados, as
células externas transplantadas somente darão origem ao tecido trofoblasto. Portanto,
a opção da célula transformar-se em trofoblasto ou embrião depende se essa célula era
externa ou interna após a compactação.
FFFFFuga da Zona Puga da Zona Puga da Zona Puga da Zona Puga da Zona Pelúcidaelúcidaelúcidaelúcidaelúcida
Enquanto o embrião está se movendo através do oviduto, rumo ao útero, o blastocis-
to se expande dentro da zona pelúcida (a matriz extracelular do óvulo foi essencial
para a ligação do espermatozóide durante a fertilização). As membranas celulares das
células trofectodérmicas contêm uma bomba para o sódio (a Na+/K+-ATPase) de fren-
te para a blastocele; as proteínas bombeiam sódio para a cavidade central. Essa acu-
mulação de íons de sódio permite que a água entre por osmose, dessa maneira, dila-
tando a blastocele (veja Figura 5.22; Borland, 1977; Wiley, 1984). Durante esse perío-
do, é essencial que a zona pelúcida previna o blastocisto de aderir às paredes do
oviduto. Quando tal aderência acontece em humanos, é chamada de ectópica ou
Figura 5.25Figura 5.25Figura 5.25Figura 5.25Figura 5.25
Prevenção da compactação por anti-soro contra a glicoproteína da superfície celular, E-caderina,
promotora da adesão. (A) Compactação normal ocorrendo em ausência do anti-soro. (B) Proli-
feração sem compactação ocorrendo na presença de anticorpos contra a E-caderina. (Fotografias
cortesia de C. Ziomek.)
* As células internas mostraram virem mais freqüentemente da primeira célula a se dividir no estágio
de 2 células. Essa célula normalmente produz o primeiro par de blastômeros a alcançar o estágio de 8
células, e essas células se dividem de tal modo que elas estão soltas dentro dos blastômeros agregados
(Graham e Kelly, 1977).
(A) (B)
186 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
gravidez tubária. Essa condição é especialmente grave, porque a implantação do
embrião no oviduto pode causar uma hemorragia com perigo de morte. Quando o
embrião alcança o útero, no entanto, ele deve “livrar-se” da zona pelúcida para que
possa aderir à parede uterina.
O blastocisto do camundongo se livra da zona pelúcida perfurando um pequeno
buraco e se espremendo através dele enquanto se expande (Figura 5.26). Uma protease
semelhante à tripsina, a estripsina, localizada na membrana celular lisa a matriz fibrilar
da zona pelúcida (Perona e Wassarman, 1986; Yamazaki e Kato, 1989). Uma vez fora,
o blastocisto pode fazer contato direto com o útero. O epitélio uterino “agarra” o
blastocisto em uma matriz extracelular contendo colágeno, laminina, fibronectina, ácido
hialurônico e receptores heparan sulfato. As células do trofoblasto contêm os elemen-
tos que irão se juntar ao colágeno uterino, fibronectina e laminina; eles sintetizam o
proteoglicano heparan sulfato dramaticamente no momento anterior à implantação
(veja Carson etal., 1983). Uma vez na célula epitelial uterina, o trofoblasto secreta
outro conjunto de proteases, incluindo colagenase, estromelisina e ativador de
plasminogênio. Essas enzimas digestoras de proteínas digerem a matriz extracelular
do tecido uterino, impedindo o blastocisto de cobrir a si mesmo com a parede uterina
(Strikland et al., 1976; Brenner et al.,1989).
Figure 5.26Figure 5.26Figure 5.26Figure 5.26Figure 5.26
Blastocisto de camundongo eclodindo da zona
pelúcida. (Fotografia de Mark et al., 1985, cor-
tesia de E. Lacy.)
Gêmeos e células embrionárias precursoras
Informações adicionais Especulações&
S CÉLULAS PRECOCES do em-
brião podem substituir uma à
outra e compensar uma célula
Gêmeos humanos são classificados
em dois grandes grupos: gêmeos mono-
zigóticos (um ovo ou idênticos) e gême-
os dizigóticos (dois ovos ou fraternos).
Gêmeos fraternos são o resultado de dois
eventos separados de fertilização, ao pas-
so que, gêmeos idênticos são formados
de um único embrião cujas células, de al-
guma forma, dissociam uma da outra. Gê-
meos idênticos são provavelmente pro-
duzidos pela separação de blastômeros
precoces ou mesmo pela separação da
massa celular interna em duas regiões no
mesmo blastocisto. [cleave3.html]
Casos de gêmeos idênticos ocorrem em
aproximadamente 25% dos nascimentos
humanos. Cerca de 33 % dos gêmeos idên-
ticos têm dois córios completos e separa-
dos, indicando que a separação ocorreu
antes da formação do tecido trofoblasto,
no quinto dia (Figura 5.27A). O restante
dos gêmeos idênticos compartilham do
mesmo cório, sugerindo que a separação
ocorreu dentro da massa celular interna,
após a formação do trofoblasto. No nono
dia, o embrião humano já completou a cons-
trução de uma outra camada extra-embrio-
nária, o âmnio. Esse tecido forma a bolsa
amniótica (ou bolsa de água), envolvendo
o embrião com fluido amniótico, protegen-
do-o da dessecação e movimentos brus-
cos (veja Capítulo 6). Se a separação do
embrião acontecesse após a formação do
cório, no quinto dia, mas antes da forma-
ção do âmnio, no nono dia, os embriões
resultantes deveriam ter um cório e dois
âmnios (Figura 5.27B). Isso acontece em
aproximadamente dois terços dos casos de
gêmeos humanos idênticos. Uma pequena
porcentagem de gêmeos idênticos nascem
com um único cório e âmnio (Figura 5.27C).
Isso significa que a divisão do embrião
aconteceu após o nono dia, e tais recém-
nascidos correm o risco de serem gêmeos
ligados (“Siameses”). [cleave4.html]
A habilidade de produzir um embrião
completo, a partir de células que normal-
mente iriam produzir somente uma porção, é
chamada de regulação e é discutida no
Capítulo 15. Regulação é também vista na
habilidade que dois ou mais embriões pre-
coces têm para formar um camundongo qui-
mérico ao invés de gêmeos, trigêmeos ou
um monstro de múltiplas cabeças. Camun-
A
ausente. Isso foi primeiramente demons-
trado em 1952, quando Seidel destruiu
uma célula de um embrião de coelho e
demonstrou que a célula remanescente
poderia produzir o embrião por inteiro.
Uma vez que a massa celular interna
(ICM) se separou do trofoblasto, as cé-
lulas da ICM constituem um “grupo de
equivalência” onde cada célula da ICM
tem a mesma potência (nesse caso, cada
célula pode originar todos os tipos de
células do embrião, menos o trofoblas-
to), e seus respectivos destinos serão
determinados por interações entre os
seus descendentes. Gardiner e Rossant
(1976) também mostraram que se as célu-
las da massa celular interna (mas não cé-
lulas do trofoblasto) são injetadas no
blastocisto, também contribuem para um
novo embrião. Já que seus blastômeros
podem gerar qualquer tipo de célula no
corpo, a massa celular interna tem sido
referida, às vezes, como pluriblasto
(Johnson e Selwood, 1996).
CAPÍTULO 5 Clivagem: Criando multicelularidade 187
Embrião Saco vitelínico 2 Córios
Âmnio
(A)
Massa celular interna
2 Âmnios
1 Cório
(B)
2 Âmnios
1 Cório
Embrião
bicelular
Blastocele
(C)
1 Âmnio
Cório
dongos quiméricos são o resultado de duas
ou mais clivagens precoces (normalmente
4- ou 8-células) de embriões que foram agre-
gados artificialmente para formar um embrião
composto. Como é mostrado na Figura
5.28A, as zonas pelúcidas de dois embriões
geneticamente diferentes são removidas e
os embriões são unidos para formar um
blastocisto em comum. Esses blastocistos
preparados são implantados no útero da mãe
adotiva. Quando nascem, os descendentes
quiméricos têm algumas células de cada em-
brião. Isso é prontamente observado quan-
do os blastômeros agregados vêm de uma
linhagem que difere na cor da pelugem.
Quando blastômeros de linhagempreta e
branca são agregados o resultado é normal-
mente um camundongo malhado (Figura
5.28B). Existe até evidência que embriões
humanos podem formar quimeras (de la
Chappelle et al.,1974; Mayr et al.,1979). Es-
ses indivíduos têm dois tipos de células di-
ferentes (XX e XY) dentro do mesmo cor-
po, cada uma com o seu conjunto de carac-
terísticas genéticas. A explicação mais sim-
ples para tal fenômeno é que esses indiví-
duos resultaram da agregação de dois em-
briões, um macho e outro fêmea, que esta-
vam se desenvolvendo ao mesmo tempo.
Se essa explicação estiver correta, então dois
gêmeos fraternos se fundem para criar um
único indivíduo composto.
Markert e Petters (1978) mostraram que
embriões precoces de 8-células podem se
unir para formar uma mórula compactada
comum (Figura 5.29) e que o camundon-
go resultante pode ter a cor da pelugem
de três linhagens diferentes (prancha 21).
Além disso, eles mostraram que cada um
dos três embriões deram origem a precur-
sores dos gametas. Quando um quiméri-
co (preto/marrom/branco) fêmea de ca-
mundongo acasalava com um macho de
pelugem de cor branca (recessivo), a ni-
nhada era um de cada cor.
De acordo com nossas observações
sobre formação de gêmeos e camundon-
gos quiméricos, cada blastômero da mas-
sa celular interna deve ser capaz de pro-
duzir qualquer célula do corpo. Essa hi-
pótese tem sido confirmada, e terá impor-
tantes conseqüências no estudo do de-
senvolvimento dos mamíferos.
Quando as massas celulares internas
são isoladas e crescem sob certas condi-
ções, permanecem indiferentes e continu-
am a se dividir em cultura (Evans e Kaufman,
Figura 5.27Figura 5.27Figura 5.27Figura 5.27Figura 5.27
Diagrama mostrando a relação entre a formação de gêmeos monozigóticos humanos e as mem-
branas extra-embrionárias. (A) A cisão ocorre antes da formação da trofectoderma, de modo que
cada gêmeo tem o seu próprio cório e âmnio. (B) A cisão ocorre após a formação da trofectoderma,
porém, antes da formação do âmnio, resultando em gêmeos que têm sacos amnióticos individu-
ais, porém, compartilhando um cório. (C) Cisão após a formação do âmnio conduz a gêmeos em
um saco amniótico, e um único cório. (Segundo Langman, 1981.)
188 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
(A)
(B)
 Pronase Zona
pelúcida
Blastômeros
Blastocisto
Blastocistos implantados
na mãe de criação
(A)
(B)
(C )
1981; Martin, 1981). Essas células são cha-
madas de células-tronco embrionárias (cé-
lulas ES). Como foi mostrado no capítulo
2, essas células podem ser alteradas na pla-
ca de Petri. Genes clonados podem ser in-
seridos dentro de seu núcleo, ou genes
existentes podem ser mutados. Quando
essas células ES são injetadas nos
blastocistos de um outro gene de camun-
dongo, elas podem integrar a sua massa
celular interna hospedeira. O embrião re-
sultante tem células vindas de ambos teci-
dos, hospedeiro e doador. Essa técnica se
tornou extremamente importante para de-
terminar a função dos genes durante o de-
senvolvimento de mamífero.
Figura 5.28Figura 5.28Figura 5.28Figura 5.28Figura 5.28
Produção de camundongos quiméricos. (A)
Procedimento experimental para a produção
de camundongos quiméricos. Embriões de ca-
mundongos geneticamente distintos (aqui
aqueles com diferentes cores do pêlo) no iní-
cio do estágio de 8 células são isolados dos
ovidutos dos camundongos e reunidos após
remoção de suas zonas pelúcidas por ação de
enzimas proteolíticas. As células formam um
blastocisto composto, que é implantado no
útero de uma mãe de criação. (B) Um camun-
dongo adulto quimérico mostrando contribui-
ções dos embriões pigmentados (pretos) e
não-pigmentados (brancos). (Fotografia cor-
tesia de B. Mintz.)
Figura 5.29Figura 5.29Figura 5.29Figura 5.29Figura 5.29
Agregação e compactação de três embriões de ca-
mundongo, no estágio de 8 células, para formar um
única mórula compactada. Células de três diferen-
tes embriões (A) são agregadas para formar uma
mórula (B) que sofre compactação para formar um
blastocisto único (C). O camundongo quimérico re-
sultante é mostrado na Prancha 21. (de Markert e
Petters, 1978, cortesia de C. Markert.)
Clivagem Meroblástica
Como já foi mencionado anteriormente, concentrações de vitelo cumprem um papel
importante na clivagem celular. Em parte alguma isso está tão aparente como nos tipos
de clivagem meroblástica. Aqui, as grandes concentrações de vitelo proíbem a clivagem
no seu todo, exceto em uma pequena porção do citoplasma do ovo. Na clivagem
CAPÍTULO 5 Clivagem: Criando multicelularidade 189
Sulcos de clivagem
Blastoderma
discoidal, a divisão celular é limitada a um pequeno disco de citoplasma sem vitelo no
topo de um monte formado por vitelo. Na clivagem superficial, o vitelo centralizado
permite a clivagem somente na borda periférica do ovo.
Clivagem discoidalClivagem discoidalClivagem discoidalClivagem discoidalClivagem discoidal
Clivagem discoidal é uma característica de aves, peixes e répteis.
AVES. A Figura 5.30 mostra a clivagem de um ovo de ave. A massa do oócito é
tomada pelo vitelo, permitindo que a clivagem ocorra somente no blastodisco, uma
região de citoplasma ativo de aproximadamente 2-3mm de diâmetro no pólo animal
do ovo. Porque essas clivagens não se estendem para o vitelo citoplasmático, as
células da clivagem precoce são, na realidade, contínuas nas suas bases. O primeiro
sulco de clivagem aparece centralizado no blastodisco, e outras clivagens se seguem
para criar um blastoderma de camada única. Num primeiro instante, essa camada
celular está incompleta, já que as células permanecem contínuas ao vitelo subjacente.
Daí por diante, clivagens equatoriais e verticais dividem o blastoderma em um teci-
do de cinco a seis camadas celulares. Essas células permanecem ligadas com jun-
ções apertadas (Bellairs et al.,1975; Eyal-Giladi, 1991). Entre o blastoderma e o
vitelo existe um espaço chamado cavidade subgerminal, criado quando uma célula
blastodérmica absorve fluido da albumina (“branco do ovo”) e secreta-o entre si e o
vitelo (New, 1956). Nesse estágio, as células mais profundas do centro do blastoderma
são descartadas para criar uma zona pelúcida unicelular (as células descartadas
parecem morrer). O anel periférico das células blastodérmicas que não são descarta-
das constituem a zona opaca.
Quando uma galinha se considera pronta para botar um ovo, o blastoderma já
contém 60.000 células. Algumas dessas células são delaminadas em cavidades
subgerminais para formar uma segunda camada (Figura 5.31). Dessa maneira, logo
após a galinha ter botado o ovo, esse contém duas camadas de células: a superior
epiblasto e a inferior hipoblasto. Entre elas está a blastocele. Detalharemos a forma-
ção do hipoblasto no próximo capítulo.
PEIXES. Nos últimos anos, o peixe zebra, Danio rerio, se tornou o organismo favo-
rito para quem deseja estudar o desenvolvimento dos vertebrados. Esses peixes têm
grandes crias, procriam o ano inteiro, são facilmente mantidos, têm embrião transpa-
rente que se desenvolve fora da mãe (uma característica importante para a microscopia),
e pode ser criado para que mutantes possam ser protegidos e propagados. Ademais,
eles se desenvolvem rapidamente, para que 24 horas após a fertilização, o embrião já
tenha formado a maior parte de seus tecidos e órgãos primordiais, apresentando como
característica a forma semelhante ao girino (veja Granato e Nüsslein-Volhard, 1996;
Langeland e Kimmel, 1997).
Os ovos de peixes com muito vitelo desenvolvem-se similarmente aos das aves,
com a divisão celular ocorrendo somente no blastodisco do pólo animal. Observa-
ções da clivagem de ovos de peixe através de micrografia ao microscópio eletrônico
Figura 5.30Figura 5.30Figura 5.30Figura 5.30Figura 5.30
Clivagem discoidal em um ovo de galinha,
vista do pólo animal. Os sulcos de clivagem
não penetram no vitelo, e é produzido um
blastodermaformado por uma única camada
de células.
Figura 5.31Figura 5.31Figura 5.31Figura 5.31Figura 5.31
Formação de um embrião do pinto com duas
camadas. Essa seção sagital próxima à margem
posterior, mostra uma camada superior con-
sistindo de um epiblasto central que irá entrar
nas células da foice de Koller (ks) e na zona
marginal posterior (mz). Certas células do epi-
blasto caem (delaminam) da camada superior
para formar ilhas de polinvaginação (pi) com 5
a 20 células cada. Essas células serão acresci-
das por aquelas células hipoblásticas (hyp)
que migraram anteriormente da foice de Koller
para formar a camada inferior (hipoblástica).
(Sc é a cavidade subgerminal; gwm é a margem
da parede germinal). (de Eyal-Giladi et al.,
1992, cortesia de H. Eyal-Giladi.)
190 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
(A) (B) (C)
(D)
(E) (F)
de varredura mostram, de uma bela maneira, a natureza incompleta da clivagem
discoidal (Figura 5.32). Como nos embriões de anfíbios e de ouriços-do-mar, divi-
sões com clivagens precoce seguem um padrão altamente reprodutível de clivagem
meridional e equatorial. Essas divisões são rápidas, com periodicidade de aproxima-
damente 15 minutos cada. As primeiras 12 divisões ocorrem sincronicamente, for-
mando um monte celular situado no pólo animal de uma grande célula de vitelo.
Inicialmente, todas as células mantêm conexões abertas umas com as outras e com a
célula de vitelo subjacente para que células de tamanho moderado (17-kDa) passem
livremente de um blastômero ao outro (Kimmel e Law, 1985). Começando por vol-
ta da décima divisão, pode ser detectado o início da transição da blástula intermedi-
ária: começa a transcrição do gene zigótico, desaceleração das divisões celulares e o
movimento celular é evidente (Kane e Kimmel, 1993).
Neste ponto, duas populações de células podem ser distinguidas. A primeira é a
camada de vitelo sincicial (YSL). A YSL é formada no nono ou décimo ciclo, quan-
do as células da parte vegetal do blastoderma se fundem com a célula do vitelo adja-
cente. Isso produz um anel de núcleos com essa parte do citoplasma da célula do
vitelo localizado bem embaixo do blastoderma. Expandindo vegetalmente, o
blastoderma envolve a célula do vitelo, parte do vitelo sincicial se moverá para baixo
do blastoderma, para formar a YSL interna e parte dos núcleos se moverá vegetalmente,
ficando à frente da margem do blastoderma, para formar a YSL externa (Figura 5.33A,B).
A função da YSL ainda não foi esclarecida.
A segunda população celular distinguida na transição da blástula intermediária é a
camada envolvente (EVL; veja Figura 5.33A). Essas são as células mais superficiais do
Figura 5.32Figura 5.32Figura 5.32Figura 5.32Figura 5.32
Clivagem discoidal em um peixe-zebra, cri-
ando uma região celular acima do vitelo den-
so. Em (A), BD significa a região do
blastodisco. (de Beams e Kessel, 1976, cor-
tesia dos autores.)
CAPÍTULO 5 Clivagem: Criando multicelularidade 191
(B)
Célula do vitelo
Figura 5.33Figura 5.33Figura 5.33Figura 5.33Figura 5.33
A blástula do peixe–zebra. (A) antes da gastrulação, células profun-
das estão rodeadas pelo EVL. A superfície animal do vitelo é achatada
e contém os núcleos do YSL. Microtúbulos se estendem através do
citoplasma vitelínico e da região externa do YSL. (B) Estágio tardio de
blástula, mostrando a YSL. Os núcleos dessas células são derivados
de células da margem do blastoderma, que liberou seus núcleos para o
citoplasma vitelínico. (C) Mapa do destino das células profundas
depois que a mistura de células cessou. A vista lateral é mostrada, e
não todos os destinos dos órgãos estão identificados (para clareza). O
mapa é gerado injetando células com corante de alto peso molecular,
determinando em seguida, quais órgãos as células carregadas de corante
geraram. (A e C segundo Langeland e Kimmel, 1996; B de Trinkaus,
1993, cortesia do autor.)
Pólo vegetal
(A)
Camada
envolvente (EVL)
Blastoderma
Células
profundas
YSL interna
Núcleos
sinciciais
do vitelo
YSL externa
Microtúbulos
(C) Pólo animal
Epiderme
Célula do vitelo
Intestino Fígado Faringe
Margem do blastoderma
Nariz,
olho
Cérebro
Ectoderma
Crista neural Medula espinhal
Somito do músculo Cabeça
Mesoderma
PrônefronVentral Dorsal
Sangue Nadadeiras Coração Músculo Notocorda
Endoderma
blastoderma, e a EVL é uma cobertura epitelial fina composta apenas de uma camada
de células. A EVL finalmente forma a periderme, uma proteção extra-embrionária co-
brindo o que se pensa ser descartado mais tarde durante o desenvolvimento.
Entre a EVL externa e a YSL interna estão as células profundas, das quais surgirá
o embrião propriamente dito. Os destinos das células blastodérmicas precoces não
estão determinados, e os estudos de linhagem celular (onde um corante fluorescente
não difusível é injetado em uma das células e os descendentes daquela célula podem
ser seguidos) mostram que existe muita mistura de células durante a clivagem. Além
do mais, qualquer célula pode dar origem a uma variedade imprevisível de descenden-
tes de tecido (Kimmel e Warga, 1987; Helde et al., 1994). O destino da célula
blastodérmica parece ser fixado pouco antes do começo da gastrulação. Nesse perío-
do, células em regiões específicas do embrião originam certos tecidos de uma maneira
altamente previsível, permitindo que um mapa do destino possa ser traçado (Figura
5.33C; Kimmel et al., 1990).
O processo pelo qual a célula contribui para o tecido envolve uma narrativa progressi-
va de possíveis destinos para o desenvolvimento de uma determinada célula. Esse com-
portamento pode ser observado em algumas das primeiras células a terem seu destino
estabelecido - as células precursoras do coração (Stainer et al., 1993; Lee et al., 1994).
192 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Células polares
Núcleos
(enérgides)
Enérgides migram
para a periferia
Células
polares
Blastoderma
celular
(A) (B)
Ventral Dorsal
Saco
vitelínico
Célula do vitelo
Células individuais que margeiam na metade do caminho as futuras superfícies
dorsal e ventral de um embrião em estágio de meia clivagem, podem dar origem às
células que povoam ambos, o endocárdio e o miocárdio (Figura 5.34A,B). Um
pouco mais tarde, os descendentes de qualquer célula podem povoar somente o
miocárdio ou o endocárdio. Mais tarde ainda, os descendentes de uma célula so-
mente serão capazes de povoar subcompartimentos específicos de tecido. Por
exemplo, células da blástula intermediária podem contribuir para a progênie de
ambos, átrio e ventrículo do coração.
Clivagem SuperficialClivagem SuperficialClivagem SuperficialClivagem SuperficialClivagem Superficial
A maior parte dos ovos dos insetos passa por clivagem superficial, onde uma grande
quantidade de vitelo centralizada confina a clivagem para a borda citoplasmática do
ovo. Um dos detalhes fascinantes desse tipo de clivagem é que as células não se for-
mam até que os núcleos tenham se dividido. A clivagem de um ovo de inseto é mostra-
da na Figura 5.35. O núcleo do zigoto sofre várias divisões mitóticas dentro da parte
central do ovo. Na Drosophila, 256 núcleos são produzidos por uma série de divisões
nucleares durando, em média, 8 minutos cada. Depois o núcleo migra para a periferia
do ovo, onde as mitoses continuam, embora com uma velocidade diminuída. O em-
Figura 5.34Figura 5.34Figura 5.34Figura 5.34Figura 5.34
Mapa do destino das células profundas da
blástula do peixe-zebra. Injeção de um único
blastômero na blástula precoce (estágio de
256-512 células) com rodamino-dextrano. Se
a célula estiver perto da margem, a meio ca-
minho entre os pólos dorsal e ventral, a pro-
gênie da célula está restrita a formar parte do
coração. Nesse estágio, as células marcadas
formam descendentes que podem popular
tanto a aurícula como o ventrículo. Se a inje-
ção em tais células