REPRODUÇÃO da RÃ-TOURO - PARENTE

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Universidade Federal do Tocantins 
Campus de Araguaína 
Escola de Medicina Veterinária e Zootecnia 
Zootecnia – Ranicultura 
Prof.: Eduardo Beerli 
 
 
 Reprodução da Rã-touro 
(Rana catesbeiana) 
 
Acadêmicos: Giulliane Marques 
 Jackeline Mota 
 Joadison Sousa 
 Marcelo Carneiro 
 Marcelo Gomes 
 Ranniere Parente 
 
Araguaína – TO 
2013 
INTRODUÇÃO 
• Histórico 
• Cuba, 1917 – criação extensiva 
• Japão, 1928 – governo distribui casais para rizicultores 
• Brasil, 1935 – criação em cativeiro (Ranário Aurora - RJ) 
• Déc. 70 – Ranário tipo “Tanque-ilha” 
• Déc. 80 – confinamento → “Ranabox” → “Sistema Anfigranja” 
 
 
 
INTRODUÇÃO 
• Evolução da Ranicultura no Brasil 
• Inicialmente baixa produção para abate e exportação inexistente 
• Falta de conhecimentos técnicos 
• ENAR (1978) 
• ABCR 
• ANRR – RS, SC, GO, MG, RJ e BA 
• 600 ranários implantados – previsão para mais de 2 mil 
• 15 indústrias de abate e processamento (7 com SIF e SIE e 8 com 
processos em andamento) 
• 6 associações estaduais de ranicultores 
• 4 cooperativas. 
 
 
INTRODUÇÃO 
• Maiores importadores EUA, França, Suíça e Alemanha 
• Louisiana-US – 2º maior consumidor 
 
• Mercado Brasileiro 
• Até 1999 - Praticamente toda a produção brasileira (cerca de 400 
ton./ano) era absorvida pelo mercado interno 
• Atualmente 2º exportador (mais de 13.000 ton), Taiwan é o 1º 
• Aumento do consumo interno 
 
 
 
SETOR DE REPRODUÇÃO 
SETOR DE REPRODUÇÃO 
• BAIAS DE MANTENÇA – as rãs reprodutoras são mantidas 
confortavelmente durante todo o ano, sendo transferidas para 
as baias de acasalamento quando o ranicultor necessita de 
desovas. 
• BAIAS DE ACASALAMENTO – podem ser individualizadas ou 
coletivas 
• Após a reprodução, a desova é transferida para o setor de 
girinos, e o casal retorna para a baia de mantença 
• Apesar dessa baia ser semelhante às do setor de recria, seus 
elementos básicos estão em número e dimensões 
proporcionais ao porte dos reprodutores, que são alojados em 
uma densidade bem inferior (Lima & Agostinho, 1992). 
 
APARELHO REPRODUTOR 
 (MACHO E FÊMEA) 
Características Anatômicas 
 
• 
 
 * Possuem dois ovários; 
 
* Corpos adiposos; 
 
* oviduto ; 
 
* Ovissaco; 
 
* Cloaca. 
FÊMEA 
Características anatômicas 
MACHO 
* Possuem dois testículos; 
 
* canais excretores; 
 
* Os espermatozóides ficam 
armazenada no ureter; 
 
* OBS: as rãs não possuem 
órgão copulador. 
Dimorfismo Sexual 
 
É feito por características: 
• PRIMÁRIAS 
• O tipo de gônada presente no animal(testículos ou 
ovário) 
 
• SECUNDÁRIAS 
• É aquela que indica, externamente, qual é o seu 
sexo. 
O ouvido do macho é maior ; 
O braço do macho é forte e 
volumoso; 
O polegar do macho fica 
dilatado 
O papo do macho é mais 
amarelado na época do 
acasalamento ; 
Os machos são menores que as 
fêmeas 
O macho coaxa forte no 
período reprodutivo; As 
fêmeas emitem sons quase 
imperceptíveis. 
Dimorfismo Sexual 
1 
2 4 
3 
FÊMEA MACHO 
Mecanismos neuroendócrinos da 
reprodução de anuros 
Cei (1949) comprovou que a atividade gametogênica é controlada pela secreção 
gonadotrófica do lóbulo anterior da hipófise . 
O sistema nervoso e o sistema endócrino atuam na coordenação da reprodução por 
meio de diferentes grupos de hormônios, produzidos por órgãos localizados ao longo 
do eixo hipotalâmico-hipofisário-gonadal (Hafez, 2004); 
Os hormônios esteroides e os adeno-hipofisários determinam o desenvolvimento 
das gônadas; (Browne e Zippel, 2007); 
O hipotálamo o hormônio liberador de gonadotrofinas (GnRH); 
Alterações ambientais são detectadas por receptores e estes as transmitem para o hipotálamo; 
Espermatogênese de anuros 
• Quanto ao ciclo espermatogênico, foram definidos três períodos distintos para 
anfíbios anuros na região subtropical: 
1. dezembro a março, quando há repouso total da atividade gametogênica; 
2. abril a setembro, atividade degenerativa; 
3. outubro a dezembro, espermatogênese. Ocorre a expulsão de espermatozoides 
e o maior desenvolvimento dos caracteres sexuais secundários (Cei, 1949). 
 
* Estudos revelam que ao longo do seu desenvolvimento, o testículo passa por diferentes fases 
morfológicas não visíveis macroscopicamente (Costa et al., 1998). 
A espermatogênese de anfíbios anuros é dividida em três fases: 
 
espermatogônia, meiótica e espermiogênese (Segatelli et al., 2009). 
Manejo dos 
Reprodutores 
 • Escolha 
 
• Identificação 
 
• Acasalamento 
Pesquisas sobre indução da 
reprodução 
• Até a década de 80 Escassez de estudos 
• Desovas aleatórias (no período reprodutivo) 
• Ranicultores não interferiam na reprodução 
• Flutuações na produção 
• Dificuldade de fazer planejamento zootécnico 
 
• Havia a necessidade de domínio do processo 
 
• Estabelecimento de parâmetros e técnicas 
Pesquisas sobre indução da 
reprodução 
• Determinação da maturidade sexual 
 
• Determinação dos fatores climáticos 
 
• Estudo da indução 
Determinação da maturidade sexual 
Lima et al. (1998) 
Determinação da maturidade sexual 
Lima et al. (1998) 
Resultados do Estudo 
• O tamanho à primeira maturação para fêmeas foi de 
10,33 cm e 109,78 g e, para machos, em torno de 
8,09cm; 
 
• Todos os machos com peso acima de 45 g já se 
encontravam em processo de maturação. 
 
• A relação entre o diâmetro do tímpano e o 
comprimento (RTC) foi considerado bom indicativo 
da maturação em machos. 
Lima et al. (1998) 
Determinação dos fatores 
climáticos 
• Em condições de laboratório 
• CULLEY JR. (1973) 
 
• Em ambiente natural 
• RYAN (1980) e WOLLBRIGHT (1983) 
 
• Em ranários comerciais (≈20°C) 
• FONTANELLO et al.(1984) 
Estudo da indução 
• 60 casais, na fase de primeira maturação gonadal 
 
• Baias-teste, com 1,54 m2 de área, sob temperatura de 25 ± 
2°C e fotoperíodo LD 12:12. 
 
• Quatro dosagens hormonais (1, 3, 5 e 7 mg/kg) 
 
• Três intervalos de aplicação (6, 12 e 18 horas) 
Ribeiro Filho et al. (1998) 
Estudo da indução 
Ribeiro Filho et al. (1998) 
Estudo da indução 
Ribeiro Filho et al. (1998) 
Resultados do Estudo 
Ribeiro Filho et al. (1998) 
Resultados do Estudo 
Ribeiro Filho et al. (1998) 
Resultados do Estudo 
• Todas as dosagens provocaram desovas em maior ou menor 
intensidade. 
 
• A menor dosagem que refletiu o maior índice de sucesso foi de 5 
mg/kg. 
 
• As dosagens mostraram-se independentes de intervalo de tempo 
de aplicação 
 
• Pode ser utilizado o intervalo de seis horas, pela facilidade no 
manejo. 
Ribeiro Filho et al. (1998) 
Indução Artificial na Reprodução de 
Rã-touro 
• Escolha do hormônio 
 
• Gonadotropina – hipofisação 
• Macerar e injetar a pituitária de uma fêmea sexualmente madura em 
outra fêmea apta a reprodução 
• Extratos brutos hipofisários são impuros e contêm hormônios 
acessórios e outros componentes 
• Variação da quantidade de gonadotropina em uma dada pituitária 
 
• Hormônios liberadores de gonadotropina - LHRH 
• atuam no início da cadeia hormonal, proporcionando condições para 
que a rã produza sua própria gonadotropina; 
• o LHRH não é altamente espécie-específico como as gonadotropinas; 
• os hormônios liberadores de gonadotropinas são simples, facilmente 
fabricados, estáveis, e sua atividade biológica não varia de lote para 
lote.• Produz e Secreta 
hormônios 
liberadores de 
gonadotrofina, 
LHRH, GRH, hCG 
Hipotálamo 
• Produz e armazena 
e libera 
Gonadotrofina 
Hipófise 
• Óvulos 
• Espermatozóides 
Gônadas 
Indução Artificial da Desova 
• Fundamentos da Técnica 
Indução Artificial da Desova 
• Obtenção e preservação de hipófises: 
 
• Localização 
 
• Extração 
 
• Conservação – acetona 
 
• Armazenamento 
• Separação 
• Identificação 
 
Indução Artificial na Reprodução de 
Rã-touro 
 • Influência de fatores abióticos 
 
• Temperatura: 26 – 29°C, desenvolvimento gonadal 
• > 35°C – regressão do ovário 
 
• Fotoperíodo: 12 -16 h de fotoperíodo 
Indução Artificial na Reprodução 
de Rã-touro 
• Indução e acasalamento 
• Seleção das fêmeas para hipofisação – abdômen volumoso 
• Aplicação na fêmea 
• 2 hipófises/fêmea 
• Macerar e dissolver em solução de Ringer 
• Aplicar via IM ou na cavidade peritoneal 
• 1ª dose com 10% do total 
• Intervalos de 6, 12 ou 18 horas 
• Aplicação no macho 
• No momento da 2ª aplicação da fêmea 
• Colocá-los na baia de acasalamento – preferência ao fim da tarde 
• Recolher a desova na manhã seguinte 
• Ausência de desova após 48h – aplicar outra dose na fêmea e 
substituir o macho 
PRODUÇÃO 
DOS OVOS 
FERTILIZADOS 
Acasalamento 
induzido 
Fertilização 
artificial 
Extração de óvulos e 
espermatozóides 
Aplicação 
do 
hormônio 
CONSIDERAÇÕES FINAIS 
• Vasto campo para a ranicultura no Brasil 
 
• Espaço a ser explorado com a carne 
• Mercado interno 
• Mercado externo 
 
• Consolidação do mercados para demais subprodutos 
 
• O caminho seguido pelo Brasil é o mais viável 
• Produção não está baseada na caça 
• Tecnologia e pesquisa 
 
• Principais perspectivas 
• Desenvolvimento de novas técnicas 
• Difusão no mercado interno 
• Abertura de mercado para subprodutos (pele, vísceras, etc) 
• Tendência de queda na oferta mundial pela caça predatória 
 
• A importância do manejo reprodutivo nesse contexto 
OBRIGADO! 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
• FERREIRA, C. M. Ranicultura. Disponível em: 
<http://www.aquicultura.br/informacoes_tecnicas.htm>. Acesso em: 05 de 
dezembro 2013. 
• LIMA, S. L; AGOSTINHO, C. A. A Criação de Rãs. 3 ed. São Paulo: Globo, 
1995. 
• LIMA, S. L.; COSTA, C. L. S.; AGOSTINHO, C. A. et al. Estimativa do Tamanho 
da Primeira Maturação Sexual da Rã - Touro, Rana catesbeiana, no Sistema 
Anfigranja de Criação Intensiva. Revista Brasileira de Zootecnia, v.27, n.3, 
p.416-420, 1998. 
• MORAES, J. H. C. Ranários e Ranicultura. Rio de Janeiro: EMATER, 2003. 
• PEREIRA, M. M.; RIBEIRO FILHO, O.P.; NAVARRO, R.D. Importância da 
indução artificial na reprodução de rãs. Rev. Bras. Reprod. Anim. Belo 
Horizonte, v.36, n.2, p.100-104, 2012. 
• RIBEIRO FILHO, O.P.; ANDRADE, D. R.; LIMA, S. L. et al. Reprodução Induzida 
de Rã-Touro (Rana catesbeiana, Shaw, 1802) com Uso de Extrato Bruto 
Hipofisário. Revista Brasileira de Zootecnia, v.27, n.4, p.658-663, 1998. 
• RIBEIRO FILHO, O.P.; ANDRADE, D. R.; LIMA, S. L. et al. Estudo da Desova de 
Rã-Touro, Rana catesbeiana, Mediante Indução do Acasalamento. Revista 
Brasileira de Zootecnia, v.27, n.2, p.216-223, 1998.