Coleta de Material Biológico

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Profa. Ms.Juliana Garcia 
BIOMEDICNA – UNIP – 2 E 3 SEMESTRE/2014 
21/03/14 
Email:julianagarcia19@yahoo.com.br 
5-Coleta de Material Biológico 
 
Tópicos aula anterior 
 Uso Adequado de Torniquete e finalidade do uso do 
torniquete 
 Procedimentos para Antissepsia e Higienização em Coleta 
 de Sangue Venoso 
 Higienização das mãos 
 Colocando as luvas 
 Antissepsia do local da punção 
 
COLETA SANGÜÍNEA 
 SEMIOLOGIA DA COLETA VENOSA: 
1. Preparo do material para a coleta, 
2. Anamnese, 
3. Garroteamento, 
4. Pesquisa do sítio de punção, 
5. Assepsia da área de punção, 
6. Punção, 
7. Obtenção da amostra sangüínea, 
8. Desgarroteamento, 
9. Pressão com algodão no sítio puncionado, 
10. Remoção da agulha, 
11. Observação da coagulação. 
 
 
22/03/2014 
Hemólise 
 
Hemólise 
 Hemólise tem sido definida como a “liberação dos constituintes 
intracelulares para o plasma ou soro”, quando ocorre a ruptura das 
células do sangue,o que pode interferir nos resultados de alguns 
analitos. Ela é geralmente reconhecida pela aparência avermelhada 
do soro ou plasma, após a centrifugação ou sedimentação, causada 
pela hemoglobina liberada durante a ruptura dos eritrócitos. Desse 
modo, a interferência pode ocorrer mesmo em baixas 
concentrações de hemoglobina, invisíveis a olho nu. 
Amostras com diferentes graus de 
hemólise. 
Prevenção de hemólise – pré-coleta 
 Evitar usar agulhas de menor calibre. Usar esse tipo de material somente quando a veia do paciente 
for fina ou em casos especiais. 
 Evitar colher o sangue de área com hematoma. 
 Tubos com volume de sangue insuficiente ou em excesso alteram a proporção correta de 
sangue/aditivo, levando à hemólise e a resultados incorretos. 
 Ainda em coletas com seringa, descartar a agulha e passar o sangue deslizando-o cuidadosamente 
pela parede do tubo, cuidando para que não haja contaminação da extremidade da seringa com o 
anticoagulante ou com o ativador de coágulo contido no tubo. 
 Não executar o procedimento de espetar a agulha na tampa de borracha do tubo para a 
transferência do sangue da seringa para o tubo, pois poderá criar uma pressão positiva, o que 
provoca, além da hemólise, o deslocamento da rolha do tubo, levando à quebra da probe de 
equipamentos. 
 Fatores que propiciam a hemólise durante a 
coleta 
 Tapinhas 
 Agitação 
 Calor ou frio 
 Garroteamento prolongado 
 Agulhas finas 
 Inserir agulha da seringa na tampa dos tubos 
A não inversão correta dos 
tubos pode provocar : 
 –Microcoágulos em tubos 
com anticoagulante; 
 –Fibrinas em tubos com 
ativador de coágulo; 
 –Ativação plaquetaria em 
tubos de citrato de sódio. 
 CENTRIFUGAÇÃO: 
 - Após repouso de 20-30 minutos para coagulação; 
 - Suave; 
 - Tempo determinado para o analito (3500rpm/10min); 
 - Retirar o coágulo rapidamente. 
 
Prevenção de hemólise – pós-coleta 
 Homogeneizar a amostra suavemente por inversão de 5 a 10 vezes, 
de acordo com as instruções do fabricante; não chacoalhar o tubo. 
 Usar, de preferência, um tubo primário; evitar a transferência de 
um tubo para outro. 
 Não deixar o sangue armazenado por muito tempo refrigerado 
antes de fazer os exames. 
 Quando utilizar um tubo primário (com gel separador), a 
centrifugação e a separação do soro devem ser realizadas dentro 
de, no mínimo, 30 minutos e, no máximo, 2 horas após a coleta. 
 Não usar o freio da centrífuga com o intuito de interromper a 
centrifugação dos tubos. Essa brusca interrupção pode provocar 
hemólise. 
Retração do Coágulo 
 Amostras de pacientes com distúrbio na produção de 
proteínas podem causar má-formação de barreira de gel e as 
desordens podem causar mudanças na densidade do soro, 
gerando a permanência do soro abaixo do gel, após a 
centrifugação e, algumas vezes, a ausência de movimento do 
gel. 
 O intervalo necessário para a retração do coágulo deve ser 
respeitado antes da centrifugação, visando a evitar a formação 
de fibrina 
 
Fibrina 
Coagulação ineficiente provocada por: 
 Homogeneização incorreta nos tubos com ativador de 
coágulo; 
 Tempo retração do coagulo inferior a 30 minutos; 
 Centrifugação ineficiente; 
 Baixa temperatura na área em coleta, distribuição e 
transporte. 
 
 A fibrina foi responsável por 12,5% das recoletas no 
laboratório de apoio. 
 GBO. PMC: Diagnostico de situação. 2011 
 
Tempo e rotação para centrifugação da 
amostra 
 Para evitar hemólise e fibrina: 
 A relação velocidade/tempo pode variar de um fornecedor 
para outro; por exemplo, alguns tubos com gel separador 
podem ser centrifugados em tempos reduzidos, 
aproximadamente 4 a 5 minutos, aumentando a 
produtividade e otimizando a rotina laboratorial. O 
laboratório deve consultar seu fornecedor sobre as 
recomendações de centrifugação. 
 Atenção: Tubos com gel separador não podem ser 
centrifugados em baixas temperaturas, uma vez que as 
propriedades de fluxo do gel relacionam-se com a temperatura. 
 
 A formação da barreira de gel pode ser comprometida caso o tubo seja 
resfriado antes ou durante a centrifugação. Para otimizar o fluxo e 
evitar aquecimento, ajustar as centrífugas refrigeradas a 25°C. 
 Alguns parâmetros necessitam ser transportados e 
centrifugados sob refrigeração para a manutenção da 
estabilidade, tais como: amônia, catecolaminas, 
paratormônio, ácido láctico, piruvato, ácidos graxos livres, 
atividade da renina, acetonas e ACTH. Outros necessitam de 
proteção contra a ação da luz (bilirrubina, beta-caroteno, 
vitamina B12, ácido fólico). 
Lipemia 
 
 
 É importante avaliar o aspecto final da amostra após a 
centrifugação, particularmente em relação à presença de 
fibrina, lipemia e hemólise. 
 A lipemia é causada pela presença de grande quantidade de 
lipídeos no sangue. Pode ser identificada a olho nu pela 
observação do aspecto turvo (leitoso) do soro ou plasma. 
Sequência de coleta para tubos plásticos de 
coleta de sangue recomendadas pela SBPC/CLSI 
 1. Frascos para hemocultura.(branca) 
 2. Tubos com citrato (tampa azul-claro). 
 3. Tubos para soro com ativador de coágulo, com ou sem gel 
separador (tampa vermelha ou amarela). 
 4. Tubos com heparina com ou sem gel separador de plasma 
(tampa verde). 
 5. Tubos com EDTA (tampa roxa). 
 6. Tubos com fluoreto (tampa cinza). 
1.Hemocultura ou Tubo sem aditivo* 
 
2.Tubo para Coagulação 
 
 
3.Tubo para Sorologia 
 
 
4.Tubo de Heparina 
 
 
5.Tubo EDTA-K3/K2 (hematologia) 
 
 
6.Tubo com fluoreto de sódio 
Anticoagulante 
 Tubo de Tampa Roxa: Anticoagulante EDTA 
 Exames: Hemograma, Tipagem Sanguínea, Teste de Coombs 
Direto, Hemoglobina Glicada, VHS, Reticulócito. 
 
Anticoagulante 
 Tubo de Tampa Vermelha: Sem Anticoagulante 
 Exames: Dosagens Bioquímicas, Imunologia, Hormônios, 
Teste de Coombs Indireto. 
 Obs.: Quando houver solicitação de lactato colher em tubo 
cinza; 
 Quando tiver solicitação de vit. B12, cobrir o tubo; 
 
Anticoagulante 
 Tubo de Tampa Azul: Anticoagulante Citrato de Sódio 
 Exames: Exames de Coagulação (TAP, TTPA, Fibrinogênio, 
Proteína C, S, Anticoagulante Lúpico). 
 
Sistema de Coleta com Vácuo 
 
OBTENÇÃO DE SORO E PLASMA: 
 SORO - tubo sem gel separador: tampa vermelha 
 Aguardar a completa coagulação à temperatura ambiente 
seguida de centrifugação a 3.000 rpm, por um período de 10 
minutos. 
 Os tubos com as amostras devem ser centrifugadoscom 
tampa para evitar evaporação, formação de aerossóis bem 
como evitar o risco de contaminação tanto da amostra como 
do técnico. 
OBTENÇÃO DE SORO E PLASMA: 
 SORO - tubo com gel separador: tampa amarela. Contém 
ativador de coágulo. Deve-se imediatamente após a coleta 
homogeneizar, o tubo por inversão de 5 a 8 vezes, manter em 
repouso, verticalmente, por 30 minutos para retrair o 
coágulo e seguir a centrifugação a 3.000 rpm por 10 
minutos. 
 PLASMA: amostras colhidas com anticoagulantes específicos 
para evitar a coagulação. 
 Qual é a temperatura ideal? 
 Ambiente: 18 a 22º C 
 Refrigerada: 2 a 8º C 
 evitar contato com o gelo 
 Congelada: abaixo de 20º C negativos-
Hemólise 
 
 
Armazenamento e transporte da amostra 
Hemocultura 
 Para a realização de hemocultura, faz-se a coleta e a 
transferência de sangue para as garrafas de hemocultura, que 
contêm meios de cultura próprios para o crescimento de 
micro-organismos. 
 A qualidade da coleta de sangue é fator limitante, tanto para a 
positividade quanto para a agilidade dos resultados. 
 
Momento adequado para coleta de 
hemocultura 
 Até hoje, poucos estudos foram realizados tentando estabelecer o 
momento ideal para coleta de hemocultura. Dados experimentais 
mostram que, geralmente, as bactérias caem na corrente sanguínea 
em torno de 1 hora antes do desenvolvimento de calafrios e febre. 
 Uma prática comum obter hemoculturas em intervalos de 30 a 60 
minutos, existem estudos mostrando que não há diferenças 
significativas quando as amostras são coletadas simultaneamente ou 
em intervalos de tempo. 
 Por outro lado, há um estudo mostrando que não há diferença 
significativa na positividade das hemoculturas coletadas em pico 
febril (Strand, 1988; Li et al., 1994; Thompson et al., 1991). 
Número de hemoculturas a ser 
coletado 
 Em adultos, recomenda-se a coleta de 20 a 30 mL por 
amostra. 
 O mesmo manual enfatiza que nunca deve ser coletada 
apenas uma hemocultura de pacientes adultos. 
 Para crianças, como há poucos trabalhos publicados com 
relação ao volume de amostra e também como há 
dificuldades na coleta dessas amostras, recomenda- se coletar 
não mais do que 1% do volume total de sangue (calculado 
pelo peso da criança) (CLSI, 2007). 
 Atualmente, a recomendação atual do CLSI é coletar o par de 
garrafas aeróbio/anaeróbio. 
Passo-a-passo para coleta fechada de 
hemocultura 
 A coleta fechada de hemocultura, utilizando-se escalpe e 
adaptador para coleta de sangue a vácuo, torna esse 
procedimento mais seguro, diminuindo os riscos de acidente 
com perfurocortantes. 
 Antes da coleta da hemocultura 
 Inspecionar todas as garrafas e descartar aquelas que 
apresentarem evidência de contaminação, danos ou 
deterioração. 
 Preparar o sítio de punção: Realizar a antisepsia 
adequada; Esperar secar naturalmente; Não tocar a área; Não 
apalpar; Não esfregar; Não assoprar. 
 
Preparar as garrafas 
 Preparar o kit de coleta de sangue. 
 Abrir a embalagem e remover o escalpe. 
 Realizar a punção segurando as abas do 
escalpe. 
 Selecionar a garrafa aeróbia em primeiro 
lugar. 
 Manter a garrafa na posição vertical. 
 Ajustar e pressionar o adaptador sobre a 
tampa de borracha da garrafa para 
perfurá-la . 
 Coletar o volume necessário de sangue. 
 Monitorar o volume e o fluxo de sangue. 
 Remover o adaptador da garrafa. 
 Imediatamente ajustar e pressionar 
o adaptador na segunda garrafa. 
 Coletar o volume de sangue 
desejado na segunda garrafa. 
 Remover o adaptador da garrafa. 
 Assim que o último frasco ou tubo 
for preenchido, retirar a agulha do 
braço do paciente. 
 Cobrir o sítio da punção com gaze 
e pressionar levemente. 
Sistema de coleta à vácuo - Agulhas 
 Agulhas para coleta múltipla 
 25 x 7 mm (22 G1), em geral, preta: Usualmente indicada 
para pacientes geriátricos, pediátricos e com acesso venoso 
difícil. 
 
 25 x 8 mm (21 G1), em geral, verde: Usualmente 
indicada para pacientes com bom acesso venoso, é a agulha 
de coleta múltipla de sangue a vácuo mais utilizada.