REPRODUÇÃO RÃ-TOURO - PARENTE

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REPRODUÇÃO DA RÃ-TOURO 
(Rana catesbeiana) 
 
 
 
 
 
 
 
ARAGUAÍNA-TO 
2013 
 
UNIVERSIDADE FEDERAL DO TOCANTINS 
CAMPUS UNIVERSITÁRIO DE ARAGUAÍNA 
ESCOLA DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA 
DEPARTAMENTO DE ZOOTECNIA 
DISCIPLINA: RANICULTURA 
PROFESSOR: EDUARDO BEERLI 
 
 
 
 
 
 
REPRODUÇÃO DA RÃ-TOURO 
(Rana catesbeiana) 
 
Seminário apresentado como requisito para 
obtenção parcial da nota na disciplina de 
Ranicultura do curso de Zootecnia da 
Universidade Federal do Tocantins. 
 
 
 
ACADÊMICOS: GIULLIANE MARQUES 
 JACKELINE MOTA 
 JOADISON SOUSA 
 MARCELO CARNEIRO 
 MARCELO GOMES 
 RANNIERE PARENTE 
 
 
ARAGUAÍNA-TO 
 2013 
 
SUMÁRIO 
 
1. INTRODUÇÃO 
2. APARELHO REPRODUTOR (MACHO E FÊMEA) 
2.1 Características anatômicas e fisiologia 
2.2 Fisiologia dos Órgãos Reprodutivos 
2.2.1-Mecanismos neuroendócrinos da reprodução de anuros 
2.2.2- Espermatogênese de anuros 
2.3 Biologia seminal de anuros 
2.4 Dimorfismo sexual 
3. MANEJO DOS REPRODUTORES 
3.1 Escolha 
3.2 Identificação 
3.3 Acasalamento 
4. INDUÇÃO ARTIFICIAL NA REPRODUÇÃO DE RÃS 
4.1 Fundamentos da técnica 
4.2 Hormônios utilizados e a reprodução artificial de rãs 
4.3 Obtenção e preservação de hipófises 
4.5 Indução e acasalamento 
4.6 Fatores abióticos influenciando a reprodução de anuros 
5. CONSIDERAÇÕES FINAIS 
6. LITERATURA CONSULTADA 
 
 
 
 
 
 
REPRODUÇÃO DA RÃ-TOURO (Rana catesbeiana) 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
A Ranicultura é uma das atividades agropecuárias que mais evoluiu nos 
últimos 15 anos. A tecnologia da criação de rãs em confinamento evoluiu de tal 
forma que muito do que se escreveu a algum tempo atrás em nada se aplica as 
atuais técnicas para a criação deste anfíbio. 
Como toda atividade agrícola, o sucesso dessa criação depende 
fundamentalmente da dedicação que o produtor dará a sua criação. As 
observações diárias, a ação rápida e eficaz para resolver os problemas que 
surgem e as rotinas de higienizações e triagens num ranário, constituem-se na 
divisão entre o sucesso e o fracasso do ranicultor. 
 No Brasil, a rã-touro é a espécie mais utilizada pelos ranicultores nos 
criatórios. O Controle da reprodução é uma das maiores dificuldades 
encontradas pelo ranicultor brasileiro. Na maioria dos ranários os reprodutores 
são mantidos em baias de acasalamento coletivo durante todo o ano, onde 
estão sujeitos às variações climáticas, provocadas pelas frentes frias na região 
Sul e Sudeste, e pelas chuvas e altas temperaturas no Norte e no Nordeste. 
Nas regiões onde o inverno é rigoroso, os reprodutores ficam debilitados e só 
se recuperam 1 a 2 meses após o término do inverno. 
 Com isto, o objetivo deste trabalho é mostrar, de forma sucinta, as 
atividades de manejo no setor de reprodução de uma criação intensiva de rã-
touro. Serão abordados alguns aspectos como anatomia e fisiologia dos órgãos 
reprodutivos dos animais, bem como o manejo destes, e ainda os estudos que 
levaram ao desenvolvimento da técnica de reprodução induzida e o salto 
tecnológico que o emprego desta prática proporcionou à essa atividade. 
 
 
2. APARELHO REPRODUTOR (MACHO E FÊMEA) 
 
2.1 Características anatômicas e fisiologia 
O aparelho reprodutor constituído de testículos e ovários conectados por 
meio de ductos genitais próprios constituindo a via gametogênica, representada 
pelos ductos eferentes e ducto de Wolff nos machos e pelos ovidutos ou ducto 
de Müller nas fêmeas. Após a diferenciação e o desenvolvimento sexual do 
indivíduo, frequentemente são descritas estruturas vestigiais que permanecem 
como não funcionais. 
 
Figura 1. Aparelhos reprodutivos das rãs. 
Os testículos são descritos como órgãos pares, arredondados, 
compactos, de cor geralmente amarelada, esbranquiçada ou branco-leitosa. 
Podem apresentar variações anatômicas de forma e peso de acordo com o 
período reprodutivo, além de outras alterações morfofuncionais associadas à 
reprodução. 
O aparelho reprodutor feminino da rã é composto de ovários e ovidutos 
pares, seguindo o padrão definido para anfíbios anuros em geral. 
Macroscopicamente, os ovários são órgãos multilobulados e saculares, 
situando-se um a cada lado da cavidade corporal do animal, próximos aos rins, 
presos ao peritônio dorsal por meio do mesovário. Os ovidutos, estruturas 
tubulares e enoveladas, encontram-se situados lateralmente aos ovários. Es-
tes ovidutos abrem-se em sua porção proximal dorsalmente, no nível dos 
pulmões e seguem aderidos ao peritônio, desembocando na cloaca, 
distalmente.na extremidade posterior de cada oviduto ocorre uma dilatação 
denominada ovissaco ou “útero”, que exerce a função de armazenamento 
temporário dos ovócitos maduros. Assim como os ovários, os ovidutos sofrem 
modificações marcantes em seu aspecto e no volume, no decorrer do 
crescimento do animal, bem como ao longo do ciclo reprodutivo anual. Os 
corpos gordurosos ou adiposos encontram-se aderidos na porção superior dos 
ovários. Esses corpos são estruturas digitiformes, de coloração variando de 
creme esbranquiçado a amarelado, cuja suposta função seria de 
armazenamento de gordura para ser utilizada pelo animal durante o período 
reprodutivo e, também, como reserva de inverno. 
 
2.2 Fisiologia dos Órgãos Reprodutivos 
2.2.1-Mecanismos neuroendócrinos da reprodução de anuros 
Alterações ambientais, como fotoperíodo, temperatura e umidade, são 
detectadas por receptores específicos e estes as transmitem para o 
hipotálamo, modificando a produção e a liberação de hormônios. O hipotálamo 
localiza-se na base do cérebro e produz o hormônio liberador de 
gonadotrofinas (GnRH). Os hormônios esteroides e os adeno-hipofisários 
determinam o desenvolvimento das gônadas; vários caracteres sexuais 
influenciam a vocalização e o amplexo. 
O sistema nervoso e o sistema endócrino atuam em conjunto na 
coordenação da reprodução por meio de diferentes grupos de hormônios, 
produzidos por órgãos localizados ao longo do eixo hipotalâmico-hipofisário-
gonadal. 
Cei (1949) comprovou que a atividade gametogênica é controlada pela 
secreção gonadotrófica do lóbulo anterior da hipófise e relatou que devem ser 
feitas algumas considerações a respeito das distintas fases da gametogênese 
e do período de ovulação, que correspondem, em suas linhas gerais, às 
distintas esferas da ação dos hormônios gonadotrópicos (gonadotropina A e 
gonadotropina B). 
2.2.2- Espermatogênese de anuros 
Quanto ao ciclo espermatogênico, foram definidos três períodos distintos 
para anfíbios anuros na região subtropical: dezembro a março, quando há 
repouso total da atividade gametogênica; abril a setembro, atividade 
degenerativa; outubro a dezembro, espermatogênese. No último período, 
ocorre a expulsão de grandes massas de espermatozoides e o maior 
desenvolvimento dos caracteres sexuais secundários. 
Estudos morfológicos dos estágios de desenvolvimento do aparelho 
reprodutor de machos de anuros revelaram que, ao longo do seu 
desenvolvimento, o testículo passa por diferentes fases morfológicas não 
visíveis macroscopicamente. A espermatogênese de anfíbios anuros é dividida 
em três fases: espermatogônia, meiótica e espermiogênese. 
 
2.3 Biologia seminal de anuros 
 
Os espermatozoides são únicos entre as células quanto à forma e à 
função. Espermatozoides maduros são células terminais, produtos finais de 
processos complexos de desenvolvimento, que não passam por outras divisões 
ou diferenciações. O método padrão de avaliaçãoda fertilidade de 
reprodutores, a não ser a avaliação direta pela constatação da desova, é o 
exame do sêmen. 
O conhecimento da concentração de espermatozoides é importante para 
sua adequada utilização. O método mais utilizado para determinação da 
concentração espermática é a contagem direta na câmara de Neubauer. 
A motilidade espermática é uma das principais variáveis utilizadas para 
avaliar a qualidade do sêmen, e os espermatozoides de anfíbios anuros já são 
coletados com motilidade. 
O sêmen de anuros apresenta diversas similaridades com o sêmen de 
peixes, e a principal característica comum entre esses dois grupos é a 
motilidade espermática, pois em ambos a sua iniciação depende da interação 
com o meio aquático. Nesses grupos, os espermatozoides são imóveis no trato 
reprodutivo (os de anfíbios ganham motilidade na bexiga urinária), mas, 
quando entram em contato com o meio circundante, ocorrem alterações na 
concentração osmótica ou iônica que modificam a polarização do cálcio da 
membrana, dando início à motilidade. 
Em anuros, o decréscimo da osmolaridade inicia a motilidade 
espermática, o que enfatiza, inclusive, o emprego de metodologias de coleta de 
sêmen que evitem a contaminação das amostras seminais com urina e água. 
 
2.4 Dimorfismo sexual 
É importante termos condições de identificarmos os machos e fêmeas 
dessa espécie. Assim as principais características do DIMORFISMO SEXUAL 
são: 
A) O ouvido (a membrana timpânica que fica atrás dos olhos e a cavidade 
ocular têm tamanhos semelhantes na fêmea; No macho a membrana timpânica 
é maior do que a cavidade ocular) . 
B) O braço do macho é forte e volumoso. 
C) Os machos são menores que as fêmeas. 
D) O papo do macho é intensamente mais amarelado na época do 
acasalamento (na fêmea é creme-esbranquiçado). 
E) O polegar do macho fica dilatado (verrugas nupciais) na época do 
acasalamento para melhor aderência nas fêmeas nesse período. 
F) O macho coaxa forte no período reprodutivo; As fêmeas emitem sons quase 
imperceptíveis. 
 
Figura 2. Dimorfismo sexual secundário em rãs. 
3. MANEJO DOS REPRODUTORES 
A reprodução tem influencia direta com a temperatura e o fotoperíodo. 
As regiões Norte e Nordeste, são privilegiadas pelo potencial de produção o 
ano inteiro. 
No sistema de Anfigranja, é fundamental as rãs estarem bem 
alimentadas, em boas instalações e ter um cronograma, como o q segue: 
 
3.1 Escolha 
Como em outras espécies, a escolha dos reprodutores deve ser pelas 
condições físicas que assegura suportar o acasalamento que pode dura entre 
horas e dias, sem presença de enfermidades, sem defeitos físicos ou 
nutricionais. O plantel formado de animais vigorosos, saudáveis, nutridos, seu 
desempenho é superior. 
 
3.2 Identificação 
No sistema Anfigranja, a identificação se da pela amputação dos dedos 
e artelhos, sendo que cada amputação corresponde a uma numeração (Figura 
1). 
 
 Figura 3. Identificação das rãs. 
A identificação permite controla os acasalamentos, o desempenho da 
prole, a ocorrência de parentesco ou consanguinidade e a possibilidade de um 
melhoramento genético do plantel, assim podendo descarta animais com baixa 
taxa fertilidade e com prole de baixa produção. 
 
3.3 Acasalamento 
Normalmente, o acasalamento é induzido, porém quando acontece sem 
indução o casal maduro será solto numa baia especifica e após no máximo 
uma semana deve ter a presença da desova. Caso não aconteça a desova 
haverá um défice no setor de engorda, assim prejudicando o sistema de 
produção. 
As rãs são alimentadas com o maior teor de proteína e recebem um 
estimulo pela alta temperatura e o fotoperíodo, como já dito. Após o 
acasalamento são alojadas no setor de mantença. As instalações requer água 
limpa com temperatura entre 23 e 25º e profundidade 20 a 30 cm. 
 
 
4. INDUÇÃO ARTIFICIAL NA REPRODUÇÃO DE RÃS 
O aprimoramento do desenvolvimento das técnicas de indução da 
reprodução de anfíbios anuros vai permitir um aumento da ranicultura mundial, 
possibilitando, num futuro próximo, a regularidade na produção de rãs. 
 A técnica da reprodução induzida possibilita o suprimento de desova de 
boa qualidade, bem como permite a incubação e a eclosão dos ovos em 
condições climáticas favoráveis ao bom desempenho da prole. Porém, a falta 
de conhecimento básico sobre a reprodução de rãs dificulta o emprego desta 
técnica. 
 
4.1 Fundamentos da técnica 
Os hormônios gonadotrópicos são sintetizados pela rã sexualmente madura e 
desempenham papel decisivo na ovulação. A glândula pituitária, responsável 
pela produção, acumulo e armazenamento dos hormônios. A concentração 
varia de acordo com o período de pré-desova, máxima, durante e após a 
desova, muita baixa. A liberação de gonadotropina pela glândula pituitária é 
acionada pelo hipotálamo, condicionando a indução da desova. 
Naturalmente, o hormônio é liberado no sangue sob condições ideais 
(fotoperíodo, temperatura e dentre outras) para acontecer a ovulação, porém 
na desova induzida proporciona uma “aceleração”. Isto é, quando os ovos do 
ovário tiverem em estagio de vitelogênse estão prontos para o desenvolvimento 
pela gonadotropina assim, é injetado o hormônio gonadotropina para propiciar 
a ovulação final. 
 
4.2 Hormônios utilizados e a reprodução artificial de rãs 
A adoção da prática de utilizar hormônios para obtenção de gametas de 
rãs tem duas grandes finalidades, uma por parte dos produtores de rãs e outra 
por pesquisadores de anfíbios anuros em processo de extinção. 
Os produtores de rãs adotam essa prática com alguns objetivos, entre eles: 
determinar os animais para obtenção dos gametas de acordo com seus 
interesses e programar as desovas de acordo com a necessidade do ranário. 
Programas de pesquisas das espécies de anfíbios anuros em processos 
de extinção têm desenvolvido protocolos de reprodução com a utilização de 
hormônios para obtenção de girinos e imagos para repovoamento e estudos 
em laboratórios. 
Após a aplicação do hormônio, dois métodos podem ser adotados: um 
deles consiste em colocar os reprodutores em local apropriado e esperar o 
amplexo, prática conhecida como acasalamento induzido (Mann et al., 2010); o 
outro se faz pela coleta dos gametas manual e a fertilização em recipientes 
adequados. 
Nos hormônios, os efeitos de análogos do hormônio GnRH sobre a 
desova e espermiação de rã-touro foram estudados e concluiu-se que esses 
análogos sintéticos podem ter aplicações práticas importantes para 
estimulação da atividade gonadal e aquisição de gametas nessa espécie. Na 
atualidade o hormônio mais adotado no ranário é o acetato de buserelina, mas 
as dosagens variam de acordo com os técnicos. 
O método de desova induzida utilizando extrato bruto hipofisário de rã-
touro (EBH) foi efetivo para obtenção de desovas com qualidade e em 
quantidade de rã-touro, mas um dos problemas da utilização do EBH é o 
desconhecimento da sua concentração de hormônio. Outro hormônio utilizado 
para promover a espermiação de rãs foi a gonadotrofina coriônica humana 
(hCG). 
A dose necessária para provocar a ovulação da rã decresce à medida 
que se aproxima a época da desova natural, e os ovários reagem 
diferentemente ao mesmo estímulo conforme a época do ano. 
 
4.3 Obtenção e preservação de hipófises 
A glândula pituitária localiza-se no cérebro abaixo do hipotálamo, normalmente 
envolvida por um tecido adiposo. Para a coleta são feitos dois cortes em “V”, 
assim expondo-a e podendo coletar com uma pinça. 
Feita a coleta, as glândulas são imersas em acetona,após 24 horas, secadas e 
colocadas em frascos de vidro identificados – sexo dos animais coletados e 
data das coletas - pressionadas com um chumaço de algodão, assim 
eliminando o ar e lacrando com cera. 
Existem 3 métodos para a conservação das glândulas: acetona, álcool absoluto 
e congelamento. 
A acetona desidrata e retira a gordura das glândulas, permitindo armazenar por 
até 5 anos, sem refrigeração. No álcool absoluto, depois de 24 horas são 
lavadas com o mesmo e armazenadas em local frio e sombreado, a 
temperatura ambiente ou sob refrigeração. Para melhor conservação devem-se 
guardar os frascos lacrados dentro de um plástico, com um saco absorvente de 
umidades ou em um dessecador. Também pode ser feito o congelamento e 
guardadas no refrigerador, após a coleta. 
 
4.5 Indução e acasalamento 
As fêmeas selecionadas para a hipofisação no setor de mantença devem 
apresentar abdômen bastante volumoso, já que este é o principal indicador de 
que estão maduras, ou seja, de que a vitelogênese se completou. Para verificar 
o volume do abdômen, deve-se segurar o animal pelas pernas e coloca-lo de 
cabeça para baixo. 
Para cada rã fêmea, utilizam-se duas hipófises, extraídas de solução fisiológica 
de Ringer e aplicadas por injeção intramuscular ou na cavidade peritoneal. 
Um macho deverá ser retirado do setor de mantença, hipofisado (com 
glândulas retiradas de outros machos) e colocado na baia de acasalamento 
juntamente com a fêmea. 
Os machos em geral estão mais preparados para o acasalamento do que as 
fêmeas. Assim, convém aplicar o hormônio na fêmea pela manhã e no macho 
no final da tarde, um pouco antes de ser colocado na baia. É importante 
promover o acasalamento no final do dia para evitar que os animais se 
assustem com as pessoas e interrompam a desova. 
A desova deve ser recolhida na manhã seguinte. Se os animais hipofisados 
não reproduzirem em 48 horas, será necessário administrar outra dose de 
hipófise na fêmea e substituir o macho por outro descansado. 
 
4.6 Fatores abióticos influenciando a reprodução de anuros 
As pesquisas com reprodução de rãs têm verificado a influência dos 
fatores climáticos sobre o número das desovas naturais e enfatizaram a 
relevância do ambiente na espermiação. A temperatura tem efeitos sobre o 
desenvolvimento dos órgãos reprodutivos dos anuros. 
Em regiões tropicais e subtropicais, a temperatura raramente é um fator 
limitante e a reprodução da maioria das espécies de anuros ocorre em função 
das chuvas. Em regiões temperadas, as temperaturas mais frias do outono e 
do inverno afetam a secreção de gonadotrofina na maioria das espécies 
estudadas, além disso alteram a sensibilidade do epitélio germinativo aos 
hormônios gonadotrópicos. 
Padrões cíclicos estão correlacionados entre si e ajustados a mudanças 
sazonais, sendo a temperatura o fator mais importante na regulação dos ciclos 
reprodutivos em rãs e sapos, mas podem ser citadas ainda: a alimentação, a 
luz e a chuva. 
A temperatura ambiente e o fotoperíodo foram os fatores abióticos que 
mais influenciaram a reprodução da rã-touro, sendo a temperatura ótima para a 
reprodução em torno de 20°C em ranários comerciais. 
Ambiente controlado (luz e temperatura) alterou a concentração de andrógenos 
circulantes nos machos de uma espécie de anuros, o que foi verificado em 
diferentes fases do ciclo testicular, embora esses animais possuam 
potencialmente espermatogênese contínua. 
As diferenças sazonais observadas no metabolismo de alguns anfíbios 
representam a transição entre a utilização de energia para a reprodução (nos 
adultos a energia é dirigida para um esforço reprodutivo, com a produção de 
ovócitos e esperma) e a preparação de reservas suficientes para que os anuros 
possam suportar os invernos mais rigorosos. 
 
5. CONSIDERAÇÕES FINAIS 
 Analisando o panorama da ranicultura, percebe-se que o setor vem 
crescendo, notadamente após o salto tecnológico obtido após o aprimoramento 
das técnicas de reprodução induzida. Há também que ressaltar a evolução que 
ocorreu em termos de instalações e manejo geral da criação. 
 O caminho que vem sendo seguido pelo Brasil desde a implantação da 
atividade no país é, em termos de perspectivas, o mais viável 
internacionalmente, pois não tem na caça sua base de sustentação. A atividade 
tem se desenvolvido de forma mais sólida, onde a tecnologia e pesquisa 
desempenham um papel fundamental. Devido a isso o país vem se 
estabelecendo como potencia para a atividade, por meio do desenvolvimento 
de novas técnicas de produção intensiva, aumentando a lucratividade do 
sistema, difusão do produto no mercado interno e abertura de mercados 
internacionais para exportação. 
Entretanto, há ainda um vasto campo para o desenvolvimento desta 
atividade no Brasil e um enorme espaço a ser explorado tanto com a carne no 
mercado interno e externo, quanto com a consolidação dos mercados para os 
subprodutos da rã. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
FERREIRA, C. M. Ranicultura. Disponível em: <http://www.aquicultura.br/infor 
macoes_tecnicas.htm>. Acesso em: 05 de dezembro 2013. 
LIMA, S. L; AGOSTINHO, C. A. A Criação de Rãs. 3 ed. São Paulo: Globo, 
1995. 
LIMA, S. L.; COSTA, C. L. S.; AGOSTINHO, C. A. et al. Estimativa do Tamanho 
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MORAES, J. H. C. Ranários e Ranicultura. Rio de Janeiro: EMATER, 2003. 
Disponível em: < http://www.espacodoagricultor.rj.gov.br/pdf/criacoes/RANICUL 
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PEREIRA, M. M.; RIBEIRO FILHO, O.P.; NAVARRO, R.D. Importância da 
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Horizonte, v.36, n.2, p.100-104, 2012. 
RIBEIRO FILHO, O.P.; ANDRADE, D. R.; LIMA, S. L. et al. Reprodução 
Induzida de Rã-Touro (Rana catesbeiana, Shaw, 1802) com Uso de Extrato 
Bruto Hipofisário. Revista Brasileira de Zootecnia, v.27, n.4, p.658-663, 1998. 
RIBEIRO FILHO, O.P.; ANDRADE, D. R.; LIMA, S. L. et al. Estudo da Desova 
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