Manual de Coleta de Material Biológico - UNIFESP

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II 
 
ÍNDICE REMISSIVO 
 
1. Causas pré-analíticas de variações dos resultados de exames laboratoriais........... 05 
1.1. Variação cronobiológica............................................................................................... 05 
1.2. Gênero ........................................................................................................................ 05 
1.3. Idade ........................................................................................................................... 05 
1.4. Posição ....................................................................................................................... 05 
1.5. Atividade física ............................................................................................................ 06 
1.6. Jejum ........................................................................................................................... 06 
1.7. Dieta ............................................................................................................................ 06 
1.8. Uso de fármacos e drogas de abuso .......................................................................... 06 
1.9. Aplicação torniquete .................................................................................................... 06 
1.10. Procedimentos diagnósticos e/ou terapêuticos ....................................................... 07 
1.11. Infusão de fármacos ................................................................................................ 07 
1.12. Gel separador .......................................................................................................... 07 
1.13. Hemólise .................................................................................................................. 08 
1.13.1. Boas práticas Pré-coleta para prevenção de hemólise .................................... 08 
1.13.2. Boas práticas Pós-coleta para prevenção de hemólise .................................... 09 
1.14. Lipemia .................................................................................................................... 09 
2. Procedimentos básicos para minimizar ocorrências de erros .................................... 09 
2.1. Para um paciente adulto e consciente ........................................................................ 10 
2.2. Para pacientes internados .......................................................................................... 10 
2.3. Para pacientes muito jovens, inconscientes ou com algum tipo de dificuldade de 
comunicação ............................................................................................................... 10 
3. Procedimento para Higienização das mãos e antissepsia .......................................... 10 
3.1. Higienização das mãos ............................................................................................... 10 
3.2. Colocando as luvas ..................................................................................................... 11 
3.3. Antissepsia do local da punção ................................................................................... 12 
4. Procedimento de coleta de sangue venoso .................................................................. 12 
4.1. Locais de escolha para venopunção ........................................................................... 12 
4.1.1. Áreas a evitar .................................................................................................... 13 
4.1.2. Técnicas para evidenciação da veia ................................................................. 13 
4.1.3. Uso adequado do torniquete ............................................................................. 13 
4.2. Posição do paciente .................................................................................................... 14 
4.2.1. Procedimento com paciente sentado ................................................................ 14 
4.2.2. Procedimen to para paciente acomodado em leito ........................................... 15 
4.3. Coleta de sangue venoso a vácuo .............................................................................. 15 
4.4. Coleta de sangue venoso com seringa e agulha ........................................................ 18 
4.5. Agrupamento de exames para coleta ......................................................................... 22 
4.6. Recomendações da sequência de tubos a vácuo na coleta de sangue venoso, de 
acordo com CLSI ........................................................................................................ 24 
4.6.1. Sequência de coleta de sangue em tubos plásticos ......................................... 25 
4.7. Coleta de sangue em pediatria e geriatria .................................................................. 26 
4.8. Coleta de sangue em queimados ............................................................................... 27 
5. Homogeneização para tubos de coleta de sangue ....................................................... 27 
6. Coleta de gasometria ....................................................................................................... 28 
7. Coleta de hemocultura .................................................................................................... 28 
7.1. Quantidade de frascos, volume de sangue e intervalo entre as coletas ..................... 29 
7.2. Passo a passo para coleta de hemocultura ................................................................ 29 
III 
 
7.3. Cultura de aeróbio, fungos e micobactéria ................................................................. 30 
7.3.1. Crianças ............................................................................................................ 30 
7.3.2. Adultos .............................................................................................................. 30 
7.3.3. Crianças e adultos ............................................................................................ 30 
8. Coleta de sangue para Teste de Tolerância Oral à Glicose e outras Provas 
Funcionais ........................................................................................................................ 30 
8.1. Passo a passo da coleta de Teste de Tolerância Oral à Glicose ............................... 31 
8.2. Passo a passo da coleta de Provas Funcionais ......................................................... 32 
9. Coleta de Testes de Coagulação .................................................................................... 33 
9.1. Comentários sobre a coleta ........................................................................................ 33 
10. Relação de exames conforme tempo de jejum necessário ......................................... 33 
10.1. Jejum de 04 horas ................................................................................................... 33 
10.2. Jejum de 08 horas ................................................................................................... 35 
10.3. Jejum de 12 horas ................................................................................................... 35 
10.4. Jejum não necessário .............................................................................................. 35 
11. Transporte ........................................................................................................................ 35 
12. Fezes ................................................................................................................................. 36 
12.1. Protoparasitológico .................................................................................................. 36 
12.1.1. Procedimento ....................................................................................................36 
12.2. Cultura para aeróbio e fungos ................................................................................. 37 
12.2.1. Orientações necessárias .................................................................................. 37 
12.2.2. Procedimento ................................................................................................... 38 
12.3. Pesquisa de sangue oculto ...................................................................................... 38 
12.3.1. Preparo do paciente .......................................................................................... 38 
12.3.2. Restrições à pesquisa de sangue oculto ......................................................... 38 
12.4. Pesquisa de Clostridium difficile, Cryptosporidium sp e Isospora ........................... 39 
12.4.1. Procedimento ................................................................................................... 39 
13. Material genital ................................................................................................................. 39 
13.1. Secreção vaginal ..................................................................................................... 39 
13.1.1. Orientações necessárias .................................................................................. 39 
13.1.2. Procedimento ................................................................................................... 39 
13.2. Secreção endocervical ............................................................................................ 40 
13.2.1. Procedimento .................................................................................................... 40 
13.3. Secreção uretral ....................................................................................................... 40 
13.3.1. Orientações necessárias .................................................................................. 40 
13.3.2. Procedimento ................................................................................................... 41 
13.4. Esperma ................................................................................................................... 42 
13.4.1. Orientações necessárias .................................................................................. 42 
13.4.2. Procedimento .................................................................................................... 42 
13.5. Swab retal ................................................................................................................ 42 
13.5.1. Procedimento ................................................................................................... 42 
14. Trato urinário .................................................................................................................... 43 
14.1. Orientações necessárias ......................................................................................... 43 
14.2. Procedimento ........................................................................................................... 43 
14.2.1. Crianças ............................................................................................................ 43 
14.2.2. Adultos (sexo feminino) ................................................................................... 43 
14.2.3. Adultos (sexo masculino) ................................................................................. 44 
14.2.4. Coleta de urina de pacientes com sonda vesical de demora .......................... 44 
15. Trato respiratório inferior ................................................................................................ 44 
15.1. Escarro ..................................................................................................................... 44 
IV 
 
15.1.1. Orientações necessárias ................................................................................. 44 
15.1.2. Procedimento ................................................................................................... 45 
15.2. Aspirado traqueal ..................................................................................................... 45 
15.2.1. Procedimento .................................................................................................... 45 
15.3. Lavado bronco-alveolar (BAL) ................................................................................. 45 
15.3.1. Procedimento .................................................................................................... 45 
16. Trato respiratório superior .............................................................................................. 46 
16.1. Orofaringe ................................................................................................................ 45 
16.1.1. Procedimento .................................................................................................... 46 
16.2. Swab nasal .............................................................................................................. 46 
16.2.1. Procedimento .................................................................................................... 46 
17. Ocular ............................................................................................................................... 47 
17.1. Procedimento ........................................................................................................... 47 
18. Secreção de pele, escara, fístula, abscesso e exudatos .............................................. 47 
18.1. Orientações necessárias ......................................................................................... 47 
18.2. Procedimento ........................................................................................................... 48 
19. Conduto auditivo externo e médio ................................................................................. 48 
19.1. Orientações necessárias ......................................................................................... 48 
19.2. Procedimento ........................................................................................................... 48 
20. Ponta de cateter intravascular ........................................................................................ 49 
20.1. Procedimento ........................................................................................................... 49 
21. Fluídos orgânicos (Líquidos: pleural, peritoneal, pericárdico, biliar, sinovial e 
outros) ............................................................................................................................... 50 
21.1. Procedimento ........................................................................................................... 50 
22. Líquor ............................................................................................................................... 50 
22.1. Procedimento ........................................................................................................... 50 
23. Micológico direto e cultura para fungos de unhas e lesões superficiais (pele, pêlo 
e couro cabeludo) ............................................................................................................ 50 
23.1. Lesões superficiais .................................................................................................. 50 
23.1.1. Procedimento .................................................................................................... 50 
23.2. Amostras do couro cabeludo ................................................................................... 51 
23.2.1. Procedimento .................................................................................................... 51 
23.3. Coleta de unha ........................................................................................................51 
23.3.1. Procedimento .................................................................................................... 51 
23.3.2. Onicomicoses causadas por dermatófitos ........................................................ 52 
23.3.2.1. Onicomicoses subunguealdistal/lateral ................................................. 52 
23.3.2.2. Onicomicoses subungueal proximal ...................................................... 52 
23.3.2.3. Onicomicoses subungueal branca ........................................................ 53 
23.3.2.4. Onicomicoses distrófica total ................................................................. 53 
23.3.3. Onicomicoses causadas por Cândida spp ....................................................... 54 
23.3.3.1. Paroníquia ............................................................................................. 54 
23.3.3.2. Oniquia .................................................................................................. 54 
23.4. Orientações geral para todas as coletas ................................................................. 54 
24. Siglas e abreviaturas ....................................................................................................... 54 
25. Referências bibliográficas .............................................................................................. 55 
5 
 
A fase pré-analítica é responsável por 70% dos erros ocorridos no laboratório, ela engloba a 
indicação do exame, redação da solicitação, leitura e interpretação da solicitação, transmissão de 
eventuais instruções de preparo do paciente, avaliação do atendimento às instruções previamente 
transmitidas e procedimentos de coleta, acondicionamento, transporte e preservação da amostra 
biológica até o momento da efetiva realização do exame. 
 
1. Causas pré-analíticas de variações de exames laboratoriais: 
Uma das principais finalidades dos resultados dos exames laboratoriais é reduzir as dúvidas que a 
história clínica e o exame físico fazem surgir no raciocínio médico. Para que o laboratório 
clínico possa atender, adequadamente, a este propósito, é indispensável que o preparo do 
paciente, a coleta, o transporte e a manipulação dos materiais a serem examinados obedeçam a 
determinadas regras. 
Antes da coleta de sangue para a realização de exames laboratoriais, é importante conhecer, 
controlar e, se possível, evitar algumas variáveis, classicamente referidas como condições pré-
analíticas, que podem interferir no desempenho da fase analítica e, conseqüentemente, na 
exatidão e precisão dos resultados dos exames, vitais para a conduta médica e, em última 
instância, para o bem-estar do paciente. 
 
1.1. Variação cronobiológica: 
Corresponde às alterações cíclicas da concentração de um determinado parâmetro em 
função do tempo. O ciclo de variação pode ser diário, mensal, sazonal, anual, etc. 
Variação circadiana acontece, por exemplo, nas concentrações do ferro e do cortisol no 
soro, onde as coletas realizadas à tarde fornecem resultados até 50% mais baixos do que 
os obtidos nas amostras coletadas pela manhã. Classicamente, a melhor condição para 
coleta de sangue para realização de exames de rotina é o período da manhã, embora não 
exista contra-indicação formal de coleta no período da tarde, salvo aqueles parâmetros 
que sofrem modificações significativas no decorrer do dia (exemplo: cortisol, TSH, etc.). 
 
1.2. Gênero: 
Além das diferenças hormonais específicas e características de cada sexo, alguns outros 
parâmetros sangüíneos e urinários se apresentam em concentrações significativamente 
distintas entre homens e mulheres, em decorrência das diferenças metabólicas e da 
massa muscular, entre outros fatores. Em geral, os intervalos de referência para estes 
parâmetros são específicos para cada gênero. 
 
1.3. Idade: 
Alguns parâmetros bioquímicos possuem concentração sérica dependente da idade do 
indivíduo. Esta dependência é resultante de diversos fatores, como maturidade funcional 
dos órgãos e sistemas, conteúdo hídrico e massa corporal. Em situações específicas, até 
os intervalos de referência devem considerar essas diferenças. 
 
1.4. Posição: 
Mudança rápida na postura corporal pode causar variações na concentração de alguns 
componentes séricos. Quando o indivíduo se move da posição supina para a posição 
ereta, por exemplo, ocorre um afluxo de água e substâncias filtráveis do espaço 
intravascular para o intersticial. Substâncias não filtráveis, tais como as proteínas de alto 
peso molecular e os elementos celulares terão sua concentração relativamente elevada 
até que o equilíbrio hídrico se restabeleça. 
 
 
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1.5. Atividade física: 
O esforço físico pode causar aumento da atividade sérica de algumas enzimas, como a 
creatinoquinase, a aldolase e a aspartato aminotransferase, pelo aumento da liberação 
celular. Esse aumento pode persistir por 12 a 24 horas após a realização de um exercício. 
Alterações significativas no grau de atividade física, como ocorrem, por exemplo, nos 
primeiros dias de uma internação hospitalar ou de imobilização, causam variações 
importantes na concentração de alguns parâmetros sangüíneos. Após uma coleta de 
sangue o intervalo de tempo recomendado para iniciar a prática de um exercício físico ou 
retornar as atividades habituais, é importante ressaltar que cada caso deve ser avaliado 
individualmente, ficando a decisão final para o próprio paciente, ou a critério e orientação 
médica. A ingestão de alimentos é necessária para encerrar o estado de jejum, antes da 
prática esportiva, sob o risco de hipoglicemia durante esta atividade. 
 
1.6. Jejum: 
Habitualmente, é preconizado um período de jejum para a coleta de sangue para exames 
laboratoriais. Os estados pós-prandiais, em geral, causam turbidez do soro, o que pode 
interferir em algumas metodologias. Nas populações pediátricas e de idosos, o tempo de 
jejum deve guardar relação com os intervalos de alimentação. Devem ser evitadas coletas 
de sangue após períodos muito prolongados de jejum, acima de 16 horas. O período de 
jejum habitual para a coleta de sangue de rotina é de 8 horas, podendo ser reduzido a 4 
horas, para a maioria dos exames e, em situações especiais, tratando-se de crianças na 
primeira infância ou lactentes, pode ser de 1 ou 2 horas apenas. 
 
1.7. Dieta: 
A dieta a que o indivíduo está submetido, mesmo respeitado o período regulamentar de 
jejum, pode interferir na concentração de alguns componentes, na dependência das 
características orgânicas do próprio paciente. Alterações bruscas na dieta, como ocorrem, 
em geral, nos primeiros dias de uma internação hospitalar, exigem certo tempo para que 
alguns parâmetros retornem aos níveis basais. A ingestão de café não é permitida antes 
da coleta, a cafeína pode induzir a liberação de epinefrina, que estimula a 
neoglicogênese, com conseqüente elevação da glicose no sangue. Além disto, pode 
elevar a atividade de renina plasmática e a concentração de catecolaminas. 
 
1.8. Uso de fármacos e drogas de abuso: 
Este é um item amplo e inclui tanto a administração de substâncias com finalidades 
terapêuticas como as utilizadas para fins recreacionais. Ambos podem causar variações 
nos resultados de exames laboratoriais, seja pelo próprio efeito fisiológico in vivo ou por 
interferência analítica, in vitro. Pela freqüência, vale referir o álcool e o fumo. Mesmo o 
consumo esporádico de etanol pode causar alterações significativas e quase imediatas na 
concentração plasmática de glicose, de ácido láctico e de triglicérides, por exemplo. O uso 
crônico é responsável pela elevação da atividade da gama glutamiltransferase, entre 
outras alterações. O tabagismo é causa de elevação na concentração de hemoglobina, no 
número de leucócitos e de hemácias e no volume corpuscular médio; redução na 
concentração de HDL-colesterole elevação de outras substâncias como adrenalina, 
aldosterona, antígeno carcinoembriônico e cortisol. O fumo não é permitido antes da 
coleta. 
 
1.9. Aplicação do torniquete: 
Ao se aplicar o torniquete por um tempo de 1 a 2 minutos, ocorre aumento da pressão 
intravascular no território venoso, facilitando a saída de líquido e de moléculas pequenas 
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para o espaço intersticial, resultando em hemoconcentração relativa. Se o torniquete 
permanecer por mais tempo, a estase venosa fará com que alterações metabólicas, tais 
como glicólise anaeróbica, elevem a concentração de lactato, com redução do pH. 
 
1.10.Procedimentos diagnósticos e/ou terapêuticos: 
Como outras causas de variações dos resultados dos exames laboratoriais, devem ser 
lembradas alguns procedimentos diagnósticos (a administração de contrastes para 
exames radiológicos ou tomográficos, a realização de toque retal, de 
eletroneuromiografia) e alguns procedimentos terapêuticos, como: hemodiálise, diálise 
peritoneal, cirurgias, transfusão sangüínea e infusão de fármacos. 
 
1.11.Infusão de fármacos: 
É importante lembrar que a coleta de sangue deve ser realizada sempre em local distante 
da instalação do cateter. Mesmo realizando a coleta em outro local, se possível, deve-se 
aguardar pelo menos uma hora após o final da infusão para a realização da coleta. 
 
EXEMPLOS DE INTERFERÊNCIAS LABORATORIAIS GERADAS POR ALGUNS FÁRMACOS 
MECANISMO FÁRMACO PARÂMETRO EFEITO 
Indução enzimática Fenitoína Gama-GT Eleva 
Inibição enzimática Alopurinol Ácido úrico Reduz 
Inibição enzimática Ciclofosfamida Colinesterase Reduz 
Competição Novobiocina Bilirrubina indireta Eleva 
Aumento do transportador Anticoncepcional oral Ceruloplasmina cobre Eleva 
Reação cruzada Espironolactona Digoxina Elevação aparente 
Reação química Cefalotina Creatinina Elevação aparente 
Hemoglobina atípica Salicilato Hemoglobina Glicada Elevação aparente 
Metabolismo 4-OH-propanolol Bilirrubina Elevação aparente 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
1.12.Gel separador: 
Algumas vezes, o sangue é colhido em tubos contendo uma substância gelatinosa com a 
finalidade de funcionar como barreira física entre as hemácias e o plasma ou soro, após a 
centrifugação. Este gel é um polímero com densidade específica de 1,040 contendo um 
acelerador da coagulação e pode, eventualmente, liberar partículas que interferem com 
eletrodos seletivos e membranas de diálise. Em alguns casos, pode causar variação no 
volume da amostra e interferir em determinadas dosagens. Considerando que a 
composição deste gel varia entre os diferentes fornecedores, é recomendável consultar o 
fabricante sobre a existência de estudos bem conduzidos demonstrando ou excluindo 
possíveis limitações e interferências. 
 
 
 
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1.13. Hemólise: 
Hemólise leve tem pouco efeito sobre a maioria dos exames, mas se for de 
intensidade significativa causa aumento na atividade plasmática de algumas enzimas, 
como aldolase, aspartato aminotransferase, fosfatase alcalina, desidrogenase láctica e 
nas dosagens de potássio, magnésio e fosfato e pode ser responsável por resultados 
falsamente reduzidos de insulina, dentre outros. Hemólise tem sido definida como a 
liberação dos constituintes intracelulares para o plasma ou soro, quando ocorre a 
ruptura das células do sangue. Estes componentes podem interferir nos resultados 
das dosagens de alguns analitos, é geralmente reconhecida pela aparência 
avermelhada do soro ou plasma, após a centrifugação ou sedimentação, causada pela 
hemoglobina liberada quando da ruptura dos eritrócitos. Desse modo, a interferência 
pode ocorrer mesmo em baixas concentrações de hemoglobina liberada (invisíveis a 
olho nu). 
No entanto, a hemólise nem sempre se refere à ruptura de hemácias; fatores 
interferentes podem também ser originados da lise de plaquetas e granulócitos, que 
pode ocorrer, por exemplo, quando o sangue é armazenado em baixa temperatura, 
mas não em temperatura de congelamento. 
 
Diferentes graus de Hemólise 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
 
1.13.1. Boas práticas PRÉ-coleta para prevenção da hemólise: 
• Antes de iniciar a punção, deixar o álcool usado na antissepsia secar. 
• Evitar usar agulhas de menor calibre; usar este tipo de material somente 
quando a veia do paciente for fina, ou em casos especiais. 
• Evitar colher sangue de área com hematoma ou equimose. 
• Em coletas a vácuo, puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para 
cima. Perfurar a veia com a agulha em um ângulo oblíquo de inserção de 30 
graus ou menos. Este procedimento visa prevenir o choque direto do sangue 
na parede do tubo, que pode hemolisar a amostra, e também evita o refluxo 
do sangue do tubo para a veia do paciente. 
• Tubos com volume insuficiente ou com excesso de sangue alteram a 
proporção correta de sangue/aditivo, podendo levar a hemólise e resultados 
incorretos. 
• Recomenda-se, em coletas de sangue a vácuo, aguardar o sangue parar 
de fluir para dentro do tubo, antes de trocá-lo por outro, assegurando a 
devida proporção sangue/anticoagulante. Observar que, tubos com menor 
volume de aspiração (pediátricos), têm menor quantidade de vácuo, portanto 
o sangue flui lentamente para dentro deste tubo. 
• Em coletas com seringa e agulha, verificar se a agulha está bem adaptada 
à seringa para evitar a formação de espuma. 
• Não puxar o êmbolo da seringa com muita força. 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou 
talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x 
vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
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• Ainda em coletas com seringa, descartar a agulha, passar o sangue 
deslizando cuidadosamente pela parede do tubo, cuidando para que não 
haja contaminação do bico da seringa com o anticoagulante ou ativador de 
coágulo contido no tubo. 
• Não executar o procedimento de espetar a agulha no tubo, para 
transferência do sangue da seringa para o tubo, porque pode ocorrer à 
criação de uma pressão positiva, o que provoca, além da hemólise, o 
deslocamento da rolha do tubo, levando à quebra da probe de 
equipamentos na área analítica. 
 
1.13.2. Boas práticas PÓS-coleta para prevenção da hemólise: 
• Homogeneizar a amostra suavemente por inversão de 5 a 10 vezes (veja 
item 6.4), não chacoalhar o tubo. 
• Não deixar o sangue em contato direto com gelo, quando o analítico a ser 
dosado necessitar desta conservação. 
• Embalar e transportar o material de acordo com a Vigilância Sanitária local, 
instruções de uso do fabricante de tubos e do fabricante do teste diagnóstico 
a ser analisado. 
• Usar, de preferência, um tubo primário e evitar a transferência de um tubo 
para outro. 
• O material coletado não deve ficar exposto a temperaturas muito elevadas 
ou mesmo exposição direta à luz, para evitar hemólise e/ou degradação. 
 
1.14. Lipemia: 
Também pode interferir na realização de exames que usam metodologias 
colorimétricas ou turbidimétricas. A elevação significativa dos níveis de triglicérides 
pode ocorrer apenas no período pós-prandial ou de forma contínua, nos pacientes 
portadores de algumas dislipidemias e faz com que o aspecto do soro ou do plasma se 
altere de límpido para algum grau variado de turbidez, podendo chegar a ser leitoso. 
Uma vez que amostras normais colhidas dentro das especificações de jejum 
apresentam-se sem turvação, a observação de turbidez tem relevância clínica e deve 
ser avaliada e relatada pelo laboratório. Ela pode ser resultado da presença de 
hipertrigliceridemia, ou do aumento nos quilomícrons, nas lipoproteínas (VLDL- 
colesterol), ou de ambos. 
 
Diferentes graus de Lipemia 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
2. Procedimentos básicospara minimizar ocorrências de erro: 
O flebotomista deve se assegurar de que a amostra será colhida do paciente especificado na 
requisição de exames. Para isto, recomendam-se: 
 
 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela 
esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá 
ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
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2.1. Para um paciente adulto e consciente: 
Perguntar o nome completo e solicitar o documento de identidade, comparar as 
informações do documento com as constantes na requisição de exames. 
 
2.2. Para pacientes internados: 
O flebotomista deve verificar SEMPRE a identificação do paciente, comparando com as 
etiquetas previamente impressas e quando possível perguntar o nome completo. O 
número do leito nunca deve ser utilizado como critério de identificação. Qualquer 
dúvida checar com a enfermagem antes de efetuar a coleta. 
 
2.3. Para pacientes muito jovens, inconscientes ou com algum tipo de dificuldade de 
comunicação: 
O flebotomista deve valer-se de informações de algum acompanhante ou da 
enfermagem. Pacientes atendidos no pronto-socorro ou em salas de emergência 
podem ser identificados pelo seu nome e número de entrada no cadastro da unidade 
de emergência. É indispensável que a identificação possa ser rastreada a qualquer 
instante do processo. O material colhido deve ser identificado na presença do paciente. 
Recomenda-se que materiais não colhidos no laboratório sejam identificados como 
“amostra enviada ao laboratório”, e que o laudo contenha esta informação. 
É importante verificar se o paciente está em condições adequadas para a coleta, 
especialmente no que se refere ao jejum e ao uso de eventuais medicações. O 
paciente não deve suspender os medicamentos antes da coleta de sangue, exceto 
quando autorizada pelo médico do paciente. Na monitorizarão de drogas terapêuticas é 
importante o laboratório anotar o horário da última dose e registrar esta informação no 
laudo. 
A ingestão de pequena quantidade de água, antes da coleta, não quebra o jejum. 
 
3. Procedimento para Higienização das mãos e antissepsia: 
Para a Antissepsia da pele no local da punção, usada para prevenir a contaminação direta do 
paciente e da amostra, o antisséptico escolhido deve ser eficaz, ter ação rápida, ser de baixa 
causticidade e hipoalergência na pele e mucosa. O álcool etílico possui efeito antisséptico na 
concentração de 70%, sendo o mais usado, pois, nesta composição, preserva sua ação 
antisséptica, e diminui a inflamabilidade. Nesta diluição, tem excelente atividade contra 
bactérias Gram-positivas e Gram-negativas, boa atividade contra Mycobacterium tuberculosis, 
fungos e vírus, além de ter menor custo. 
 
3.1. Higienização das Mãos: 
As mãos devem ser higienizadas após o contato com cada paciente, evitando assim 
contaminação cruzada. Esta higienização pode ser feita de duas maneiras: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
11 
 
 
· ÁGUA E SABÃO 
 
Fonte: Comissão de Prevenção e Controle de Infecção Hospitalar - SCIH - Hospital São Paulo 
 
 
· ÁLCOOL GEL 
 
 
Fonte: Comissão de Prevenção e Controle de Infecção Hospitalar - SCIH - Hospital São Paulo 
 
 
3.2. Colocando as luvas: 
As luvas devem ser calçadas com cuidado para que não rasguem, e devem ficar bem 
aderidas à pele para que o flebotomista não perca a sensibilidade na hora da punção. 
 
12 
 
 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
 
3.3. Antissepsia do local da punção: 
• Recomenda-se usar um algodão embebido com solução de clorexedina alcoólica ou 
álcool etílico 70%, comercialmente preparado. 
• Limpar o local com um movimento circular do centro para a periferia. 
• Permitir a secagem da área por 01 minuto, para evitar hemólise da amostra, e 
também a sensação de ardência quando o braço do paciente for puncionado. 
• Não assoprar, não abanar e não colocar nada no local. 
• Não tocar novamente na região após a Antissepsia. 
 
4. Procedimento de coleta de sangue venoso: 
As recomendações adotadas a seguir baseiam-se nas normas do CLSI. 
 
4.1. Locais de escolha para venopunção: 
A escolha do local de punção representa uma parte vital do diagnóstico. Existem 
diversos locais que podem ser escolhidos para a venopunção, apontados abaixo nas 
figuras. Embora qualquer veia do membro superior que apresente condições para 
coleta possa ser puncionada, as veias basílica mediana e cefálica são as mais 
freqüentemente utilizadas. A veia basílica mediana costuma ser a melhor opção, pois a 
cefálica é mais propensa à formação de hematomas. 
 
Veia do membro superior 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
Já no dorso da mão, o arco venoso dorsal é o mais recomendado por ser mais 
calibroso, porém a veia dorsal do metacarpo também poderá ser puncionada. 
 
 
 
 
 
 
 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim 
aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
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ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
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talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o 
x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
13 
 
Veia do dorso da mão 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
4.1.1. Áreas a evitar: 
• Áreas com terapia ou hidratação intravenosa de qualquer espécie. 
• Locais com cicatrizes de queimadura. 
• Membro superior próximo ao local onde foi realizada mastectomia, 
cateterismo ou qualquer outro procedimento cirúrgico. 
• Áreas com hematomas. 
• Fístulas artério-venosas. 
• Veias que já sofreram trombose porque são pouco elásticas, podem parecer 
um cordão e têm paredes endurecidas. 
 
4.1.2. Técnicas para evidenciação da veia: 
• Pedir para o paciente abaixar o braço e fazer movimentos suaves de abrir e 
fechar a mão. 
• Massagear delicadamente o braço do paciente (do punho para o cotovelo). 
• Fixação das veias com os dedos nos casos de flacidez. 
• Equipamentos ou dispositivos que facilitam a visualização de veias ainda 
não são de uso rotineiro e são pouco difundidos. 
 
4.1.3. Uso adequado do torniquete: 
É importante que se utilize adequadamente o torniquete, evitando-se 
situações que induzam ao erro diagnóstico (como hemólise, que pode elevar 
o nível de potássio, hemoconcentração, alterações na dosagem de cálcio, por 
exemplo), bem como complicações de coleta (hematomas, parestesias). 
Portanto, recomenda-se: 
 
 Aplicação do torniquete 
 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
 
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o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
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computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
14 
 
• Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo a partir da altura do 
ombro. 
• Posicionar o torniquete com o laço para cima, a fim de evitar a 
contaminação da área de punção. 
• Não aplicar o procedimento de “bater na veia com dois dedos”, no momento 
de seleção venosa. Este tipo de procedimento provoca hemólise capilar e, 
portanto, altera o resultado de certos analitos. 
• Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, fazê-lo apenas 
por um breve momento, pedindo ao paciente para abrir e fechar a mão. 
Localizar a veia e, em seguida, afrouxar o torniquete. Esperar 2 minutos para 
usá-lo novamente. 
• O torniquete não é recomendado para alguns testes como lactato ou cálcio, 
para evitar alteração do resultado. 
• Aplicar o torniquete cerca de 8 cm acima do local da punção para evitar a 
contaminação do local. 
 
Posicionamento correto do torniquete 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
• Não usar o torniquete continuamente por mais de 1 minuto, já que poderia 
levar à hemoconcentração e falsos resultados em certos analitos. 
• Ao garrotear, pedir ao paciente que feche a mão para evidenciar a veia. 
• Não apertar intensamente o torniquete, pois o fluxo arterial não deve ser 
interrompido. O pulso deve permanecer palpável. 
• Trocar o torniquete sempre que houver suspeita de contaminação. 
• Caso o torniquete tenha látex em sua composição, deve-se perguntar ao 
paciente se ele tem alergia a este componente. Caso o paciente seja alérgico 
ao látex, não se deve usar este material para o garroteamento. 
 
 
4.2. Posição do paciente: 
A posição do paciente pode também acarretar erros em resultados. O desconforto do 
paciente, agregado à ansiedade pode levar à liberação indevida de alguns analitos na 
corrente sangüínea. 
Algumas recomendações que permitem facilitar a coleta de sangue e promovem um 
perfeito atendimento ao paciente, neste momento, são indicadas e comentadas a 
seguir: 
 
 
4.2.1. Procedimento com paciente sentado: 
Pedir ao paciente que se sente confortavelmente numa cadeira própria para 
coleta de sangue. Recomenda-se que a cadeira tenha apoio para os braços e 
evite quedas, caso o paciente venha a perder a consciência. Cadeiras sem 
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esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
15 
 
braços não fornecem o apoio adequado para o braço, nem protegem 
pacientes nestes casos. 
Recomenda-se que a posição do braço do paciente no descanso da cadeira, 
seja inclinado levemente para baixo e estendido, formando uma linha direta 
do ombro para o pulso. 
O braço deve estar apoiado firmemente pelo descanso e o cotovelo não deve 
estar dobrado. Uma leve curva pode ser importante para evitar hiperextensão 
do braço. 
 
4.2.2. Procedimento para paciente acomodado em leito: 
Solicitar ao paciente que se coloque em posição confortável. 
Caso esteja em posição supina e seja necessário um apoio adicional, coloque 
um travesseiro debaixo do braço do qual será coletada a amostra. Posicione 
o braço do paciente inclinando levemente para baixo e estendido, formando 
uma linha direta do ombro para o pulso. Caso esteja em posição semi-
sentado, o posicionamento do braço para coleta torna-se relativamente mais 
fácil. 
 
4.3. Coleta de sangue venoso a vácuo: 
A coleta de sangue a vácuo é a técnica de coleta de sangue venoso recomendada 
pelas normas CLSI atualmente, é usada mundialmente e em boa parte dos laboratórios 
brasileiros, pois proporciona ao usuário inúmeras vantagens: 
• a facilidade no manuseio é um destes pontos, pois o tubo para coleta de sangue a 
vácuo tem, em seu interior, quantidade de vácuo calibrado proporcional ao volume de 
sangue em sua etiqueta externa, o que significa que, quando o sangue parar de fluir 
para dentro do tubo, o flebotomista terá a certeza de que o volume de sangue correto 
foi colhido. A quantidade de anticoagulante/ativador de coágulo proporcional ao volume 
de sangue a ser coletado, proporcionando, ao final da coleta, uma amostra de 
qualidade para ser processada ou analisada. 
• o conforto ao paciente é essencial, pois com uma única punção venosa pode-se, 
rapidamente, colher vários tubos, abrangendo todos os exames solicitados pelo 
médico. 
• pacientes com acessos venosos difíceis, crianças, pacientes em terapia 
medicamentosa, quimioterápicos etc. também são beneficiados, pois existem produtos 
que facilitam tais coletas (escalpe para coleta múltipla de sangue a vácuo em diversos 
calibres de agulha e tubos para coleta de sangue a vácuo com menor volume de 
aspiração). Outro ponto relevante a ser observado é o avanço da tecnologia em 
equipamentos para diagnóstico e kits com maior especificidade e sensibilidade, que 
hoje requerem um menor volume de amostra do paciente. 
• garantia da qualidade nos resultados dos exames, fator este relevante e primordial 
em um laboratório. 
• segurança do profissional de saúde e do paciente, uma vez que a coleta a vácuo é 
um sistema fechado de coleta de sangue; ao puncionar a veia do paciente, o sangue 
flui diretamente para o tubo de coleta a vácuo. Isto proporciona ao flebotomista maior 
segurança, pois não há necessidade do manuseio da amostra de sangue. 
 
16 
 
Procedimento de Coleta de Sangue a Vácuo: 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
1. Verificar se a cabine da coleta está limpa e guarnecida para iniciar as coletas. 
2. Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação do pedido médico e 
etiquetas. 
3. Conferir e ordenar todo material a ser usado no paciente, de acordo com o pedido 
médico (tubos, gaze, torniquete, etc.). A identificação dos tubos deve ser feita na frente 
do paciente. 
4. Informá-lo sobre o procedimento. 
5. Abrir o lacre da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo em frente ao paciente. 
6. Rosquear a agulha no adaptador do sistema a vácuo. 
 
 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
7. Higienizar as mãos (ver item 3.1). 
8. Calçar as luvas (ver item 3.2). 
9. Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo na altura do ombro. 
 
 
 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
10. Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra 
e feche a mão, faça a escolha da veia a ser puncionada, e afrouxe-o. Esperar 2 minutos 
para usá-lo novamente. 
11. Fazer a Antissepsia (ver item 3.3). 
12. Garrotear o braço do paciente (ver item 4.1.3). 
13. Retirar a proteção que recobre a agulha de coletamúltipla de sangue a vácuo. 
 
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esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
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talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x 
vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
17 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
14. Fazer a punção numa angulação oblíqua de 30o, com o bisel da agulha voltado para 
cima. Se necessário, para melhor visualizar a veia, esticar a pele com a outra mão (longe do 
local onde foi feita a Antissepsia). 
 
 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
15. Inserir o primeiro tubo a vácuo (ver item 4.6). 
16. Quando o sangue começar a fluir para dentro do tubo, desgarrotear o braço do 
paciente e pedir para que abra a mão. 
 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
17. Realizar a troca dos tubos sucessivamente (ver item 4.6). 
18.Homogeneizar imediatamente após a retirada de cada tubo, invertendo-o suavemente 
de 5 a 10 vezes (ver item 5). 
 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
19.Após a retirada do último tubo, remover a agulha e fazer a compressão no local da 
punção, com algodão ou gaze seca. 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
 
20. Exercer pressão no local, em geral de 1 a 2 minutos, evitando assim a formação de 
hematomas e sangramentos. Se o paciente estiver em condições de fazê-lo, orientá-lo 
adequadamente para que faça a pressão até que o orifício da punção pare de sangrar. 
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corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja 
corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
18 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
21. Descartar a agulha imediatamente após sua remoção do braço do paciente, em 
recipiente para materiais perfuro cortantes. 
22. Fazer curativo oclusivo no local da punção. 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
23. Orientar o paciente para que não dobre o braço, não carregue peso ou bolsa a tiracolo 
no mesmo lado da punção por, no mínimo 1 hora, e não mantenha manga dobrada, que 
pode funcionar como torniquete. 
24. Verificar se há alguma pendência, fornecendo orientações adicionais ao paciente, se 
for necessário. 
25. Certificar-se das condições gerais do paciente, perguntando se está em condições de 
se locomover sozinho; entregar o comprovante de coleta com data provável do resultado e 
liberá-lo. 
26. Colocar as amostras em local adequado ou encaminhá-las imediatamente para 
processamento em casos indicados (como materiais que necessitem ser mantidos em 
gelo, por exemplo) de acordo com o procedimento operacional do laboratório. 
 
4.4. Coleta de sangue venoso com seringa e agulha: 
A coleta de sangue com seringa e agulha é usada há muitos anos e enraizou-se em 
algumas áreas de saúde, pois o mesmo produto é usado para infundir medicamentos. 
É a técnica mais antiga desenvolvida para coleta de sangue venoso. Embora não seja 
mais o procedimento recomendado pelas normas CLSI, ainda hoje, em algumas 
regiões do mundo, este procedimento é bastante utilizado em laboratórios clínicos e 
hospitais. 
A coleta com seringa e agulha é ainda muito usada, seja por sua disponibilidade, uma 
vez que seringas e agulhas hipodérmicas são materiais essenciais para o 
funcionamento de uma instituição de saúde, seja pelo menor custo do produto. Porém, 
poderá trazer impacto em maior escala na qualidade da amostra obtida, bem como nos 
riscos de acidente com materiais perfuro cortantes. 
Em função deste sistema de coleta ser aberto, e por existir a etapa de transferência do 
sangue para os tubos acima ou abaixo da capacidade dos mesmos, que altera a 
proporção correta de sangue/aditivo, a qualidade da amostra pode ser comprometida 
pela ocorrência de hemólise, formação de micro coágulos e fibrina, que provocam 
resultados incompatíveis com o real estado do paciente. Além disso, causa um 
aumento de custo em todo o processo, pois uma amostra comprometida leva o 
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corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
19 
 
laboratório ao reprocessamento de amostras, causando situações incômodas, como 
descritas a seguir: 
• Novas coletas, ocasionando transtornos na reconvocação do paciente e para os 
profissionais do laboratório. 
• Gasto de tempo desnecessário para o flebotomista e laboratório. 
• Possibilidade de problemas nos equipamentos dos setores técnicos (entupimento da 
probe). 
• Utilização desnecessária de materiais de coleta e reagentes, envolvendo custos para 
o setor. 
• Custos desnecessários para os setores administrativos e técnicos do laboratório. 
 
Procedimento de coleta de sangue com seringa e agulha estéreis: 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
 
1. Verificar se a cabine da coleta está limpa e guarnecida para iniciar as coletas. 
2. Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação de pedido médico e 
etiquetas. 
3. Conferir e ordenar todo material a ser usado no paciente, de acordo com o pedido médico 
(tubos, gaze, torniquete, etc.). A identificação dos tubos deve ser feita na frente do paciente. 
4. Informá-lo sobre o procedimento. 
5. Higienizar as mãos (ver item 3.1). 
6. Calçar as luvas (ver item 3.2). 
7. Abrir a seringa na frente do paciente. 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
8. Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo na altura do ombro. 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim 
aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja 
corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluira imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja 
corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
20 
 
9. Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra e 
feche a mão, faça a escolha da veia a ser puncionada, e afrouxe-o. Esperar 2 minutos para 
usá-lo novamente. 
10. Fazer a Antissepsia (ver item 3.3). 
11. Garrotear o braço do paciente (ver item 4.1.3). 
12. Retirar a proteção da agulha hipodérmica. 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
13. Fazer a punção numa angulação oblíqua de 30o, com o bisel da agulha voltado para cima, 
se necessário, para melhor visualizar a veia, esticar a pele com a outra mão (longe do local 
onde foi feita a Antissepsia). 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
14.Desgarrotear o braço do paciente assim que o sangue começar a fluir dentro da seringa. 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
 
15.Aspirar devagar o volume necessário de acordo com a quantidade de sangue requerida na 
etiqueta dos tubos a serem utilizados (respeitar ao máximo a exigência da proporção 
sangue/aditivo). Aspirar o sangue evitando bolhas e espuma, e com agilidade, pois o processo 
de coagulação do organismo do paciente já foi ativado no momento da punção. 
 
16.Retirar a agulha da veia do paciente. 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja 
corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja 
corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja 
corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja 
corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
21 
 
17. Exercer pressão no local, em geral de 1 a 2 minutos, evitando assim a formação de 
hematomas e sangrentos. Se o paciente estiver em condições de fazê-lo, oriente-o para que 
faça a pressão até que o orifício da punção pare de sangrar. 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
18. Tenha cuidado com a agulha para evitar acidentes perfuro cortantes. 
19. Descartar a agulha imediatamente após sua remoção do braço do paciente, em recipiente 
adequado, sem a utilização das mãos (de acordo com a normatização nacional – não 
desconectar a agulha - não reencapar). 
20.Abrir a tampa do 1° tubo (ver item 4.6), deixar que o sangue escorra pela sua parede 
devagar para evitar hemólise (ver item 1.13). 
 
 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
21. Fechar o tubo e homogeneizar (ver item 5), invertendo-o suavemente de 5 a 10 vezes de 
acordo com o tubo utilizado. O CLSI recomenda que o processo de homogeneização do 
sangue ao anticoagulante citrato ocorra num intervalo inferior a 1 minuto, após a finalização da 
coleta. 
22. Abrir a tampa do 2º tubo (ver item 4.6), e assim sucessivamente até o último tubo, de 
acordo com o pedido médico do paciente. Não se esquecer de fazer o processo tubo a tubo, 
para evitar a troca de tampa dos tubos (causando erro de diagnóstico). A seqüência a ser 
preconizada na transferência do sangue para os tubos, ao utilizar seringa e agulha, deve ser 
aquela recomendada pelo CLSI. Este procedimento visa prevenir riscos descontaminação das 
amostras. (ver item 4.6). 
23.Ao final, descartar a seringa em descartador apropriado para materiais contaminantes. 
24. Fazer curativo oclusivo no local da punção. 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
25. Orientar o paciente para que não dobre o braço, não carregue peso ou bolsa a tiracolo no 
mesmo lado da punção por, no mínimo, 1 hora e não mantenha manga dobrada, que pode 
funcionar como torniquete. 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja 
corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja 
corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja 
corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja 
corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
22 
 
26. Verificar se há alguma pendência, dando orientações adicionais ao paciente, se for 
necessário. 
27. Certificar-se das condições gerais do paciente perguntando se está em condições de se 
locomover sozinho, entregar o comprovante de coleta com a provável data do resultado, e 
liberá-lo. 
28. Colocar as amostras em local adequado ou encaminhá-las imediatamente para 
processamento em casos indicados (como materiais que necessitem ser mantidos em gelo, por 
exemplo) de acordo com o procedimento operacional do laboratório. 
 
4.5. Agrupamento de exames para coleta: 
TUBO EXAMES 
Tubo Gel SST 
Ácido Úrico 
Adenosina Deaminase (ADA) 
Alanina Amino Transferase (ALT/TGP) 
Albumina 
Alfa-1 Glicoproteína Ácida 
Alfa Fetoproteína 
Amilase 
Anticorpos Antitiroglobulina (ATG) 
Anticorpos Antiperoxidase 
Anticorpos AntiAntígenoSuperfície (Anti-HBs) 
Anticorpo Contra Antígeno E - Anti-HBe 
Anticorpos Totais Contra Antígeno Central (Anti-
HBc) 
Antígeno Carcinoembrionário (CEA) 
Antigeno de superfície (HBsAg) 
Antígeno E - HBeAg 
Antígeno Prostático Específico Total (PSA Total) 
Aspartato Amino Transferase (AST/TGO) 
Bilirrubina Totais e Frações 
CA 125 
CA 15.3 
CA 19.9 
CA 72.4 
Cálcio Total 
Citomegalovírus (CMV) 
Cloro (Cl) 
Colesterol Total e Frações 
Cortisol 
Creatinina 
Creatinoquinase (CK) 
CreatinoquinaseIsoenzima MB (CKMB) 
Curva de Insulina 
Estradiol (E2) 
Ferritina 
Ferro (Fe) 
Fosfatase Alcalina 
Fósforo 
Gama GlutamilTransferase (GGT) 
Gonadotrofina Coriônica Humana - Fração beta 
(Beta-HCG) 
Hepatite A (Anti-HAV) 
Hepatite B (Anti-HBV) 
Hepatite C (Anti-HBC) 
Hormônio do Crescimento (GH) 
Hormônio Folículo Estimulante (FSH) 
Hormônio Luteinizante (LH) 
Hormônio Tireoestimulante (TSH) 
Imunoglonulina A (IgA) 
Imunoglobulina G (IgG) 
Imunoglobulina M (IgM) 
Insulina 
Desidrogenase lática (LDH) 
Lipase 
Magnésio (Mg) 
Metotrexato 
NT-PróBNP 
Peptídeo C 
Potássio (K) 
Progesterona 
Prolactina (PRL) 
Proteína C Reativa - Ultra Sensível (PCR)Proteína Total (PT) 
Proteína Total e Frações (PTF) 
Rubéola 
Sódio (Na) 
Sulfato de Dehidroepiandrosterona (DHEA’S) 
T3 Livre 
T4 Livre 
Testosterona Total 
Toxoplasmose 
Transferrina 
Triglicérides (TG) 
Troponina T - Alta sensibilidade (Tropo T) 
Uréia 
Vancomicina 
Vitamina D Total 
Tubo Gel SST 
Ácido Fólico 
Ácido Valpróico 
Aldolase 
Aldosterona 
Alfa-1 Antitripsina (AAT) 
17-Alfa Hidroxi Progesterona (17-OH-Progesterona) 
Amicacina 
Androstenediona 
Anticorpos Antimitocôndria (AMA) 
Anticorpos AntiMúsculo Liso (ASMA) 
Anticorpos AntipeptídeoCitrulinadoCiclico 
Anticorpos Anti-SSA (Ro) 
Anti DNA Nativo (Dupla Hélice) 
Citomegalovírus - Avidez de IgG 
Cobre 
Dehidropiandrosterona 
Digitoxina 
Digoxina 
Eritropoietina 
Fator Anti Núcleo (FAN) 
Fator Reumatóide (FR) 
Fenitoína 
Fenobarbital 
Fosfatase Ácida Prostática 
Fosfatase Ácida Total 
Herpes IgG e IgM 
23 
 
Anti ENA 
Antiestreptolisina O (ASLO) 
Anti Jo-1 
Anti-LKM-1 
Anti RNP 
Anti Scl-70 
Anti Sm 
Anti SSB (La) 
Beta-2 Microglobulina 
C3 
C4 
Carbamazepina 
Imunoglobulina E (IgE) 
IGF-1 - Somatomedina C 
Lítio 
Mononucleose 
Quantificação do DNA do vírus Epstein-Barr 
Sorologia para HTLV I e II (HTLV I e II) 
Teofilina 
Testosterona Livre 
Tobramicina 
Toxoplasmose - Avidez de IgG (soro) 
Vitamina A 
Vitamina B12 
Tubo Gel SST 
Cálcio Ionizado 
Tubo Gel SST 
Eletroforese de Proteínas 
Imunofixação. 
Tubo Gel SST 
Paratormônio (PTH) - TUBO GELADO 
Tubo Gel SST 
Brucelose 
Detecção do DNA do Toxoplasma gondii 
Detecção do DNA do Parvovírus Humano 
Detecção do DNA do Vírus Epstein-Barr (líquor) 
Detecção do DNA do Vírus Varicela-Zoster (líquor) 
Esquistossomose 
Influenza A/H1 Linhagem Suína 
Influenza Sazonal 
Isolamento de Vírus (líquor) 
Leishmaniose Humana 
Parvovírus Humano PCR para Meningites 
Bacterianas (soro e líquor) 
PCR para Parvovírus Humano 
Pesquisa de Herpesvírus Simples Tipo I e II (líquor) 
Sarampo 
Sorologia para Bartonela 
Sorologia para Clamídia 
Sorologia para Micoplasmapneumoniae 
Sorologia para Paracoccidioidomicose 
Tubo Gel SST 
Toxocara canis IgG 
Sorologia para Dengue 
Leptospirose. 
Tubo Gel SST 
Chagas 
Sorologia para Sífilis 
VDRL 
Tubo Gel SST 
Sorologia para HIV - HIV. 
Tubo Gel SST 
HIV – Teste Rápido. 
Tubo Gel SST 
Ceruloplasmina 
Cortisol Após Estímulo com DDAVP 
Detecção de DNA do vírus Hepatite B 
Detecção do DNA e Tipagem Herpesvírus I e II 
Detecção do RNA do Vírus Hepatite C 
Quantificação do DNA do Citomegalovírus (soro) 
Quantificação do DNA do Vírus Hepatite B 
Quantificação do DNA do Vírus Hepatite C 
Rubéola - Avidez de IgG (soro) 
Sorologia para Caxumba 
24 
 
 
4.6. Recomendações da seqüência dos tubos a vácuo na coleta de sangue venoso de 
acordo com o CLSI: 
Existe uma possibilidade pequena de contaminação com aditivos de um tubo para outro, 
durante a troca de tubos, no momento da coleta de sangue. Por isso, foi estabelecida pelo 
CLSI uma ordem de coleta. 
Esta contaminação pode ocorrer numa coleta de sangue venoso quando: 
• Na coleta de sangue a vácuo, o sangue do paciente entra no tubo e se mistura ao 
ativador de coágulo ou anticoagulante, podendo contaminar a agulha distal, (recoberta 
pela manga de borracha da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo), quando a 
mesma penetra a rolha do tubo. 
 Tubo EDTA 
Eletroforese de Hemoglobinas 
Hemoglobina Glicada – HbA1C. 
 Tubo EDTA 
Glicose 6 Fosfato Desidrogenase – G6PD 
 
 
 Tubo EDTA 
Eritrograma 
Falcização de Hemácias 
Curva de FragilidadeOsmótica 
Hematócrito (Ht) 
Hemoglobina (Hb) 
Hemograma 
Leucograma 
Pesquisa de Esferócitos 
Pesquisa de Hematozoários 
Plaquetas 
Reticulócitos 
Velocidade de Hemossedimentação (VHS) 
 Tubo EDTA 
Renina - TUBO GELADO 
 Tubo EDTA 
Hormônio Adenocorticotrófico (ACTH)- TUBO GELADO 
 Tubo Fluoreto 
Curva Glicêmica de 3 horas 
Curva Glicêmica de 5 horas 
Glicemia de Jejum 
Glicose Pós-prandial 
Lactato 
Teste Oral de Tolerância à Glicose (75g) 
Teste Oral de Tolerância à Glicose (75g) - Gestantes e Triagem Diabetes Gestacional 
 Tubo Citrato 
Coagulograma 
Dímero D 
Fator de Von Wilebrand 
Fator V 
Fator VII 
Fator VIII 
Fator IX 
Fibrinogênio 
Tempo de Protrombina (TP) 
Tempo de Tromboplastina Parcial Ativada (TTPa) 
Titulação do Inibidor do Fator VIII 
Titulação do Inibidor do Fator IX 
25 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
 
 
 
Contaminação da agulha de coleta 
Múltipla no momento da coleta 
 
 
 
• Na coleta com seringa e agulha, pelo contato da ponta da seringa com o anticoagulante 
ou ativador de coágulo na parede do tubo, quando da dispensação do sangue dentro do 
tubo. 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
 
Contaminação do bico da seringa no 
momento da transferência do sangue para o 
tubo 
 
 
 
Em dezembro de 2003, a ordem de coleta do CLSI foi reformulada contemplando também 
a coleta em tubos plásticos. 
Isto ocorreu porque os tubos plásticos para soro (tampa vermelha ou amarela com gel 
separador) contêm ativador de coágulo em seu interior, o que pode alterar os resultados 
dos testes de coagulação. 
Devido a este componente estes tubos devem ser colhidos depois do tubo para 
coagulação (tampa azul), como veremos abaixo. 
No caso de coleta com tubos de vidro, tubos para soro (tampa vermelha) podem ser 
colhidos normalmente, antes dos tubos para coagulação (tampa azul), pois não possuem 
ativador de coágulo. 
Em casos de usar somente tubos plásticos, e o paciente necessitar testes específicos de 
coagulação, coletar primeiro um tubo de vidro para soro (tampa vermelha) ou um tubo de 
descarte sem nenhum aditivo (que não serão utilizados para análise), para evitar a 
contaminação destes testes específicos pela tromboplastina tecidual. 
O tubo de descarte deve ser um tubo sem nenhum aditivo, ou seja, este tubo será usado 
para descartar o primeiro volume de sangue da coleta, onde está presente o fator de 
coagulação tromboplastina tecidual, que interfere em testes específicos de coagulação. 
Nos casos em que a coleta for feita com escalpe, e o primeiro tubo a ser colhido for o tubo 
de citrato ou um tubo de menor volume de aspiração, deve-se primeiro colher um tubo de 
descarte. O tubo de descarte deve ser usado para preencher o espaço morto do tubo 
vinílico do escalpe com sangue, assegurando a manutenção da proporção 
sangue/anticoagulante no tubo e também o volume exato de sangue que foi colhido dentro 
do tubo. 
 
4.6.1. Seqüência de coleta de sangue em tubos plásticos: 
1. Frascos para hemocultura. 
2. Tubos com citrato (tampa azul claro). 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja 
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26 
 
3. Tubos para soro com Ativador de Coágulo, com ou sem Gel Separador (tampa 
vermelha ou amarela). 
4. Tubos com Heparina com ou sem Gel Separador de plasma (tampa verde). 
5. Tubos com EDTA (tampa roxa). 
6. Tubos com fluoreto (tampa cinza).Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
 
 
4.7. Coleta de sangue em pediatria e geriatria: 
Como o acesso venoso em pacientes pediátricos e geriátricos pode ser difícil, pois os 
mesmos possuem veias menos calibrosas, o êxito de uma coleta nestes pacientes requer 
agulhas de menor calibre, escalpes e tubos de menor volume. 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
 
 
 
Escalpe para coleta de sangue a vácuo com 
dispositivo de segurança 
 
 
 
 
 
 
 
27 
 
4.8. Coleta de sangue em queimados: 
Dependendo das condições do paciente queimado, deve-se manter uma via de acesso 
preservada para infusão. No caso de coleta de sangue, recomenda-se procurar uma veia 
cujo acesso esteja íntegro e facilitado. Esta coleta também requer agulhas de menor 
calibre, escalpes e tubos de menor volume. 
Em alguns casos, pode-se colher sangue por punção capilar, com lancetas e microtubos. 
 
5. Homogeneização para tubos de coleta de sangue: 
A homogeneização deve ser feita por inversão conforme ilustrado a seguir: 
 
 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
Uma inversão é contada após virar o tubo para baixo e retorná-lo à posição inicial, conforme 
exemplificado na imagem acima. 
 
QUADRO REPRESENTATIVO DO NÚMERO DE 
INVERSÕES DOS TUBOS APÓS A COLETA 
GRUPO DE ANTICOAGULANTES/ADITIVOS NÚMERO DE INVERSÕES 
Tubos com Gel Separador 
Tubos com gel e ativador de coágulo 
Tubos com gel e heparina 
 
5 a 8 vezes 
8 a 10 vezes 
Tubos sem Aditivos 
Tubos siliconizados 
 
não é necessário homogeneizar 
Tubos com Aditivos para Obtenção de Soro 
Partículas ativadoras de coágulo 
tampa vermelha ou amarela 
 
 
5 a 8 vezes 
Tubos Sangue Total/Plasma 
EDTA K2 ou EDTA K3 
Citrato (coagulação) 
Citrato (VHS) 
Fluoreto de sódio/EDTA Na2 (glicose) 
Heparina 
Ácido cítrico, Citrato, Dextrose (ACD) 
 
8 a 10 vezes 
5 a 8 vezes 
5 a 8 vezes 
8 a 10 vezes 
8 a 10 vezes 
8 a 10 vezes 
Tubos Elemento de Traço 
EDTA ou heparina 
Com ativador de coágulo para obtenção de soro 
 
8 a 10 vezes 
5 a 8 vezes 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória 
suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o 
computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x 
vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
28 
 
Nota: O número de inversões pode variar de um fabricante para outro, consulte o fornecedor de 
tubos sobre recomendações para homogeneização. 
• Não se deve homogeneizar tubos de citrato vigorosamente, sob o risco de ativação plaquetária e 
interferência nos testes de coagulação. Quando utilizar tubos de citrato para coleta de sangue a 
vácuo com aspiração parcial, uma falsa trombocitopenia pode ser observada. Este fenômeno 
pode ocorrer pela ativação plaquetária causada pelo “espaço morto” entre o sangue coletado e a 
rolha destes tubos. 
• A falha na homogeneização adequada do sangue em tubo com anticoagulante precipita a 
formaçãode micro coágulos. 
 
6. Coleta de gasometria: 
A coleta de sangue venoso para análise dos gases sangüíneos requer cuidados na escolha do 
material adequado a ser utilizado na coleta, na conservação da amostra e transporte imediato ao 
laboratório. 
A melhor opção está na utilização de seringa previamente preparada com heparina de lítio jateada 
na parede, com “balanceamento” de cálcio. O uso de seringa, de preparação “caseira”, utilizando 
heparina de sódio líquida é aceitável, porém aumenta a possibilidade de interferência na dosagem 
de cálcio iônico, pois existe a possibilidade da heparina ligar-se quimicamente ao cálcio, 
resultando em valores falsamente mais baixos do que o real. A introdução do cálcio em 
concentração “balanceada”, nas seringas destinadas especificamente para coleta de gasometria e 
eletrólitos, tem por finalidade minimizar os efeitos da queda deste íon na amostra. A heparina 
líquida, em excesso, pode ainda causar diluição da amostra, resultando valores incompatíveis 
com a situação clínica do paciente. 
As seringas específicas para a análise de gases sangüíneos, além de eliminarem o risco de 
diluição da amostra, asseguram a proporção exata entre volume de sangue e anticoagulante, 
evitando assim a formação de micro coágulos que podem produzir resultados errôneos, bem 
como obstruir os equipamentos analisadores de gases sangüíneos.O volume de sangue coletado 
pode variar de 1 a 3 mL. 
Após a obtenção da amostra despreza-se a agulha, esgota-se o ar residual, veda-se a ponta da 
seringa com o dispositivo oclusor, e homogeneiza-se suavemente, rolando-a entre as mãos. 
O material necessita ser encaminhado de imediato ao laboratório, idealmente não excedendo o 
prazo de 15 minutos. O resfriamento do material em gelo auxilia sobremaneira na diminuição da 
atividade metabólica dos leucócitos, porém não assegura uma inibição completa. Deve-se evitar o 
contato direto da seringa com o gelo, isolando-a com papel, compressa ou similar, visando 
prevenir o congelamento da amostra, fato que inviabilizaria sua análise. 
 
 
 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
 
 
Seringa de gasometria vedada e pronta 
para ser enviada ao laboratório 
 
 
7. Coleta de hemocultura: 
Para a realização de hemocultura faz-se a coleta e a transferência de sangue para frascos 
específicos, contendo meios de cultura próprios para o crescimento de microorganismos. A 
qualidade da coleta de sangue é fator limitante. 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela 
esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
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A coleta deverá ser realizada preferencialmente por via periférica em membros superiores. 
As punções podem ser seqüenciais, exceto se houver recomendação médica específica para 
intervalo mínimo entre as punções. Não há diferença de sensibilidade e especificidade entre a 
coleta de punção venosa ou arterial. 
Com suspeita de infecção da corrente sanguinea, relacionada a dispositivos intravasculares, 
recomenda-se a coleta de 1 frasco por via periférica e outro do dispositivo suspeito do local da 
infecção. 
Ao se coletar na ascensão da temperatura há chance de se obter um maior número de bactérias 
ou fungos viáveis. A coleta não deve ser realizada após o pico febril. 
 
7.1. Quantidade de frascos, volume de sangue e intervalo entre as coletas: 
No paciente adulto está indicada 2 ou no máximo 3 hemoculturas em um período de 24 
horas. Em cada punção, deve-se coletar de 8 a 10 mL de sangue e inocular em cada 
frasco (aeróbio e/ou anaeróbio). No frasco MycoF deve-se coletar e inocular de 1 a 5 mL 
de sangue. 
O volume indicado para a coleta de hemocultura infantil varia de acordo com o peso da 
criança e deve seguir a tabela abaixo: 
 
Peso (kg) 
Volume de sangue por amostra (mL) Volume total de sangue 
para cultura (mL) Frasco 1 Frasco 2 
≤ 1 2 - 2 
1,1 a 2 2 2 4 
2 a 12,9 4 2 6 
13 a 36 10 10 20 
>36 20 – 30 20 – 30 40 – 60 
Fonte: Referência Bibliográfica 9 
 
O exame de hemocultura consiste da coleta de 2 punções venosas em diferentes sítios e 
inoculados em no mínimo 2 e no máximo de 3 frascos de hemocultura de acordo com a 
indicação clínica e que devem ser interpretados conjuntamente. 
 
A escolha do tipo de frasco é uma indicação médica, conforme a seguinte recomendação: 
· Meio Bactec Plus – frasco com tampa azul: indicado para cultura de bactérias 
aeróbicas e fungos (leveduriformes) em pacientes adultos. 
· Meio Bactec Peds Plus – frasco com tampa rosa: indicado para cultura de 
bactérias aeróbicas e cultura para fungo (leveduriformes) em crianças. 
· Meio Myco F – frasco