resumo parasito P2

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RESUMO PARASITOLOGIA CLÍNICA - PROVA 2 
 
CULTIVO DE PROTOZOÁRIOS 
 
 
Protozoário Forma parasitária Tipo de cultura* Meio de cultura Particularidades 
E. histolytica Cistos ou trofozoítos 
Axênico Trypticase-yeast extract iron serum - 
Xênico Trypticase-yeast extract serum gastric mucin - 
- Balamuth 
Cultura inicial pode ser 
negativa, mas subcultura 
pode revelar microrganismo 
- Boeck e Drhbolav Locke Egg Serum 
Cultura inicial pode ser 
negativa, mas subcultura 
pode revelar microrganismo 
Xênico Robinson 
Serve para vários tipos de 
amebas, não só E. 
histolytica. 
Meio bifásico (ágar salina + 
amido de arroz, eritromicina 
e meio basal->meio de 
cultivo com E. coli) 
Amebas de vida livre 
(Naegleria fowleri e 
Acanthamoeba) - coleta 
LCR, biópsia de tecidos e da 
córnea para Acanthamoeba 
Também coleta de água 
ambiental 
Cistos ou trofozoítos 
Monoxênico (E. coli ou 
Enterobacter aerogenes) ou 
axênico 
N. fowleri: Nelson mod., 
suplementar com antibióticos 
e soro fetal bovino 
 
 
Acanthamoeba: proteose 
peptone-extrato de levedo-
glicose (pyg), pH 6,5 ± 0,2, 
suplementar com penicilina 
G e estreptomicina 
Para cultivo monoxênico, 
fazer primeiro o cultivo em 
ágar não nutritivo e depois 
usar os meios específicos 
para N fowleri ou 
Acanthamoeba no 
subcultivo. 
 
Exflagelação: induzir 
formação de trofozoítos 
 flagelados para N. fowleri. 
 
G. lamblia (fezes frescas, 
muco ou combinação dos 
dois; aspirado de jejuno) 
Trofozoítos Axênico (esterilização por filtração) 
Hanks-Serum-Phytone 
Peptone 
Meios contêm cisteína como 
agente redutor do oxigênio 
molecular, protegendo os 
trofozoítos e ajudando na 
fixação; o ácido ascórbico 
ajuda no crescimento 
Trypticase-Panmede Liver-
Digest- Serum 
Trypticase-Yeast Extract-
Iron-Serum e o mod. 
Meio de Keinster (soro 
bovino + antibióticos) -> para 
amostra aspirado de jejuno 
T. cruzi, T. rangeli e 
Leishmania spp 
 
Tripanossomatídeos 
patogênicos (tanto epi como 
tripomastigotas), 
- 
Liver Infusion Tryptose (LIT); 
MacNeal, Novy e Nicolle 
(NNN); 
Triatomine artificial urine 
(TAU e variantes) - 
Diferentes espécies de 
Leishmania - 
Brain Heart Infusion (BHI); 
 MEM, DMEM, Grace, 
Schneider e TC-100 
P. falciparum (única espécie 
de Plasmodium que pode ser 
mantido em cultura, parasita 
intracelular) 
Trofozoítos Axênico 
RPMI 1640 (Trager e 
Jensen) completo *, 
temperatura de 37°C e em 
atmosfera de 3 a 4% de 
dióxido de carbono (CO2) e 
16% de oxigênio (O2). 
*completo - têm soro 
humano ou de coelho e 
hidrogenocarbonato de 
cálcio 
Ao meio RPMI completo, 
adicionar hemácias não 
parasitadas (tipo A ou O 
heparinizada, e sem HIV, 
Hep B e C). 
Utilizar Giemsa para 
qualquer eventual coloração 
que precise ser feita a fim de 
visualizar. 
 
 
 
T. hominis (microbiota 
intestinal) 
 
Trofozoítos Axênico (dificuldade devido a microbiota intestinal ser rica) 
Meio trypticase-yeast extract-
maltose (TYM) 
suplementado com soro de 
cavalo inativado 
Incubar os tubos-controle e 
aqueles contendo o material 
do paciente 
 
 
T. vaginalis (anaeróbio 
facultativo). Coletar 
secretação uretral, primeira 
urina matinal, sêmen em 
homens; Exsudato vaginal 
do fórnix posterior em 
mulheres 
Trofozoítos Axênico 
CPLM, STS; Diamond 
(TYM), FW, TYM 
modificado por Hollander 
e Kulda e cols.; o de 
Lowe e CMRL 1055 
modificado por Linstead 
(adicionar antibióticos e 
antifúngicos ao meio; 
componentes meio de 
cultura: nutrientes, 
agentes de redução, 
carboidratos, soro 
bovino, cavalo ou 
bezerro, tampão, 
multiplicadores de 
crescimento (ác. 
ascórbico) 
Método mais sensível para 
tricomoníase; 3-4 dias para 
crescimento, fazer exame 
direto a fresco ou com 
Giemsa paralelamente ao 
cultivo. 
InPouchTVTM: sistema de 
transporte e de cultivo 
simultâneo, meio seletivo 
que inibe o crescimento de 
bactérias e leveduras. 
 
Microsporídeos (urina, 
líquor, fezes, aspirado 
duodenal, lavado 
bronqueolar, etc) 
Esporos 
Axênico (cultivo em cultura 
de células) 
 
Tipos celulares usados: 
células de rim de 
macaco (E6), 
fibroblastos de pulmão 
humano (HLF e MRC-5), 
 células de rim de cão 
(MDCK), 
 células de rim de 
coelho (RK 13); 
Meios: 
Eagle (MEM) 
 RPMI 1640 
 Suplementado com 5 – 
10 % de SFB. 
 
Possibilidade de 
crioconservar; os diferentes 
tipos de amostras 
apresentam diferentes 
formas de processamento e 
inoculação 
*1) axênico: sem nenhuma bactéria 2) xênico: bactérias desconhecidas 3) monoxênico: ameba + uma cepa de bactérias 4) polixênico: ameba + várias 
cepas de bactérias. 
CLASSIFICAÇÃO DOS MÉTODOS UTILIZADOS: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Métodos especiais de 
isolamento e cultura 
de larvas de 
nematóides1 
Métodos para 
identificação de ovos 
de Enterobius 
vermicularis2 
Técnicas de 
concentração por 
sedimentação 
(espontânea ou 
forçada)3 
Técnicas de 
concentração por 
flutuação4 
Métodos especiais 
para identificação e 
quantificação de ovos 
em fezes5 
Baermann-Moraes Hall e Graham Hoffmann, Pons e Janer ou 
Lutz (espontânea) 
Faust e cols. Kato Katz 
Rugai, Mattos e Brisola - Ritchie (e suas variações) e 
Ritchie mod. por Allen e 
Ridley (forçada) 
Sheater Método de Stoll e Hausheer 
Harada e Mori - - Willis - 
PRINCIPAIS DIFERENÇAS ENTRE OS MÉTODOS: 
 
 
Método Fundamento Parasitas 
identificados 
Tipo de 
amostra 
Reagentes e 
Materiais 
Procedimento e 
Análise 
Outras considerações 
Baermann
-Moraes1 
Termohidrotropism
o positivo de larvas 
nematóides 
Larvas de S. 
stercoralis e de 
ancilostomídeos 
Material fecal 
não preservado 
(amostra fresca 
e não 
refrigerada) 
Apenas água 
aquecida (40-
45oC) 
Coletar sedimento 
centrifugado e corar com 
lugol para visualização 
As larvas ficam móveis; para 
matá-las e imobilizá-las, 
aquecer o sedimento, 
adicionar formaldeído 10% 
ou 1 gota de iodo de lugol 
Rugai, 
Mattos e 
Brisola1 
Termohidrotropism
o positivo de larvas 
nematóides 
Larvas de S. 
stercoralis 
Material fecal 
não preservado 
(amostra fresca 
e não 
refrigerada) 
Apenas água 
aquecida (40-
45oC) 
Coletar sedimento não 
centrifugado e corar com 
lugol para visualização. 
As larvas ficam móveis; para 
matá-las e imobilizá-las, 
aquecer o sedimento, 
adicionar formaldeído 10% 
ou 1 gota de iodo de lugol 
Harada e 
Mori1 
Hidrotropismo 
positivo de larvas 
de nematóides 
 
Larvas de Necator 
americanus, 
Ancylostoma 
duodenale, S. 
stercoralis e Tricho
strongylus orientalis 
Material fecal 
não preservado 
(amostra fresca 
e não 
refrigerada) 
Apenas água 
(não aquecida) 
Papel-filtro com esfregaço 
é preso dentro de um 
tubo de ensaio contendo 
um pouco de água (4-5 
mL) no fundo (a fita não 
deve encostar a água). 
Fechar o tubo e esperar 
10-14 dias a T (25-30oC). 
Retira a rolha, coleta a 
água e coloca em contato 
com banho maria 50 oC, 
centrifugar e colocar 
sobre lâmina para leitura 
Cultura do papel-filtro em 
tubo de ensaio. A cultura 
permite detectar amostras 
com poucas larvas; 
estabelecer diferenças entre 
larva rabditoide de S. 
stercoralis e L1 de 
ancilostomídeos, favorecer o 
desenvolvimento de larvas 
para o estágio filarioide. 
 
Larvas emergem na água por 
volta do 3o dia 
 
As larvas ficam móveis; para 
matá-las e imobilizá-las, 
aquecer o sedimento, 
adicionar formaldeído 10% 
ou 1 gota de iodo de lugol 
Método Fundamento Parasitas 
identificadosTipo de 
amostra 
Reagentes Procedimento e 
Análise 
Outras considerações 
Hall e 
Graham2 
Hall: Swab anal 
(swab de vaselina e 
parafina - vaspar). 
Coleta dos ovos da 
região perianal 
Ovos de Enterobius 
vermiculares, 
eventualmente 
ovos de Taenia 
spp. 
Material da 
região perianal 
(EPF e técnicas 
de concentração 
falhos) 
Swab, parafina 
e vaselina 
líquidas, xilol 
Swab é mergulhado em 
mistura 4:1 
(vaselina:parafina), 
colocar dentro de um tubo 
de ensaio e armazenar 
(3-5oC). Coletar com o 
swab e retorná-lo ao tubo. 
Remover o swab e 
centrifugar a mistura e 
coletar o sobrenadante. 
Pegar várias gotas e 
pingar sobre a lâmina, 
observando sem 
lamínula. 
Amostras devem ser 
coletadas algumas horas 
após paciente ter se deitado, 
ou pela manhã, antes de 
banhar-se ou defecar 
 
Coleta deve ser realizada em 
dias consecutivos (no mínimo 
 uma série de quatro a seis 
colheitas) antes que o 
paciente venha a ser 
considerado livre da infecção Graham: Fita de 
celofane adesiva 
transparente. Coleta 
dos ovos da região 
perianal 
Ovos de Enterobius 
vermiculares, 
eventualmente 
ovos de Taenia 
spp. 
Material da 
região perianal 
(EPF e técnicas 
de concentração 
falhos) 
Toluol, xilol ou 
iodo-xilo, fita 
adesiva 
transparente, 
etiquetas 
Utilizar um abaixador de 
língua de madeira com a 
fita de celofane, 
pressionar sobre as 
pregas anais e recolocar 
a fita na lâmina, pingar 1 
gota de tolueno, ou 
xileno, ou iodo-xilol para 
leitura. 
Hoffmann, 
Pons e 
Janer ou 
Lutz3 
Sedimentação 
espontânea em água 
(combinação da 
gravidade e 
sedimentação) 
Ovos, larvas de 
helmintos, cistos, 
oocistos de 
protozoários 
Material fecal a 
fresco ou 
preservado 
Água, lugol 
Preparar suspensão de 
fezes (5g) em água, filtrar 
através de gaze e receber 
o filtrado em copo cônico, 
deixando em repouso por 
24 hrs. Após, coletar o 
sedimento do fundo para 
preparar a lâmina 
corando com lugol 
- 
 
Método Fundamento Parasitas identificados 
Tipo de 
amostra Reagentes 
Procedimento e 
Análise Outras considerações 
 
Ritchie e 
suas 
variações3 
Ritchie tradicional: 
Centrífugo-
sedimentação pelo 
formol (ina)-éter; 
*formol: conversa 
formas parasitárias 
**éter: função 
desengordurante 
Cistos de 
protozoários, ovos 
leves de helmintos, 
oocistos de 
coccídeos 
Material fecal a 
fresco 
Lugol ou Ziehl-
Neelsen (para 
coloração); 
Formaldeído 
10%; éter 
etílico; água ou 
sol. salina 
Colocar 1-2g fezes em 10 
mL água, filtrar por gaze e 
recolher em tubo de 
centrífuga. Decantar o 
sobrenadante e adicionar 
água corrente antes da 
ressuspensão. Completar 
com água ou sol salina. 
Repetir até que o 
sobrenadante fique claro. 
Ressuspender o 
sedimento com formalina 
a 10% e após, 
completando o volume. 
Repouso por 5 min. Add 
éter e agitar. Centrifugar e 
observar as 4 camadas 
(de cima para baixo: éter, 
detritos fecais, formol, 
sedimentos com 
parasitas). Decantar as 
três camadas superiores 
e pegar a suspensão de 
sedimento para colocar 
em lâmina com lugol. 
Desvantagens: uso de 
reagentes perigosos/difícil 
descarte; não pode ser usado 
para ovos pesados de 
helmintos (S. mansoni e 
infértil de A. lumbricoides); 
gaze muito espessa (causa 
retenção de oocistos); para 
evitar rompimento de B. 
hominis usar sol. salina ao 
invés de água. 
Ritchie modificado 
(por Young): 
Centrífugo-
sedimentação pelo 
formol (ina)-acetato 
de etila 
Cistos de 
protozoários, ovos 
leves de helmintos, 
oocistos de 
coccídeos 
Material fecal a 
fresco 
Acetato de etila 
ao invés de éter 
Igual ao Ritchie 
tradicional, com exceção 
da substituição de éter 
para acetato de etila 
Vantagem sobre o 
tradicional: acetato de etila 
menos inflamável que éter; 
além de aumentar 
sensibilidade para ovos de 
Taenia spp, H. nana e cistos 
de G. lamblia 
 
MIFC ou método de 
Blagg: 
Centrífugo-
sedimentação pelo 
formol (ina)-éter 
Cistos de 
protozoários, ovos 
leves de helmintos, 
oocistos de 
coccídeos 
Material fecal 
preservado em 
MIF. 
Materiais fecais 
preservados em 
formol, APV ou 
SAF proceder 
igual para MIFC 
Segue o 
tradicional, com 
éter 
Filtrar o MIF em gaze, 
única diferença é a 
ausência da primeira 
etapa (colocar fezes em 
10 mL de água) 
Desvantagem: APV é ruim 
para concentração de G. 
lamblia, ancilostomídeos, T. 
trichiura; identificação de I. 
belli e larvas de S. stercoralis 
fica comprometida 
Coprotest 
Centrífugo-
sedimentação 
Cistos de 
protozoários, ovos 
leves de helmintos, 
oocistos de 
coccídeos 
Conservante no 
próprio frasco 
coletor 
1 gota 
detergente 
3 mL acetato de 
etila 
O frasco coletor já possui 
conservante e coleta 
quantidade de amostra 
padronizada (1g). Verter 
o frasco sobre tubo de 
ensaio, add acetato de 
etila e detergente. 
Centrifugar, desprezar 
sobrenadante e coletar o 
sedimento em lâmina. 
Corar e visualizar 
Vantagens: conserva 
amostra por mais de 30 dias, 
amostra não precisa ser 
refrigerada, não há manuseio 
das fezes, define a 
quantidade de amostra, 
elimina mau odor, detecção 
quali-quantitativa, sedimento 
mais limpo por causa do 
duplo filtro 
Ritchie 
mod. por 
Allen e 
Ridley3 
Centrífugo-
sedimentação pelo 
formol (ina)-éter 
Oocistos de 
coccídeos 
Material fecal a 
fresco ou 
preservado em 
formol 10% 
*Amostra 
mucosa deve 
ser fluidificada 
sob agitação 
com KOH 10% 
(10 gts) 
Sol. formaldeído 
10%, éter, lugol, 
sol salina ou 
água 
Difere do Ritchie por não 
realizar lavagens 
sucessivas com água, 
adicionar as fezes 
diretamente em formol 
10%. Filtrar a suspensão 
em gaze e recolher o 
filtrado para adição de 
éter e centrifugação. O 
aspecto final fica igual ao 
Ritchie (4 camadas). O 
que muda é a coloração a 
ser feita, com Giemsa ou 
derivadas de Ziehl-
Neelsen 
Importante: gazes muito 
espessas não permitem a 
passagem de muco com os 
oocistos de Cryptosporidium 
e de Cyclospora e/ou 
esporos de microsporídeos. 
 
Método Fundamento Parasitas 
identificados 
Tipo de 
amostra 
Reagentes Procedimento e 
Análise 
Outras considerações 
 
Faust e 
cols4 
 
Centrífugo-flutuação 
em solução saturada 
de sulfato de zinco 
(ZnSO4). Essa 
solução é densa e 
permite a flutuação 
das formas 
parasitárias 
 
Cistos e oocistos 
de protozoários, 
além de ovos leves 
de helmintos 
 
Material fecal a 
fresco ou 
preservado 
(SAF, APV ou 
formaldeído). 
Deve-se corrigir 
a densidade 
para amostras 
preservadas 
previamente 
 
Sol. ZnSO4 33% 
Lugol 
 
Diluir (1-2g fezes) em 10 
mL água, filtrar a 
suspensão, transferir para 
tubo de ensaio e 
centrifugar. Desprezar o 
sobrenadante e realizar 
sucessivas centrifugações 
com água até que o 
sobrenadante fique claro. 
Ressuspender o 
sedimento com sol. 
ZnSO4 33%. Centrifugar, 
recolher da película da 
superfície com alça de 
platina um pouco de 
material e colocar em 
lâmina com lugol para 
visualização (ver 
imediatamente) 
 
Ovos grandes de 
trematódeos (ex. S. 
mansoni), de cestóides (ex. 
Taenia spp) e inférteis de A. 
lumbricoides não são 
concentrados 
 
Técnica imprópria caso a 
amostra fecal tenha muita 
gordura 
Willis4 
Flutuação em 
solução saturada de 
cloreto de sódio, 
ovos de helmintos 
conseguem flutuar 
em sol. de alta 
densidade e ficarem 
aderidos ao vidro 
Ovos de 
ancilostomídeos e 
de Trichostrongylusorientalis. 
Ascaris e cistos 
não dá 
Material fecal a 
fresco ou 
preservado 
 
Solução de 
NaCl densidade 
específica 1,2 
g/mL, lugol 
1-2g fezes + 5 mL NaCl, 
filtrar com gaze, transferir 
para recipiente adequado, 
completar com NaCl até 
formar menisco, colocar 
lâmina ou lamínula sobre 
menisco (30-45'). 
Adicionar ao líquido retido 
lugol para visualização 
Os ovos não flutuam na 
superficie do reagente 
quando a homogeneização 
do material fecal é 
incompleta, havendo uma 
imperfeita separação dos 
ovos e detritos fecais; 
A flutuação dos ovos não se 
realiza quando o período de 
flutuação é muito curto 
(menos de cinco minutos) ou 
muito longos (mais de 60 
minutos) 
Método Fundamento Parasitas identificados 
Tipo de 
amostra Reagentes 
Procedimento e 
Análise Outras considerações 
Sheater4 
Centrífugo-flutuação 
em solução de 
sacarose; oocistos 
conseguem flutuar 
em sol. de alta 
densidade e ficarem 
aderidos ao vidro 
 
Oocistos de 
Cryptosporidium 
spp 
Material fecal 
não preservado 
(fezes frescas) 
ou preservado 
pela solução de 
formaldeído a 
10% 
Água, solução 
de sacarose de 
Sheather 
Tradicional: 1-2 g fezes 
+ 10 mL água, filtrar com 
gaze e reservar. Em outro 
tubo add a sol. sacarose 
e add a suspensão fecal 
(completar com sol. sac. 
até formação de menisco 
invertido). Colocar 
lamínula na borda do tubo 
e aguardar 15-20' para ler 
- 
Modificação 1 (Current): 
Ao invés de deixar em 
repouso -> centrifugar, 
remover a lamínula, 
invertendo sua posição, 
colocando a face com a 
gota sobre a lâmina 
Modificação 2: colocar 
as fezes em sol. 
fisiológica ao invés de 
água. Filtrado + sol. sac. 
centrifugar e completar 
com sol. sac. até 
formação de menisco 
invertido. Colocar 
lamínula na borda do tubo 
e aguardar 10' para ler 
Modificação 3: Seguir o 
tradicional, porém após 
misturar a suspensão 
com sol. sac. centrifugar e 
coletar com alça de 
platina 
 
Método 
 
Fundamento 
 
Parasitas 
identificados 
 
Tipo de 
amostra 
 
Reagentes 
 
Procedimento e 
Análise 
 
Outras considerações 
Kato Katz5 
Esfregaço espesso 
de fezes, sob uma 
lamínula de celofane 
embebido em 
glicerina* 
*glicerina é o agente 
clarificante 
(diafanizador) da 
matéria fecal 
Ovos de helmintos 
(S. mansoni, A. 
lumbricoides, T. 
trichiura e 
Ancilostomideos) 
 
Cistos + 
protozoários -> não 
são visualizados 
Amostras 
frescas ou 
preservadas sob 
refrigeração 
 
*Não usar 
conservante 
químico pois 
altera 
propriedade 
diafanizadora da 
glicerina pela 
promoção de 
liquefação e 
diluição 
Solução 
diafanizadora: 
glicerina 
(clarificação do 
material fecal), 
verde de 
malquita 
(proteção aos 
olhos) 
 
Cartão central 
com orifício de 6 
mm diâmetro 
Colocar amostra fecal 
sobre papel absorvente, 
comprimir tela metálica 
sobre as fezes, recolher o 
que passou pela malha e 
colocar no orifício do 
cartão que está sobre a 
lâmina, remover o cartão, 
colocar o papel celofane 
(embebido 24 h antes 
com glicerina) sobre as 
fezes, virar a lâmina e 
apertar. Aguardar 
clarificação (30’ a 34-
40°C ou à temperatura 
ambiente por uma a duas 
horas). Ler. 
Adicionar azida sódica para 
impedir alterações na 
morfologia dos ovos 
 
Vantagens: método barato, 
eficiente, simples, pouco 
tempo, quanti-qualitativo, 
permite guardar a lâmina. 
 
Quantificação: no de ovos x 
24 = resultado em ovos/g de 
fezes 
ex. 2 ovos na lâmina toda 
2 x 24 = 48 ovos/g fezes. 
Stoll e 
Hausheer5 
Método especial de 
identificação e 
quantificação de 
ovos em fezes 
Diagnóstico de 
infecções humanas 
pelo A. 
lumbricoides, T. 
trichiura, 
ancilostomídeos 
e S. mansoni 
 
Material fecal 
não preservado. 
 
Não usar fezes 
preservadas 
Solução de 
NaOH 0,1 M, 
 
*Frasco de 
Stoll-tipo 
Erlenmeyer com 
duas marcas no 
gargalo, 
correspondendo 
aos níveis de 56 
e 60ml. 
 
Add até a marca de 56 
mL o NaOH, add até a 
marca de 60 mL as fezes, 
add pérolas de vidro ao 
tubo, fechar com rolha e 
agitar. Repouso por 12-
16h, após, pipetar 75 ou 
150 µL para lâmina, cobrir 
com lamínula e observar 
toda a lâmina contando 
os ovos (multiplicar por 
100 para 75 µL e por 200 
para 150 µL). 
-Resultados são expressos 
em ovos/g ou ovos/mL 
-Contagem mais acurada 
para fezes sólidas e pastosas 
e não líquidas. 
-Multiplicar por diferentes 
fatores para cada tipo de 
fezes 
-Contar sempre 3 vezes 
-A. lumbricoides, T. trichiura, 
ancilostomídeos e S. 
mansoni são os únicos que é 
possível correlacionar 
produção de ovos com o 
número de vermes adultos