Roteiro de Microbiologia Engenharias

Prévia do material em texto

1 
 
 
 
 
 
 
Roteiro de 
Atividades Experimentais de 
Microbiologia 
 
 
 
 
 
 
Para os cursos de Engenharia Química e Ambiental 
 
 
2014 
2 
 
Disciplina: Microbiologia 
 
1. Finalidade: 
Fornecer aos alunos conhecimentos básicos de microbiologia: morfologia e estrutura 
das células microbianas, ecologia, fisiologia e genética bacteriana. Estudar o papel dos 
microrganismos nos ciclos geoquímicos e na biodegradação de compostos químicos. 
Apresentar uma visão geral das técnicas empregadas para isolamento, cultivo, controle de 
crescimento microbiano, determinação das unidades formadoras de colônias (UFC), 
determinação de padrão de resistência a antibióticos e identificação dos microrganismos. 
 
2. Cursos que atende 
Engenharia Ambiental 
Engenharia Química 
 
3. Professores 
Caroline Pereira Petrillo 
Valéria Martins Godinho 
 
4. Normas de Funcionamento dos Laboratórios: 
Os laboratórios da Faculdade de Engenharia do Centro Universitário Newton Paiva 
caracterizam-se por sua natureza didático-pedagógica, servindo de complemento aos usuários, 
na busca pela informação e pelo conhecimento científico. A finalidade desses laboratórios é 
atender aos alunos dos cursos de Engenharia, oferecendo-lhes infraestrutura e suporte 
necessário ao desenvolvimento de atividades relacionadas às diferentes disciplinas. 
Eventualmente, as instalações poderão ser usadas para o desenvolvimento de atividades de 
pesquisa de material didático ou de extensão, desde que aprovado por órgão competente da 
instituição. 
 
Acesso 
O acesso às instalações dos laboratórios é restrito a acadêmicos e professores do Centro 
Universitário Newton Paiva. Qualquer exceção deverá obter autorização da coordenação do 
curso e/ou da direção da Faculdade de Engenharia. A utilização dos Laboratórios por parte dos 
alunos só será possível mediante a supervisão e coordenação das atividades por parte dos 
professores, dos estagiários ou dos monitores. 
 
Utilização 
 Os usuários do laboratório são co-responsáveis pela observância de suas normas de 
funcionamento e pela integridade dos recursos materiais colocados à sua disposição, bem 
como, pela comunicação à administração do laboratório, pelo desrespeito às normas por 
outros usuários e eventuais defeitos nos equipamentos. 
 Só poderão ser requisitados materiais e equipamentos dos laboratórios se os mesmos se 
destinarem a atividades letivas ou ao desenvolvimento de projetos de pesquisa. 
 Qualquer material ou equipamento requisitado por professores de outros cursos do 
Centro Universitário Newton Paiva deverá ser registado no livro de requisições. 
3 
 
 Excepcionalmente, materiais dos laboratórios poderão ser cedidos ou emprestados a 
alguma entidade ou instituição, desde que obtenha autorização do conselho executivo ou 
do coordenador do curso, com o parecer do responsável pelo laboratório. 
 Quaisquer faltas ou danos deverão ser comunicados ao coordenador do laboratório. 
 Os computadores e periféricos instalados no laboratório são de uso exclusivo dos 
professores e monitores. Alunos em horário de aula e sob a supervisão do professor ou 
monitor, poderão fazer uso desses recursos. 
 
Compete aos professores das disciplinas: 
 Cumprir e fazer cumprir o presente regulamento; 
 Zelar para que o ambiente do laboratório seja adequado à pesquisa e ao trabalho; 
 Selecionar os experimentos a serem conduzidos nas aulas de laboratório e preparar os 
roteiros de aulas e os experimentos; 
 Informar, com antecedência, aos estagiários ou ao monitor, o material e o equipamento 
necessários para a condução das atividades programadas; 
 Comunicar e indicar ao responsável as necessidades de equipamentos e materiais para o 
normal desenrolar das atividades programadas; 
 Zelar pela conservação e manutenção dos equipamentos, comunicando ao coordenador 
do curso defeitos ou avarias nos mesmos. 
 
Compete aos estudantes e demais usuários dos Laboratórios: 
 Cumprir e fazer cumprir o presente regulamento; 
 Respeitar os horários de início e término das aulas práticas; 
 Realizar as atividades acadêmicas com seriedade e espírito científico; 
 Cumprir e fazer cumprir o presente regulamento; 
 Zelar para que o ambiente do laboratório seja adequado à pesquisa e ao trabalho; 
 Zelar pela conservação e manutenção dos equipamentos; 
 
Compete aos estagiários e monitores: 
 Cumprir e fazer cumprir o presente regulamento; 
 Dar suporte técnico aos professores e alunos no desenvolvimento das atividades 
acadêmicas e pedagógicas que necessitem dos recursos do Laboratório de química; 
 Supervisionar e controlar o comportamento dos usuários e utilização dos equipamentos; 
 Inventariar o material do laboratório no prazo estabelecido pelo coordenador do curso. 
 Controlar o gasto de reagentes e outros materiais de consumo. 
 Promover a otimização no uso dos equipamentos e materiais; 
 Apoiar todo o tipo de atividades a desenvolver no âmbito do Laboratório. 
 
Compete ao coordenador do departamento, ouvidos os docentes, propor a compra do 
material necessário para a aprendizagem da disciplina e para o desenvolvimento de projetos 
relacionados. 
 
Início das aulas 
4 
 
A tolerância para o ingresso do aluno no laboratório será no máximo de 15 minutos. Alunos 
que justificarem o atraso poderão fazer o experimento, condicionados à disponibilidade de 
tempo de laboratório e equipamentos. 
 
É vedado a qualquer usuário dos laboratórios: 
 Consumir qualquer espécie de alimento ou bebida nas dependências do laboratório; 
 Fumar nas dependências do laboratório; 
 Fazer uso de celular ou aparelhos sonoros nas dependências do laboratório; 
 Retirar qualquer material ou equipamento do Laboratório sem autorização prévia; 
 Fazer uso indevido dos equipamentos e materiais disponíveis; 
 Utilizar o laboratório para fins não acadêmicos; 
 Conduzir qualquer tipo de atividade que possa perturbar o ambiente dos laboratórios. 
 
Todos os casos omissos nestas normas serão oportunamente resolvidos pelo coordenador do 
curso e pela direção do Centro Universitário Newton Paiva. 
 
5. Sugestões preliminares 
 
Ao aluno 
1. Prepare-se antes de ir para o laboratório, leia previamente e cuidadosamente o 
texto relacionado à atividade a ser executada. 
2. Confira o material recebido. Ao sair do laboratório deixe cada coisa em seu lugar, 
exatamente como foi encontrado. 
3. Mantenha-se atento e concentrado durante a atividade para um melhor 
desempenho e faça um registro cuidadoso de todas as observações e resultados 
obtidos. Seja escrupuloso no registro das observações e não altere os valores 
obtidos com o intuito de forçar sua coerência com os dados do problema. Não forje 
observações que não tenham sido feitas realmente. Se o resultado final for 
insatisfatório, procure descobrir a causa do erro e, somente se necessário, refaça a 
experiência. 
4. Siga as instruções fornecidas e em caso de algum problema ou dúvida quanto à 
realização do procedimento experimental, não tome nenhuma providência sem 
antes consultar o professor ou o responsável pelo laboratório. 
 
Ao grupo 
 
1. Procure harmonizar-se durante a execução da atividade de maneira a evitar 
acidentes. 
2. Procure manter-se nos limites da bancada e com o menor índice de barulho 
possível. 
3. Organize a execução das atividades de modo a deixar a bancada sempre limpa e 
organizada. 
 
 
5 
 
6. Instruções gerais para o desenvolvimento dos trabalhos em Laboratório 
 
Antes de começar qualquer atividade em um laboratório, o estudante deve ler 
cuidadosamente osdetalhes completo da prática bem como sua respectiva teoria. Não deve 
somente ter a ideia do que deve ser feito e como se propõe a fazê-lo, mas em todas às vezes 
deve dar uma resposta inteligente a perguntas como: o que está fazendo e por quê? Pode-se 
então dizer que o exercício foi verdadeiramente científico e não do tipo livro de receitas para 
cozinha. O estudante logo perceberá que várias experiências dependem de um longo tempo 
de aquecimento ou repouso, durante os quais nem sempre é necessário voltar toda a atenção 
ao que ocorre. Um bom operador fará uso deste tempo, por exemplo, para fazer anotações, 
preparar o material e as condições necessárias para uma próxima etapa (se houver), limpar e 
secar vidrarias. 
 
Os resultados de todas as práticas devem ser anotados em um caderno de notas, no 
momento em que as observações forem feitas. Se a atividade requer anotações de massa, de 
volume ou de outros resultados numéricos, estes devem ser colocados diretamente no 
caderno de notas e não em pedaços de papel, que podem vir a ser perdidos e desenvolverem 
atos de negligência no estudante. Uma boa indicação da técnica do estudante será a aparência 
da sua bancada de trabalho. A parte superior da bancada deve sempre estar limpa e seca. 
 
1. Segurança no trabalho 
 
Qualquer laboratório pode ser considerado um lugar sem perigo, desde que se tome 
todo o cuidado e que se tenha toda a prudência para mantê-lo livre de acidentes. Quando 
não se toma precauções ou se trabalha sem cuidados, podem ocorrer intoxicações, lesões, 
incêndios ou explosões. É necessário, portanto, que se previnam tais acidentes mediante a 
obediência às normas de segurança. Essas normas devem ser rigorosamente observadas e 
conscientemente seguidas: 
 
1. Não trabalhar com material imperfeito ou defeituoso, principalmente com vidro que 
tenha pontas ou arestas cortantes. 
2. Fechar cuidadosamente as torneiras dos bicos de gás após seu uso. 
3. Não deixar vidros, metais ou qualquer outro material, em temperatura elevada, em 
lugares em que eles possam ser tocados inadvertidamente. 
4. Não trabalhar com substâncias inflamáveis, especialmente solventes orgânicos, 
próximos à chama. 
5. Não provar ou ingerir reagentes de laboratório. 
6. Não levar alimentos para dentro do laboratório. 
7. Não aspirar gases ou vapores, sem antes certificar-se de que não são tóxicos. Se for 
necessário cheirar algum reagente fazê-lo puxando com a mão um pouco do vapor em 
direção ao nariz. 
8. Não aquecer tubos de ensaio com a boca virada para o seu lado, nem para o lado de 
outra pessoa. 
9. Não aquecer reagentes em sistemas fechados. 
10. Qualquer acidente deve ser comunicado ao professor imediatamente 
6 
 
11. O uso de avental/jaleco e outros acessórios de segurança exigidos pela atividade são 
obrigatórios. 
12. Conservar limpo o local de trabalho. 
13. Somente utilizar o material perfeitamente limpo. 
14. Seguir cuidadosamente o roteiro da atividade. 
15. Enxugar os frascos antes de aquecê-los. 
16. Colocar o material no local de origem, na medida em que for sendo liberado, 
respeitando os critérios de limpeza. 
17. Não descartar nenhum tipo de material (líquido ou sólido) nas pias. Orientar-se com o 
professor da prática sobre o destino que deve ser dado ao material. 
18. Cuidar para que os restos de reagentes sejam devidamente destruídos ou 
armazenados (conforme instruções contidas nos roteiros das práticas ou fornecidas 
pelo professor). 
19. Conservar os frascos sempre fechados. 
20. Não recolocar nos frascos de origem, substâncias deles retiradas, que sobraram ou 
foram recuperadas. 
21. Não misturar substâncias ao acaso e nem realizar experiências não autorizadas. 
22. Não mexer em outros itens do laboratório que não estejam associados à prática. 
23. Evitar levar as mãos à boca ou aos olhos. 
24. Quantidades pequenas de líquidos tóxicos não devem ser pipetadas sem a ajuda de 
uma pêra de sucção. Na ausência desta utilize pequenas provetas. Nunca se deve fazer 
uso da boca para pipetagens. 
25. Manipular substâncias corrosivas ou gases tóxicos sempre dentro da capela ligada. 
26. Lavar as mãos com água e sabão antes de sair do laboratório. 
27. Trabalhar com atenção, método, prudência e calma. 
 
 
7. Primeiros Socorros 
EM CASO DE ACIDENTE COMUNICAR O OCORRIDO IMEDIATAMENTE 
AO PROFESSOR. 
1. Se qualquer substância cair na pele, lavá-la imediatamente com bastante água. 
2. Cortes ou ferimentos leves devem ser logo desinfetados e protegidos com gaze e 
esparadrapo. 
 
3. Queimaduras: 
 Por calor: cobrir a queimadura com vaselina. 
 Por ácidos: devem ser lavadas com bastante água e com solução saturada de 
bicarbonato de sódio. 
 Por bases: devem ser lavadas com água e ácido acético 1%. 
 Por alcoóis: Devem ser lavadas com etanol. 
 Por fenóis: Devem ser lavadas com etanol. 
 
4. Intoxicações: Procurar local com ar puro para respirar. Nas intoxicações com ácidos, 
beber leite de magnésia ou solução de bicarbonato de sódio. 
7 
 
5. Se os olhos forem atingidos por qualquer substância, lavá-los com bastante água. 
6. Se derramar ácido ou base concentrados na própria veste, lavar a parte afetada 
imediatamente no chuveiro de emergência. 
7. Fogo: A primeira providência deve ser extinguir a alimentação do fogo. Se ocorrer 
sobre bancadas deve ser controlado com areia ou extintor de incêndio. Sobre vestes 
deve ser abafado com panos de preferência molhados. 
8. Atividades Experimentais: 
 
8.1 - Índice das aulas práticas 
1 Demonstração da Presença de Micro-organismos no Ambiente 
2 Preparações Microscópicas a Fresco 
3 Preparações Microscópicas Fixadas – Coloração Diferencial de Gram 
4 Identificação Bacteriana 
5 Antibiograma 
6 Isolamento e Observação Microscópica de Fungos 
 
8 
 
 
INSTRUMENTAÇÃO: LABORATÓRIO DE MICROBIOLOGIA 
 
OBJETIVOS: Identificar alguns materiais de laboratório e conhecer suas funções. 
 
PROCEDIMENTO: Descrição e uso das principais peças de laboratório. 
 
- Béquer (becker): Recipiente de vidro utilizado para aquecer substâncias, recolher 
filtrados, fazer decantações, misturar reagentes, preparar soluções e realizar reações. 
 
- Erlenmeyer: Recipiente de vidro utilizado para aquecer e cristalizar substâncias, 
especialmente quando estas precisarem ser agitadas. É utilizado também em titulações 
e para recolher filtrados. Além dessas aplicações é amplamente utilizado em 
microbiologia, para o crescimento de micro-organismos e para o preparo de meios de 
cultura. 
 
- Balão de fundo chato: Empregado para aquecimento ou armazenamento de líquidos ou 
solução. 
 
 
 
- Balão volumétrico: Balão de fundo chato e gargalo comprido, calibrado para conter 
determinados volumes líquidos. Possui um traço de referência, que marca o volume 
exato. Utilizado na preparação de soluções de concentrações conhecidas. 
 
- Provetas: Recipiente de vidro, de capacidade variável geralmente indicada em mL. 
Utilizada para medir volumes de líquidos, para preparar soluções de concentração 
aproximada ou não conhecida. 
9 
 
 
- Tubo de ensaio: Tubos de vidro, cilíndricos, com tamanhos variados, usados em vários 
experimentos. Nele, efetuam-se reações simples. Podem sofre variações de 
temperatura. 
 
 
- Placa de Petri: Recipiente de vidro ou plástico, que pode apresentar tamanhos 
diversificados, sua utilidade é muito variada. Têm grande emprego nas culturas de 
bactérias, culturas de fungos, protozoários, etc. 
 
- Lâminas: São vidros retangulares, em geral, no formato de 76 x 26, brancos, 
transparentes e com espessura não superior a 1,5 mm. 
 
 
- Lamínulas: São vidros quadradas (18 x 18) ou retangulares(24 x50), com espessura entre 
0,1-0,2 mm. Servem juntamente com as lâminas para a inclusão temporária ou 
permanente do objeto. 
10 
 
 
- Pipeta graduada: Consiste de um tubo de vidro estreito geralmente graduado em 0,1 ml. 
É usada para medir pequenos volumes variáveis de líquidos. Encontra pouca aplicação 
sempre que se deseja medir volumes líquidos com maior precisão. Não deve ser 
aquecida. 
 
 
 
- Pipeta volumétrica: É constituída por um tubo de vidro com um bulbo na parte central. 
O traço de referência é gravado na parte do tubo acima do bulbo. É usada para medir 
volumes únicos de líquidos com elevada precisão. Não deve ser aquecida. 
 
 
 
- Tubos de Durham: São tubos de vidro pequenos e cilíndricos. Servem para captar o gás 
formado em uma fermentação. 
 
- Alça de Drigalsky: É obtido pela manipulação de uma vareta de vidro à chama do 
maçarico. Serve para espalhar suspensões de micro-organismos na Placa de Petri 
contendo meio de cultura sólido. Deve ser flambada á chama antes e após o uso. 
 
 
 
- Bastão de vidro: É um bastão de vidro maciço utilizado para agitações e para auxiliar na 
transferência de líquidos de um recipiente para outro (direcionador de fluxo). 
 
 
 
 
11 
 
- Espátula: Utilizada para retirar reagentes sólidos de frascos. Pode ser de porcelana, 
plástico ou metal. 
 
 
- Estantes para tubos de vidro/plástico: Suporte de madeira ou metal, de vários 
tamanhos, para tubos de ensaios ou de tubo de polipropileno. 
 
 
 
- Frasco lavador (pisseta): Frasco de plástico com tampa. São utilizados para lavagem de 
precipitados, cristais, gases, etc. Pode conter água destilada, água acidificada, etanol, 
acetona, hidróxido de sódio. 
 
- Pêra de segurança - Usada para pipetar soluções. 
 
 
- Alça de Platina e agulhas: É um fio de platina ou outra liga metálica, medindo 
aproximadamente cinco centímetros, podendo ser recurvado em uma de suas 
extremidades. É adaptado ao cabo de Kolle. Este material é utilizado para transferir 
inóculos sólidos ou em suspensão. A agulha é um fio de platina ou de outra liga, que 
fixado ao cabo de Kolle, é utilizada para semear meio sólido em profundidade. 
 
 
 
 
 Cabo de Kolle Agulha de Platina 
 
 
12 
 
- Agarradores: Utilizados para segurar buretas, balões, erlenmeyers, condensadores e 
funis nos suportes. 
 
 
- Argola: Suporte para funil de separação, funil simples, tela de amianto e frascos que são 
coletados sobre a tela de amianto quando aquecidos. 
 
 
 
- Bico de Bussen: bico de gás especialmente construído para usos em laboratórios. 
Utilizado para aquecimento até temperaturas de 800ºC. Além deste, utilizam-se outros 
métodos de aquecimento em laboratório: banho-maria e banho de óleo. 
 
- Como utilizar o bico de bunsen: 
1. Abrir a chave geral de gás do laboratório. 
2. Abrir a válvula do registro de gás individual de cada bico (está localizado, geralmente, 
próximo do bico). 
3. Verificar se a entrada de ar do bico está aberta. 
4. Girar a válvula que liga efetivamente o bico e, com auxílio de um isqueiro ou de palitos de 
fósforo, acender o bico. A altura da chama pode ser controlada através do controle da entrada 
de ar 
5. Para desligar: desligar a válvula do registro de gás, desligar o bico. 
13 
 
TÉCNICA E PROCESSO DE ASSEPSIA/DESINFECÇÃO 
 
É importante ter claro os procedimentos que se devem adotar na manipulação segura dos 
meios, culturas bacterianas, etc., de modo a evitar qualquer tipo de contaminação. Tais 
procedimentos são denominados genericamente de técnicas de assepsia e incluem: 
a) . Fazer a desinfecção da área de trabalho e a antissepsia das mãos sempre antes e depois 
de trabalhar (1); 
b) . Trabalhar sempre na área de segurança (aproximadamente 10/15 cm) em volta da 
chama do bico de Bunsen (2); 
c) . Esterilizar adequadamente alças e agulhas de inoculação antes e depois do seu uso, 
evitando a criação de aerossóis, para isso aquecendo sempre da base para a ponta (3); 
d) . Flambar a boca dos frascos e tubos antes e depois das inoculações (4). 
 
 
 
TÉCNICAS DE SEMEADURA 
 
Nunca esqueça de trabalhar sempre perto da chama: 
 
 
 
 
14 
 
Semeadura em Tubos de Ensaio (em meios inclinados) Esgotamento de alça 
 
 
 Em picada: usando uma agulha de inoculação até atingir a profundidade do tubo: 
 
Em tubo de ensaio com meio inclinado Em tubo de ensaio com meio não inclinado 
 
 
 
 Em placa de Petri (por esgotamento em superfície): 
 
 
Por espalhamento: 
 
 
 Alça de Drigalski 
 
MEIOS DE CULTURA 
Para uma melhor compreensão das diversas finalidades e usos dos meios de cultura, 
apresentamos a seguir uma breve classificação dos mesmos: 
 Quanto à composição: 
a) Naturais: são aqueles de origem vegetal (um pedaço de batata, pão, frutas) ou animal 
(gema de ovo). 
15 
 
b) Artificiais: são aqueles constituídos de substâncias químicas podendo ser definidos ou 
indefinidos (complexos). 
 Quanto ao estado físico: 
c) Líquido: são os caldos, desprovidos de Ágar. 
d) Semi-sólido: são aqueles que apresentam em sua composição até 1% de Ágar. 
e) Sólido: são aqueles que apresentam em sua composição 1,5 a 2,5% de Ágar. 
 Quanto à finalidade e características: 
a) Simples: contém apenas componentes básicos para o crescimento de um micro-
organismo. 
b) Enriquecido: meio que tem aumentada a sua capacidade nutricional para o micro-
organismo pela adição de substâncias como gema de ovo, sangue, plasma, soro, leite. 
De uso frequente para bactérias de difícil crescimento (fastidiosas). 
c) De enriquecimento: meio seletivo que visa inibir o crescimento de micro-organismo 
acompanhantes e permitir o crescimento do micro-organismo alvo que se pretende 
isolar, aumentando assim, a proporção deste em relação aos demais. 
d) Seletivo: contêm substâncias seletivas que inibem o crescimento de certos micro-
organismo e permitem o crescimento de outros. São meios sólidos e têm como objetivo 
isolar culturas puras. 
e) Indicadores: meios que permitem a diferenciação visual do crescimento bacteriano 
facilitando a sua identificação. Frequentemente, os meios seletivos são também 
indicadores e todos os meios utilizados na confirmação bioquímica dos isolamentos são 
indicadores. A indicação mais frequente é a alteração de cor do meio por mudança no 
pH do mesmo, podendo ainda ser a produção de gás, precipitação de componentes do 
meio por atividade proteolítica e lipolítica, etc. 
f) Estoque: são meios normalmente semissólidos com a finalidade de preservar uma 
cultura bacteriana pura para posteriores utilizações no laboratório. 
16 
 
MICROSCOPIA 
 
Focalização com objetivas de aumento 10 e 45x 
 
2. Ligar a luz do microscópio (tomada de 110V). 
3. Focalizar o microscópio observando a posição da objetiva, do condensador e do diafragma, 
para se obter um campo bem iluminado. 
4. Colocar a lâmina preparada na platina do microscópio e com objetiva 10X em posição de 
foco, subir a mesa ou platina do microscópio por meio do parafuso macrométrico até o 
aparecimento da imagem. Com o parafuso micrométrico, ajustar a sua nitidez. 
5. Sem mover o canhão e a platina do microscópio, mudar a objetiva de aumento 45X. Se 
houver necessidade, ajustar a iluminação e o foco. 
 
Focalização com objetiva de imersão (x 100) 
3. Suspender o condensador ao máximo. Abrir todo o diafragma. Verificar se o campo do 
microscópio está bem iluminado. 
4. Colocar a lâmina, com uma gota de óleo de imersão sobre o esfregaço na platina do 
microscópio. 
5. Subir a mesa do microscópio de modo a mergulhar a objetivade imersão no óleo. por meio 
de parafuso macrométrico até o aparecimento da imagem e, com o parafuso micrométrico 
ajustar a nitidez. 
 
 
17 
 
PRÁTICA 1: DEMONSTRAÇÃO DA PRESENÇA DE 
MICRO-ORGANISMOS NO AMBIENTE 
I. Introdução: 
Nas aulas práticas do curso de microbiologia 
geral serão introduzidas técnicas microbiológicas 
básicas de isolamento, conservação e 
identificação dos micro-organismos, utilizadas na 
pesquisa, na indústria bioquímica e de alimentos, 
na agricultura, na medicina e na biotecnologia. 
Essas técnicas incluem observações 
microscópicas, cultivo em meios artificiais, 
identificação de bactérias e fungos, bem como 
estudos preliminares de fisiologia e genética 
microbianas. 
 Os micro-organismos são encontrados 
em qualquer ambiente, em suspensão ou 
assentados com a poeira de várias superfícies. O 
meio aquático foi provavelmente o ambiente 
original dos micro-organismos, a partir do qual se 
especializaram e colonizaram o ambiente 
terrestre. Os micro-organismos estão presentes 
nas partículas de poeira e, portanto, são passíveis 
de entrar no nosso corpo cada vez que 
respiramos, sendo depositados nos cabelos, nas 
roupas, na pele e nas mucosas. Os micro-
organismos do ar também contaminam alimentos 
e bebidas. Felizmente, na sua maioria, são 
inócuos ou benéficos, havendo relativamente 
poucos que causam prejuízos ao homem. O 
microbiologista deve estar apto a estimular e 
otimizar o desenvolvimento dos micro-
organismos benéficos e combater aqueles que 
causam doenças ou deterioram os alimentos e o 
ambiente. 
 Nesta primeira aula você deverá 
conhecer as normas básicas, os materiais e 
equipamentos necessários ao laboratório de 
Microbiologia. Terá oportunidade de verificar a 
presença de micro-organismos no ambiente, 
justificando na prática a importância das normas 
propostas. 
II. II Objetivos: 
1. Reconhecer materiais, equipamentos e 
normas de laboratório de Microbiologia; 
2. Demonstrar a presença de micro-organismos 
no ambiente. 
III. III Materiais: 
 Meios e soluções: 
- Ágar nutriente estéril 
- Caldo nutriente estéril 
 Equipamentos e utensílios: 
 
- Placas de Petri 
- Tubos de ensaio 
- Bico de Bunsen 
 
IV. IV Procedimento: 
A. Demonstração da presença de micro-
organismos no ambiente: 
 
1. Exponha a placa ou o tubo a uma 
condição de inoculação de sua preferência como, 
por exemplo, exposição ao ar, à pele, ao cabelo 
ou à respiração. 
- Ar: 
Deixe exposto ao ar, por 15 minutos, placa ou 
tubo aberto, ou coloque a placa ou tubo sobre o 
parapeito da janela e levante a poeira com papel 
toalha. 
 
- Pele ou cabelo: 
Passe os dedos em vários pontos da superfície do 
Ágar. Coloque o dedo no caldo nutriente do tubo, 
ou agite vigorosamente os cabelos em direção à 
superfície de placa ou tubo, ou coloque um fio de 
cabelo na placa ou tubo. 
 
- Respiração: 
Inocule a placa ou tubo tossindo, soprando ou 
espirrando diretamente sobre eles. 
 
B. Verificação da utilidade do bico de 
Bunsen: 
 
1. Próximo à chama do bico de Bunsen, abra por 
60 segundos uma placa ou tubo com meio de 
cultura estéril. 
2. Incube as placas e tubos na estufa a 25°C, por 
7 dias (até a aula seguinte) 
18 
 
3. Após o período de incubação, anotar a 
presença e a diversidade morfológica das 
colônias microbianas que cresceram sobre a 
superfície do Agar. Observe também a 
ocorrência de turvação do meio líquido 
contido no tubo, sinal de crescimento de 
bactérias ou de leveduras. 
 
Observações: 
 
1. Utilize como controle de qualquer 
procedimento uma placa ou tubo com meio 
de cultura estéril fechado. 
2. As placas devem ser identificadas na borda 
do fundo da placa ou tubo com o número da 
turma, bancada, data e condições de 
inoculação. Os tubos devem conter as 
mesmas informações identificadas na parte 
superior, abaixo da tampa. 
3. As placas devem ser incubadas invertidas 
para evitar desidratação do meio e evitar que 
a água de condensação caia sobre a 
superfície do meio. 
 
V. V- Resultados e Conclusão 
Anotar os resultados obtidos na Tabela 
abaixo: 
VI. VI Referências bibliográficas: 
 
1. NEDER, R. N. Microbiologia: Manual de 
laboratório. São Paulo. Novel., 1992. 138p. 
2. PELCZAR, M., CHAN, E.C.S., KRIEG, N.R. 
Microbiologia, Conceitos e Aplicações. São 
Paulo. Makron Books do Brasil, 1996, V.1. 
524p. 
3. TORTORA, G.J., FUNKE, B.R., CASE, C.L. 
Microbiologia. Porto Alegre. Artmed Editora, 
8.ª Ed. 2005. 827p. 
 
 
 
Número de Colônias 
Placas Aspecto Filamentoso Aspecto Cremoso Total 
1- Ágar Simples (5’) 
2- Ágar Simples (15’) 
3- Ágar Sabouraud (5’) 
4- Ágar Sabouraud (15’) 
 
 Que grupos de micro-organismos formam colônias de aspecto filamentoso? E cremoso? 
 O que ficou demonstrado pela exposição dos meios de cultura ao ar? 
 Existe alguma relação entre o tempo de exposição e a quantidade de micro-organismos crescidos 
nos meios de cultura? 
 Qual a importância destes resultados? 
Meio Temp. pH Características 
Ágar Simples (AS) 37ºC  7,0 (neutro) 
- Favorece o crescimento de bactérias. 
- Colônias cremosas e pequenas. 
Ágar Sabouraud (SB) Ambiente  6.5 (ácido) 
- Favorece o crescimento de fungos. 
- Colônias cremosas Leveduras. 
- Colônias filamentosas Fungos 
filamentosos. 
19 
 
 O que se pode concluir em relação às condições de cultivo usadas e à população microbiana em 
cada uma? Discuta, considerando a composição química dos meios de cultura utilizados. 
 Essa técnica permite a demonstração de todos os micro-organismos presentes nos ambientes 
estudados? Justifique sua resposta. 
 Qual a sua conclusão sobre a prática? 
 
 NÚMERO DE COLÔNIAS 
PLACAS 
ASPECTO 
FILAMENTOSO 
ASPECTO CREMOSO TOTAL 
1- Ágar Simples (5’) 
2- Ágar Simples (15’) 
3-Ágar Sabouraud (5’) 
4- Ágar Sabouraud(15’) 
 
20 
 
PRÁTICA 2: CONTROLE DA POPULAÇÃO 
MICROBIANA 
I. INTRODUÇÃO 
 A microbiota das mãos apresenta uma 
população de micro-organismos representada 
por diferentes gêneros, e por uma diversificação 
muito grande de indivíduo para indivíduo, e em 
um mesmo indivíduo, de um momento a outro. 
Os folículos pilosos da pele são colonizados por 
bactérias não virulentas, que impedem a 
implantação de micro-organismos patogênicos, 
constituindo a microbiota indígena ou 
"microbiota residente". 
Na superfície da pele depositam-se micro-
organismos das mais variadas fontes, mas que 
não a colonizam sendo de fácil remoção. Estes 
micro-organismos são chamados "microbiota 
transitória". 
Dependendo da atividade profissional do 
indivíduo seja ele médico, enfermeiro, dentista, 
auxiliar de enfermagem, manipulador de 
alimentos, entre outros, os micro-organismos 
presentes na microbiota da mão representam 
elevado risco de contaminação para outros 
indivíduos, porque as mãos agem como um 
veículo de transmissão de micro-organismos 
patogênicos. 
Muitos surtos de intoxicações alimentares, 
infecções intestinais, infecções hospitalares e a 
elevada incidência de contaminação de feridas 
cirúrgicas, podem ser evitados com um simples 
ato de lavar as mãos antes de preparar os 
alimentos e antes da manipulação do paciente. 
No hospital, a lavagem das mãos deve ser 
um procedimento dos mais importantes entre as 
medidas que se destinam ao controle de 
infecções hospitalares. Isto deve ser exigido de 
todos aqueles que manipulam doentes, inclusive 
do médico. A lavagem das mãos com água e 
sabão ou água e detergente remove a 
"microbiota transitória", mas a "microbiota 
residente" persiste, havendo necessidade do 
emprego do antisséptico e uso de luvas estéreis, 
quando o pacienteficar exposto a alto risco de 
infecção (cirurgia, angiografia, biópsia hepática, 
etc). 
Para a antissepsia das mãos existe uma série 
de produtos comerciais cabendo ao usuário a 
escolha de acordo com os critérios fundamentais 
apresentados em trabalhos científicos, que 
apontam as vantagens e desvantagens de cada 
um dos produtos. 
O controle artificial da população 
microbiana, por agentes químicos e físicos, 
propicia a obtenção de condições assépticas e de 
esterilidade em ambientes e vários materiais. O 
controle da população microbiana em nível de 
pele mucosa é um problema constante. 
A pesquisa da microbiota das mãos deve ser 
feita periodicamente em enfermeiras e médicos 
que cuidam de pacientes queimados, com feridas 
cirúrgicas, de recém-nascidos. Não raro 
profissionais tem colonizado na microbiota 
residente das mãos, bactérias patogênicas como 
Pseudomonas e Staphylococcus aureus, o que 
apresenta um grande risco de contaminação 
externa para os pacientes. 
Outro cuidado que se deve ter é em relação 
aos antissépticos indicados para a assepsia das 
mãos, verificando, antes do seu uso rotineiro, se 
os componentes de sua fórmula são germicidas 
nas concentrações indicadas, se no preparo das 
soluções são seguidas as especificações do 
fabricante, não deixando de se observar o tempo 
de validade das soluções em uso. Muitos 
produtos já lançados no mercado mostraram-se 
menos eficientes que o sabão neutro. Com 
relação ao álcool iodado, deve-se salientar que, 
embora seja um antisséptico de grande poder 
germicida, seu uso constante provoca o 
ressecamento da pele e que pessoas alérgicas ao 
iodo não devem usá-lo havendo então, 
necessidade de substituí-lo por outro produto de 
eficiência comprovada e equivalente. 
II. ANTISSEPSIA DAS MÃOS 
A antissepsia das mãos é um dos 
procedimentos mais simples e dos mais eficazes 
na prevenção e controle das infecções 
hospitalares (IH) e demais infecções de modo 
geral. 
A lavagem básica das mãos é realizada com 
água e sabão por 30 a 45 segundos. Visa a 
remoção da maioria dos micro-organismos da 
microbiota transitória e alguns da microbiota 
residente presentes em células descamativas, 
pelos, no suor e em áreas mais oleosas. 
21 
 
O objetivo desse procedimento é reduzir a 
transmissão de micro-organismos pelas mãos, 
prevenindo e controlando as infecções. A eficácia 
da lavagem de mãos depende da duração e da 
técnica. 
 
 
MICROBIOTA DA PELE
Microbiota transitória 
residente ou colonizadora
Microbiota indígena ou 
contaminante
Multiplica-se na pele permanecendo estável e 
viável por longo período de tempo.
Não se multiplica na pele. É viável por 
curto período de tempo. 
Baixa virulência (pode causar IH em pacientes 
imunodeprimidos, após procedimentos invasivos e na 
presença de soluções de continuidade na pele).
Alta virulência (principais 
causadores de IH).
Não é facilmente removível por 
escovação; é inativada por antissépticos. 
É facilmente removida pela limpeza com 
água e sabão; é destruída pela aplicação 
de antissépticos.
Bactérias mais comumente encontradas: Gram-
positivas mais frequentemente responsáveis pela 
IH: Staphylococcus spp..
Composta por microrganismos 
Gram-negativos. 
Localiza-se em maior quantidade nas 
mãos, áreas gordurosas e sujas.
Encontrada na superfície da pele, em 
torno e sob as unhas.
 
III. TÉCNICA DE LAVAGEM DAS MÃOS (FIGURAS 1 e 2) 
1. Retirar relógio, joias e anéis das mãos e braços (sob tais objetos, acumulam-se bactérias que não são 
removidas com a lavagem das mãos.); 
2. Na ausência de dispensador de pedal, abrir a torneira com a mão dominante, sem encostar-se à pia 
para não contaminar a roupa; 
3. Molhar as mãos; 
4. Colocar em torno de 3 a 5 mL de sabão líquido nas mãos; 
5. Ensaboar as mãos (proporcionar espuma), pela fricção por aproximadamente 30 segundos nas duas 
faces das mãos (palma e dorso), espaço interdigitais, articulações, unhas e extremidades dos dedos; 
6. Com as mãos em nível baixo, enxaguá-las em água corrente sem encostá-las na pia, retirando 
totalmente a espuma e os resíduos de sabão; 
7. Enxugar as mãos com papel toalha esterilizado e descartável; 
22 
 
8. Em caso de torneira sem dispensador de pedal, fechar a torneira com o mesmo papel toalha; 
9. Desprezar o papel toalha na lixeira. 
 
 
Figura 1 Figura 2 
Preto: áreas geralmente mal lavadas Sequência de lavagem das mãos 
Pontilhado: áreas por vezes mal lavadas 
Branco: áreas geralmente bem lavadas 
Fonte: Adaptado por Taylor (1978): An evaluation of handwashing techniques 
 
É NECESSÁRIO LAVAR AS MÃOS SEMPRE QUE 
ESTIVEREM SUJAS!!! 
Este procedimento é imprescindível: 
1. Antes de realizar trabalhos hospitalares; 
2. Antes de manusear medicamentos e 
alimentos; 
3. Antes de calçar as luvas; 
4. Antes e depois do contato direto com o 
paciente; 
5. Antes e depois de efetuar procedimentos 
terapêuticos e diagnósticos (sondagens, 
punções venosas, coleta de materiais para 
exame, curativos e outros), mesmo quando 
houver indicações da utilização de luvas; 
6. Antes de realizar atos e funções fisiológicas 
ou pessoais como: alimentar, usar o 
banheiro, pentear os cabelos; 
7. Antes do preparo de materiais e 
equipamentos (a exemplo de respiradores, 
nebulizadores, etc.); 
8. Antes de manipular materiais e 
equipamentos (cateteres intravasculares, 
sistema fechado de drenagem urinária e 
equipamentos respiratórios); 
 
 
9. Antes de manusear cada paciente e, às 
vezes, entre as diversas atividades 
realizadas em um mesmo paciente (por 
exemplo: higiene e aspiração 
endotraqueal); 
10. Após contato direto acidental com 
secreções e material orgânico em geral; 
11. Após contato com materiais e superfícies 
contaminadas; 
12. Após terminar o trabalho e após retirar as 
luvas. 
OUTROS CUIDADOS ESPECIAIS 
 Manter unhas bem aparadas e, de 
preferência, sem pintura excessiva; 
 Usar papel toalha que possibilite o uso 
individual folha a folha. O uso coletivo de 
toalhas de tecido ou rolo é contra indicado, 
pois permanecem umedecidas quando não 
são substituídas; 
 A lavagem simples das mãos pode ser 
completada com a fricção de álcool a 70% 
com 2% de glicerina. A técnica consiste na 
fricção de 3 a 5 mL de antisséptico nas 
faces e diferentes regiões das mãos por um 
23 
 
período de 15 segundos. As mãos devem 
ser secas espontaneamente e não por 
intermédio de papel toalha. A eficácia do 
álcool a 70% glicerinado a 2% diminui se 
utilizado com as mãos molhadas. 
IV. MATERIAL 
 Soluções antissépticas: álcool iodado e 
antisséptico comercial 
 Sabão neutro 
 Placa de Ágar Simples 
 Papel toalha estéril 
V. EXECUÇÃO 
 Dividir a parte externa do fundo da placa 
de Ágar Simples em 3 setores: I, II e III; 
 Sem lavar as mãos, abrir a placa próximo 
à chama do bico de Bunsen e tocar o dedo 
indicador no setor I. Fechar a placa; 
 Lavar as mãos demoradamente (3 a 5 
minutos) com água e sabão neutro. Enxugar as 
mãos com toalha estéril e tocar com o mesmo 
dedo indicador no setor II; 
 Passar a solução antisséptica nas mãos 
(álcool iodado ou um antisséptico comercial), 
enxugar em papel toalha estéril e tocar com o 
dedo indicador no setor III; 
 Identificar o material e incubar a placa a 
37°C. 
VI. LEITURA E INTERPRETAÇÃO 
Retirar as placas de ágar simples da estufa e 
observar o crescimento microbiano nas 
diferentes áreas da placa, caracterizando os tipos 
morfológicos das colônias e o seu número em 
cada um dos setores (I, II e III). Anotar os dados 
nas Tabelas abaixo: 
VII. 7. DISCUSSÃO 
 Verificar a eficiência da ação do álcool iodado e 
do antisséptico comercial usado. 
 Como explicaras diferenças observadas no 
setor I, II e III? 
 Qual foi o efeito da lavagem de mãos na 
população microbiana observada? 
 Houve diferença entre o resultado obtido 
com antisséptico comercial e a solução de 
álcool iodado? 
 Neste experimento ficou demonstrada a ação 
de antissépticos sobre toda a microbiota das 
mãos? 
 Compare seus resultados com os de seus 
colegas. Houve diferença? Tente explicá-la. 
24 
 
PRÁTICA 3 - PREPARAÇÕES MICROSCÓPICAS A 
FRESCO 
I. Introdução 
Preparações microscópicas compreendem 
técnicas pelas quais espécimes microbianos são 
colocados sobre lâminas, para observação ao 
microscópio. Duas técnicas gerais podem ser 
utilizadas. As preparações a fresco utilizam micro-
organismos suspensos em meio líquido, que 
podem ser examinados vivos, com auxílio ou não 
de corantes vitais. Nas preparações fixadas, as 
etapas de preparo do esfregaço e fixação 
antecedem a coloração das células microbianas. 
A visualização microscópica a fresco dos micro-
organismos é difícil, dado o reduzido tamanho 
das células e o índice de refração, que é próximo 
ao da água, tornando-os praticamente incolores 
quando suspensos em meio aquoso. No entanto, 
as preparações microscópicas a fresco são úteis 
para observar viabilidade e atividades celulares 
como motilidade e fissão binária, e também 
observar o tamanho e a forma natural das células 
microbianas, pois as preparações fixadas 
provocam distorções na morfologia das células, 
devido à exposição a agentes de fixação e ao 
efeito de substâncias químicas durante a 
coloração. Nesta prática serão executadas 
preparações a fresco de amostras, contendo 
grupos distintos de micro-organismos, como 
bactérias, algas, protozoários e leveduras. Serão 
observadas a dimensão das bactérias em relação 
aos outros micro-organismos, a grande 
diversidade de células microbianas quanto ao 
tamanho e à forma, assim como a ocorrência ou 
não de motilidade. 
 
II. Objetivos: 
1. Executar preparações a fresco para 
observação microscópica de amostras de 
bactérias, leveduras, protozoária e algas. 
2. Treinar o manuseio adequado do 
microscópio óptico composto. 
 
III. Materiais: 
 Micro-organismos: 
- Leveduras do fermento do pão em suspensão 
aquosa 
- Infusão de batata e amostras de água 
estagnada. 
 Meios e soluções: 
- Solução de azul de metileno 
 Equipamentos e utensílios: 
- Microscópio óptico composto 
- Lâminas 
- Lamínulas 
- Pipetas Pasteur 
 
IV. Procedimento: 
1. Coloque sobre a lâmina limpa uma gota 
do material a examinar. Ao observar leveduras 
colocar antes, sobre a lâmina, uma gota de azul 
de metileno (corante vital) e depois uma gota da 
suspensão de leveduras (para evitar 
contaminação do corante com o micro-
organismo) 
2. Encostando um dos bordos da lamínula 
na gota deixe-a descer suavemente para evitar a 
formação de bolhas de ar entre a lâmina e a 
lamínula. 
3. Focalize conforme procedimento descrito 
no item abaixo: Observações de micro-
organismos ao microscópio óptico. 
4. Procure campos onde os micro-
organismos exibam motilidade, utilizando o 
“charriot”. 
5. Observe as diferenças entre os micro-
organismos focalizados e desenhe-os, 
considerando tamanho, forma e coloração. 
6. Terminada a observação, desligue a luz, 
gire o revólver para encaixar a objetiva de menor 
aumento, passando pela objetiva de 10X, abaixe 
a platina e retire a lâmina. 
7. Após a observação, descarte a lâmina e 
lamínula nas bandejas com detergente e 
desinfetante colocadas na bancada lateral. 
 
V. Observação de micro-organismos as 
microscópio óptico 
1. Desative o microscópio, movimentando a 
trava; 
2. Gere o revólver, encaixando a objetiva de 
menor aumento (10X); 
3. Coloque a lâmina sobre a platina e 
prenda-a com a presilha (certifique-se de que a 
lâmina esteja bem encaixada); 
4. Acenda a luz do microscópio; 
5. Regule a quantidade de luz com o 
diafragma e abaixando o condensador (Para 
organismos mais transparentes diminua a 
luminosidade regulando a abertura do diafragma 
e abaixando o condensador); 
6. Levante a platina, movimentando o 
macrométrico até seu ponto máximo; 
25 
 
7. Olhando pela ocular e movimentando o 
macrométrico, abaixe lentamente a platina até 
que o material a ser observado possa ser 
visualizado. Corrigir a focalização, utilizando 
somente o micrométrico; 
8. Encaixe a objetiva de 20X e faça o ajuste 
da focalização com o micrométrico; 
9. Observe o material, selecione uma 
determinada área, e encaixe a objetiva de 40X; 
10. Trave o microscópio e ajuste a focalização 
sempre com o micrométrico. 
 
ATENÇÃO: Não levante a platina do microscópio 
(movimentando o macrométrico) com a objetiva 
de maior aumento encaixada!! 
 
VI. Referências bibliográficas: 
1. NEDER, R. N. Microbiologia: Manual de 
laboratório. São Paulo. Novel., 1992. 138p. 
2. PELCZAR, M., CHAN, E.C.S., KRIEG, N.R. 
Microbiologia, Conceitos e Aplicações. São 
Paulo. Makron Books do Brasil, 1996, V.1. 
524p. 
3. TORTORA, G.J., FUNKE, B.R., CASE, C.L. 
Microbiologia. Porto Alegre. Artmed Editora, 
8.ª Ed. 2005. 827p. 
26 
 
PRÁTICA 4: PREPARAÇÕES MICROSCÓPICAS FIXADAS – COLORAÇÃO DIFERENCIAL DE GRAM 
 
 
I. Introdução: 
Bactérias são organismos unicelulares, 
procariotos e heterotróficos que tem uma gama 
de formas e tamanhos. Para se ter uma idéia, há 
bactérias denominadas nanobactérias ou 
ultramicrobactérias que possuem 0,2 a 0,05 
micromêtros (μm) de diâmetro e há também 
bactérias que possuem de 500 a 800 
micromêtros (μm) de comprimento por 2 a 6 
micromêtros (μm) de diâmetro. 
Dado que bactérias são de uma variedade 
morfológica muito rica, a análise da morfologia 
auxilia na identificação e classificação 
taxonômica destes seres vivos que diferem 
bastante quanto ao tamanho, estruturas 
reprodutoras e formas. Sendo assim, a análise 
morfológica é uma excelente forma de análise, 
devido a relativa simplicidade e rapidez. 
As bactérias, além de apresentarem uma 
variedade morfológica, possuem diversas 
adaptações fisiológicas, o que possibilita a 
identificação de determinados grupos por suas 
especificidades fisiológicas. Desta forma, em 
laboratório, uma série de provas bioquímicas 
podem ser realizadas para a verificação destas 
características, que muitas vezes são marcantes 
em grupos bacterianos. A partir do 
conhecimento da fisiologia bacteriana se prediz 
o seu potencial patogênico e outras 
características quanto à utilidade para o homem, 
como por exemplo, potenciais fermentadores. 
 Qual é o tamanho das células 
bacterianas? 
 Como é possível a visualização destas 
células? 
 Como se prepara o material para 
observação? 
 Porque um corante se fixa em um 
grupo de bactérias e em outro não? Onde este 
corante se fixa? E por quê? 
 Qual a importância da visualização dos 
micro-organismos e de detalhes de sua estrutura 
no estudo dos mesmos? 
 Além do estudo da morfologia de um 
determinado micro-organismo, para aprofundar 
no conhecimento dos mesmos, é importante 
que se possa: 
 Cultivá-los em laboratório; 
 Separá-los de outros (isolamento); 
 Identificá-los. 
 
COLORAÇÃO DIFERENCIAL DE GRAM 
(MODIFICADA POR BURKE & KOPELOFF-
BURMAN) 
A técnica de coloração de Gram foi 
desenvolvida no final de século XIX por Hans 
Christian Gram numa tentativa de diferenciar o 
patógeno Streptococcus pneumoniae das células 
do tecido pulmonar humano. A técnica de 
coloração de Gram é uma coloração diferencial, 
ou seja, um procedimento que permite a 
distinção de grupos bacterianos baseado na 
habilidade dos mesmos em reter certos 
corantes. A coloração de Gram é utilizada 
rotineiramente nos estudos de bacteriologia, 
pois permite separaras bactérias Gram-positivas 
e bactérias Gram-negativas. Essa distinção tem 
importância fundamental no diagnóstico e na 
classificação de bactérias, sendo empregado na 
microbiologia clínica como o primeiro passo para 
a identificação de bactérias patogênicas. 
Na técnica de coloração de Gram são 
utilizadas quatro soluções, as quais são aplicadas 
sequencialmente ao esfregaço fixado a uma 
lâmina. O primeiro corante, Cristal violeta (CV), 
cora as células bacterianas de roxo escuro. Em 
seguida é aplicada uma solução de Iodo (I), 
denominada Lugol. O Lugol funciona como 
mordente, aumentando a interação entre a 
célula bacteriana e o primeiro corante, 
formando um complexo insolúvel, Cristal violeta-
iodo (CV-I). A terceira solução, álcool, é então 
aplicada brevemente e atua com descolorante. 
Esta é a etapa crítica da técnica de coloração 
diferencial de Gram. As bactérias Gram-
negativas quando lavadas com o descolorante 
27 
 
perdem rapidamente o complexo CV-I, ficando 
incolores. Devido a diferenças de natureza 
química e estrutura da parede celular 
bacteriana, as bactérias gram-positivas resistem 
à descoloração pelo álcool, retendo o complexo 
CV-I, permanecendo roxas. A ação do álcool 
como removedor do complexo CV-I da célula, 
depende da concentração de lipídeos e da 
espessura da parede celular bacteriana. O último 
reagente utilizado na coloração de Gram é o 
corante de contraste, Safranina ou fucsina, que 
colore as bactérias Gram-negativas de rosa 
avermelhado, mas não altera a cor roxa das 
bactérias Gram-positivas. 
Além da coloração de Gram, outras 
técnicas de coloração diferencial são também 
utilizadas para a distinção de grupos bacterianos 
específicos. Por exemplo, a técnica de Ziehl-
Neelsen (ácido-rápido) tem sido utilizada na 
identificação de micobactérias e no diagnóstico 
de tuberculose e hanseníase. Microbiologistas 
também utilizam técnicas de coloração especial 
que permitem a visualização de estruturas 
celulares como flagelo, cápsula, esporo e núcleo, 
dentre outras. 
II. Objetivos: 
1. Realizar a técnica de coloração 
diferencial de Gram para observação ao 
microscópio óptico; 
2. Diferenciar bactérias de acordo com sua 
resposta à coloração de Gram; 
3. Interpretar os resultados da coloração 
diferencial de Gram. 
III. Material: 
 Culturas bacterianas: 
- Escherichia coli e Bacillus sp. (subtilis ou 
cereus), cultivados por aproximadamente 24 h 
em meio líquido ou sólido. 
 Equipamentos e utensílios: 
- Microscópio óptico 
- Alça de repicagem 
- Lâminas 
- Bico de Bunsen 
- Bandejas 
- Pote estéril; 
- Palito estéril; 
- Suportes para lâminas 
 Soluções: 
- Cristal violeta 
- Fucsina ou safranina 
- Lugol 
- Etanol 95% ou acetona-éter 
- Água destilada 
- Óleo de imersão 
IV. Procedimento: 
Prepare os esfregaços transferindo 
assepticamente uma pequena porção das 
culturas bacterianas e saliva para lâminas 
previamente limpas e flambadas, contendo uma 
pequena gota de água destilada. Com 
movimentos circulares, utilizando a alça de 
repicagem, espalhe a suspensão, formando uma 
camada fina e uniforme na área central da 
lâmina. Aguarde até o esfregaço secar 
completamente no ar. 
1. Fixe o esfregaço passando cada lâmina duas a 
três vezes sobre a chama do bico de Bunsen. 
Deixe a lâmina esfriar ao ambiente; 
2. Inicie a coloração de Gram (Figura 1). 
RESPEITE O TEMPO INDICADO PARA CADA 
REAGENTE. Cubra o esfregaço com o corante 
Cristal Violeta por um minuto, em seguida, 
utilizando a pisseta, lave o corante com água 
destilada; 
3. Cubra o esfregaço com a solução de lugol, por 
um minuto; 
4. Lave o excesso de lugol com água destilada; 
5. Lavar novamente e descorar com acetona-
éter ou álcool 95% (tempo delicado); 
6. Lavar o esfregaço com água e cobri-lo com 
solução de safranina (fucsina) por 30 
segundos; 
7. Lave novamente a lâmina com água. Em 
seguida deixe a preparação secar ao ar ou 
entre folhas de papel de filtro; 
8. Focalize o material usando, sequencialmente, 
as objetivas de 10X e 40X; 
28 
 
I. Trave o microscópio; adicione uma gota 
de óleo de imersão sobre o esfregaço e observe 
com a objetiva de 100X, ajustando o foco com o 
botão micrométrico; 
II. Após finalizar a observação e preencher 
a página de resultados da apostila, descarte o 
material nas bandejas contendo detergente, 
localizadas nas bancadas laterais. 
V. - Referências bibliográficas: 
1. NEDER, R. N. Microbiologia: Manual de 
laboratório. São Paulo. Novel., 1992. 138p. 
2. CAPPUCCINO, J.G. & SHERMAN, N. 
Microbiology, a laboratory manual. Benjamim/ 
Cummings Publishering Company, Inc. 1987. 
458p. 
3. PELCZAR, M., CHAN, E.C.S., KRIEG, N.R. 
Microbiologia, Conceitos e Aplicações. São 
Paulo. Makron Books do Brasil, 1996, V.1. 524p. 
4. TORTORA, G.J., FUNKE, B.R., CASE, C.L. 
Microgiologia. Porto Alegre. Artmed Editora, 8.ª 
Ed. 2005. 827p. 
29 
 
 
VI – Resultado 
 Micro-organismos Gram-positivos: corados em roxo; 
 Micro-organismos Gram-negativos: corados em rosa; 
 Desenhe as formas bacterianas observadas no esfregaço, os tipos de agrupamentos presentes e a cor 
que tomaram após a coloração. 
VII – Leitura e interpretação 
 Observar cada esfregaço isoladamente; 
 Diferenciar: 1. Células Gram-positivas: coradas em roxo ou violáceo. 
2. Células Gram-negativas: coradas em róseo ou vermelho. 
 Caracterizar: 1. Tipos de células e agrupamentos Gram-positivos. 
2. Tipos de células e agrupamentos Gram-negativos. 
 
 
Gram-positivo 
 
 
Gram-negativo 
 
1. Quais as diferenças de composição química da parede celular de Gram-positivos e Gram-negativos? 
2. Qual a importância da coloração de Gram na prática bacteriológica? 
3. Ao corar um esfregaço pelo método de Gram, quais seriam os cuidados necessários para se evitar 
resultados falsos ou de difícil interpretação? 
4. Quais as etapas essenciais da preparação de um esfregaço fixado e corado? 
5. Com relação ao método de Gram, quais as explicações propostas para o esclarecimento do 
fundamento desta coloração? 
6. As bactérias do gênero Mycobacterium não se coram pelo método de Gram. Qual seria uma explicação 
para esse fato? 
 
PROCEDIMENTO PARA COLORAÇÃO DE GRAM 
 
30 
 
 
 
FIXAÇÃO DO ESFREGAÇO COLORAÇÃO 
Fonte: http://pathmicro.med.sc.edu/fox/culture.htm 
 
 
 
 
 
 
31 
 
 PRÁTICA 5: IDENTIFICAÇÃO BACTERIANA 
I. Introdução: 
 
Após o isolamento em cultura pura os 
micro-organismos podem ser identificados no 
laboratório. 
 A identificação de bactérias é realizada 
observando-se características morfológicas, 
como dimensão, forma, arranjo e estrutura das 
células, culturas, que se referem à aparência 
macroscópica em diferentes meios de cultura; 
fisiológicas, relacionadas à capacidade dos 
micro-organismos em sintetizar enzimas intra 
ou extracelulares, de assimilar diferentes 
substratos ou gerar produtos metabólicos 
específicos e genéticos, por meio da 
identificação de regiões específicas do genoma 
da célula. 
 O metabolismo celular compreende 
transformações dos nutrientes por reações 
químicas organizadas, catalisadas por enzimas. 
As enzimas são a expressão do potencial 
genético da célula, e a avaliação da presença 
de um conjunto definido de enzimas pode 
auxiliar na identificação dos micro-organismos. 
Enzimas microbianas podem ser intracelulares 
ou extracelulares. Enzimas extracelulares ou 
ligadas à parede exercem sua atividade 
catalítica fora da célula. Algumas transformam 
substratos de elevado peso molecular em 
compostos menores, para serem transportados 
através da membranae metabolizados no 
interior da célula. Enzimas intracelulares são 
responsáveis pela síntese das estruturas 
celulares e pela produção de energia. 
 O metabolismo gera produtos que são 
excretados pela bactéria no meio de cultura, e 
a presença ou ausência desses produtos, 
também pode ser utilizada na sua 
identificação. 
 Milhares de espécies bacterianas já 
foram isoladas e suas características descritas 
no manual de Bergey, uma referência em 
qualquer estudo taxonômico de bacteriologia. 
Numa rotina de identificação, os resultados de 
vários testes são comparados aos de espécies 
descritas neste manual. 
 Nesta prática, algumas provas 
bioquímicas utilizadas na identificação de 
bactérias serão demonstradas, como presença 
da enzima extracelular amilase, responsável 
pela hidrólise do amido e de algumas enzimas 
intracelulares e de membrana, como 
triptofanase e citrato permease. 
II. Objetivos: 
1. Familiarizar o aluno com algumas das principais 
provas utilizadas na identificação de bactérias. 
2. Treinar a rotina de identificação de bactérias. 
III. Materiais: 
 Culturas bacterianas: 
- As bactérias serão identificadas pelos alunos ao 
final da aula. 
 Equipamentos e utensílios: 
- Alça de repicagem 
- Bico de Bunsen 
- Estufa a 37°C 
- Placa de Petri 
- Pipetas de 1mL 
- Pipetas Pasteur 
 Meios líquidos: 
- Teste do Indol: Caldo de triptona (pH 7) 
- Teste do vermelho de metila e voges-
proskauer: Meio de Clark e Lubs (pH 7,0 e 7,2) 
- Fermentação de açúcares: água 
peptonada adicionado do indicador vermelho 
de fenol (pH 7,3) e do açúcar a ser testado. 
 Meios sólidos: 
32 
 
- Teste do citrato: Ágar citrato de 
simmons (pH: 7,3) 
- Teste de degradação do amido: Ágar 
nutriente contendo 0,2% de amido (pH 6,8 – 
7,0) 
 Reagentes e corantes: Citados quando 
descritos os testes. 
IV. Procedimento: 
Avaliação dos conjuntos de testes 
previamente inoculados: 
Cada turma prática receberá 5 conjuntos de 
provas, previamente inoculados com uma 
espécie de bactéria. As seguintes provas 
devem ser avaliadas em cada conjunto: 
1 – Indol 
2 – Vermelho de Metila 
3 – Voges-Proskauer 
4 – Citrato 
5 – Amido 
6 – Fermentação de Açúcares – Glicose 
 
V. Princípio e Execução dos Testes 
Bioquímicos 
 
1 – TESTE IMViC 
São assim denominados os seguintes testes 
bioquímicos: Indol, Vermelho de Metila, Voges-
Proskauer “i” Citrato, importantes para 
diferenciar as bactérias entéricas (intestinais) 
de natureza patogênica ou não, que podem 
estar presentes como contaminantes da água e 
dos alimentos. 
1.1- Produção de Indol 
A ação de triptofanases bacterianas sobre 
o aminoácido triptofano, presente em 
peptonas, gera um produto volátil denominado 
indol. A presença do indol pode ser detectada 
pela adição do reativo Kovacs (3 a 4 goras), 
após crescimento da cultura, resultando na 
formação de uma coloração vermelha na 
superfície do meio (resultado positivo). A 
ausência da coloração vermelha indica que o 
triptofano não foi hidrolisado (resultado 
negativo). 
1.2- Vermelho de Metila 
Algumas bactérias fermentam a glicose 
com produção dos ácidos fórmicos, acéticos, 
láticos, succínios e outros produtos. Esses 
ácidos promovem uma diminuição nos valores 
de pH do meio. Essas diferenças metabólicas 
podem ser evidenciadas pela adição de uma 
solução de vermelho de metila (indicador de 
pH) ao meio onde foi cultivada a bactéria de 
interesse (10 gotas). Em meio ácido (pH<4,2), o 
indicador torna-se vermelho (resultado 
positivo); em pH ≥4,2 o indicador adquire cor 
amarela (resultado negativo). 
1.3 – Voges-Proskauer 
Algumas bactérias fermentam a glicose 
com produção de ácido acético que 
posteriormente, se transforma em produtos 
neutros como acetil-metil-carbinol (acetoína). 
A detecção de acetoína constitui a base da 
reação VP. Em presença de oxigênio a acetoína 
forma diacetil que, ao reagir com o KOHm 
forma um complexo de cor róseo-
avermelhado. Após crescimento da bactéria, 
adiciona-se a cada tubo com 2 mL, 45 gotas do 
reagente I de Barrit (solução de α-naftol 5%) e 
15 gotas do reagente II (solução de KOH 40%). 
Agite o tubo vigorosamente e deixe em 
repouso por pelo menos 15 min. Na presença 
dos reagentes, a acetoína é oxidada a diacel, 
levando ao aparecimento de uma coloração 
róseo-avermelhada (resultado positivo). 
Utilização do Citrato 
 A assimilação do citrato indica a 
presença de citrato permease, que transporta 
o citrato para o interior da célula. Do 
metabolismo do citrato é produzido piruvato e 
CO2. Este último ao reagir com o sódio 
presente no meio, forma carbonato de sódio, 
elevando o pH. O meio Águar Citrato de 
Simmons (pH 7,3 – Verde) possui citrato de 
sódio como única fonte de carbonato e azul de 
bromotimol como indicador de pH. Com o 
aumento do pH o meio adquire uma cor azul 
(pH≥7,6), indicando resultado positivo. 
33 
 
2 – HIDRÓLISE DO AMIDO 
 Bactérias que utilizam o amido como 
fonte de carbono produzem amilase, enzima 
extracelular capaz de hidrolisar o amido. A 
ação desta enzima pode ser facilmente 
evidenciada estriando a bactéria a ser testada 
em meio sólido contendo amido (0,2%) e 
adicionando, após o crescimento, solução 
saturada de iodo (Lugol) sobre o meio de 
cultura. O iodo reage com o amido formando 
um complexo de cor azul. O aparecimento de 
zonas claras ao redor das colônias de bactérias 
indica o desaparecimento das cadeias de 
amido pela secreção da enzima, resultado 
positivo para amilase. 
 
3 – FERMENTAÇÃO DE AÇÚCARES 
 Nesta prova bioquímica, é avaliada a 
capacidade de utilização de determinados 
carboidratos pela bactéria, principalmente 
mono e dissacarídeos, por meio da produção 
de ácidos ou gás. Utiliza-se meio de cultivo 
básico adicionado a uma fonte de carbono na 
forma mono e dissacarídeo e de um indicador 
de pH (vermelho de fenol). Se a reação é 
alcalina a cor do meio permanece inalterada (-) 
se a reação for ácida, verifica-se o 
aparecimento de uma coloração amarela (+) no 
meio. A produção de gás é avaliada pela 
presença (+) de bolhas no interior de pequenos 
tubos (tubo de Durham) invertidos, dentro do 
meio de cultivo. 
 
V – REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
1. BENSON, H.J. Microbiological Applications 
– Laboratory Manual in General 
Microbiology. Boston. McGraw-Hill, 7 th 
ed. 1998. 372p. 
2. TORTORA, G.J.; FUNKE, B.R.; CASE, C.L. 
Microbiologia. Porto Alegre. Artmed 
Editora, 8ª Ed. 2005. 827p. 
3. SEELEY, H.W., VanDEMARK, P.J. Microbes 
in Action. A Laboratory Manual of 
Microbiology. Freeman, 1981, 385p. 
34 
 
PRÁTICA 6: ANTIBIOGRAMA 
 
I. Introdução: 
Antibióticos são compostos químicos 
produzidos por micro-organismos, que, em 
pequenas concentrações, são capazes de 
ocasionar a morte ou inibição do crescimento 
de outros micro-organismos. Fungos, 
actinomicetos e outras bactérias são os 
principais produtores de antibióticos. Alem da 
síntese biológica, alguns desses compostos 
podem também ser produzidos ou 
modificados por síntese orgânica. 
Para a utilização do antibiótico para fins 
clínicos é necessário considerar algumas 
características importantes, tais como: 
seletividade, espectro de ação, resistência, 
solubilidade, efeitos na microbiota do trato 
intestinal, dentre outras. 
A determinação in vitro da sensibilidade 
ou resistência de bactérias a um ou vários 
antibióticos recebe a denominação de 
antibiograma. O antibiograma pode também 
ser utilizado para avaliar o espectro deação 
de novos antibióticos, ou para estabelecer a 
dosagem biológica dos mesmos, por meio da 
determinação da concentração mínima 
inibitória (CMI). 
O antibiograma pode ser realizado por 
meio de duas metodologias: diluições seriadas 
em tubos ou placas, ou por difusão em meio 
sólido (método de Kirby-Bauer). A rotina 
laboratorial mais utilizada é a metodologia de 
difusão em meio sólido, utilizando-se discos 
de papel de filtro, previamente impregnados 
com doses conhecidas do antibiótico e 
colocados em contato com a bactéria 
inoculada na superfície do meio. A 
determinação do grau de sensibilidade ou 
resistência da bactéria esta relacionada com o 
diâmetro das zonas de inibição formadas em 
torno dos discos de papel impregnados com 
os antibióticos, após 16 a 18 horas de 
inoculação. 
 
 
II. Objetivos 
1 – Demonstrar a atividade antimicrobiana de 
alguns antibióticos selecionados; 
2 – Executar o antibiograma pelo método de 
difusão em meio sólido (método de Kirby-Bauer), 
para determinar a sensibilidade de bactérias 
Gram-positivas e Gram-negativas a alguns 
antibióticos. 
 
III. Materiais 
Culturas bacterianas: Serratia marcescens (Gram N; 
Bacillus subtilis (Gram P). 
Equipamentos e utensílios: pipetas (1 mL), Alça de 
Drigalsky, Alça de repicagem, Agitador de Tubos, 
Pipetadores, Bico de Bunsen, Placas de Petri 
estéreis, recipientes contendo álcool e estufa à 
37°C 
 
IV. Procedimento: 
1 – Cada turma deverá executar dos antibiogramas 
por bancada (um com bactéria Gram-positiva e 
outra com bactéria Gram-negativa), utilizando a 
técnica de difusão em meio sólido. A cultura 
bacteriana a ser examinada deverá ser 
padronizada inicialmente para 106 UFC/mL. 
2 – Transfira assepticamente 0,1mL da suspensão 
de células padronizadas para as placas contendo o 
meio sólido. Espalhe a alíquota sobre o meio de 
cultura sólido utilizando Alça de Drigalsky 
previamente flambada com álcool e resfriada 
assepticamente. 
3 – Com o auxílio de uma pinça previamente 
flambada, transfira assepticamente os discos de 
papel contendo concentrações conhecidas de 
antibióticos para a superfície do meio de cultura 
inoculado com a cultura bacteriana. Cuidado: não 
pressione os discos de papel no meio de cultura! 
4 – Incube as placas a 37°C por 16 a 18hs 
5 – Avalie o crescimento bacteriano nas placas, 
procurando identificar zonas de inibição em torno 
dos discos de papel. Meça o diâmetro (mm) da 
zona de inibição com régua milimetrada, 
35 
 
anotando os resultados no quadro apresentado na 
folha de resultados. 
6 – Compare os resultados obtidos com os valores 
apresentados no quadro abaixo e estabeleça se as 
culturas são sensíveis ou resistentes aos 
antibióticos testados. 
 
V. Referências bibliográficas 
1. LACAZ, C.S. Antibióticos. Ed. Edgard 
Blucher. 1975 
2. TRABULSI, L.R. Microbiologia. Ed. 
Atheneu. 1986 
3. PELCZAR, M., CHAN, E.C.S., KRIEG, N.R. 
Microbiologia, Conceitos e Aplicações. São 
Paulo. Makros Books do Brasil, 1996, v.1. 
524p. 
4. TORTORA, G.J.; FUNKE, B.R.; CASE, C.L. 
Microbiologia. Porto Alegre. Artmed 
Editora, 8ª Ed. 2005. 827p. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
36 
 
PRÁTICA 7: ISOLAMENTO E OBSERVAÇÃO MICROSCÓPICA DE FUNGOS 
 
I. Introdução: 
Os fungos são organismos eucariotas, 
aclorofilados, heterotróficos, uni ou 
multicelulares, que se reproduzem sexuada ou 
assexuadamente. Possuem parede celular rígida, 
geralmente quitinosa ou celulósica. Seu principal 
material de reserva é o glicogênio. 
Os fungos são divididos em unicelulares e 
multicelulares. Os unicelulares são as leveduras, 
que apresentam células arredondadas ou ovais e 
se dividem principalmente por brotamento. Os 
multicelulares são chamados fungos 
filamentosos, miceliais ou bolores. Apresentam 
células com estrutura tubular e com parede 
rígida, a hifa, que pode ser ramificada. O 
conjunto de hifas é denominado micélio ou talo. 
A hifa pode apresentar parede transversal (septo) 
ou não, portanto o micélio pode ser septado ou 
asseptado. 
Constituem um grupo de micro-organismos 
de grande interesse prático e científico. São 
encontrados em todos os ambientes, na água, no 
solo, no ar, assim como no organismo dos 
animais e do homem, nos vegetais, insetos, etc. 
O isolamento da microbiota anemófila é 
importante na determinação da microbiota do ar 
de um determinado ambiente, no estudo da 
correlação de alergia e infecções com fungos e na 
obtenção de amostras de interesse industrial. 
O estudo morfológico dos bolores e 
leveduras é importante para a determinação do 
gênero e espécie. Para isso são empregados dois 
métodos básicos: o primeiro consiste no exame 
macroscópico da colônia, no qual deve ser 
descrito tamanho, superfície, bordas, 
pigmentação da superfície e verso. O segundo 
consiste no exame microscópico, que pode ser 
feito retirando-se um fragmento da colônia que é 
então colocado entre lâmina e lamínula, para a 
observação do micélio e tipos de esporos, ou 
então usar a técnica de Ridell para microcultivo 
em lâmina. 
A - MORFOLOGIA MACROSCÓPICA DE FUNGOS 
ANEMÓFILOS 
MATERIAL 
Placas de Ágar Sabouraud com diferentes tipos 
morfológicos de fungos 
EXECUÇÃO 
Observação macroscópica das colônias: 
Tamanho: 
 As colônias leveduriformes apresentam 
crescimento limitado, as colônias 
filamentosas apresentam crescimento 
invasor. 
Textura ou consistência: 
 Cremosas, Butirosas ou Mucóides 
 Cotonosas 
 Aveludadas 
 Granulosas 
 Pulverulentas, 
 Membranosas / Coriáceas 
 Verrucosas / Cerebriformes. 
Pigmentação da superfÍcIe e do verso: 
 Alterada 
 Inalterada 
II. DISCUSSÃO 
 A que se devem as diferenças 
macroscópicas observadas em diferentes 
colônias? 
 Qual a importância da observação 
macroscópica das colônias fúngicas? 
B) MORFOLOGIA MICROSCÓPICA (ESPORULAÇÃO 
ASSEXUADA) DOS FUNGOS ANEMÓFILOS 
MATERIAL 
 Cultura de Aspergillus, Penicillium, 
Rhizopus, Curvularia. 
 Lâminas e lamínulas de microscopia. 
 Alças de platina em anel, gancho e estilete. 
 Tubos com salina estéril. 
 Frascos com lactofenol e azul de metileno. 
 Bateria de corantes de Gram. 
 Lâminas de coleção previamente 
preparadas. 
37 
 
 LACTOFENOL 
● Fenol: 20,0 g 
● Ácido Lático: 20,0 g 
● Glicerina: 40,0 g 
● Azul de metileno (ou azul de algodão): 0,05 g 
● Água destilada: 20,0 ml 
 
● Ácido láctico clarificação 
● Fenol fungicida 
● Azul de metileno corante 
 
 
EXECUÇÃO 
FUNGOS FILAMENTOSOS: 
Para o exame microscópico das culturas de 
Rhizopus, Aspergillus, Penicillium e Curvularia, 
proceder para cada fungo da seguinte maneira: 
Colocar sobre a lâmina 2 gotas de lactofenol 
(contendo azul de metileno). Retirar com alça de 
platina (em gancho) um pequeno fragmento da 
colônia e colocar sobre a lâmina contendo 
lactofenol. Abrir as estruturas com auxílio do 
estilete. Cobrir com lamínula. Examinar com 
objetiva de 10 e 40X. 
LEITURA E INTERPRETAÇÃO 
Fungos filamentosos: possuem hifas que 
podem diferir quanto à presença ou não de septo 
e presença ou ausência de pigmento. Podem 
possuir estruturas diferenciadas nas hifas, como 
por exemplo: rizóides (estruturas semelhantes à 
raiz) e gavinhas (hifas enroladas). Presença de 
conidióforo: simples, ramificado, extremidades 
dilatadas ou não. A presença também de 
clamidósporos e artrósporos, conidiósporos 
(macroconídia e microconidia), esporangióforo e 
esporangiosporos. 
Descreva o aspecto macroscópio das 
culturas de Rhodotorula,Rhizopus, Aspergillus, 
Penicillium, Curvullaria, e em seguida anote as 
estruturas visualizadas microscopicamente. 
Os fungos são organismos heterotróficos, 
geralmente aeróbicos e adaptados a ambientes 
diversos, onde podem existir como saprófitas, 
parasitas ou simbiontes. Como saprofitas, os 
fungos degradam a matéria orgânica, 
transformando-a em formas químicas simples 
que retornam ao solo. Como parasitas, podem 
causar doenças em animais e vegetais. Como 
simbiontes, podem existir em associação com 
outros organismos, tais como as algas, formando 
os liquens, ou com as raízes das plantas, 
formando as micorrizas. 
O isolamento de fungos constitui uma 
etapa fundamental para a identificação e para o 
estudo dos requerimentos nutricionais e das 
substancias resultantes do seu metabolismo. Os 
métodos utilizados para o isolamento e cultivo de 
fungos dependem muito do seu habitat natural. 
Geralmente, empregam-se meios sólidos 
acidificados, com pH em torno de 4 a 5, com o 
objetivo de inibir o crescimento de bactérias. 
Fungos saprófitas do solo ou de alimentos 
podem ser isolados utilizando-se métodos de 
diluição ou de estrias em superfícies de meio 
solido. Para fungos parasitas de vegetais, os 
métodos de isolamento variam de acordo com o 
fungo e com o tipo de lesão. Na maioria das 
vezes, coletam-se fragmentos do tecido 
infectado, que são posteriormente transferidos 
para a superfície de um meio de cultura 
apropriado. As placas são incubadas e o 
isolamento é feito a partir das colônias que 
desenvolveram dos fragmentos do tecido. 
As preparações microscópicas para 
observação de fungos são de extrema 
importância, uma vez que a sua identificação 
depende, em grande parte, da observação de 
características morfológicas como o tipo de 
micélio e de esporos sexuados e assexuados. 
A classificação dos fungos filamentosos 
baseia-se, principalmente, no tipo de micélio 
vegetativo que o fungo apresenta, isto é, 
cenocítico (asseptado) ou apocítico (septado), e 
na presença de estruturas de reprodução 
sexuada e assexuada. A tabela abaixo resume as 
principais características utilizadas na 
identificação e classificação dos fungos 
filamentosos.
38 
 
 
 
39 
 
8 - Descrição do Laboratório de Química 3: sala 209 
 
 
 
Dimensões: 56 m2 
Capacidade de atendimento: 32 alunos 
Principais Equipamentos 
1) Balança analítica 
2) Balança semi-analítica 
3) Estufa de secagem 
4) Mufla 
5) Banho-maria 
6) Capela de exaustão de gases 
7) pHmetros 
8) Condutivímetros de bancada 
9) Viscosímetros 
10) Refratômetros 
11) Espectrofotômetro UV-VIS 
40 
 
8.1 - Materiais e Equipamentos 
 
Código Descrição Quantidade Foto 
MEQ0001 
- Autoclave vertical 
- Marca: Phoenix 
- Modelo: AV 75 
 
1 unidade 
 
QEQ0002 
- Agitador magnético com 
aquecimento 
- Marca: Fisatom 
- Modelo: 752A 
 
10 unidades 
 
QEQ0003 
- Balança analítica 
- Marca: Shimadzu 
- Modelo: AX200 
 
1 unidade 
 
Código Descrição Quantidade Foto 
QEQ0004 
- Balança semi- analítica 
- Marca: Shimadzu 
- Modelo: BL3200H 
 
8 unidades 
 
 
41 
 
 
 
 
QEQ0006 
- Capela de exaustão de 
gases 
- Marca: SPlabor 
. 
1 unidade 
 
MEQ0002 
- Contador de colônias 
- Marca: Phoenix 
- Modelo: CP 600 
 
1 unidade 
 
Código Descrição Quantidade Foto 
QEQ0008 
- Destilador de água 
- Marca: Quimis 
- Modelo: Q341-22 
 
1 unidade 
 
 
MEQ0003 
- Estufa 
- Marca: Odontobras 
- Modelo: EL 1.3 
 
1 unidade 
 
42 
 
 
 
Código Descrição Quantidade Foto 
MEQ0004 
- Estufa de cultura 
microbiológica 
- Marca: Fanem 
- Modelo: 502A 
 
1 unidade 
 
MEQ0005 
- Microondas 
- Marca: LG 
- Modelo: NS 
 
1 unidade 
 
MEQ0006 
- Microscópio óptico 
binocular 
- Marca: Opton 
- Modelo: TIM- 2008 
 
4 unidades 
 
MEQ0007 
- Geladeira 
- Marca: Consul 
- Modelo: CRD 48 
 
1 unidades