Inseminação artificial e coleta em éguas

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Curso de Inseminação Artificial 
em Éguas e Coleta 
 
 
REALIZAÇÃO: 
Coordenadores: 
 
Gilberto Guimarães Lourenço 
Médico Veterinário-Mestrando em Reprodução Animal-UFV 
Responsável técnico pelo Haras LaGlória 
 
Rafael Guedes Goretti 
Médico Veterinário-Mestre em Reprodução Animal-UFV 
Responsável técnico pelo Haras Três Corações e outros 
 
Renan Reis de Oliveira 
Médico Veterinário – Mestrado em Reprodução Animal – UFV 
Doutorando em Reprodução Animal - UFV 
 
 Parceiros: 
 
 
VIÇOSA-MG 
Edição 1 
 
 
 
 
 
Apresentação: 
 
 A inseminação artificial (IA) é a principal biotécnologia aplicada ao 
melhoramento animal. Esta biotécnica permite que garanhões superiores 
tenham sua utilização maximizada durante as estação de monta e, com isso, 
produzam um número maior de descendentes durante sua vida reprodutiva. 
Conhecer não só os diferentes métodos de inseminação, mas a aplicação 
destes métodos na rotina de reprodução eqüina é indispensável para 
profissionais que almejam bons resultados no campo. 
 Outra etapa importante para obtenção de bons resultados na IA são a 
coleta e manipulação do sêmen. Conhecimentos sobre os métodos de coleta, 
meios diluidores, tipos de equipamentos para coleta podem facilitar e 
incrementar os resultados na rotina de reprodução eqüina. 
Este curso tem por objetivo transmitir aos alunos importantes 
conhecimentos básicos e aplicados à reprodução de equinos, manejo 
reprodutivo e as artimanhas do dia-a-dia do profissional de campo. 
 Ao final do curso, espera-se que o aluno esteja apto a executar os 
diferentes métodos de coleta de sêmen e inseminação artificial, conhecendo os 
principais limitantes a obtenção de um bom resultado prático. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Gilberto Guimarães Lourenço 
 
 
 
Rafael Guedes Goretti 
Renan Reis de Oliveira 
SUMÁRIO 
 
 
1 – Anatomia e Fisiologia Reprodutiva dos Equinos......................................... 1 
1.1- Anatomo-Fisiologia do Garanhão............................................................. 1 
1.2 – Anatomo-Fisiologia da Égua................................................................... 4 
1.3- Espermatogênese e Maturação Espermática........................................... 6 
1.4- Ciclo do Epitélio Seminífero...................................................................... 8 
1.5- Membrana Plasmática dos Espermatozóides........................................... 9 
1.6- Componentes Protéicos do Ejaculado...................................................... 9 
2 – Métodos de Coleta de Sêmen em Equinos................................................ 11 
2.1- Principais Métodos para Coleta de Sêmen............................................. 12 
2.2 Etapas da Coleta de Sêmen com Vagina Artificial................................... 15 
2.3- Área de Coleta de Sêmen....................................................................... 19 
2.4- Alternativas a Utilização de Égua em Cio para Coleta............................ 19 
3- Métodos de Inseminação Artificial em Éguas e sua Utilização 
Prática.............................................................................................................. 21 
3.1- Apêndices.................................................................................................29 
4 – Referências Bibliográficas......................................................................... 31 
 
 
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1- ANATOMIA E FISIOLOGIA DO TRATO REPRODUTIVO DOS 
EQUINOS 
 
O sucesso do programa de IA e de coleta de sêmen está diretamente 
relacionado ao conhecimento da sua anatomia do trato genital feminino e 
masculino e da fisiologia reprodutiva que o profissional Médico Veterinário 
possui, correlacionando informações de maneira a promover o encontro do 
espermatozóide e o ovócito, e viabilizando seu desenvolvimento. Assim 
evitam-se perdas de produtividade que é fundamental para todo sistema de 
produção. 
 
1.1- ANATOMO-FISIOLOGIA DO GARANHÃO 
 
1.1.1- Escroto 
Aloja os testículos, os protege e é importante na termorregulação 
juntamente com o músculo cremáster e o plexo pampiniforme. Comunica-se 
com a cavidade abdominal através dos anéis inguinais externo e interno. 
 
1.1.2- Testículos 
No animal adulto, estão localizados no escroto, na posição horizontal, na 
região inguinal, com formato oval e medindo de 8 a 12 cm de largura. 
 
 
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1.1.3- Ducto deferente 
É um tubo muscular que propele os espermatozóides para o ducto 
ejaculatório na uretra prostática, no momento da ejaculação. 
 
1.1.4- Epidídimo 
O epidídimo é um órgão alongado, localizado na superfície do testículo. 
Ele é monotubular, enrolado em espiral, que transporta os espermatozóides 
dos vasos eferentes para os vasos deferentes. O epidídimo, anatomicamente 
pode ser dividido em três segmentos: iniciando com a cabeça, onde o 
espermatozóide adquire motilidade progressiva; corpo que o habilita a 
fecundar; e segmento final, a cauda, local de armazenamento. 
 
1.1.5- Ampola do ducto deferente 
É volumosa, contrátil e participa da ejaculação, e é uma dilatação do 
conduto deferente. 
 
1.1.6- Próstata 
É uma glândula ímpar que circunda a uretra pélvica. É discreta no 
cavalo, em forma de noz. Responsável por secreção opaca, odorífera e alcalina 
por ocasião da ejaculação. 
 
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1.1.7- Vesículas seminais 
São glândulas pares que desembocam na uretra pélvica através de 
diversos ductos ejaculatórios. 
 
1.1.8- Bulbo uretral 
São glândulas pares que emitem por ocasião da ereção 
aproximadamente 10 mL de uma secreção viscosa com a função de “limpar” a 
uretra e neutralizar o PH. 
 
 
 
 
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1.1.9- Pênis: 
É do tipo bulbo esponjoso, está alojado na bainha prepucial, é comprido 
e muito erétil e sua uretra faz protrusão de alguns centímetros desde a 
superfície da glande. 
 
 
1.2- ANATOMO-FISIOLOGIA DO APARELHO GENITAL DA ÉGUA 
 
1.2.1- Ovários 
Diferentemente de outras espécies, a égua possui as camadas cortical e 
medular invertidas, formando a fossa de ovulação, por onde será liberado o 
líquido folicular e o ovócito. Tem em sua estrutura um epitélio germinativo, 
córtex, folículos, corpos lúteos, corpos albicans, medula, área de irrigação e 
inervação. Sua função é gametogênica e endócrina hormonal (estrógenos, 
progesterona, andrógenos, inibina, activina). 
 
1.2.2- Tubas uterinas 
Tem como grande função transporte, nutrição e proteção, tanto dos 
espermatozóides até o momento da fecundação como do embrião em 
desenvolvimento inicial até 5,5 dias de vida. Sua estrutura é composta por: 
- Fímbrias - são projeções digitiformes moveis que tem a função de captar o 
oócito. - Infundíbulo - sua função é captar e transportar o oócito. 
- Ampola - local onde vai acontecer a fecundação. 
 
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- Istmo - Região de transição entre o útero e as tubas uterinas vai acontecer à 
seleção e o armazenamento dos espermatozóides. 
 
1.2.3- Útero 
Ele é formado por três regiões onde o endométrio é a mais externa, é o 
local onde vai acontecer a gestação. Ele alberga o concepto, também tem 
função de proteção, nutrição, transporte e seleção espermática. Nele é formada 
a placenta e também onde ocorre o controle do ciclo estral, e a mecânica do 
parto. 
 
1.2.4- Cérvix 
Também chamada de colo uterino ela é um esfíncter natural que vai se 
abrir durante o estro e o parto. Tem função de nutrir, selecionar, transportar os 
espermatozóides, mas sua principal função é proteção. 
 
1.2.5- Vagina 
É um órgão tubular copulador da fêmea,ela produz anti-corpos e o Ph 
vaginal tem ação de proteção. 
 
1.2.6- Vestíbulo e clitóris 
No vestíbulo encontra-se a fossa do clitóris e a uretra. O clitóris está 
constituído de dois corpos cavernosos curtos e delgados, uma glande e um 
músculo ísquio-cavernoso. 
 
1.2.7- Vulva 
A grande função da vulva é o direcionamento do pênis, é rica em 
glândulas de feromônio. É limitada por dois lábios verticais e possui o orifício. 
 
 
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1.3- ESPERMATOGÊNESE E MATURAÇÃO ESPERMÁTICA 
 
A espermatogênese nos mamíferos é um processo cíclico de 
multiplicação e 
diferenciação celular em que as células primordiais ou espermatogônias 
passam por 
complexas transformações a nível celular e molecular até a formação de 
espermatozóides maduros. A formação das células espermáticas ocorre nos 
túbulos seminíferos (epitélio seminífero) envolvidos pelas células de Sertoli. A 
espermatogênese pode ser dividida em três fases: 
 
- a fase proliferativa em que a célula primária diplóide, a espermatogônia, 
passa por repetidas divisões mitóticas para dar origem ao espermatócito; 
 
- a fase meiótica em que o material genético do espermatócito recombina e 
segrega para formar a célula haplóide redonda ou espermátide; 
 
- a fase espermiogênica em que a espermátide sofre a diferenciação que dará 
origem a espermátides alongadas, de núcleo condensado e flagelo espécie-
específico, ou espermatozóides. 
 
Para que esta última fase ocorra, as espermátides sofrem uma série de 
transformações que incluem a formação do complexo de Golgi, da cabeça, do 
Corpo Uterino 
Corno Uterino 
Vagina 
Vestíbulo 
Cérvix 
Fórnix Vaginal 
Vulva 
Bexiga 
Ovário 
Ligamentos 
Tuba Uterina 
 
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acrossoma e a maturação. Esta etapa em que as espermátides arredondadas 
diplóides se transformam em espermátides alongadas maduras é conhecida 
como espermiogênese, constando de 14 fases até a formação definitiva do 
espermatozóide que será liberado para o epidídimo. 
 
 
 
A espermiogênese é a diferenciação morfológica das espermátides em 
espermatozóides. Estas espermátides contêm uma cabeça aerodinâmica com 
enzimas penetrativas e um núcleo condensado que carrega o genoma 
masculino e uma cauda responsável pela motilidade. 
O acrossoma se constitui, tanto na membrana interna como externa, 
num carreador de proteínas, adquiridas na sua formação e, após, na 
maturação, imprescindíveis para a interação do espermatozóide e zona 
pelúcida, reação acrossômica, fusão e penetração no oócito. Portanto, a 
integridade do acrossoma no processo de fecundação é fundamental para 
ocorrer à fusão espermatozóide-oócito. 
No final da espermiogênese as células espermáticas já possuidoras de 
flagelo, porém ainda imóveis e inférteis, são liberadas para o lúmen dos túbulos 
seminíferos pela ação das células de Sertoli. A movimentação destas células é 
proporcionada pelos fluidos secretados pelas células de Sertoli e pelo 
movimento contrátil exercido pelas substâncias contidas na cápsula testicular e 
na camada muscular dos túbulos seminíferos. 
Os túbulos seminíferos são conectados à cabeça do epidídimo pela “rete 
testis”, formada por pequenos dutos eferentes dentro dos quais ocorre a 
absorção dos fluídos oriundos da “rete testis” e o aparecimento de secreções 
necessárias ao estabelecimento da motilidade espermática. Portanto, para 
 
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alcançarem a cabeça do epidídimo os espermatozóides transitam pelos dutos 
eferentes, movimento este realizado com o auxílio das células epiteliais ciliadas 
e pela contração da musculatura lisa das paredes dos próprios dutos. 
As células epididimais são especializadas não só em criar o ambiente 
para amadurecer o espermatozóide, mas também para realizar a proteção 
imunológica. Sua funções variam, sendo a reabsorção dos fluídos dos túbulos 
seminíferos, promovendo a concentração do sêmen, transporte dos 
espermatozóides, eliminação dos espermatozóides defeituosos, maturação e 
armazenamento dos espermatozóides. Esta funcionalidade é baseada na 
manutenção do metabolismo com baixa atividade. O volume da cauda do 
epidídimo reflete a capacidade de armazenamento de espermatozóides do 
macho. Em touros e garanhões o número de espermatozóides armazenados 
na cauda do epidídimo pode ser suficiente para até 10 ejaculados sucessivos. 
 
1.4- CICLO DO EPITÉLIO SEMINÍFERO 
 
O período de tempo para uma espermatogônia ser convertida em um 
espermatozóide incorporado dentro do lúmen do túbulo seminífero é de 55-57 
dias no garanhão. Esse processo de liberação das espermátides no lúmen do 
túbulo seminífero é chamado de espermiação. Aproximadamente nove dias são 
necessários para o transporte dos espermatozóides através do sistema de 
ductos, conseqüentemente, uma nova população de espermatozóides pode ser 
ejaculada após 64-66 dias. 
Um ejaculado é, conseqüentemente, um composto dos eventos que 
ocorreram nos dois meses anteriores que influenciaram a espermatogênese 
quando os espermatozóides estavam sendo formados, e subseqüentemente o 
seu transporte e maturação através do sistema de ductos. Bilhões de 
espermatozóides são produzidos a cada dia (16 milhões de espermatozóides 
por grama de tecido testicular por dia no garanhão). Muitas das células 
produzidas são defeituosas e são eliminadas através de apoptose e fagocitose 
pelas células de Sertoli, e outras são eliminadas no ejaculado. 
 
 
 
 
9 
 
1.5- MEMBRANA PLASMÁTICA DOS ESPERMATOZÓIDES 
 
A membrana plasmática dos espermatozóides é composta de 
aproximadamente 70% de fosfolipídeos, 25% de lipídeos e 5% de glicolipídeos. 
Uma grande variação na concentração de lipídios pode ser observada quando 
comparamos diferentes espécies, sendo que o fator que mais varia é a 
quantidade de colesterol. Quando comparado com a espécie bovina, a 
membrana plasmática dos espermatozóides equinos possui quantidade alta de 
colesterol, próxima a 37%. 
 
1.6- COMPONENTES PROTÉICOS DO EJACULADO 
 
O plasma seminal serve como meio de transporte, estimula o 
metabolismo das células espermáticas e as supre dos nutrientes necessários a 
sua passagem pelo trato genital feminino. Este é importante também, para 
manter a capacidade do espermatozóide se movimentar e habilidade de 
alcançar, reconhecer e se ligar ao oócito. Ao saírem do epidídimo os 
espermatozóides percorrem o vaso deferente em direção a uretra. Da 
passagem pelo epidídimo até a ejaculação, os espermatozóides recebem as 
secreções das glândulas anexas, que formam o plasma seminal, constituído de 
aminoácidos, peptídeos, compostos iônicos e proteína . 
As secreções das glândulas anexas estão controladas por hormônios 
andrógenos e, na maioria das espécies, são constituídas de açúcares (frutose), 
proteínas, ácido cítrico, prostaglandina, fosfatases, minerais, ATP e amino 
ácidos livres. 
Considerando o número de proteínas contidas no ejaculado e mesmo no 
trato genital feminino, torna-se impossível enumerar todas que participam do 
mecanismo da fertilização. O plasma seminal pode não conter fatores 
essenciais para a fertilização, mas as secreções otimizam as condições para a 
motilidade, sobrevivência e transporte dos espermatozóides tanto no trato 
reprodutivo masculino, como no feminino. 
Foi demonstrado que o plasma seminal reduz significativamente a 
ligação entre espermatozóides e polimorfonucleados quando espermatozóides 
são incubados (in vitro) em secreções de útero inflamado. Polimorfonucleados 
 
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encontrados em secreções uterinas afetam negativamente a motilidade de 
células espermáticas e atribuíram esse efeito negativo à ligação entre 
polimorfonucleadose espermatozóides, que forma agregados celulares. 
A adição de proteínas do plasma seminal autólogo, com massa 
molecular superior a 10 kDa ao diluente de congelamento melhora as 
características espermáticas pós-descongelamento, enquanto as proteínas 
com massa inferior a 10 kDa afetam negativamente a viabilidade espermática. 
O plasma seminal possui proteínas com várias funções nos espermatozóides, 
entre elas, o remodelamento da superfície espermática, o estabelecimento de 
reservas de espermatozóides na tuba uterina, a modulação da capacitação, a 
interação entre gametas, a modulação da resposta inflamatória e a proteção 
dos espermatozóides no útero. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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2- MÉTODOS DE COLETA DE SÊMEN EM EQUINOS 
 
 Os benefícios obtidos no melhoramento genético das mais diversas 
espécies com o uso da inseminação artificial (IA) são indiscutíveis. No entanto, 
para utilização da IA em larga escala é indispensável a coleta do sêmen em 
quantidade e qualidade suficientes. Além disso, a coleta de sêmen permite 
avaliar o potencial reprodutivo de garanhões, evitando prejuízos caso os 
animais possuam potencial reprodutivo reduzido. 
 As primeiras coletas de sêmen em equinos foram realizadas de formas 
bastante rústicas. Após o garanhão cobrir éguas parte do sêmen ficava retido 
na vagina, onde com auxílio de espátulas, colheres ou até mesmo seringas, 
este sêmen era coletado. Outro método foi o uso de esponjas vaginais que 
absorviam parte do sêmen ejaculado. Apesar do sucesso na obtenção de 
espermatozóides por estes métodos, o volume coletado era pequeno e a 
qualidade seminal mais baixa devido, principalmente, a alta contaminação. 
 Dados os riscos de contaminação e as perdas da maior parte do 
ejaculado, novos métodos de coleta foram desenvolvidos. Um destes envolveu 
procedimento cirúrgico, onde o ejaculado era coletado por meio de uma fístula 
uretral. Apesar de possibilitar uma coleta de qualidade, este método teve maior 
aplicação em experimentos, uma vez que impossibilitava o garanhão de servir 
éguas por monta natural. Outras alternativas, como, o uso de bolsas de 
borracha posicionadas na vagina de éguas em cio, ou, até mesmo bolsas de 
látex (Camisa-de-Vênus, camisinha, Condom) que envolviam o pênis de 
garanhões foram utilizadas. Estes métodos foram populares em vários países 
até a década de 60, no entanto, devido a maior contaminação, a perda de 
alguns ejaculados no qual a bolsa se deslocava e a menor praticidade, estes 
métodos cederam lugar à vagina artificial, hoje amplamente utilizada (MOREL, 
1999). 
 Muito se questiona sobre o uso da eletroejaculação para garanhões 
devido ao amplo uso em algumas espécies, como, bovinos e caprinos. No 
entanto, a possibilidade de traumas aos operadores e animais devido ao 
temperamento dos garanhões tem desencorajado seu uso. Relatos na literatura 
 
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de falhas na coleta de sêmen por eletroejaculação em animais anestesiados, 
têm limitado seu uso inclusive em pacientes terminais (CARY et al., 2004). 
 Apesar dos diversos métodos de coleta desenvolvidos, na atualidade, 
são utilizados basicamente quatro: Camisa-de-Vênus (camisinha, condom), 
fármacos indutores da ejaculação, estímulo manual do pênis e vagina artificial. 
Em situações específicas pode ser necessário utilizar outro método, mas, na 
rotina de coleta de sêmen o método de vagina artificial é o mais utilizado 
(SAMPER, 2009). 
 
2.1- Principais métodos para coleta de sêmen: 
 
2.1.1- Coleta por “Camisa-de-Vênus”: é considerada uma alternativa pior que a 
vagina artificial, mas pode ser uma alternativa para aqueles animais que não se 
adaptem a este método de coleta, ou, nos casos em que a VA não esteja 
disponível. O animal é estimulado com uma égua em cio, após a exposição do 
pênis a “Camisa de Vênus” (FIGURA 1) é colocada no pênis do animal. Após a 
cobertura da égua e ejaculação, o aparato é removido e o sêmen é filtrado para 
remoção do gel e debris. A qualidade seminal por este método é inferior ao 
obtido por vagina artificial principalmente devido a maior contaminação. 
 
 
 Figura 1: Camisa-de-Vênus. 
 
 
2.1.2- Coleta por meio de fármacos indutores da ejaculação: tem sido 
recomendado para pacientes com disfunções ejaculatórias, ou, em casos de 
lesões músculo-esqueléticas que impeçam o garanhão de realizar a monta em 
éguas. Os principais medicamentos utilizados afetam as contrações da 
musculatura lisa genital dos garanhões. Dentre os compostos estudados 
incluem: xilazina, imipramina, prostaglandina F2α e a detomidina. As taxas de 
 
13 
 
ejaculação por este método têm variado de 27-75% das tentativas (McDonnell, 
2001). 
 Os animais são previamente estimulados com uma égua em cio. Depois 
são levados até as baias onde são mantidos até se acalmarem. Em uma das 
metodologias 3 mg/kg de cloridrato de imipramina é fornecida pela via oral ao 
animal. Duas horas depois são administrados 0,66 mg/kg de xilazina pela via 
intravenosa. Após a exposição do pênis uma sacola plástica é presa ao 
prepúcio do garanhão, dentro de 5-15 min. o animal tende a ejacular. 
 Este método apresenta como vantagens propiciar um sêmen 
apresentando menor volume, maiores concentração e número total de 
espermatozóides. Fato que pode ser aproveitado em programas de 
criopreservação espermática por eliminar a centrifugação. Como 
desvantagens, estão: a variabilidade de resposta ejaculatória entre animais e 
os efeitos secundários das drogas utilizadas. 
 
2.1.3- Coleta por estímulo manual do pênis: é um método pouco utilizado na 
rotina de centrais e fazendas especializadas. Pode ser uma opção nos casos 
onde a vagina artificial não esteja funcional ou disponível. Requer um maior 
treinamento do veterinário que está realizando a coleta, porém, não interfere 
nos parâmetros seminais quando comparado com a coleta com VA (Crump, 
1989). Tal procedimento pode ser realizado após o animal realizar a monta no 
manequim, ou, com garanhão em estação. Para coleta o animal é estimulado 
com uma égua em cio, ou, manequim, ou, urina de égua em cio; após a ereção 
realiza-se a limpeza do pênis com água aquecida (45ºC), após secagem uma 
bolsa de plástico estéril é posicionada no pênis ao redor da glande; uma das 
mãos é apoiada próximo ao anel prepucial, esta mão faz movimentos rítmicos 
na base do pênis (nesta mão pode posicionar uma compressa úmida, com 
água aquecida de 45-50ºC para maior estímulo do garanhão); a outra mão 
envolve a glande, realizando pressão contrária, como ilustrado na figura 
abaixo: 
 
14 
 
 
FIGURA 2: coleta de sêmen por estímulo manual com 
animal em estação (CRUMP, 1989). 
 
2.1.4- Coleta de sêmen por vagina artificial (VA): 
 
 Os primeiros modelos de vagina artificial desenvolvidos para equinos 
foram produzidos na Rússia, na década de 1930. A partir deste modelo, na 
década de 40, outras VAs passaram a ser amplamente divulgadas, como o 
modelo um russo (Cambridge) e o modelo americano (Missouri). 
 A vagina artificial russa (Cambridge) era constituída de um grande tubo 
de metal (54 cm de comprimento e 13 cm de largura), envolvido internamente 
por uma borracha, formando um espaço entre o tubo e a borracha que era 
preenchido com água. Uma camada extra de borracha era adicionada e 
acoplada a um copo coletor onde o sêmen era depositado. Problemas como a 
dificuldade de manter uma pressão adequada para coleta de sêmen e a 
necessidade muitas vezes de duas pessoas para sustentar o peso dos 
primeiros protótipos durante a coleta, levaram ao desenvolvimentode VAs com 
outros materiais, como, alumínio e plástico. 
 O modelo Missouri de VA emergiu na América na mesma época que o 
modelo Cambridge na Rússia. No entanto, o modelo americano era um pouco 
mais complexo: um cilindro de borracha externo (15 cm de diâmetro e 45 cm de 
comprimento) era vulcanizado nas duas extremidades a um tubo de borracha 
que passava internamente. Na extremidade proximal existia uma constrição 
feita por uma faixa de borracha com intuito de simular a vagina da égua. Na 
extremidade distal era acoplado um copo de coleta. Algumas alterações foram 
feitas ao longo dos anos buscando simular de forma mais precisa a monta 
natural, mas as bases desenvolvidas principalmente na década de 1940 são 
semelhantes às dos modelos Missouri de VA utilizados atualmente. 
 
15 
 
 Após a popularização do uso das VAs, diversos modelos foram 
desenvolvidos (Nishikawa, Colorado, Hanover Francesa, Roanoke, Botucatu), 
sendo cada vez mais leves e fáceis de manipular. A grande vantagem com o 
uso das VA´s foi a redução nas taxas de contaminação do sêmen, pois com a 
passagem direta do sêmen ao copo coletor, evitou-se o contanto deste com a 
parte externa do pênis e as secreções vaginais. Além disso, a rápida 
adaptação da grande maioria dos garanhões, as semelhanças de 
comportamento com a monta natural e a facilidade do manuseio tornam a 
coleta por VA o principal método de coleta de sêmen de garanhões. 
 Os modelos de VA funcionam de forma similar, onde uma câmara 
interna pode ser preenchida com água aquecida ou ar, para proporcionar 
pressão e temperatura adequadas. Esta câmara, geralmente formada por uma 
borracha, é suportada por materiais rígidos, como: couro (Missouri), plástico 
(Colorado, Roanoke), alumínio (Nishikawa) e fibra de vidro (Botucatú). Além da 
camada de borracha, uma mucosa plástica descartável envolve o tubo rígido, 
eliminando a necessidade de lavar a mucosa de borracha entre as coletas. O 
sêmen é depositado na porção posterior da VA de onde é direcionado para o 
copo coletor que pode conter um filtro (reter sujeira, debris, gel) e o saco de 
coleta. 
 
2.2- Etapas da coleta de sêmen com VA: 
 
 
Preparo do material para avaliação 
e manipulação do sêmen (diluidor, 
lâmina, lamínula, ponteiras, 
seringa). 
 
16 
 
 
Preparo do material para 
montagem da VA (VA, 
mucosas, filtro, saco de 
coleta, lubrificante, copo 
coletor, etc). 
 
 
Montagem da VA e 
aquecimento da água para 
VA (45-50ºC). 
 
 
Preparo da égua em cio para 
coleta. 
 
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Aproximação com calma do 
garanhão até a égua. 
 
 
Após ereção, permitir que o 
garanhão realize a monta na 
égua. 
 
 
Deslocar o pênis do garanhão 
para o interior da vagina 
artificial. 
 
 
 
18 
 
 
Posicionar a mão na base do 
pênis e observar os sinais da 
ejaculação. 
 
Ao iniciar a ejaculação 
inclinar a VA em direção ao 
copo coletor. 
 
Abrir a válvula após os 
três primeiros pulsos 
ejaculatórios. 
 
19 
 
 
Lavar as mãos e manipular o sêmen 
 
2.3- Área de coleta de sêmen: 
 
 Em grande parte dos haras não existe um lugar próprio para coleta de 
sêmen devendo o veterinário escolher um local mais adequado. Algumas 
características como boa drenagem; piso não escorregadio; tranqüilidade, de 
preferência afastado de outros garanhões e éguas; estrutura para amarrar a 
égua em cio e espaço dos lados caso ela se movimente durante a coleta são 
importantes. O fato da maior parte dos criadores não possuírem construções 
próprias para coleta de sêmen muitas vezes levam os veterinário a improvisar 
locais cobertos durante dias de chuva. É importante que estes locais atendam 
às características acima citadas para evitar acidentes com os animas, técnicos 
e equipamentos de coleta. 
 
 
2.4- Alternativas a utilização de égua em cio para coleta: 
 
 Em algumas propriedades no momento da coleta de sêmen pode não 
haver nenhuma égua em cio. Pensando nestas situações e quando se deseja 
congelar sêmen fora da estação de monta foram desenvolvidos métodos 
alternativos a utilização de éguas em cio natural para coleta de sêmen. 
 
2.4.1- Indução química do estro: durante o período de ciclicidade, o estro pode 
ser induzido em éguas em diestro pela aplicação da PGF2α e seus análogos. É 
importante que a aplicação seja realizada após o 5º dia da ovulação. As éguas 
 
20 
 
tendem a manifestar o estro dentro de dois a três dias após a aplicação, 
podendo-se programar para coleta de sêmen. Estrógenos sintéticos podem ser 
utilizados para indução do estro em éguas com intuído de coletar o sêmen. 
Para sucesso no processo é importante que as éguas não estejam no diestro, 
ou seja, não possuam CL ativo. Na grande maioria das vezes tem-se dado 
preferência para éguas em anestro ou ovariecomizadas. A manifestação de 
estro inicia-se algumas horas após a aplicação. As dosagens devem seguir as 
recomendações dos fabricantes. 
 
2.4.2- Uso de manequim para coleta de sêmen: as grandes vantagens do uso 
de manequim para coleta de sêmen são: a não necessidade de éguas em cio 
para coleta de sêmen e a maior estabilidade durante a coleta (as éguas podem 
se movimentar durante a coleta). A grande maioria dos animas se adaptam 
com o mínimo de treinamento a coleta em manequins, sendo mais fácil o 
treinamento de animais jovens, ainda não adaptados a cobrir éguas. Os 
manequins devem ser estáveis de forma a não permitirem movimentação 
durante a monta do garanhão, sendo construídos com madeira ou metal e fixos 
ao solo, devem ser cobertos com material não abrasivo e de fácil limpeza, 
como o couro natural ou sintético, devem ter regiões ao qual o garanhão possa 
se agarrar, da forma como faz naturalmente na crina e ílios da égua, tais como 
áreas mais estreitas que outras no corpo do manequim. Apesar das vantagens 
poucas centrais e haras possuem manequins, muito devido a pouca divulgação 
do seu uso no Brasil. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
21 
 
3- MÉTODOS DE INSEMINAÇÃO ARTIFICIAL EM ÉGUAS E SUA 
UTILIZAÇÃO PRÁTICA 
 
A indústria equina mundial exerce importante papel como fonte geradora 
de renda e empregos. Em um recente estudo estimativo sobre a indústria do 
cavalo no Brasil, demonstrou-se que o rebanho efetivo é de cerca de 8,5 
milhões de equinos e 1,2 milhões de muares e jumentos. Esse segmento 
agropecuário é responsável pela geração de 600 mil empregos diretos e 3,2 
milhões de empregos indiretos (CNA, 2006). 
A inseminação artificial é a biotécnica da reprodução mais importante e 
mais utilizada para o melhoramento genético das espécies, devido a poucos 
machos selecionados produzirem espermatozóides para a inseminação de 
centenas de fêmeas por ano. Em contraste, poucos produtos podem ser 
obtidos de cada fêmeas por ano, mesmo com o advento de novas biotécnicas 
como a transferência de embriões e fertilização in vitro (AX et al., 2000). 
A primeira referência de Inseminação Artificial (IA) em equinos 
supostamente apareceu em textos Arábicos, e seu uso foi reportado no século 
XIV. Porém não existe evidência de que esta prática foi difundida naquela 
época. Pesquisas científicas no uso da IA foram primeiramente descritas por 
um fisiologista Italiano: Spallanzani em 1700. No século XIX a inseminação 
artificial já era utilizada por fazendeiros Norte-Americanos (Davis Morel, 1999). 
O uso da inseminação artificial acelera o melhoramento genético, 
viabiliza a obtenção de produtos de reprodutores alojados em outros países ou 
até mesmo que já morreram, evita a transmissão de doenças venéreas, facilitaa realização de testes de progênie além de possibilitar que machos subférteis 
produzam filhos. Entretanto, para que se obtenha sucesso em programas de 
inseminação artificial, são necessários alguns cuidados como a utilização de 
machos de boa qualidade, um bom controle sanitário e mão de obra 
especializada (MIES FILHO, 1987). 
Na Europa, o primeiro nascimento por IA foi relatado em 1890 por 
Franceses. Ainda no século XIX o Professor Hoffman de Stuttgart na 
Alemanha, deu uma descrição detalhada da técnica e os instrumentos 
requeridos. No século XX pesquisadores demonstraram a importância da IA 
 
22 
 
para otimizar o uso de Garanhões de elevados valores zootécnicos e comercial 
(Davis Morel, 1999). 
 Na Alemanha, dados da Central de Reprodução Equina de Celle, que é 
a responsável por 60% de todas as coberturas de éguas da principal raça 
alemã (Hanoveriana), têm demonstrado crescimento exponencial nos últimos 
anos, onde cerca de 90% das éguas são cobertas por IA com sêmen resfriado 
(AURICH; AURICH, 2006). 
A inseminação artificial em equinos é largamente praticada em todo o 
mundo, e a maneira mais comumente usada nessa espécie é mediante o 
resfriamento e transporte de sêmen (LOOMIS, 2006). Aparentemente, no 
mundo, os países que mais realizam IA com sêmen resfriado transportado são 
Estados Unidos, seguido pelo Brasil (PAPA et al., 2005). 
 A primeira vagina artificial foi desenvolvida em 1930 em Moscow, 
década em que aproximadamente 120.000 éguas foram inseminadas 
artificialmente na Rússia. Vários outros países difundiram a IA no inicio do 
século XX, tais como: Japão, China, Estados Unidos, Brasil entre outros (Davis 
Morel, 1999). 
 Outra modalidade de colheita, utilizada em casos em que o garanhão 
apresenta incapacidade de monta ou disfunção comportamental, utiliza a 
combinação de dois fármacos, iminaprina e xilazina para a obtenção do 
ejaculado, obtendo-se sucesso razoável de 30 a 50% (SAMPER, 2007). 
A maioria das associações de criadores, permitem a utilização da 
inseminação artificial, para aplicação de sêmen fresco e refrigerado. Entretanto, 
algumas destas associações não permitem a aplicação de sêmen congelado 
(SQUIRES et al., 1999). 
O uso da IA em um programa de acasalamentos permite várias 
vantagens em relação à monta natural. Primeiramente porque um simples 
ejaculado pode ser dividido em várias doses, permitindo o uso mais eficiente do 
sêmen do garanhão. Várias éguas podem ser inseminadas com apenas um 
ejaculado e também o número de éguas acasaladas com um garanhão por 
estação de monta pode aumentar. A adição de antibióticos nos diluentes de 
sêmen reduz a transmissão de várias doenças bacterianas para a égua, onde o 
Garanhão é o carreador. A transmissão de patógenos da égua para o garanhão 
também é eliminada (Davis Morel, 1999). 
 
23 
 
A IA pode ser realizada de diferentes formas de processamento do 
sêmen: in natura; diluído, diluído transportado; diluído resfriado transportado e 
congelado. Cada um dos tipos de tecnologia de processamento tem suas 
vantagens, limitações e indicações (CARVALHO, 1992). 
Os extensores ou diluidores de sêmen possuem substâncias capazes de 
melhorar a fertilidade de reprodutores sub-férteis e manter os espermatozóides 
vivos por mais tempo no trato reprodutivo da égua. A inseminação também 
pode ser utilizada naqueles casos em que o Garanhão tem dificuldade de 
penetração e monta por alguma patologia. Além disso, a coleta do sêmen 
permite uma avaliação da qualidade do mesmo antes da inseminação e 
detecção de patologias e problemas de infertilidade do Garanhão (Davis Morel, 
1999). 
O manejo de sistemas de inseminações de éguas consiste na rufiação 
ou palpação retal para a detecção do estro. As éguas devem ser inseminadas 
em dias alternados a partir do terceiro dia de cio ou após a detecção de um 
folículo ovariano maior ou igual a 35 mm até a constatação da ovulação ou final 
do estro. Taxas de gestações aceitáveis são obtidas quando as inseminações 
são feitas em intervalos de 48 a 72 horas quando se usa garanhões com 
sêmen de excelente qualidade. Porém, para aqueles garanhões sub-férteis as 
inseminações devem ser realizadas uma ou duas vezes por dia (Davis Morel, 
1999). 
Para inseminação com sêmen refrigerado é recomendado a 
inseminação em intervalos de 24 h caso não seja detectada a ovulação na 
égua (Davis Morel, 1999). 
Quanto à metodologia de IA a ser empregada, diversos fatores devem 
ser considerados, uma vez que podem ser muitas as variáveis envolvidas no 
processo como: localização da(s) propriedade(s); momento inseminante (pré 
e/ou pós-ovulação); número total de espermatozóides; volume; diluidor; 
temperatura do armazenamento; características individuais de qualidade do 
sêmen do garanhão; valor do sêmen; reposta inflamatória uterina da égua a ser 
inseminada; tipo de cio; momento da estação; raça, entre outros fatores 
(SQUIRES, 1999). 
A utilização de sêmen, fresco, diluído e resfriado, implica em maior 
flexibilidade de manejos de controle folicular, momento e local de deposição do 
 
24 
 
sêmen. Pelo contrário, sêmen congelado exige um manejo mais rígido, 
palpações retais mais freqüentes e, quanto ao local de deposição, 
preferencialmente, o mais profundo no corno uterino ipsilateral à ovulação 
(SAMPER; ESTRADA; MCKINNON, 2007). 
Hoje, com os avançados mecanismos de predição acurada da ovulação, 
além do uso de drogas indutoras de ovulação, diminui o número de 
inseminações requeridas por acasalamento, tornando mínima a utilização do 
garanhão. A diminuição do número de inseminações melhora a eficiência do 
programa de acasalamento e reduz o risco de contaminação iatrogênica do 
trato reprodutivo da égua (Davis Morel, 1999). 
A Indução farmacológica da ovulação é um procedimento fundamental 
na maximização e sucesso de diferentes protocolos de utilização de sêmen 
eqüino. Esta ferramenta tem sido amplamente utilizada nas inseminações com 
sêmen refrigerado, congelado e na sincronização para transferência de 
embriões (MELO et al., 2005). 
O hormônio mais comumente utilizado é o hCG (gonadotrofina coriônica 
humana), que provoca a ovulação em até 48 horas (MEDEIROS, 2005). O hCG 
é uma grande molécula glicoproteica, que quando utilizada em repetidas 
aplicações promove o desenvolvimento de anticorpos tornando-a ineficiente 
como promotora da ovulação (MELO et al., 2005). 
Segundo Melo et al. (2005), o GnRH sintético (Deslorelina) e o extrato 
de pituitária equina (EPE) estão apresentando-se como alternativas eficazes 
para o desencadeamento da ovulação em tempo pré-determinado sem a 
ocorrência da formação de anticorpos, desta forma podendo se utilizados em 
vários ciclos consecutivos. 
Tanto o GnRH sintético, quanto o EPE sincronizaram com grande 
eficiência o tempo de ovulação de éguas induzidas com folículos de 35mm, 
sendo que o EPE adianta em aproximadamente 4 horas o momento da 
ovulação em relação à deslorelina, sendo que o tempo médio para ovulação 
com a utilização de 10mg de EPE foi de 34,75 +/- 6,72 horas, enquanto que o 
tempo médio de 1mg de deslorelina foi de 38,49 +/- 7,38 horas (MELO et al., 
2005). 
Segundo Medeiros et al. (2005), tanto a dose de 10mg, quanto a dose 
de 5mg de EPE foram eficazes em induzir a ovulação no período de 48 horas, 
 
25 
 
utilizando uma dose bem inferior a preconizada na literatura, tornando-se uma 
alternativa como agente de indução de ovulação em programas onde se requer 
grande precisão do momento da ovulação, como a inseminação artificial com 
sêmen congelado. O mesmo autor relatou que não houve diminuição da 
eficiência após 4 aplicações em cada animal, demonstrando que,por ser de 
origem homóloga, a droga não estimula a 
formação de anticorpos. 
Normalmente em um programa de IA as éguas são inseminadas com 
250 a 500 milhões de espermatozóides com motilidade progressiva (viáveis). 
Uma dose adequada de espermatozóides requer menor número de ciclos por 
prenhês (Davis Morel, 1999). 
Sabe-se que o momento de se realizar as inseminações com sêmen 
refrigerado, é mais crítico do que com sêmen fresco. Os melhores resultados 
com sêmen refrigerado são obtidos quando as inseminações são realizadas em 
um intervalo de zero a 24 horas antes da ovulação, com 500 milhões a um 
bilhão de espermatozóides. As taxas de concepção para os garanhões que 
possuem boa qualidade de sêmen após 24 horas de refrigeração, é 
aproximadamente 10% menor do que as taxas obtidas com sêmen o fresco 
(SQUIRES et al., 1999). 
O número de espermatozóides em uma dose inseminante é mais 
importante que o volume propriamente dito. Pequenos volumes podem ser 
usados com sucesso tanto quanto 10 a 25 ml de sêmen mais diluente. Volumes 
menores ainda (como 0,5ml) podem ser usados quando a inseminação é feita 
pós-ovulação com sêmen congelado (Davis Morel, 1999). 
As inseminações com sêmen fresco e refrigerado, são bastante 
difundidas e a maioria dos criatórios de equinos utiliza destas técnicas, obtendo 
resultados satisfatórios. Entretanto, a utilização do sêmen congelado ainda é 
restrita, pois além de exigir um melhor controle do momento da ovulação, os 
resultados são inferiores aos obtidos com sêmen fresco e refrigerado 
(SQUIRES et al., 1999). 
É recomendada a inseminação logo após a ovulação quando se deseja 
utilizar sêmen congelado, devido ao baixo número de espermatozóides 
inseminante e a queda na qualidade do sêmen. Para isso as éguas devem ser 
examinadas de 4 a 6 vezes por dia para que a inseminação seja feita no 
 
26 
 
máximo até 6 h após a ovulação, período em que ainda não houve queda na 
qualidade do ovócito (Davis Morel, 1999). 
O local de deposição do sêmen no momento da inseminação artificial é 
um fator bastante estudado em todas as espécies, pois é de suma importância 
para obtenção de bons resultados de fertilidade. Algumas técnicas de 
inseminação ultrapassam etapas do transporte espermático pelo útero 
(GINTHER, 1992). 
Todas as inseminações devem ser executadas com técnica de 
contaminação mínima: com a égua devidamente contida, com a cauda 
enfaixada e elevada e a área entre a base da cauda e comissura ventral da 
vulva esfregada, lavada e secada. O sêmen contido em uma seringa é 
depositado dentro do corpo uterino por pipeta estéril de inseminação de 22 
polegadas (Davis Morel, 1999). 
O técnico deve usar luva esterilizada de plástico, protegendo até o 
ombro quando tiver passando a pipeta através da cérvix para o corpo uterino, 
onde o sêmen será depositado. Uma pequena quantidade de lubrificante não 
espermicida pode ser aplicada na luva. O braço do inseminador e a pipeta são 
passados entre os lábios vulvares para a parte cranial da vagina, onde o 
operador identifica e penetra a cérvix. A pipeta de inseminação é avançada 
através da cérvix até o corpo uterino, onde o sêmen é lentamente depositado 
(Davis Morel, 1999). 
Com a monta natural ou inseminação artificial, os espermatozóides tem 
que migrarem pelo útero até o oviduto, local onde ocorre a fertilização e devido 
a este fato, é importante que o sêmen apresente boa motilidade, principalmente 
para passarem pela cérvix e junção útero-tubárica (HUNTER, 1999). Em 
equinos, o transporte espermático é completo quatro horas após a inseminação 
(BRINSKO et al., 1991). Os espermatozóides penetram na tuba uterina de 
porcas entre 15 e 30 minutos após a inseminação ou monta natural e após uma 
hora, uma quantidade de espermatozóides suficiente para fertilizar 90% dos 
oócitos já penetraram na tuba (HUNTER, 1984). 
Foi demonstrado que a habilidade dos espermatozóides, provenientes 
de sêmen congelado, de atingirem o oviduto, particularmente a região da 
ampola, é menor do que de sêmen fresco e esta dificuldade no transporte 
 
27 
 
espermático do sêmen congelado, pode ser devido à alterações bioquímicas e 
físicas na célula espermática (BARDER, 1982). 
Scott et al. (1995) observaram uma diferença no transporte espermático 
entre animais férteis e subférteis, mostrando que o transporte e sobrevivência 
dos espermatozóides no trato reprodutivo feminino é melhor quando se utiliza 
sêmen de garanhões férteis do que subférteis e quando se trabalha com éguas 
sem problemas reprodutivos. Ao atingirem o oviduto, os espermatozóides 
interagem com as células epiteliais, formando um reservatório de gametas 
funcionais na porção caudal do ístimo, onde os espermatozóides que se 
aderiram ao oviduto reduzem seu metabolismo e mantém a motilidade e 
capacidade fertilizante por um tempo mais prolongado (POLLARD et al., 1991). 
A inseminação pode ser feita no ápice do corno uterino próximo a junção 
útero-tubárica. Para isso é necessário o auxílio de endoscópio ou extensão de 
probe do ultrassom com guia de agulha que perfura o útero e deposita o sêmen 
na papila, ou simplesmente pode ser utilizada uma pipeta flexível, que é 
colocada no ápice do corno uterino, ipsilateral ao ovário que contém o folículo 
em desenvolvimento, com a sua manipulação pelo reto. Para isto é necessário 
treino e habilidade do operador. Esta técnica além de menos invasiva 
consegue taxas de prenhês semelhante às outras (Silva, 2004). 
A IA no ápice do corno uterino é especialmente recomendada quando 
queremos utilizar sêmen congelado ou de epidídimo que estão disponíveis em 
pequenos volumes e pequenas doses. 
A porcentagem de prenhez com a utilização do sêmen congelado é 
baixa e bastante variada, sendo que esta variação se deve: a diferentes 
protocolos de congelação; efeito do garanhão; diferença na fertilidade das 
éguas e diferentes protocolos de inseminação (BRISKO & VARNER, 1992). 
Já foi demonstrado que o sêmen congelado eqüino não tem a mesma 
habilidade de interagir-se com as células epiteliais do oviduto do que o sêmen 
fresco, mantendo assim, sua viabilidade por um menor tempo (SCOTT, 2000). 
Indica-se que a inseminação com sêmen congelado, seja realizada de 
zero a 24 horas antes da ovulação, ou até 6 horas após (SQUIRES et al., 
1999). 
 
28 
 
Com o objetivo de melhorar os índices de fertilidade de indivíduos 
subférteis, maximizar o aproveitamento de animais férteis de alto potencial e 
conseguir melhores resultados com a aplicação do sêmen congelado, alguns 
autores têm estudado a possibilidade do uso da inseminação histeroscópica 
em equinos, na qual faz-se a deposição do sêmen sobre a junção útero-
tubárica com auxílio de um endoscópio. Morris et al. (2000a) obtiveram um 
índice de prenhez de 60%, inseminando 15 éguas com 10x106 
espermatozóides provenientes de sêmen fresco, os quais foram depositados 
sobre a papila tubárica com auxílio de um endoscópio. 
Vazquez et al. (1998), empregando técnica similar, utilizando 
aproximadamente 3,8 x 106 espermatozóides com motilidade progressiva, 
obtiveram 30% de prenhez. 
Papa & Dell’Aqua Júnior (2001) avaliaram o efeito do local de deposição 
do sêmen e a concentração da dose inseminante e obtiveram 20% de prenhez 
com a deposição de 50x106 espermatozóides pré ovulação no corpo do útero e 
nenhuma prenhez com a deposição do mesmo número de gametas na 
extremidade do corno. Com a deposição de 150x106 espermatozóides pré e 
150x106 pós ovulação obtiveram 40% de prenhez quando o sêmen foi 
depositado no corpo do útero e 50% quando o sêmen foi depositado na 
extremidade do corno, não sendo observada diferença estatística entre os 
gruposcom diferentes locais de deposição do sêmen. 
A inseminação artificial em equinos é uma realidade praticada nos 
principais centros de reprodução e criação de cavalos do Brasil e do Mundo, 
tornando-se ferramenta importante para o uso adequado dos Garanhões em 
programas de reprodução assistida. 
 
 
29 
 
3.1- 
APÊNDICES:
 
 
 
 
 
 
30 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
31 
 
4- REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
 
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Saunders, 2007. p. 285-288. 
 
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Saunders – Elsevier, 2nd ed., 2009. 
 
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manequim para coleta de sêmen eqüino e suas influências sobre as 
características reprodutivas do garanhão. Arq. Bras. Med. Vet. Zootec., 
Vol. 51, n. 5, 1999. 
 
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SCOTT, M.A. A glimpse at sperm function in vivo: sperm transport and 
epithelial interaction in the female reproductive tract. Anim. Reproduc. Sci., 
v.60-61, p.337-48, 2000. 
 
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Reproduction and Biotechnology Laboratory, 1999. (Apostila). 
 
SQUIRES, E. L. et al. Cooled and frozen stallion semen, fort collins: animal 
reproduction biotechnology laboratory. Colorado State University, Bulletin n. 
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VAZQUEZ, J.J., et al. Nonsurgical uterotubal insemination in the mare. In: 
ANNUAL MEETING OF SOCIETY FOR THERIOGENOLOGY, 1998, 
Baltimore. Proceedings...Baltimore, 1998. p.82-3.36 
 
Empresas Parceiras do CPT Cursos Presenciais: 
 
 
 
O Portal Revista Veterinária foi idealizado para oferecer diversas informações como 
dicas de saúde, manejo, tecnologia, genética, cursos, eventos, produtos entre outras 
informações. 
É destinado aos acadêmicos e profissionais das áreas de medicina veterinária e 
ciências agrárias, além de criadores e pessoas que tenham interesse no mundo 
veterinário e agropecuário. 
O Portal Revista Veterinária pertence a um Grupo que trabalha há mais de 25 anos 
com difusão de tecnologia e conhecimento, sendo referência em sua área de atuação, 
pela liderança, agilidade e qualidade dos seus serviços prestados. 
A sede administrativa do portal é localizada na cidade de Viçosa-MG que é referência 
internacional em ensino, onde estão situadas a Universidade Federal de Viçosa – 
UFV, que é uma das mais conceituadas Universidades de Ciências Agrárias da 
América Latina e, também, a Faculdade UNIVIÇOSA, que conta com diversos cursos, 
inclusive o de Medicina Veterinária. 
Para a manutenção, o Portal Revista Veterinária conta com pessoal altamente 
qualificado e treinado, incluindo pesquisadores e professores médicos veterinários 
pertencentes ao corpo técnico do Grupo. 
 
www.revistaveterinaria.com.br 
 
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O Shop Veterinário é uma empresa que foi idealizada para atender com excelência o 
mercado na área de medicina veterinária e agropecuária em todo o Brasil e 
inclusive no exterior, com produtos e equipamentos renomados e de alta qualidade. 
 
A empresa reuniu os principais fabricantes, garantido ao cliente um leque de produtos 
de alto nível com fidelidade, informações, garantia e total suporte técnico. 
 
O Shop Veterinário pertence a um Grupo que trabalha há mais de 25 anos com 
difusão de tecnologia e conhecimento, sendo referência em sua área de atuação, pela 
liderança, agilidade e qualidade dos seus serviços prestados. 
 
Tem como meta, implementar soluções inovadoras, preocupando sempre com o pós 
venda, conforto e satisfação dos seus clientes, oferecendo segurança e qualidade dos 
produtos. 
 
A excelente política de preços adotada pelo Shop Veterinário torna possível ter 
diversos produtos no mercado veterinário com ótima relação custo benefício, tornando 
a empresa em uma posição de mercado altamente competitiva. 
 
Temos como objetivo ser umas das mais completas empresas brasileiras no ramo de 
comercialização de produtos e equipamentos de uso veterinário, com compromisso na 
entrega, qualidade e satisfação dos clientes, sem esquecer a preocupação com os 
animais e com o meio ambiente. 
 
Nossa missão é oferecer ao mercado os melhores produtos e equipamentos 
veterinários em qualidade e custo benefício. 
 
A sede da empresa é localizada na cidade de Viçosa-MG que é referência 
internacional em ensino, onde estão situadas a Universidade Federal de Viçosa - 
UFV, que é uma das mais conceituadas Universidades de Ciências Agrárias da 
América Latina e, também, a Faculdade UNIVIÇOSA, que conta com diversos cursos, 
inclusive o de Medicina Veterinária. 
 
O Shop Veterinário conta com pessoal altamente qualificado e treinado, incluindo 
pesquisadores e professores médicos veterinários pertencentes ao corpo técnico do 
Grupo, atendentes comerciais através de telemarketing, vendas on-line e presenciais e 
um total suporte técnico especializado dos fabricantes e importadores, onde possuem 
modernos e completos laboratórios para manutenção de todos os produtos 
comercializados pelo Shop Veterinário. 
 
www.shopveterinario.com.br 
 
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O Portal Revista Agropecuária foi idealizado para oferecer diversas informações a 
cerca da agricultura, pecuária, tecnologia, agroindústria, entre outras informações. 
É destinado aos acadêmicos e profissionais das ciências agrárias, além de criadores e 
pessoas que tenham interesse no mundo agropecuário. 
O Portal Revista agropecuária pertence a um Grupo que trabalha há mais de 25 anos 
com difusão de tecnologia e conhecimento, sendo referência em sua área de atuação, 
pela liderança, agilidade e qualidade dos seus serviços prestados. 
A sede administrativa do portal é localizada na cidade de Viçosa-MG que é referência 
internacional em ensino, onde estão situadas a Universidade Federal de Viçosa – 
UFV, que é uma das mais conceituadas Universidades de Ciências Agrárias da 
América Latina e, também, a Faculdade UNIVIÇOSA, que conta com diversos cursos, 
inclusive o de Medicina Veterinária. 
Para a manutenção, o Portal Revista Agropecuária conta com pessoal altamente 
qualificado e treinado, incluindo pesquisadores e professores médicos veterinários 
pertencentes ao corpo técnico do Grupo. 
 
 
 
www.revistaagropecuaria.com.br 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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O Portal Escola do Cavalo foi idealizado para oferecer diversas informações, 
abrangendo temas técnicos ligados ao desporto equestre, manejo, reprodução, 
melhoramento genético, nutrição, saúde, exposições e eventos, com raça, esporte 
equestre e doma. 
 
É destinado aos cavaleiros, profissionais ligados à prática desportiva, estudantes, 
criadores, veterinários e o público em geral. Um crescente ordenamento de rubricas 
permite aos utilitários saber quais os temas que vão encontrar on-line. 
 
O Portal Escola do Cavalo pertence a um Grupo que trabalha há mais de 25 anos 
com difusão de tecnologia e conhecimento, sendo referência em sua área de atuação, 
pela liderança, agilidade e qualidade dos seus serviços prestados. 
 
Além da Escola do Cavalo, outros dois portais também foram idealizados com a 
finalidade de leva informações atualizadas e direcionadas ao público interessado. São 
eles a Revista Agropecuária e a Revista Veterinária. 
 
A sede administrativa do Portal é localizada na cidade de Viçosa-MG que é referência 
internacional em ensino, onde estão situadas a Universidade Federal de Viçosa – 
UFV, que é uma das mais conceituadas Universidades de Ciências Agrárias da 
América Latina e, também, a Faculdade UNIVIÇOSA, que conta com diversos cursos, 
inclusive o de Medicina Veterinária. 
 
Para a manutenção, o Portal Escola do Cavalo conta com pessoal altamente 
qualificado e treinado, incluindo pesquisadores e professores Médicos Veterinários 
pertencentes ao corpo técnico do Grupo. 
 
www.escoladocavalo.com.br 
 
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O Portal Suínos e Aves foi idealizado para oferecer diversas informações como dicas 
de saúde, manejo, tecnologia, genética, cursos, eventos, produtos entre outras 
informações. 
 
É destinado aos acadêmicos e profissionais das áreas de medicina veterinária e 
ciências agrárias, além de criadores e pessoas que tenham interesse no mundo de 
suínos e aves. 
 
O Portal Suínos e Aves pertence a um Grupo que trabalha há mais de 25 anos com 
difusão de tecnologia e conhecimento, sendo referência em sua área de atuação, pela 
liderança, agilidade e qualidade dos seus serviços prestados. 
 
Além da Suínos e Aves, outros três portais também foram idealizados com a 
finalidade de leva informações atualizadas e direcionados ao público inter essado. São 
eles a Revista Agropecuária e a Escola do Cavalo e Revista Veterinária. 
 
A sede administrativa do portal é localizada na cidade de Viçosa-MG que é referência 
internacional em ensino, onde estão situadas a Universidade Federal de Viçosa – 
UFV, que é uma das mais conceituadas Universidades de Ciências Agrárias da 
América Latina e, também, a Faculdade UNIVIÇOSA, que conta com diversos cursos, 
inclusive o de Medicina Veterinária. 
 
Para a manutenção, o Portal Suínos e Aves conta com pessoal altamente qualificadoe treinado, incluindo pesquisadores e professores médicos veterinários e zootecnistas 
pertencentes ao corpo técnico do Grupo 
 
 
 
www.portalsuinoseaves.com.br 
 
 
 
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