Apostila de aula pratica Farmacognosia completa 2012

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� UNIBAN – Disciplina de Farmacognosia
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APOSTILA PRÁTICA DE
 
FARMACOGNOSIA
Profa. Dra. Maria Cristina Marcucci Ribeiro
2012
Parâmetros de qualidade da ANVISA para drogas vegetais:
“Os resultados destes testes deverão ser apresentados no ato da notificação da planta medicinal e deverão estar disponíveis para fins de inspeção”.
III.2 Deverão ainda ser apresentados os resultados dos testes:
1 – Características organolépticas (cor, odor e sabor);
2 - Contaminantes macroscópicos;
3- Granulometria/grau de divisão da droga; 
4- Farmacobotânica;
5 – Teor de umidade;
6 – Teor de cinzas totais;
7 - Teste limite para metais pesados; 
8- Contaminantes microbiológicos, para os quais serão adotados os seguintes limites:
7.1. Para materiais vegetais que passarão por processo extrativo a quente (preparados por infusão e decocção): 
 - Bactérias aeróbias: máximo de 107 por grama;
 - Fungos: máximo de 104 por grama;
 - Escherichia coli: máximo de 104 por grama;
 - Outras enterobactérias: máximo de 104 por grama;
 - Salmonela: ausência;
 - Aflatoxina: ausência.
7.2 Para materiais vegetais que não passarão por processo extrativo a quente (preparados por maceração):
 - Bactérias aeróbias: máximo de 105 por grama;
 - Fungos: máximo de 103 por grama;
 - Escherichia coli: máximo de 10 por grama;
 - Outras enterobactérias: máximo de 103 por grama;
 - Salmonela: ausência;
 - Aflatoxina: ausência.
A seguir, encontra-se um modelo de laudo de análise de droga vegetal/fitoterápico:
LAUDO DE ANÁLISE DE FITOTERÁPICOS
CONTROLE DE QUALIDADE FARMACOGNÓSTICO
Análise nº ____________
	DADOS DO PRODUTO
Nome da matéria prima: ...........................................
Fornecedor: ..............................................................................nº lote:....................
	DADOS FARMACOBOTÂNICOS
	Características organolépticas: ..............................
	Características macroscópicas: ..............................
	Características microscópicas: ..............................
	DADOS DE PUREZA
	Matéria orgânica estranha: ......................................(max.............%- .................)
	Sujidades: ...........................................................................................(ausentes)
	Insetos:.................................................................................................(ausentes)
	Cinzas totais: .............................................................(max............ %- ...............)
	Cinzas insolúveis em ácido: .....................................(max..............%- ................)
	4. SCREENING FITOQUÍMICO
	Teste de ...................................................................................
	Teste de ................................................................................
	Teste de ...................................................................................
	Teste de ...................................................................................
	Teste de ...................................................................................
	5. TESTES QUANTITATIVOS
	5.1 – Perda por dessecação: ..............................................................
	5.2 – Teor de extrativos da droga: ......................................................
	5.3 – Doseamento: .............................................................................
	Obs:
	6. RESULTADO:
São Paulo, de de 2012.
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 Aluno					 Professor responsável
NORMAS PARA AS AULAS PRÁTICAS
Boas práticas de laboratório
Nunca perder de vista as qualidades essenciais do trabalho laboratorial:
Limpeza;
Exatidão;
Segurança;
Atenção.
Regras de segurança:
É obrigatório o uso de equipamentos para proteção individual (EPI’s) para evitar queimaduras, cortes e acidentes com os olhos e incêndio;
EPI’s obrigatórios: Avental, máscara, gorro, luvas e óculos de proteção (os EPI’s também podem proteger os produtos manipulados de contaminação do manipulador).
O AVENTAL DEVE SER DE TECIDO, MANGA COMPRIDA E NÃO PODE SER DESCARTÁVEL. 
AULA 1: ESTUDO FARMACOBOTÂNICO
A) DETERMINAÇÃO DE MATERIAL ESTRANHO
Objetivos: Estabelecer normas para a determinação de drogas vegetais para que as mesmas estejam isentas de materiais estranhos (fungos, mofo, insetos ou partes, impurezas de origem mineral, outras partes do vegetal e outros materiais contaminantes). Não devem apresentar aspecto ou odor anormal, descoramento ou qualquer indício de deterioração.
Determinação dos elementos estranhos
Pesar 10g da amostra.
Espalhar uma camada fina sobre uma superfície plana. Inicialmente separar os elementos estranhos à droga a olho nu e em seguida, com o auxílio de uma lupa ou lente de aumento.
Pesar o material separado (estranho) e calcular a sua porcentagem.
Limite: 10% de material estranho em regra geral, a menos que esteja especificado em monografia.
FARMACOGNOSIA PRÁTICA
Caracteres macroscópicos:
	PLANTA
	COR
	ODOR
	SABOR
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
Caracteres microscópicos (lupa):
	PLANTA
	OBSERVAÇÕES
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
B) PRÁTICA DE CORTE DE TECIDO E IDENTIFICAÇÃO
	
	Escolher uma parte da droga em bom estado, cortar um pedaço mediano que pegue a nervura central e os dois lados da folha. 
	Cortar um pedaço de isopor e em seguida abri-lo no meio e colocar o pedaço da folha cortado anteriormente, cuidando para que fique no sentido transversal. Nivelar superficialmente o isopor e cortar transversalmente uma fatia fina, num movimento único do começo até o fim. 
	Recolhem-se os cortes em um vidro de relógio com água e selecionam-se uns 3-4 de menor espessura, eliminando os cortes grossos. Coloca-se em outro vidro de relógio com água sanitária para descoloração (cerca de 5-10 minutos) e, a seguir, volta-se para a água para lavar bem o corte. 
	Os cortes após lavagem devem ser colocados em cápsulas de porcelana contendo os corantes Safranina (deixar 1 minuto), lavar na água e colocar em outra cápsula com Azul de Astra (deixar de 2-3 minutos), lavando ao final. 
	Monta-se a lâmina e lamínula com água e observa-se ao microscópico pelo menor aumento, escolhe-se um ponto adequado e parte-se para aumentos maiores (não se usa imersão). 
Dados de microscopia a serem observados nas folhas:
	a) tipo de mesófilo (parênquimas paliçádico e lacunoso)
		( mesófilo homogêneo (mesmo tipo de células)
		( mesófilo heterogêneo (tipos diferentes de cels.)
			- simétrico (tipo P, tipo L, tipo P); assimétrico (tipo P e tipo L)
	b) presença e tipos de pêlos
		- se glandulares ou tectores
		- se uni ou pluricelulares
		- a sua forma geral (curto, longo, curvado, reto, torcido, etc.)
		- se a parede do pelo é lisa, rugosa ou verrucosa
		- o tipo de pedicelo e célula terminal (forma, número de células, etc.)
		- se uniseriado ou pluriseriado
	
	c) presença e localização de cristais (3 tipos: drusas, prismas, agulhas)
	d) grãos de amido (verificar ocorrência, quantidade e formato do grão; se oval, redondo, se aparece um ponto central chamado hilo, se aparecem lamelas, etc.).
 	e) Qualquer outro aspecto que se verifique presente
		- a presença de glândulas - células destacadas que acumulam substâncias;
		- a presença de idioblastos - células diferentes com paredes espessadas.Caracteres microscópicos (lâmina):
	PLANTA
	OBSERVAÇÕES
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
AULA 2: CONTROLE DE QUALIDADE DE ASPECTOS DE PUREZA DE DROGAS VEGETAIS
A seguir, estão descritas algumas metodologias que aplicaremos ao controle de qualidade da droga vegetal.
I ANÁLISE SENSORIAL
A droga vegetal ou o extrato seco será submetido a uma análise sensorial que engloba a análise do aspecto visual, do odor, da cor e do sabor. Anotar estes dados na ficha de análise do produto.
II GRANULOMETRIA - Determinação de material estranho
As amostras (250 g) serão submetidas a uma tamisação sequencial (MESH 10, 20, 32, 80 e fundo). As frações retidas em cada tamis serão pesadas e armazenadas separadamente. Os materiais estranhos serão retirados manualmente, a olho nu, sendo posteriormente transferidos para placas de Petri e observados na lupa. Os diferentes tipos de materiais estranhos serão separados, pesados e os percentuais calculados.
III DETERMINAÇÃO DE CINZAS
 
Quando as drogas vegetais se incendeiam, deixam uma cinza inorgânica que, no caso de muitas drogas, varia entre limites amplos e, portanto, tem pouco valor para fins de tipificação. Em outros casos, o conteúdo em cinzas totais é importante e indica, em certa medida, o cuidado que se teve na preparação da droga. Na determinação das cinzas totais, o carbono deve queimar-se à temperatura mais baixa possível (450ºC), pois do contrário se perdem os cloretos alcalinos, voláteis a altas temperaturas. Se ainda existir carbono depois de aquecida à temperatura moderada, devem-se separar as cinzas hidrossolúveis e calcinar de novo o resíduo. Se as cinzas totais são tratadas com ácido clorídrico diluído, pode-se determinar a porcentagem de cinzas insolúveis em ácidos. Estas são compostas, sobretudo de sílica; uma quantidade elevada de cinzas insolúveis em ácido, em drogas como folha de sene, cravo, regaliz, valeriana e tragacanto, indica contaminação com terra. 
Procedimento: pesar 2,0 gramas da droga vegetal triturada e acondicionar em cadinhos de porcelana (2) previamente pesados. Pré-calcinar em bico de Bunsen até que o material não se inflame mais. Levar à mufla a 450(C por uma hora. Deixar esfriar em dessecador e pesar. Repetir o procedimento até peso constante. 
IV DETERMINAÇÃO DE ÁGUA – Método gravimétrico 
Pesar três béqueres de 10,0 mL e anotar o peso. Pesar 2,0g da droga vegetal pulverizada e levar à temperatura de 100(C em estufa por uma hora. Retirar da estufa e levar ao dessecador. Pesar e anotar o peso. Levar novamente à estufa por mais quinze minutos e voltar ao dessecador. Pesar novamente. Repetir o procedimento até peso constante. Calcular o teor de umidade.
AULA 3: TÉCNICAS DE EXTRAÇÃO
Objetivos: Conhecer o processo de moagem, de preparo de soluções extrativas e determinação da eficiência de extração. 
Solventes em testes:
Água
Mistura hidroalcoólica 50:50 v/v
Técnicas extrativas em testes:
Infusão
Decocção
Turboextração
Maceração simples 
Maceração com agitação mecânica
Percolação
Preparar a solução extrativa conforme os testes abaixo indicados:
Teste 1 – Infusão utilizando água como solvente.
	Tempo de extração 2 minutos
Proporção droga solvente: 1:5 m/v
Preparar 100 mL de extrato
Teste 2 – Decocção utilizando água como solvente
Tempo de extração: 30 minutos
Proporção droga solvente: 1:5 m/v
Preparar 100 mL de extrato
Teste 3 – Turboextração utilizando água como solvente
	Tempo de extração: 1 minuto
Proporção droga solvente: 1:5 m/v
Preparar 250 mL de extrato
Teste 4 - Turboextração utilizando mistura hidroalcoólica como solvente
	Tempo de extração: 1 minuto
Proporção droga solvente: 1:5 m/v
Preparar 250 mL de extrato
Teste 5 – Maceração com agitação mecânica utilizando água como solvente
	Tempo de extração: 30 minutos
Proporção droga solvente: 1:5 m/v
Preparar 100 mL de extrato
Teste 6 – Maceração com agitação mecânica utilizando mistura hidroalcoólica como solvente
	Tempo de extração: 30’
Proporção droga solvente: 1:5 m/v
Preparar 100 mL de extrato
Teste 7 – Percolação utilizando água como solvente
	Definir: velocidade de percolação
Proporção droga solvente: 1:5 m/v
Preparar 250 mL de extrato
Teste 8 - Percolação utilizando mistura hidroalcoólica como solvente
	Definir: velocidade de percolação
Proporção droga solvente: 1:5 m/v
Preparar 250 mL de extrato
Após o processo extrativo, filtrar a mistura e obter o extrato desejado.
-Caracterização dos extratos:
cor
odor
sabor
pH
densidade
Teste do Resíduo Seco (Teor de Sólidos solúveis)
Em pesa-filtro devidamente preparado e pesado, acrescentar 5 mL da solução extrativa em teste;
Pesar em balança analítica a solução extrativa;
Colocar o material em estufa de ar circulante calibrada a 105 °C;
Quando todo líquido estiver evaporado e o peso do pesa-filtro estiver constante (em 3 pesagens consecutivas com intervalo de 15 minutos entre elas, o peso não apresentar variações consideráveis), retirar da estufa;
Anotar o peso do resíduo seco.
	
AULA 4: EXTRAÇÃO EM SOXHLET E MÉTODOS CROMATOGRÁFICOS
Parte 1 Extração em soxhlet
Montar o equipamento conforme a recomendação do professor. Extrair a droga vegetal indicada com etanol.
Parte 2 Cromatografia em camada delgada
Objetivo: Verificar e comparar a droga teste com o padrão (substância ativa ou marcador), de acordo com o Rf, cor e comportamento frente aos reveladores.
Fase móvel: Tolueno:diclorometano:acetona (45:25:30) 
Preparo da amostra:
O extrato etanólico de guaco já está preparado.
padrÕES – Cumarina e ácido o-cumárico dissolvidos em etanol.
Placas: Serão preparadas placas cromatográficas com sílica gel de fase normal (cromatofolha de alumínio com sílica gel 60 F254, Merck ou elaborada manualmente), de cerca de 5,0 cm de altura por 2,5cm largura. As amostras (teste e padrão) serão aplicadas manualmente, 30 vezes sobre a marca inferior da placa, utilizando-se tubos capilares de vidro. Em seguida correr as placas em 1 cuba de vidro contendo o eluente correspondente. Um pedaço de papel filtro retangular será colocado dentro de cada cuba fechada, encostado na parede. Os cromatogramas devem ser retirados assim que a frente da fase móvel atingir a marca superior da placa (marcada com um lápis macio). Secar a placa à temperatura ambiente.
Revelação: Observar as cromatoplacas a olho nu, marcar as manchas observadas. Num segundo momento, as placas dever ser observadas sob luz UV e marcadas as manchas observadas.
Nebulizar as placas com uma solução etanólica de hidróxido de potássio a 10%. Observar sob luz UV.
 
Calcular o Rf conforme:
Rf= Distância de migração do soluto*
 Distância de migração do solvente**
*calculada como sendo a distância entre o ponto mediano da mancha e ponto de aplicação
** calculada como sendo a distância entre o front do solvente e o ponto de aplicação
Touchstone, JC. Practice of thin layer chromatography. 3ª.Ed, NY, John Willey and Sons. 1992. 
AULA 5: DETERMINAÇÃO DO TEOR DE SÓLIDOS SOLÚVEIS E COEFICIENTE DE PARTIÇÃO
1 Cálculo do teor de sólidos solúveis
Para a solução etanólica obtida na extração por Soxhlet será determinado o teor dos sólidos solúveis. Este teor será obtido segundo o procedimento a seguir: pesam-se três béqueres de 25mL e anota-se o peso. Pipeta-se 5 mL da solução em cada béquer e leva-se à estufa a 80 ºC até a secura. Os béqueres depois de secos são retirados da estufa e resfriados em dessecador. Os béqueres são pesados e anotado o peso. O procedimento é realizado em triplicata.A quantidade de sólidos solúveis é calculada pela fórmula:
% sol. solúveis (m/V) = 
Onde: b é a massa do béquer; m é a massa final da solução após secagem; densidade da SM = m/V (massa da alíquota de 5 mL pesada, e V o volume de 5 mL).
2 Coeficiente de partição
Extração líquido-líquido (ELL), também conhecida como extração por solvente e partição, é um método para separar compostos baseado em suas diferentes solubilidades em dois líquidos diferentes imiscíveis, normalmente água e um solvente orgânico. É um processo de separação que objetiva a extração de uma substância de uma fase líquida em outra fase líquida (esquema 1). A extração líquido-líquido é uma técnica básica em laboratórios químicos, onde é realizada usando-se um funil de separação. Este tipo de processo é comumente realizado após uma reação química como parte da rotina de trabalho em laboratório de química visando isolar e purificar o(s) produto(s) de uma reação química.
Esquema 1 Extração líquido-líquido.
Em outras palavras, é a separação de uma substância de uma mistura por preferencialmente dissolver esta substância em um solvente adequado. Por este processo, um composto solúvel é normalmente separado de um composto insolúvel. Por exemplo, em uma situação onde temos dois líquidos, A e B, miscíveis entre si, e queremos separar A de B, podemos usar um terceiro líquido, C, que seja mais miscível com A do que com B (veja esquema 1). A separação entre o extrato, A e C, e o rafinado (uma corrente de líquido que mantem-se após a extração com o líquido imiscível para remover solutos do licor original), A e B, é feita com uma ampola de decantação ou um funil separador, em escala laboratorial, e em equipamentos de extração industriais como colunas de extração[1] ou misturadores-decantadores.[2] O rafinado pode ser mais purificado com etapas adicionais sucessivas de extração líquido-líquido. A recuperação de A a partir do extrato é geralmente feita por destilação.
Monte o aparato segundo a figura 1. Coloque aproximadamente 50 mL do extrato obtido na experiência anterior (extração em Soxhlet). Adicione 50 mL de clorofórmio e agite vigorosamente. Deixe separar as fases e recolha a fase clorofórmica em um béquer. Repita o processo mais duas vezes, recolhendo as frações no mesmo béquer. Seque na estufa a 40oC. 
 
Figura 1 Montagem da extração liquido-liquido.
Lei de Nerst:
K = CA / CB 
K = coeficiente de partição ou distribuição
CA = concentração do soluto em A
CB = concentração do soluto em B
A e B = dois solventes imiscíveis
Coeficiente de partição:
É a razão entre concentrações de uma substância, em condições de equilíbrio, em um sistema bifásico constituido por uma fase orgânica e uma aquosa.
P = [Fase orgânica]/[Fase aquosa]
Referências
PRÁTICA : EXTRAÇÃO LÍQUIDO-LÍQUIDO; UNIVERSIDADE FEDERAL DA BAHIA - ESCOLA POLITÉCNICA - DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA QUÍMICA - LABORATÓRIO DE ENGENHARIA QUÍMICA II.
A. L. COLODETTE, M. B. MANSUR; ESTUDO DA EXTRAÇÃO DE ZINCO EM SEÇÕES DE COLUNAS DE EXTRAÇÃO LÍQUIDO-LÍQUIDO - www.ufscar.br
AULA 6: TESTE DO IODO PARA A EVIDENCIAÇÃO DE POLISSACARÍDEOS/
ÓLEOS FIXOS
1. Objetivos 
          - obter informações sobre o tamanho e grau de ramificação da molécula de carboidrato através da reação com o iodo.
2. Princípios teóricos
          Polissacarídeos são moléculas de elevado peso molecular, cuja unidade fundamental são os monossacarídeos, principalmente a glicose. Como exemplos de polissacarídeos importantes na natureza podemos destacar o glicogênio, a celulose e o amido.
         O amido, polissacarídeo de extrema importância em alimentos, é produzido em grande quantidade nas folhas dos vegetais como forma de armazenamento dos produtos da fotossíntese, e é constituído por dois outros polissacarídeos estruturalmente diferentes: amilose e amilopectina (ver figura abaixo). 
Como podemos observar, a molécula da amilose não apresenta ramificações e, no espaço, assume conformação helicoidal (forma de hélice). A ligação entre os átomos de carbono das unidades de glicose são do tipo alfa 1-4.
          A amilopectina apresenta estrutura ramificada, sendo que os "ramos" aparecem a cada 24-30 moléculas de glicose. A ligação entre as unidades de glicose também é do tipo alfa 1-4 na mesma cadeia. Porém, unindo duas cadeias aparecem ligações do tipo a 1-6.          Moléculas de alto peso molecular (como a amilose e a amilopectina) podem sofrer reações de complexação, com formação de compostos coloridos. Um exemplo importante é a complexação da amilose e da amilopectina com o iodo, resultando em complexo azul e vermelho-violáceo, respectivamente. A figura abaixo esquematiza a interação do iodo com a estrutura do amido:
Já sabemos que o amido é formado pela combinação da amilose com a amilopectina. Também sabemos que a amilose forma um complexo azul com o iodo, enquanto a amilopectina forma um complexo vermelho. Qual será então a cor do complexo iodo - amido???
O complexo esquematizado ao lado apresenta coloração azul intensa, desenvolvida pela oclusão (aprisionamento) do iodo nas cadeias lineares da amilose. 
E a interação iodo -amilopectina?
          Como vimos, o aprisionamento do iodo dá-se no interior da hélice formada pela amilose. Como a amilopectina não apresenta estrutura helicoidal, devido à presença das ramificações, a interação com o iodo será menor, e a coloração menos intensa. 
          IMPORTANTE - nem todos os polissacarídeos, apesar de serem moléculas grandes, dão complexo colorido com o iodo. Isso porque é necessário que a molécula apresente uma conformação que propicie o "encaixe" do iodo. A celulose é um exemplo de polissacarídeo que não dá reação colorida com o iodo.
Procedimento Experimental
POLISSACARÍDEOS
        1. Material
 a) Reagentes e soluções
       - solução de amido 1% *
       - solução de glicose 2%
       - solução de lugol **
       - solução de hidróxido de sódio (NaOH) 1M
       - solução de ácido clorídrico (HCl) 1M
       - água destilada
   
 b) Vidraria e instrumental
          
- 03 tubos de ensaio
- conta-gotas ou pipeta Pasteur
- pipetas de 2 mL 
            * Como o amido é de difícil dissolução, preparar a solução da seguinte maneira: misturar 1 g de amido com 10 mL de água. Derramar a pasta em um recipiente que contenha 100 mL de água fervente. Cessar a ebulição e deixar esfriar e sedimentar. Separar a parte sobrenadante (sem grumos) por decantação. A solução ganha maior estabilidade se for adicionada de 1g de ácido salicílico (1%).
          ** Preparo do reagente de Lugol: 5 g de iodo (I2) + 10 g de iodeto de potássio (KI). Completar o volume para 100 mL com água destilada. Diluir 1:10 no momento da utilização.
        2. Procedimento
          Parte I
          1. Prepare a seguinte bateria de tubos, identificando-os: 
          (1) 2 mL de água destilada
          (2) 2 mL da solução de amido 
          (3) 2 mL da solução de glicose
          2. a cada um dos tubos adicionar 4 gotas de lugol;
          3. observar a coloração desenvolvida e descrever o resultado.
          O desenvolvimento de coloração azul intensa indica presença de polissacarídeo.
           Parte II
          1. Ao tubo que contém amido e lugol, adicione 5 gotas de NaOH 1M. Observe e anote o resultado.
          2. Adicione, ao mesmo tubo, 5 gotas de HCl 1M. Observe.
ÓLEOS FIXOS:
É um grupo de susbtâncias oleosas, de alto peso molecular, envolvendo óleos, gorduras, ceras ...genericamente chamados de lipídeos. Em farmacognosia se utiliza o nome ÓLEOS FIXOS para diferenciar este grupo de outro grupo de substâncias oleosas, não fixas, mas voláteis: Teste da mancha em papel de filtro. Diferenciação geral: óleos (LÍQUIDOS), gorduras (SEMI-SÓLIDOS) e ceras (SÓLIDOS). 
ANÁLISE
Mancha no papel
Solubilidade
Índices: de acidez (mEq KOH) de iodo (no. de duplas ligações), de éster(mg de KOH para saponificar um COOH)
Falsificações (com etanol, com colesterol na lanolina, etc...)
Pontos de fusão e solidificação
Índice de refração
Densidade
Rancidez: índice de peroxides
Procedimento Experimental
1 Gravidade Específica
Escolhe-se um picnômetro (figura 1) limpo, seco, anteriormente calibrado, determinando-se o seu peso. Ajusta-se a temperatura do líquido em cerca de 20°C, e preenche-se o picnômetro. Ajusta-se a temperatura do picnômetro cheio em 25°C. Remove-se qualquer excesso de líquido, e pesa-se. O peso específico do líquido (ou gravidade especifica ou densidade) é o quociente obtido pela divisão do peso do líquido contido no picnômetro pelo peso da água contida no mesmo, ambos determinados em 25°C. VERIFICAR NA LITERATURA A DENSIDADE DO ÓLEO DE GIRASSOL.
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Figura 1 Desenho de um picnômetro.
Disponível em: www.dist.com.br/images/1840.gif
2 Determinação do Índice de Refração
O índice de refração é medido através de um refratômetro manual. Tecnicamente a refração é a mudança na direção de uma onda devido a uma mudança na sua velocidade. This is most commonly observed when a wave passes from one medium to another at an angle. Isso é mais comumente observado quando uma onda passa de um meio para outro em um ângulo. Refraction of light is the most commonly observed phenomenon, but any type of wave can refract when it interacts with a medium, for example when sound waves pass from one medium into another or when water waves move into water of a different depth. Refraction is described by Snell's law , which states that the angle of incidence θ 1 is related to the angle of refraction θ 2 by A refração é descrita pela lei de Snell, que afirma que o ângulo de incidência θ 1 está relacionado com o ângulo de refração θ 2 por where v 1 and v 2 are the wave velocities in the respective media, and n 1 and n 2 the refractive indices .onde v 1 e v 2 são as velocidades da onda nos respectivos meios de comunicação, e n 1 e n 2 os índices de refração. In general, the incident wave is partially refracted and partially reflected ; the details of this behavior are described by the Fresnel equations . Em geral, a onda incidente é parcialmente refratada e parte refletida; os detalhes deste comportamento são descritos pela equação de Fresnel (equação 1).
Equação 1 Equação de Fresnel. Onde: sin (1 é seno do ângulo de incidência (2 é o seno do ângulo de refração, v 1 e v 2 são as velocidades da onda nos respectivos meios de comunicação, e n 1 e n 2 os índices de refração.
VERIFICAR NA LITERATURA O ÍNDICE DE REFRAÇÃO DO ÓLEO DE GIRASSOL.
3 Observação da mancha translúcida no papel de filtro
Com o auxílio de uma pipeta Pasteur, pingue duas gotas do óleo (girassol, andiroba, semente de uva) no papel de filtro e observe.
Observações:
Aula 7: PESQUISA DE HETEROSÍDEOS FENÓLICOS SIMPLES - PERFIL FITOQUÍMICO qualitativo
Objetivo: Verificar a presença ou ausência de fenólicos simples na matéria-prima vegetal.
A) Caracterização dos fenólicos simples (microssublimação):
Objetivo: purificação dos sólidos voláteis, separando-os dos sólidos não voláteis. O arbutosídeo não é sublimável, mas pelo aquecimento decompõe-se liberando hidroquinona.
Técnica:
Pulverizar a DV e colocar numa argola de vidro com HCl 6N. 
Cobrir com lâmina. A lâmina inferior deve ser colocada sobre uma chapa quente até observar a formação de sublimado, ou ainda, sobre tela de amianto a uma distância de aproximadamente 7 cm da chama do bico de Bunsen.
Esperar a formação de condensado na lâmina superior, de coloração amarelada.
Obs.: a primeira lâmina superior contém muita água, que interfere com a reação; portanto, troque-a por mais 1-2 lâminas para realização das reações abaixo.
 
B) Identificação do Sublimado:
	a) Com AgNO3 amoniacal: adicionar algumas gotas de AgNO3 amoniacal ao sublimado. Reação Positiva: formação de precipitado negro
	
Com FeCl3: adicionar algumas gotas da solução de FeCl3 ao sublimado ou a sua solução etanólica. Reação Positiva: coloração verde.
Drogas vegetais
Arctostaphylos uva ursi (folhas):uva-ursi
Baccharis trimera (folhas): carqueja
AULA 8: PESQUISA DE CUMARINAS – PERFIL FITOQUÍMICO qualitativo
Objetivo: Verificar a presença ou ausência de cumarinas na matéria-prima vegetal.
A) Caracterização das cumarinas POR FLUORESCÊNCIA: 
Em uma folha de papel filtro (10cm x 4cm), pingar 5 gotas do extrato em cada ponto, de modo a obter 2 manchas de 1cm de diâmetro. A uma delas, adicionar 1 gota de sol alcoólica de KOH ou NaOH 10% e secá-la. Depois de seco, pingar na mesma mancha, 1 gota de solução alcoólica de hidróxido ou potássio; cobrir uma mancha com papel preto e colocá-las em exposição às radiações ultravioletas (lâmpada UV com ( de 254 a 366nm). A mancha exposta adquire, pouco a pouco, fluorescência verde, já aparente ao final do primeiro minuto. Descubra depois a outra mancha e verifique que, de início, esta não possui fluorescência, mas também a adquire por idêntica exposição às radiações ultravioleta. Repetir o procedimento empregando tubos de ensaio.
B) Cromatografia em camada delgada
Preparar a CCD conforme indicação do professor com os extratos das drogas vegetais e o padrão de cumarina. 
Drogas vegetais
Dipteryx odorata (fruto): cumaru
Mikania guaco (folhas): guaco.
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AULA 9: PESQUISA PARA A IDENTIFICAÇÃO DE FLAVONÓIDES
	Os flavonóides são compostos naturais, derivados da benzo-(-pirona, apresentando a estrutura química C6-C3-C6. Ocorrem no estado livre ou, mais comumente, como O-glicosídeos, embora exista um número considerável de C-glicosídeos. São encontrados mais de 2000 flavonóides, embora alguns trabalhos mencionem que existam mais de 4000. É o maior grupo de fenólicos naturais encontrados na natureza e, por isso, são usados como compostos marcadores quimiossistemáticos. Seu nome deriva do latim flavus, que significa amarelo, embora as flavonas puras sejam brancas.
A identificação genérica das diferentes classes de flavonóides é baseada em reações coloridas em face do número e posição das hidroxilas fenólicas presentes nos anéis A e B. Um dos métodos de identificação destas substâncias é baseado em análises cromatográficas.
 
2-Fenil-cromona ou 2-fenil-benzopirona (estrutura básica de um flavonóide)
Parte experimental
Material botânico: Baccharis trimera (Less) DC
Parte utilizada: partes aéreas floridas
Origem geográfica: América do Sul
Nomes vulgares: carqueja, vassoura
Composição química: flavonóides: eupatorina, 3-O-metilquercetina, quercetina, lactonas do tipo ent-clerodanos. 
Atividades farmacológicas: extratos das partes aéreas floridas: anti-inflamatória, antibacteriana, antihepatotóxica.
Utilização: internamente como hipotensora, carminativa, anti-inflamatória, externamente como anti-inflamatória e contra o hospedeiro intermediário do Schistossoma mansoni. 
 
IDENTIFICAÇÃO DOS FLAVONÓIDES
Reação da Cianidina ou Reação de Shinoda
A maioria dos flavonóides, na presença de magnésio em pó e ácido clorídrico, apresentam colorações variáveis em função de suas estruturas químicas:
- Flavona: amarelo a vermelho
- Flavonol: vermelho a vermelho sangue
- Di-idroflavonol: vermelho a vermelho sangue
- Flavanona: vermelho a violeta
- Derivados antociânicos: vermelho tornando-se rosa
Chalconas
Auronas
Di-idrochalconas Reação negativa, sem coloração 
Isoflavonas
Isoflavanas 
Técnica: Preparar 15 mL de um extrato hidroetanólico (já preparado) de carqueja a 10% sob refluxo e filtrar. Transferir 3 mL do extrato para um tubo de ensaio. Adicionar previamente no tubo 200 mg de magnésio em pó e depois verter 1 mL de HCl concentrado cuidadosa e lentamente pelas paredes do tubo de ensaio inclinado (CUIDADO!!!Pode ocorrer projeções, reação exotérmica). Observar a coloração.
Coloração do extrato: ________________________________________________
Coloração do extrato (evidencia do flavonóide): ____________________________
 
Reação Oxalo-bórica ou reação de Taubock
Técnica: Colocar 8 mL do extrato preparado de carqueja em uma cápsula de porcelana e levar à secura em banho-maria. Adicionar ao resíduo 3 mL da solução de ácido bórico a 3% e 1 mL da solução de ácido oxálico a 10%. Evaporar novamente até o resíduo. Dissolver o novo resíduo, JÁ FRIO, em 10 mL de éter etílico. Transferir a solução etérea, através de pipeta Pasteur, para um tubo de ensaio e verificar se essa apresenta ou não fluorescência.
Resultado: _________________________________________________________
Interpretação do resultado obtido: esta reação determina hidroxila livre na posição C-5.
 Reação com cloreto de alumínio
Técnica: Em um pedaço de papel de filtro, aplicar duas gotas do extrato. Adicionar uma gota de solução de cloreto de alumínio em etanol a 5% sobre uma das gotas. Após a evaporação do solvente, observar as manchas no papel, sob luz UV. Flavonas e flavonóis possuem fluorescência amarelada e flavanonas, azul-esverdeada. 
Reação com acetato de chumbo
Técnica: Utilizar a solução de carqueja já preparada. Colocar em dois tubos de ensaio 2,5mL de extrato. Adicionar 7mL de álcool etílico nos dois tubos de ensaio. Adicionar 2,5mL de Acetato de chumbo 10% em um dos tubos de ensaio e observar se ocorre formação de precipitado.
Formação de precipitado: ____________________________________________
Reação com hidróxido de sódio
Técnica: Colocar em um tubo de ensaio 10-15 gotas do extrato. Colocar 5-10mL de álcool etílico e agitar por 2 minutos em agitador de tubos. Transferir cerca de 1mL desta solução para dois tubos de ensaio. Adicionar aproximadamente 5mL de água nos dois tubos de ensaio. Adicionar 3 gotas de NaOH 1M em um dos tubos e observar a mudança de cor de amarelo pálido para amarelo ouro. O outro tubo é um branco e serve como referência (ao qual não foi adicionado NaOH)
REPETIR ESTES PROCEDIMENTOS DE 1 A 5 PARA O EXTRATO DE PRÓPOLIS. 
 
aula 10: PESQUISA DE TANINOS – PERFIL FITOQUÍMICO qualitativo
Objetivo: Verificar a presença ou ausência de taninos na matéria-prima vegetal.
A) Extração
Preparar um decocto (15 minutos) com 5 g da droga vegetal pulverizada com 100 mL de água destilada. ESTA SOLUÇÃO SERÁ PREPARADA PREVIAMENTE.
B) TESTES de identificação:
TUBO 1 – GELATINA
2 mL da extração A + 2 gotas de HCl diluído + solução de gelatina a 2,5% gota a gota. 
Se ocorrer formação de precipitado: reação positiva para taninos.
TUBO 2 – CLORETO FÉRRICO
2 mL da extração A + 10 mL de água destilada + 2-4 gotas da solução de FeCl3 a 1% em metanol.
	Cor Azul: taninos hidrolisáveis ou gálico
	Cor Verde: taninos condensados ou catéquico
TUBO 3 - acetato de chumbo 
5mL da extração A + 10 mL da solução de ácido acético a 10% + 5 mL da solução de acetato de chumbo a 10%.
Formação de um precipitado esbranquiçado: presença de taninos hidrolisáveis.
TUBO 4 - BRANCO
Contém apenas 5 mL do extrato filtrado.
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C) REAÇÃO DE STIASNY - SEPARAÇÃO DOS TANINOS HIDROLISÁVEIS E CONDENSADOS 
Submeter a refluxo por 30 minutos, 50 mL da solução A + 15 mL do reativo de Stiasny. 
Os taninos condensados originam um precipitado vermelho (flobafenos).
Os taninos hidrolisáveis permanecem em solução e podem ser assim detectados: 10 mL do filtrado + 5 g de acetato de sódio + 2-4 gotas da solução de FeCl3 a 1% em metanol.
Cor Azul: reação positiva.
Obs.: Reativo de Stiasny (reparar no momento de uso): 5 mL de HCl conc. + 10 mL de formol sob refluxo por 20 minutos.
AULA 11: DESTILAÇÃO POR ARRASTE A VAPOR PARA A EXTRAÇÃO DE ÓLEOS ESSENCIAIS
O método da extração por arraste a vapor consiste, basicamente, em passar
uma corrente de vapor de água através do material que contém as substâncias que se deseja extrair.A destilação por arraste a vapor é um método muito utilizado para o isolamento e purificação de substâncias. Ela se aplica a líquidos que são imiscíveis em água ou com miscibilidade muito pequena. Os óleos essenciais, na sua grande maioria, são imiscíveis em água e o processo consiste, essencialmente, em volatilizar o óleo essencial com uma corrente de vapor de água. No caso específico da extração do óleo essencial de folhas, a temperatura elevada do vapor auxilia na ruptura das vesículas existentes na folha, liberando uma maior quantidade de óleo. O vapor de água, ao passar pelas folhas, arrasta o óleo essencial. O sistema mais comumente utilizado encontra-se na figura abaixo:
Figura 1 Montagem do aparelho de Clevenger
http://www.brasilabor.com.br/especifvidros.htm
 
O material é colocado no balão de fundo redondo junto com água e pérolas de vidro. Em seguida, o sistema é colocado para aquecer, o vapor sobe pelo duto e condensa, caindo na forma de líquido no recipiente abaixo do condensador. Um grande número de árvores e outras plantas exalam aromas agradáveis, que resultam de misturas complexas de compostos orgânicos voláteis. Essas misturas de produtos naturais voláteis constituem o que se denomina de óleos essenciais. Esse óleo, produzido pela planta, fica geralmente armazenado em pequenas vesículas das folhas, pétalas e cascas, e, devido a sua volatilidade, escapa pelos poros das vesículas perfumando o ambiente. Dentre os óleos mais importantes, podemos destacar os de: eucalipto, canela, hortelã, jasmim, lavanda, limão, rosa etc. A extração e a comercialização desses óleos essenciais são importantes para
as indústrias de perfumes, alimentos, fármacos, materiais de limpeza, dentre outras. Os métodos mais comuns de extração de óleos essenciais de plantas são: a prensagem, a destilação por arraste a vapor e a extração por solventes. Nesta experiência, será feita a extração do óleo essencial de um material vegetal utilizando o método de destilação por arraste a vapor, seguida de extração por solventes.
Procedimento Experimental
PARTE 1- Destilação Por Arraste a Vapor
Neste experimento utilizaremos cravo-da-índia (cada grupo terá um material: orégano, canela, cravo, citronela e laranja). O óleo de cravo, a ser obtido nesse experimento, é um óleo volátil, obtido dos botões florais secos, ainda fechados, de Syzygium aromatium (Myrtauae), constituído por 82-90% de eugenol, cerca de 10% de acetileugenol, cariofileno e outras substâncias.
Usos: Anestésico local (alívio da dor de dente), fabricação de cremes dentais, perfumaria, microscopia (agente clarificador de histologia ), antisséptico local, tratamento de eczemas, dentre outros.
Procedimentos:
Montar a aparelhagem para a destilação por arraste a vapor, conforme mostrado na Figura 1. Adicionar ao balão gerador de vapor algumas pedras de ebulição e, em seguida, água até atingir a metade de seu volume; esse balão será aquecido em chapa de aquecimento. Adicionar o material vegetal picado (de acordo com a parte da planta utilizada). Começar o aquecimento, de maneira que se consiga uma velocidade lenta, porém, contínua, de destilação. Durante a destilação, se necessário, adicionar água ao balão gerador de vapor, de modo a manter o nível original de líquido. Continuar a destilação a vapor até que se tenha coletado cerca de 100 mL de destilado.
PARTE 2 - Extração com Solventes
Como os óleos essenciais são, na sua maioria, uma mistura de hidrocarbonetos líquidos (compostos contendo carbono e hidrogênio), que são imiscíveis em água, eles podem ser facilmente separados do condensado através do método de extração. A extração é uma técnica largamente usada para separação, isolamento e purificação de compostos orgânicos. A extração se baseia na maior solubilidade de um ou mais compostos de uma misturaem determinado solvente. A extração pode ser considerada semelhante ao processo de destilação. A destilação envolve o equilíbrio entre duas fases, gás e líquido; a extração envolve equilíbrio entre duas fases usualmente, dois líquidos imiscíveis. A solubilidade de um líquido em outro pode ser prevista por meio das forças intermoleculares e das estruturas dos compostos. Assim, ''compostos polares dissolvem compostos polares e compostos apolares dissolvem compostos apolares''. Compostos que têm grupos polares e apolares tais como acetona, etanol, etc, são solúveis tanto em líquidos polares como apolares.
O processo de extração se baseia no Coeficiente de Partição ou de Distribuição (k) que fornece a distribuição de um soluto (x) entre 2 solventes (A e B).
K = Cx em A/ Cx em B
Cx = Concentração do soluto (x) no solvente A ou B em g/volume.
Procedimentos:
Para realizar a extração, as operações de laboratório deverão obedecer à seguinte ordem:
(1) Testar um funil de separação de 250 mL, com o solvente a ser utilizado na extração (no caso, água destilada) para assegurar que não haja vazamento.
(2) Colocar o funil de separação apoiado no anel, ao qual será adicionado o líquido obtido da destilação (destilado) e 10mL de éter etílico, agitar cuidadosamente o funil, com movimentos circulares, mantendo-o aberto na parte superior. Se observar a saída de muito gás, mantenha-o agitando até que haja diminuição desses gases. 
(3) Recolocar o funil de separação no suporte mantendo-o semi-aberto. Deixar em repouso alguns minutos até que haja a separação das fases.
(4) Retirar a parte orgânica e colocar em um frasco de vidro com tampa. Deixar aberto em capela até o líquido evaporar.
PARTE 3 - Separação cromatográfica
O óleo essencial obtido em estudo será submetido à cromatografia, de acordo com o seguinte sistema: 
a) Placas: cromatoplacas de sílica gel G60 (Merck), com 3x10 cm e espessura de 300μm; 
b) Ativação: por aquecimento a 100oC por 1 hora; 
c) Cuba: de vidro, saturada; 
d) Desenvolvimento: simples, ascendente; 
e) Percurso: 8,0 cm (aproximadamente); 
f) Fase móvel: tolueno + acetato de etila (93:7);
g) Revelador: vanilina sulfúrica e aquecimento a 120oC, durante 5 a 10 minutos; 
h) Amostra: óleo essencial a 10% em n-hexano; 
i) Volume da amostra: 1 μL; 
j) Padrões: anetol, cariofileno, eugenol, mirceno, limoneno, diluídos a 10% em n-hexano; 
k) Volume dos padrões: 1 μL. 
As placas cromatográficas são preparadas cortando-se cuidadosamente, com tesoura, tiras de cromatofolha de 3 x 10 cm. Com o uso de um tubo capilar, uma gota do extrato é aplicada na parte inferior central de cada placa, a aproximadamente 0,5 cm da borda inferior. Se tiver o padrão, aplicar o mesmo ao lado do óleo essencial, guardando uma distância de 1cm entre eles. Após evaporação do solvente, as placas são submetidas à eluição em uma cuba cromatográfica com a fase móvel. Após a eluição, as placas são observadas sob luz ultravioleta de comprimentos de onda longo e curto e, em seguida, são submetidas à exposição a vapores de iodo. As placas são retiradas da câmara de iodo e circundadas as manchas para o cálculo do Rf.
http://www.dqi.ufms.br/~lp4/Apostila%20aula%20pratica.pdf
AULA 12: PESQUISA DE SAPONINAS– PERFIL FITOQUÍMICO qualitativo
Objetivo: Verificar a presença ou ausência de saponinas na matéria-prima vegetal. 
Pesquisa de saponinas - Teste QUALITATIVO de espuma
Ferver (decocção) 2g da droga em pó com 10 mL de água destilada por 3 minutos. Agitar energicamente, no sentido vertical por 15 segundos.
Deixar a solução em repouso, por 15minutos. Marcar com caneta a altura da espuma.
Observar a presença de espuma persistente (por 15 minutos).
Reação positiva = permanência da espuma.
Reação negativa = desaparecimento da espuma.
B) Análise do índice afrosimétrico - DETERMINAÇÃO semi-quaNTItativA DO Índice de espuma
Objetivo: Conhecer a maior diluição do extrato aquoso, referindo-se a 1 g do farmacógeno, que mantém anel de espuma persistente com pelo menos 1 cm.
Pesar 5 g da droga vegetal, adicionar 100 mL de água destilada e preparar um decoto acrescentando carbonato de cálcio em excesso.
Durante os 5 minutos de fervura, controlar o pH. O pH deve estar neutro.
Esfrie, filtre e complete o volume da solução extrativa para 100 mL.
Colocar em 10 tubos de ensaio, volumes crescentes de solução extrativa, começando com 1 mL e finalizando com 10 mL. Complete o volume em todos o tubos, de modo que todos estejam com 10 mL.
Agite energicamente cada um dos tubos por 15 segundos, observando o tempo de finalização de cada tubo.
Após 15 minutos verificar qual foi o tubo (o mais diluído) que manteve espuma persistente com anel de pelo menos 1 cm de altura.
Calcule o índice afrosimétrico.
Preparar uma série de tubos: conforme tabela abaixo. Atenção: todos os tubos devem ter o mesmo diâmetro e a mesma altura. Todos os volumes citados na tabela são em mL. Realizar duas marcações nos tubos, sendo a primeira correspondente ao volume de 10mL e a segunda marcação igual a 1cm acima desse nível.
	Tubos
	I
	II
	III
	IV
	V
	VI
	VII
	VIII
	IX
	X
	Solução extrativa (mL)
	1
	2
	3
	4
	5
	6
	7
	8
	9
	10
	Água destilada (mL)
	9
	8
	7
	6
	5
	4
	3
	2
	1
	-
	Volume total (mL)
	10
	10
	10
	10
	10
	10
	10
	10
	10
	10
Agitar cada tubo, no sentido vertical, vedando com uma rolha ou mesmo com o dedo polegar durante 15 segundos.
Deixar em repouso por 15 minutos.
Verificar em seguida em qual tubo se formou um anel de espuma persistente, de aproximadamente 1cm de altura e que não desapareça pela adição de 1mL de HCL 2N.
Espuma abundante em todos os tubos – repetir o teste com soluções extrativas mais diluídas. 
Nenhuma espuma nos tubos – repetir o teste com soluções extrativas mais concentradas.
C) Cálculos
Verificar qual o tubo que foi o ideal, se tiver mais de um, pegar o tubo menor. 
Verificar quantos mL seriam necessários para diluir 1g da planta para dar 1cm de espuma. Se χ g da droga necessitou ser diluído em 10 mL da água destilada para produzir 1cm de espuma, 1g do fármaco necessitará ser diluída em γ mL de água destilada para produzir a mesma espuma.
C) Análise POR CROMATOGRAFIA EM CAMADA DELGADA
A identificação das saponinas é realizada por comparação com o padrão de protodioscina por CCD em sílica gel, desenvolvido no sistema de solventes constituído de clorofórmio, metanol e água (16:9:2), sendo revelado com solução de ácido sulfúrico 10% a 110° C e reativo de Ehrlich. Borrifar a solução de ácido sulfúrico na placa e em seguida o reativo de Ehrlich. Após a visualização, colocar a placa na estufa a 110oC por dez minutos. Verificar a mancha obtida. 
Reativo de Ehrlich: pesar 5 g de p-dimetilaminobenzaldeido, adicionar 45-50 mL de água destilada e transferir para um balão volumétrico de 100 mL . Completar o volume com ácido clorídrico PA. Usar em no máximo um dia.
Drogas vegetais que contêm saponinas
Baccharis trimera (folhas): Carqueja
Panax ginseng (raiz): Ginseng
Ilex paraguariensis (folhas e ramos): Erva mate 
Smilax medica (raízes)– Salsaparrilha 
Anacardium occidentale (cascas): Salsaparrilha –dos –pobres, Cajueiro 
Calendula officinalis (flores): Calendula 
Centella asiatica (raizes): Centela 
Quillaya saponaria (cascas): Quilaia 
AULA 13: PESQUISA DE ANTRAQUINONAS E CARDIOTÔNICOS
As antraquinonas são quimicamente definidas como substâncias fenólicas derivadas da dicetona do antraceno:
Os derivados antraquinônicos são frequentemente compostos alaranjados, algumas vezes observados in situ, como nos raios parenquimáticos do ruibarbo e cáscara-sagrada. São geralmente solúveis em água quente ou álcool diluído. Podem estar presentes nos fármacos na forma livre ou na forma de glicosídeo,isto é, na qual uma molécula de açúcar está ligada nas formas de O- e C-glicosídeo, em várias posições.
O teste de Bornträger é freqüentemente usado para detecção de antraquinonas livres, onde coloração rósea, vermelha ou violeta é desenvolvida em meio básico. A microssublimação também é empregada para sua caracterização, uma vez que as antraquinonas passam diretamente do estado sólido para o gasoso, cristalizando-se sob a forma de agulhas amarelas. 
São empregadas terapeuticamente como laxativos e catárticos, por agirem irritando o intestino grosso, aumentando a motilidade intestinal e, consequentemente, diminuindo a reabsorção de água.
Identificação química de antraquinonas em plantas medicinais
1. Reação de Bornträger direta:
Para antraquinonas livres: cáscara-sagrada
• Colocar pequeno fragmento da droga (cerca de 0,2 g) ou pequena quantidade de
pó em um tubo de ensaio e adicionar 5 mL de solução de NH4OH diluído.
Reação Positiva ( coloração rósea ou avermelhada
2. Reação de Bornträger com prévia hidrólise ácida
Para glicosídeos antraquinônicos e dímeros: sene
• Colocar 1,0 g da droga em tubo de ensaio;
• Adicionar 8,0 mL de solução de EtOH a 25%;
• Ferver na chama por 1 minuto;
• Filtrar por algodão para um tubo de ensaio contendo 4 mL de solução H2SO4 a 5% e aquecer levemente;
• Resfriar na torneira e adicionar 5 mL de CHCl3 (clorofórmio) ou Et2O (éter etílico);
• Extrair cuidadosamente por cerca de 3 minutos;
• Decantar a camada orgânica para um tubo de ensaio;
• Adicionar 5 mL de solução de NH4OH diluído;
• Agitar fortemente e deixar em repouso.
Reação Positiva ( coloração rósea ou avermelhada na fase aquosa
3. Pesquisa de falsificação para ruibarbo
Os ruibarbos rapônicos (Rheum raponticum L.) contêm um glicosídeo, a raponticina, que apresenta atividade estrogênica, não devendo ser aplicado na medicina humana. É uma substância derivada do estilbeno (difeniletileno) com a seguinte fórmula:
• Colocar cerca de 0,1 g de ruibarbo em tubo de ensaio;
• Adicionar 5 mL de EtOH absoluto;
• Agitar fortemente e deixar em repouso por 5 min;
• Umedecer uma tira de papel de filtro no extrato;
• Secar o papel;
• Examinar sob luz ultravioleta (ondas longas).
Pesquisa Positiva ( fluorescência azulada
4. Microssublimação
• Colocar lâmina de microscopia sobre tela de amianto em suporte;
• Sobrepor anel de metal na lâmina;
• Adicionar 0,1 g da droga em pó no interior do anel;
• Colocar sobre o anel outra lâmina e aquecer;
• Trocar a lâmina superior (contendo água condensada) repetidamente até obter
várias preparações (resíduo amarelo).
• Observar ao microscópio.
Resultado: Devem ser observados cristais amarelados, em forma de agulhas, que tratados com base coram-se de vermelhos (reação de Bornträger).
Material desenvolvido por:
Glicosídeos cardiotônicos
Ferver (sob refluxo) 5g da droga vegetal rasurada e seca com 30mL de etanol a 50%, deixar decantar e filtrar com algodão. Repetir o processo de extração por mais 2 vezes. Juntar 30mL de solução de acetato de chumbo neutro a 10%, deixar esfriar e filtrar. Adicionar 20mL de água, transferindo para um funil de separação. Extrair com 3 porções de 10mL de clorofórmio (Não agitar com força para evitar a formação de emulsão). Deixar em repouso até completa separação das fases. Filtrar e repartir a solução clorofórmica em cápsulas de porcelana, evaporando-as em Banho-Maria até resíduo. Com cada uma, efetuar as reações abaixo:
Reação de Liebermann-Buchard (identificação do fenantreno)
Adicionar à primeira cápsula, 1mL de anidrido acético.
Passar para um tubo de ensaio, e em seguida, adicionar 1mL de ácido sulfúrico concentrado pelas paredes do tubo, sem agitar. 
Observar o aparecimento de coloração na zona do contato entre o anidrido acético e o ac. sulfúrico. (NÃO MOVIMENTAR O TUBO). 
- Cor azul ou verde = provavelmente núcleo esteroidal
- Cor vermelha, rosa, púrpura ou violeta = provavelmente núcleo terpênico
Reação de Baljet (identificação do anel lactônico): 
Adicionar à segunda cápsula, 1mL do reativo de Baljet (1 g de ácido pícrico em álcool a 50% completar o volume com álcool 50% até 100mL).
Passar para um tubo de ensaio e observar a cor. 
Reação positiva:castanho-avermelhado a vermelho violeta.
Reação de Keller-Kiliani (desoxioses nas extramidades livres):
Dissolver o resíduo da terceira cápsula com 1mL de ácido acético glacial. 
Adicionar 2gotas de cloreto férrico a 2% (solução aquosa). 
Transferir, cuidadosamente, pelas paredes do tubo de ensaio. 
Adicionar 1mL de ácido sulfúrico concentrado de modo que os dois líquidos não se misturem. Observar coloração.
Cor da formação do anel: = vermelhado acastanhado = reação positiva
Cor da fase acética – azul-esverdeado
Reação de Salkowski (Núcleo esteroidal):
Adicionar à quarta cápsula, 1mL do reativo de Salkowski (ácido sulfúrico concentrado).
Passar para um tubo de ensaio e observar a cor. 
Coloração indo do amarelo para o roxo é um resultado positivo.
AULA 14: PESQUISA DE ALCALÓIDES E METILXANTINAS
14.1 Identificação de alcalóides 
Objetivo: Verificar a presença ou ausência de alcalóides na matéria-prima vegetal.
Reagentes e solventes:
Reagente de Dragendorff:
Dissolver 8 g de subnitrato de bismuto em 20 mL de ácido nítrico diluído a 30%.
Dissolver, em separado, 22,8 g de iodeto de potássio num volume mínimo de água.
Verter a primeira solução pouco a pouco sobre a segunda. Deixar em repouso durante algumas horas e filtrar.
Completar o volume com água para 100 mL. GUARDAR AO ABRIGO DE LUZ.
Reagente de Mayer:
Dissolver em água 2,71 g de cloreto de mercúrio e 10 g de iodeto de potássio em um pouco de água destilada.
Completar o volume com água para 200 mL. Agite e filtre.
Reagente de Bertrand: 
Dissolver 5 g de ácido sílico-túngstico em 100 mL de água.
Ácido clorídrico 2N
Amônia diluída 40%
Clorofórmio ou éter.
Reagente de Bouchardat: 
Solução de Iodo 0,1 N num volume de 100 mL. 
	
A) Teste preliminar:
Aquecer a fervura, cerca de 5g da droga vegetal (moída) em teste, e 30 mL de ácido clorídrico diluído. Filtrar. 
Dividir o filtrado em 5 tubos de ensaio.
Em 4 tubos acrescentar três gotas dos reagentes de Dragendorff, Mayer, Bertrand e Bouchardat, respectivamente. Um tubo será o branco.
Observar a formação de turvação e/ou precipitado.
B) Teste decisivo:
Aquecer a fervura, cerca de 5 gramas da droga vegetal grosseiramente pulverizada e 50 mL de ácido clorídrico diluído. Deixar esfriar a temperatura ambiente e filtrar.
Alcalinizar o meio com amônia diluída (40%) (verifique o pH com papel indicador – pH: 8-9).Colocar o filtrado em um funil de separação.
Acrescentar cerca de 25 mL de clorofórmio, repetindo o processo mais uma vez. Agitar observando a técnica indicada. ABRA A TORNEIRA PARA A SAÍDA DOS GASES.
Separar a fração que contém o alcalóide.
Acrescentar 20 mL de ácido clorídrico 2N e agitar.
Separar a fração aquosa ácida em 5 tubos de ensaio em quantidades equivalentes.
Acrescentar a cada tubo 3 gotas dos reagentes de Dragendorff, Mayer, Bertrand e Bouchardat, respectivamente.
Observar a formação de turvação e/ou precipitado.
SE O RESULTADO FOR NEGATIVO, PROCEDER A EXTRAÇÃO UTILIZANDO ÉTER ETÍLICO.
A presença de turvação e/ou precipitação com a adição dos reagentes de Dragendorff, Mayer, Bertrand e Bouchardat indica a presença de alcalóides.
Drogas vegetais:
Atropa belladona (folhas): Beladona 
Peumus boldus (folhas): boldo do Chile
Pilocarpus jaborandi (folhas): jaborandi
Baccharis trimera (folhas): carqueja
Strichnos nux-vomica (sementes): noz vomica.
Cephaelis ipecacuanha (raiz): ipeca
14.2 Identificação de metilxantinasObjetivo: Verificar a presença ou ausência de metilxantinas na matéria-prima vegetal.
Reagentes necessários:
Hidróxido de amônio 6N
Ácido clorídrico 6 N
Ácido sulfúrico:água (1:9 V/V) 50 mL
Clorofórmio
Peróxido de hidrogênio 
Enriquecimento da fração cafeínica
Aquecer a fervura a mistura de 1 g da droga em estudo pulverizada, 5 mL de ácido sulfúrico diluído e 5 mL de água.
Filtrar em papel de filtro previamente umedecido na mistura água-ácido sulfúrico.
Alcalinizar o filtrado com gotas de hidróxido de amônio 6N (confirmar com papel indicador).
Transferir o filtrado alcalinizado para o funil de separação e acrescentar 5 mL de clorofórmio. Agitar.
Decantar o clorofórmio. Filtrar o clorofórmio para cápsula de porcelana (a filtração deverá ser feita por papel de filtro umedecido com o mesmo solvente puro). Evaporar o filtrado em chapa de aquecimento na capela de exaustão.
Identificação pela Reação da Murexida
Ao resíduo frio na cápsula de porcelana acrescentar 3 gotas de ácido clorídrico 6 N e 2 gotas de peróxido de hidrogênio concentrado. Homogeneizar.
Evaporar a mistura em banho-maria: DEVE FORMAR UM RESÍDUO CORADO DE VERMELHO.
Juntar ao resíduo de evaporação previamente resfriado, algumas gotas de hidróxido de amônio 6 N: O LÍQUIDO DEVERÁ ADQUIRIR COR VIOLETA CARREGADA.
Drogas vegetais:
Coffea arabica (sementes): café
Ilex paraguariensis (folhas): erva-mate, chá mate
Camellia sinensis (folhas): chá-verde e chá-preto
AULA 15: PESQUISA DE CIANOGÊNICOS– PERFIL FITOQUÍMICO qualitativo
Objetivo: Verificar a presença ou ausência de cianogênicos na matéria-prima vegetal.
A) Teste de Guignard (Papel picro-sódico)
Preparação do papel de filtro picro-sódico:
Impregnar tiras de papel de filtro da seguinte maneira: gotejar 2-3 gotas no papel de filtro solução a 10% de ácido pícrico.
Logo a seguir, gotejar 3-4 gotas de solução de carbonato de sódio a 10%.
Colocar este papel para secar antes do uso. Reservar.
Técnica:
Triturar cerca de 3g da droga vegetal fresca em gral e umidificá-la com água destilada.
Adicionar em um tubo de ensaio de extremidade estrangulada, cerca de 2,0mL de clorofórmio (CHCl3), que ficará retido na parte estrangulada.
Logo após, transferir o material vegetal úmido na parte estrangulada do tubo, de modo que não entre em contato diretamente com o clorofórmio.
Fechar o tubo com uma rolha, fixando na mesma uma tira de papel de filtro picro-sódico seco, de modo que não entre em contato diretamente com o clorofórmio. O frasco deve ficar bem fechado e em repouso para o papel de filtro não entrar em contato com a solução, nem tocar nas paredes do tubo. 
Se houver HCN, após alguns minutos, o papel passará do amarelo para o alaranjado e, depois para o vermelho.
Reação positiva = papel adquire coloração vermelha, devido ao desprendimento de HCN.
Reação positiva falsa = quando o papel tocar nas paredes do tubo ou na solução.
Drogas vegetais
Prunus sellowii (folhas): pessegueiro, tubérculo de mandioca sem a casca.
REFERÊNCIAS
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ANDREI, C. C.; FERREIRA, D. T.; FACCIONE, M. E FARIA, T. J. Da Química Medicinal à Química Combinatória e Modelagem Molecular: um curso prático, São Paulo - SP: Editora Manole, 2003.
BRASIL, Ministério da Saúde, Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Resolução de Diretoria Colegiada Nº 17, de 24 de fevereiro de 2000. Diário Oficial da União, 24 de abril de 2000.
BRASIL, Ministério da Saúde, Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Resolução de Diretoria Colegiada Nº 48, de 16 de março de 2004. Diário Oficial da União, 18 de março de 2000.
BRASIL, Ministério da Saúde, Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Resolução de Diretoria Colegiada Nº 33, de 19 de abril de 2000. Retif.Diário Oficial da União, 06 de junho de 2001.
CORRÊA JR., C. Cultivo de plantas medicinais, condimentares e aromáticas, Jaboticabal - SP: Emater, 2 ed., 1994.
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Dicionário de Língua Portuguesa.
FARMACOPÉIA Brasileira, 3. Ed. São Paulo: Andrei, 1977.
FARMACOPÉIA Brasileira, 4. Ed. Parte I e II. São Paulo: Andrei, 1997.
GUPTA, M. P. 270 Plantas medicinais Iberoamericanas, Panamá - América Central: Editora Andres Bello,1995.
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PRISTA, L.V.N. & ALVES, A.C. Técnica Farmacêutica. 5. Ed. Lisboa: Fundação Caloustre Gulbenkian, 1995. Vol. 1 a 3.
SIMÕES, C. M. O.; SCHENKEL, E. P.; GOSMANN, G.; MELLO, J. C. P.; MENTZ, L. A.; PETROVICK, P. R. Farmacognosia: da planta ao medicamento, 5. Ed., Porto Alegre - RS: Editora UFRGS e UFSC, 2005.
SOUSA, M. P.; MATOS, M. E. O.; MATOS, F. J. A.; MACHADO, M. I. L.; CRAVEIRO, A. A. Constituintes Químicos Ativos de Plantas Medicinais Brasileira, Fortaleza - CE: Editora EUFC, Laboratório de Produtos Naturais, 1991.
 EVANS, W.C. Pharmacognosy, 15a.ed., 2001
ANEXO:
RESOLUÇÃO RDC nº 14, de 31 de MARÇO de 2010
Dispõe sobre o registro de medicamentos fitoterápicos.
	publicação: 
	D.O.U. - Diário Oficial da União; Poder Executivo, de 05 de abril de 2010
	órgão emissor: 
	ANVISA - Agência Nacional de Vigilância Sanitária
	alcance do ato: 
	Federal – Brasil
	área de atuação: 
	Medicamentos 
A Diretoria Colegiada da Agência Nacional de Vigilância Sanitária, no uso da atribuição que lhe confere o art. 11, inciso IV, do Regulamento aprovado pelo Decreto n° 3.029, de 16 de abril de 1999, e tendo em vista o disposto no inciso II e nos parágrafos 1° e 3° do art. 54 do Regimento Interno aprovado nos termos do Anexo I da
Portaria n° 354 da ANVISA, de 11 de agosto de 2006, republicada no DOU de 21 de agosto de 2006, em reunião realizada em 29 de março de 2010, adota a seguinte Resolução de Diretoria Colegiada e eu, Diretor-Presidente, determino a sua publicação:
CAPÍTULO I
DAS DISPOSIÇÕES INICIAIS
Seção I
Objetivo
Art. 1° Esta Resolução possui o objetivo de estabelecer os requisitos mínimos para o registro de medicamentos fitoterápicos. 
§ 1º São considerados medicamentos fitoterápicos os obtidos com emprego exclusivo de matérias-primas ativas vegetais, cuja eficácia e segurança são validadas por meio de levantamentos etnofarmacológicos, de utilização, documentações tecnocientíficas ou evidências clínicas.
§ 2º Os medicamentos fitoterápicos são caracterizados pelo conhecimento da eficácia e dos riscos de seu uso, assim como pela reprodutibilidade e constância de sua qualidade.
§ 3º Não se considera medicamento fitoterápico aquele que inclui na sua composição substâncias ativas isoladas, sintéticas ou naturais, nem as associações dessas com extratos vegetais.
Seção II
Definições
Art. 2º Para efeito desta Resolução são adotadas as seguintes definições:
I - algas: seres vivos eucarióticos autotróficos que sintetizam clorofila;
II - CBPFC: Certificado de Boas Práticas de Fabricação e Controle;
III - derivado vegetal: produto da extração da planta medicinal in natura ou da droga vegetal, podendoocorrer na forma de extrato, tintura, alcoolatura, óleo fixo e volátil, cera, exsudato e outros;
IV - doença de baixa gravidade: doença auto-limitante, de evolução benigna, que pode ser tratada sem acompanhamento médico;
V - droga vegetal: planta medicinal, ou suas partes, que contenham as substâncias, ou classes de substâncias, responsáveis pela ação terapêutica, após processos de coleta, estabilização, quando aplicável, e secagem, podendo estar na forma íntegra, rasurada, triturada ou pulverizada;
VI - espécie: Gênero + epíteto específico;
VII - estudo etno-orientado: coleta de informações acerca do uso de plantas medicinais baseada em aspectos etnológicos do grupo humano que as utiliza;
VIII - excipiente: substância adicionada ao medicamento com a finalidade de prevenir alterações, corrigir e/ou melhorar as características organolépticas, biofarmacotécnicas e tecnológicas do medicamento;
IX - fitocomplexo: substâncias originadas no metabolismo primário e/ou secundário responsáveis, em conjunto, pelos efeitos biológicos de uma planta medicinal ou de seus derivados;
X - fungos multicelulares: seres vivos eucarióticos multinucleados que não sintetizam clorofila, não armazenam amido como substância de reserva e, em sua maioria, não tem celulose na parede celular;
XI - marcador: composto ou classe de compostos químicos (ex: alcalóides, flavonóides, ácidos graxos, etc.) presentes na matéria prima vegetal, preferencialmente tendo correlação com o efeito terapêutico, que é utilizado como referência no controle da qualidade da matéria-prima vegetal e do medicamento fitoterápico;
XII - matéria-prima vegetal: compreende a planta medicinal, a droga vegetal ou o derivado vegetal;
XIII - nomenclatura botânica: espécie;
XIV - nomenclatura botânica completa: espécie, autor do binômio, variedade, quando aplicável, e família;
XV - perfil cromatográfico: padrão cromatográfico de constituintes característicos, obtido em condições definidas, que possibilite a identificação da espécie vegetal em estudo e a diferenciação de outras espécies;
XVI - planta medicinal: espécie vegetal, cultivada ou não, utilizada com propósitos terapêuticos;
XVII - prospecção fitoquímica: testes de triagem, qualitativos ou semiquantitativos, que utilizam reagentes de detecção específicos para evidenciar a presença de grupos funcionais característicos na matéria-prima vegetal e que auxiliam na identificação da
espécie vegetal e a diferenciação de outras espécies; e
XVIII - relação "droga vegetal: derivado vegetal": expressão que define a relação entre uma quantidade de droga vegetal e a respectiva quantidade de derivado vegetal obtida. O valor é dado como um primeiro número, fixo ou na forma de um intervalo, correspondente à quantidade de droga utilizada, seguido de dois pontos (:) e, depois desses, o número correspondente à quantidade obtida de derivado vegetal.
CAPÍTULO II
DO REGISTRO DE PRODUTOS NACIONAIS
Seção I
Medidas Antecedentes
Art. 3º A empresa deverá notificar a produção de lotes-piloto de acordo com o "Guia para a notificação de lotes-piloto de medicamentos", publicado pela ANVISA na IN 06, de 18 de abril de 2007, ou suas atualizações.
Parágrafo único. O disposto no caput do artigo não se aplica aos produtos importados.
Seção II
Documentação
Art. 4º Todos os documentos deverão ser encaminhados em via impressa, assinada na folha final e rubricada em todas as folhas pelo responsável técnico da empresa, juntamente a uma cópia em mídia eletrônica, com arquivos em formato aceito pela ANVISA.
Art. 5º Toda a documentação deverá ser apresentada em idioma português, indicando a documentação original, quando se tratar de tradução.
Art. 6º A empresa deverá protocolar um processo para cada medicamento fitoterápico, com relatórios separados para cada forma farmacêutica, apresentando os seguintes documentos:
I - formulários de petição (FP);
II - via original do comprovante de recolhimento da taxa de fiscalização de vigilância sanitária, ou isenção, quando for o caso;
III - cópia da licença de funcionamento da empresa (alvará sanitário), atualizada, ou protocolo da solicitação da renovação da referida licença;
IV - cópia do Certificado de Responsabilidade Técnica (CRT), atualizado, emitido pelo Conselho Regional de Farmácia;
V - cópia do protocolo da notificação da produção de lotes piloto;
VI - cópia do CBPFC, atualizado, emitido pela ANVISA para a linha de produção na qual o medicamento fitoterápico será fabricado; e
VII - relatório técnico.
Seção III
Relatório Técnico
Art. 7º O relatório técnico deve conter as seguintes informações:
I - nomenclatura botânica completa;
II - parte da planta utilizada;
III - layout de bula, rótulo e embalagem, conforme legislação vigente;
IV - documentação referente a cada local de fabricação, caso a empresa solicite o registro em mais de um local de fabricação;
V - dados de produção;
VI - controle de qualidade; e
VII - dados sobre segurança e eficácia.
Seção IV
Relatório de Produção e Controle de Qualidade
Art. 8º O relatório de produção deve conter as seguintes informações:
I - forma farmacêutica;
II - descrição detalhada da fórmula conforme a Denominação Comum Brasileira (DCB) ou, em sua ausência, a Denominação Comum Internacional (DCI) ou a denominação utilizada no Chemical Abstracts Service (CAS);
III - descrição da quantidade de cada componente expresso no Sistema Internacional de unidades (SI) por unidade farmacotécnica, indicando sua função na fórmula;
IV - tamanhos mínimo e máximo dos lotes industriais a serem produzidos;
V - descrição de todas as etapas do processo de produção, contemplando os equipamentos utilizados;
VI - metodologia de controle do processo produtivo; e
VII - descrição dos critérios de identificação do lote industrial.
Art.9º O relatório de controle de qualidade deve apresentar as seguintes informações gerais:
I - controle da Encefalopatia Espongiforme Transmissível (EET) de acordo com a legislação vigente;
II - resultados do estudo de estabilidade acelerada de três lotes-piloto, acompanhados dos estudos de estabilidade de longa duração em andamento, ou estudos de estabilidade de longa duração já concluídos, todos de acordo com o "Guia para a realização de estudos de estabilidade de medicamentos" publicado pela ANVISA na RE 01, de 29 de julho de 2005, ou suas atualizações; e
III - referências farmacopeicas consultadas e reconhecidas pela ANVISA, de acordo com a legislação vigente.
Parágrafo único. Quando não forem utilizadas referências farmacopeicas reconhecidas pela ANVISA, deve ser apresentada descrição detalhada de todas as metodologias utilizadas no controle de qualidade, com métodos analíticos validados de acordo com o "Guia de validação de métodos analíticos e bioanalíticos" publicado pela ANVISA na RE 899, de 29 de maio de 2003, ou suas atualizações, indicando a fonte de desenvolvimento.
Art. 10. Quando a empresa fabricante do medicamento fitoterápico for também produtora do derivado vegetal, ou quando a droga vegetal for empregada como ativo no medicamento fitoterápico, conforme previsto no artigo 34, deve ser apresentado laudo de análise da droga vegetal, indicando o método utilizado, especificação e resultados obtidos para um lote dos ensaios abaixo descritos.
I - testes de autenticidade, caracterização organoléptica, identificação macroscópica e microscópica;
II - descrição da droga vegetal em farmacopéias reconhecidas pela ANVISA, ou, em sua ausência, publicação técnico-científica indexada ou laudo de identificação emitido por profissional habilitado;
III - testes de pureza e integridade, incluindo:
a) cinzas totais e/ou cinzas insolúveis em ácido clorídrico;
b) umidade e/ou perda por dessecação;
c) pesquisa de matérias estranhas;
d) pesquisa de contaminantes microbiológicos; e
e) pesquisa de metais pesados;
IV - método de estabilização,quando empregado, secagem e conservação utilizados, com seus devidos controles, quando cabível;
V - método para eliminação de contaminantes, quando empregado, e a pesquisa de eventuais alterações;
VI - avaliação da ausência de aflatoxinas, a ser realizado quando citado em monografia específica em farmacopéia reconhecida ou quando existir citação em literatura científica da necessidade dessa avaliação ou de contaminação da espécie por aflatoxinas;
VII - local de coleta;
VIII - perfil cromatográfico ou prospecção fitoquímica; e
IX - análise quantitativa do(s) marcador(es) ou controle biológico.
Art. 11. O relatório de controle de qualidade deve apresentar laudo de análise do derivado vegetal, indicando o método utilizado, especificação e resultados obtidos para um lote dos ensaios abaixo descritos:
I - solventes, excipientes e/ou veículos utilizados na extração do derivado;
II - relação aproximada droga vegetal : derivado vegetal;
III - testes de pureza e integridade, incluindo:
a) pesquisa de contaminantes microbiológicos;
b) pesquisa de metais pesados;
c) resíduos de solventes (para extratos que não sejam obtidos por etanol e/ou água);
IV - método para eliminação de contaminantes, quando empregado, e a pesquisa de eventuais alterações;
V - caracterização físico-química do derivado vegetal incluindo:
a) caracterização organoléptica, resíduo seco, pH, teor alcoólico e densidade (para extratos líquidos);
b) umidade/perda por dessecação, solubilidade e densidade aparente (para extratos secos);
c) densidade, índice de refração, rotação óptica (para óleos essenciais);
d) índice de acidez, de éster, de iodo (para óleos fixos);
VI - avaliação da ausência de aflatoxinas, a ser realizado quando citado em monografia específica em Farmacopéia reconhecida ou quando existir citação em literatura científica da necessidade dessa avaliação ou de contaminação da espécie por aflatoxinas;
VII - perfil cromatográfico ou prospecção fitoquímica; e
VIII - análise quantitativa do(s) marcador(es) ou controle biológico.
Parágrafo único. Outros testes podem ser adicionados ou substituir os descritos no inciso V de acordo com monografia farmacopeica respectiva.
Art. 12. Quando a empresa não for a produtora do derivado vegetal, deverá enviar laudo de fornecedor, contendo as seguintes informações:
I - nomenclatura botânica completa;
II - parte da planta utilizada;
III - solventes, excipientes e/ou veículos utilizados na extração do derivado;
IV - relação aproximada droga vegetal : derivado vegetal; e
V - descrição do método para eliminação de contaminantes, quando utilizado, e a pesquisa de eventuais alterações.
Art. 13. O relatório de controle de qualidade deve apresentar laudo de análise do produto acabado indicando o método utilizado, especificação e resultados obtidos para um lote, dos ensaios abaixo descritos:
I - perfil cromatográfico ou prospecção fitoquímica;
II - análise quantitativa do(s) marcador(es) específico(s) de cada espécie ou controle biológico;
III - resultados de todos os testes realizados no controle da qualidade para um lote do medicamento de acordo com a forma farmacêutica solicitada;
IV - especificações do material de embalagem primária; e
V - controle dos excipientes utilizados na fabricação do medicamento por método estabelecido em farmacopéia reconhecida; não sendo uma farmacopéia reconhecida pela ANVISA, descrever detalhadamente todas as metodologias utilizadas no controle da qualidade. 
§ 1º Para associações de espécies vegetais em que a determinação quantitativa de um marcador por espécie não é possível, poderá(ão) ser apresentado(s) o(s) perfil(is) cromatográfico(s), que contemple(m) a presença de ao menos um marcador específico para cada espécie na associação, complementado pela determinação quantitativa do maior número possível de marcadores específicos para cada espécie.
§ 2º A impossibilidade técnica de determinação quantitativa de um marcador para cada espécie da associação deve ser devidamente justificada.
Art. 14. Os testes referentes ao controle da qualidade do medicamento fitoterápico, quando terceirizados, deverão ser executados em laboratórios certificados em Boas Práticas Laboratoriais (BPL) e/ou por empresas fabricantes de medicamentos que tenham CBPFC.
Seção V
Relatório de Eficácia e Segurança
Art. 15. O relatório técnico deve conter informações sobre segurança e eficácia comprovadas por uma das opções: 
I - pontuação em literatura técnico-científica;
II - ensaios pré-clínicos e clínicos de segurança e eficácia;
III - tradicionalidade de uso; ou
IV - presença na "Lista de medicamentos fitoterápicos de registro simplificado", publicada pela ANVISA na IN 5, de 11 de dezembro de 2008, ou suas atualizações.
Art. 16. A pontuação em literatura deverá ser comprovada pela apresentação de, no mínimo, seis pontos em estudos referenciados na "Lista de referências bibliográficas para avaliação de segurança e eficácia de medicamentos fitoterápicos", publicada pela
ANVISA, conferidos de acordo com a escala descrita a seguir:
I - três pontos a cada inclusão em obra relacionada no Grupo A;
II - dois pontos a cada inclusão em obra relacionada no Grupo B;
III - um ponto a cada inclusão em obra relacionada no Grupo C; e
IV - meio ponto a cada inclusão em publicação técnico científica indexada, brasileira e/ou internacional, que contenha informações relativas à segurança de uso e às indicações terapêuticas propostas.
§ 1º A comprovação de eficácia deverá ser feita para cada indicação terapêutica solicitada.
§ 2º Quando a comprovação da segurança e eficácia for feita pontuando apenas com referências da "Lista de referências bibliográficas para avaliação de segurança e eficácia de medicamentos fitoterápicos", pelo menos uma referência deve compreender informações de estudos em seres humanos.
§ 3º No mínimo 50% da pontuação obtida conforme o inciso IV deverá originar-se de informações de estudos em seres humanos. 
§ 4º Quando uma referência apenas remete à informação de outra já pontuada, será considerada apenas a pontuação da referência já citada e pontuada.
Art. 17. Os ensaios pré-clínicos e clínicos de segurança e eficácia deverão ser realizados conforme os seguintes parâmetros:
I - quando não existirem estudos que comprovem a segurança pré-clínica, os mesmos deverão ser realizados seguindo, como parâmetro mínimo, o "Guia para a realização de estudos de toxicidade pré-clínica de fitoterápicos" publicado pela ANVISA na RE 90, de 16 de março de 2004, ou suas atualizações; e
II - os ensaios clínicos deverão seguir as Boas Práticas de Pesquisa Clínica (BPPC) e as normas vigentes para realização de pesquisa clínica.
Art. 18. A tradicionalidade de uso deverá ser comprovada por meio de estudo etnofarmacológico, ou etno-orientado de utilização, documentações técnico-científicas, como a Farmacopéia Brasileira, ou outras publicações, que serão avaliadas conforme os seguintes critérios:
I - indicação de uso episódico ou para curtos períodos de tempo;
II - indicação para doenças de baixa gravidade;
III - coerência das indicações terapêuticas propostas com as comprovadas pelo uso tradicional;
IV - ausência de risco tóxico ao usuário;
V - ausência de grupos ou substâncias químicas tóxicas, ou presentes dentro de limites comprovadamente seguros; e 
VI - comprovação de continuidade de uso seguro por período igual ou superior a 20 anos.
Parágrafo único. Para os medicamentos fitoterápicos que comprovarem segurança e eficácia por tradicionalidade de uso, deve ser inserida a seguinte frase na bula, embalagem e material publicitário:
"Medicamento registrado com base no uso tradicional, não sendo recomendado seu uso por período prolongado".
Art. 19. Quando a comprovação da segurança e eficácia for efetuada por meio da "Lista de medicamentos fitoterápicos de registro simplificado", publicada pela