Manual de Aulas Práticas em Hematologia - Coleta a analise

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ – UFC 
FACULDADE DE FARMÁCIA, ODONTOLOGIA E ENFERMAGEM – FFOE 
DEPARTAMENTO DE ANÁLISES CLÍNICAS E TOXICOLÓGICAS – DACT 
DISCIPLINA DE HEMATOLOGIA BÁSICA 
 
MANUAL DE AULAS 
PRÁTICAS DE 
HEMATOLOGIA BÁSICA
 
Nome: ________________________________________________________________ 
Fortaleza/CE - 2017 
Profª Romélia Pinheiro Gonçalves Lemes e Profª Alcínia Braga de Lima Arruda 
 
Sumário 
 
Microscópio e seus componentes ................................................................................ 1 
Coleta de Sangue ......................................................................................................... 2 
Anticoagulantes ............................................................................................................ 2 
Preparação de Distensão Sanguínea ........................................................................... 4 
Câmara de Neubauer .................................................................................................. 6 
Composição do Sangue ............................................................................................... 8 
Hematopoese ............................................................................................................. 8 
Hemácias ................................................................................................................... 8 
Hemoglobina ............................................................................................................. 8 
Leucócitos ................................................................................................................. 9 
Contagem de Hemácias na Câmara de Neubauer .................................................. 12 
Dosagem de Hemoglobina ......................................................................................... 14 
Determinação do Hematócrito pelo Método do Microhematócrito ....................... 15 
Índices Hematimétricos ........................................................................................... 16 
Contagem Global de Leucócitos na Câmara de Neubauer ..................................... 17 
Contagem de Plaquetas na Câmara de Neubauer ................................................... 18 
Contagem de Reticulócitos........................................................................................ 19 
Velocidade de Hemossedimentação das Hemácias (VHS) ....................................... 20 
Referências ................................................................................................................ 21 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 
 
MICROSCÓPIO E SEUS 
COMPONENTES 
 
 
 
 
 
Figura 1. Microscópio óptico e suas peças 
2 
 
COLETA DE SANGUE 
Para uma exata contagem das células sanguíneas e avaliação da morfologia, é de 
fundamental importância que a amostra seja coletada adequadamente. O correto é evitar 
situações como hemoconcentração, hemodiluições, formação de microcoágulos, excesso 
ou deficiência de anticoagulante, uso de tubo de coleta inapropriado, seja não 
respeitando a relação sangue anticoagulante ou em uma coleta de sangue inferior a 70% 
do recomendado. Em casos pediátricos utilizar tubos de coletas pediátricos, entre outros 
cuidados. Para os exames laboratoriais na área de hematologia existem vários 
anticoagulantes que são adequados a cada tipo de exame. A qualidade de qualquer 
exame depende de uma coleta bem feita dentro dos padrões hematológicos e de 
biossegurança. 
O paciente deve estar sentado confortavelmente, se for criança ou paciente não 
cooperativo, o braço deve ser imobilizado de maneira firme, mas delicada, por um 
assistente. Devem-se usar materiais descartáveis. Quando se escolhe uma veia, deve-se 
palpá-la para ver se é latente, nesse caso é macia e compressível. Em pacientes de peles 
escuras, obesos e com de veias difíceis acesso, deve-se procurá-las por palpação, com o 
uso de torniquete para distendê-las, aquece-se e bate-se delicadamente no braço para 
produzir vasodilatação e pede-se que o paciente abra e feche a mão algumas vezes. O 
garroteamento não pode ser prolongado para evitar hemoconcentração, alteração nos 
testes de coagulação e na contagem de plaquetas. Recomenda-se manter o torniquete 
por no máximo 1 minuto. O sangue pode ser coletado usando-se seringa, tubo a vácuo 
com agulhas descartáveis ou scalp adaptado à seringa ou a sistema de coleta a vácuo. 
Geralmente para testes laboratoriais coleta-se sangue venoso, outras opções são sangue 
capilar, arterial e sangue do cordão umbilical. 
Procedimento de coleta 
1. Fazer a conferência dos dados do pacientes e os exames que deverão ser 
coletados 
2. Preparar todo o material, lavar as mãos e calçar as luvas, mostrar ao paciente que 
o material é todo descartável 
3. Fazer assepsia no local escolhido para a coleta utilizando álcool a 70% e deixar 
secar para não arder com punção 
4. Proceder à coleta, identificar os tubos e as lâminas na presença do paciente e 
pedir que o mesmo faça a conferência, a fim de evitar troca de material 
5. Confeccionar a distensão sanguínea utilizando sangue da ponta da agulha, sem 
anticoagulante, e encaminhar todo o material coletado para análise. 
Anticoagulantes 
Os anticoagulantes são substâncias usadas para prevenir a coagulação e retardar 
a deterioração de sangue. As escolhas do anticoagulante assim como suas quantidades 
são de extrema importância. 
Alguns anticoagulantes são mais recomendados na prática da hematologia pelas 
suas propriedades conservadoras da morfologia celular e dos componentes do plasma, 
especialmente os fatores de coagulação. 
3 
 
O EDTA (ácido etilenodiamino tetra-acético) apresenta propriedades de 
conservação das células sanguíneas e de antiagregação plaquetária e não deve ser 
utilizado nas provas da coagulação, pois mesmo impedindo a coagulação não promove 
uma quelação do cálcio de forma tão eficiente como o citrato de sódio. 
A Heparina inibe a formação de trombina, impedindo a conversão de 
fibrinogênio em fibrina. Não altera a morfologia e o tamanho celular, logo é 
recomendado para as provas de hemólise. 
O citrato de sódio além de ser utilizado nos testes da coagulação é também 
utilizado como anticoagulante nas transfusões de sangue. 
Para as transfusões sanguíneas o citrato é combinado com outras substâncias 
formando a ACDF (ácido cítrico, citrato de sódio, dextrose e fosfato monossódico) com 
a finalidade de aumentar o tempo de validade dos hemocomponentes. 
 
Quadro 1. Padrão internacional das cores das tampas nos tubos a vácuo de acordo 
com o tipo de anticoagulante e sem anticoagulante. 
Cor da 
Tampa 
Anticoagulante Exemplos de Uso 
Vermelha Nenhum Exames bioquímicos e sorológicos 
Lilás (roxa) EDTA Hematologia, prova de hemólise, testes de 
solubilidade, falcização, eletroforese de 
hemoglobina, imunohematologia, 
imunofenotipagem, citogenética, etc. 
Azul Claro Citrato de sódio Provas de coagulação 
Cinza Fluoreto de sódio Glicose (impede a glicólise) 
Verde Heparina Alguns exames especiais (Ex.: Célula LE) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4 
 
PREPARAÇÃO DA DISTENSÃO 
SANGUÍNEA 
1. Deve ser realizada de preferência em sangue sem anticoagulante no momento da 
coleta (ponta da agulha). 
2. Em sangue com anticoagulante o esfregaço deve ser realizado até duas horas 
após a coleta. 
3. Essa técnica pode levar a uma distribuição irregular das células. 
4. A gota de sangue é colocada aproximadamente 1 a 2 cm de cada extremidade, 
uma lâmina extensora é colocada num ângulo de 45° e é movida para trás paraentrar em contato com o sangue que vai percorrer toda a borda da extensora, 
então a mesma é movida para frente num movimento rápido e contínuo, 
espalhando assim o sangue na lâmina, deixar secar e corar em seguida. 
 
 
 
 
Figura 2. Cabeça, corpo e cauda do esfregaço sanguíneo 
 
 
Figura 3. Etapas da distensão sanguínea 
5 
 
 
Coloração da distensão sanguínea 
 
Os esfregaços de sangue periférico e medula óssea geralmente são corados com 
os corantes May-grünwald e Giemsa. Uma lâmina bem corada é fundamental para a 
interpretação precisa da morfologia celular, os melhores resultados da coloração são 
obtidos em lâminas recentes, preparadas em 2 a 3 horas da coleta de sangue. 
 
Procedimento 
 
1. Cobrir a lâmina com corante May-Grünwald e deixar por 2 minutos. 
2. Colocar água tamponada sobre o esfregaço, misturar e esperar 2 minutos. 
3. Desprezar o corante e acrescentar o Giemsa diluído (1 gota do corante 
para 1 mL de água destilada) e esperar 15 minutos. 
4. Lavar com água corrente e secar. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6 
 
CÂMARA DE NEUBAUER 
A Câmara de Neubauer consiste em uma lâmina espessa de vidro, de forma 
retangular, atravessada transversalmente por dois sulcos que delimitam 3 plataformas. A 
plataforma central, onde se encontra área reticulada, é 0,1 mm mais baixa que as duas 
laterais onde se apoia a lamínula, deixando um espaço de 0,1 mm de profundidade. Nas 
câmaras de área reticulada dupla a plataforma central é dividida por um sulco, havendo 
de cada lado área reticulada. A área do retículo de Neubauer mede 3 mm X 3 mm (9 
mm³), e está dividida em 9 quadrados grandes, estes por sua vez são divididos, os 8 
externos em 16 quadrados médios e o central em 400 quadradinhos. 
 
Figura 4. Câmara de Neubauer com lamínula posicionada 
 
 
Figura 5. Vista lateral da Câmara de Neubauer com lamínula posicionada 
 
 
7 
 
Procedimento 
1. Limpar a câmara com água corrente e secar com fralda de tecido 
2. Montar a câmara molhando o suporte da lamínula com quantidade 
mínima de água para fixar a lamínula 
3. Preencher a câmara e levar ao microscópio e proceder à contagem das 
células sanguíneas 
4. Ao final, lavar com água corrente, secar com fralda de tecido e guardar a 
câmara e a lamínula no estojo 
5. Não usar nenhum produto químico de limpeza na câmara (ex.: sabão, 
hipoclorito, álcool), não é necessário, pois os mesmos danificam o 
retículo. 
 
 
Figura 6. Quadrantes observados na Câmara de Neubauer na objetiva de 10x 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
8 
 
 
COMPOSIÇÃO DO SANGUE 
O sangue é constituído de duas frações combinadas, sendo 55% para o plasma e 
45% para as células. A porção acelular ou plasma é constituído de 91,5% de água que 
serve de solvente das substâncias orgânicas e minerais e ainda de veículo para as 
células, moléculas e íons. Os restantes 8% são formados por proteínas, sais e outros 
constituintes orgânicos em dissolução. 
 
A porção celular apresenta três tipos de células em suspensão no plasma: 
 Glóbulos vermelhos, hemácias ou eritrócitos 
 Glóbulos brancos ou leucócitos 
 Plaquetas ou trombócitos 
Hematopoese 
 
A palavra hematopoese significa formação das células do sangue. Abrange o 
estudo de todos os fenômenos relacionados com a origem, com a multiplicação e a 
maturação das células primordiais ou precursora das células sanguíneas, a nível de 
medula óssea. 
 
Hemácias 
 
São células bicôncavas, com 7,5 mm de diâmetro e sem núcleo. São os mais 
numerosos tipos celulares no sangue. Embora seu número seja variável, um milímetro 
cúbico de sangue contém cerca de 4,5 a 6,1 milhões de hemácias nos homens e cerca de 
4,1 a 5,3 milhões nas mulheres. Essas células circulam pelo sangue por 
aproximadamente 120 dias até que sejam destruídas no baço, processo chamado 
hemocatarese. 
 
Hemoglobina 
 
É uma substância pigmentada, formada por duas partes: uma porção que contém 
ferro denominada heme e uma porção protéica, denominada globina. 
A globina consiste de quatro cadeias polipeptídicas, cada uma das quais ligadas 
a um grupo heme. Cada grupo heme contém um átomo de ferro que se combina 
reversivelmente com uma molécula de oxigênio. Dessa forma, cada molécula de 
hemoglobina pode potencialmente associar-se com quatro moléculas de oxigênio. 
A principal função da hemoglobina é o transporte de oxigênio e gás carbônico, 
permitindo as trocas gasosas necessárias ao metabolismo orgânico. 
 
9 
 
 
Figura 7. Molécula de Hemoglobina 
Leucócitos 
 
São células que estão envolvidas diretamente no sistema de defesa do organismo 
contra doenças e infecções. Por meio de fagocitose, eles defendem os tecidos contra 
invasão de organismos ou substâncias estranhas, removendo também os restos 
resultantes da morte ou de ferimentos celulares. Alguns leucócitos são capazes de passar 
através da parede intacta dos vasos, processo denominado de diapedese; agindo assim 
principalmente no tecido conjuntivo frouxo. 
São transportados pelo sangue para todo o corpo, a partir da medula óssea, onde 
são formados. Os leucócitos estão presentes no sangue em muito menor número que os 
eritrócitos, com cerca de 4.000 a 10.000 leucócitos por milímetro cúbico de sangue. 
 
Neutrófilos: são conhecidos também como polimorfonucleares e correspondem 
cerca de 50 a 70% das células circulantes; possuem grânulos citoplasmáticos pequenos 
corados fracamente em púrpura-avermelhado. 
Existe uma célula precursora do neutrófilo segmentado chamada Bastão. São 
assim chamados porque seu núcleo não amadureceu completamente, embora seu 
citoplasma tenha características de célula madura. 
 
 
 
Figura 8. Neutrófilo Bastão Figura 9. Neutrófilo Segmentado 
 
 
Eosinófilos: são células que possuem grânulos corados em laranja, preto ou 
marrom e fagocitam complexos antígeno-anticorpo. Seus núcleos geralmente têm dois 
lobos conectados por um filamento. O número de eosinófilos circulantes aumenta de 
forma muito acentuada no sangue circulante durante as reações alérgicas e durante as 
infestações parasitárias. 
10 
 
 
Figura 10. Eosinófilos 
 
Basófilos: a característica dessas células é que possuem grânulos grandes 
corados em azul púrpura; liberam histamina, que contribui para as respostas alérgicas 
dilatando e permeabilizando os vasos sanguíneos, e heparina, que previne a coagulação 
do sangue. 
 
 
Figura 11. Basófilos 
 
Monócitos: são células grandes e que possuem um único núcleo; são formados 
por monoblastos e são capazes de entrarem no tecido conjuntivo frouxo, onde se 
desenvolvem em grandes células fagocíticas denominadas macrófagos, que podem 
ingerir bactérias e outras substâncias estranhas ao organismo. 
 
 
Figura 12. Monócitos com diversos formatos 
 
 
11 
 
Linfócitos: são o segundo tipo mais abundante de leucócitos, compreendendo 
cerca de 30% dos glóbulos brancos em circulação, a maioria se localiza nos órgãos 
linfóides secundários e são formados a partir dos linfoblastos na medula óssea. São 
leucócitos pequenos, sendo apenas um pouco maiores que os eritrócitos, e cada um 
deles tem um núcleo que é circular. São importantes nas respostas imunes específicas 
do corpo, incluindo a produção de anticorpos. 
 
 
Figura 13. Linfócito 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
12CONTAGEM DE HEMÁCIAS NA 
CÂMARA DE NEUBAUER 
Os métodos para contagem global das células sanguíneas consistem geralmente 
em diluir o sangue, em proporção conhecida, com uma solução diluidora chamada 
Gower que consiste em sulfato de sódio anidro, ácido acético glacial e água destilada, 
essa solução permite a conservação das células em estudo. 
 
Procedimento 
 
1. Pipetar 2 ml da solução de Gower em um tubo de hemólise. 
2. Com a pipeta, transferir 10µl de sangue. Limpar a parede externa da ponteira 
com auxílio de uma gaze. 
3. Transferir os 10µl de sangue para o tubo com a solução diluidora, lavando com 
ele o interior da ponteira por aspiração e expulsão do líquido, de forma lenta 
para não haver hemólise. 
4. Agitar suavemente por inversão para uma correta homogeneização. 
5. Com uma pipeta preencher os retículos da câmara de Neubauer, evitando 
excesso de líquido e bolhas de ar sob a lamínula aderida firmemente à câmara. 
6. Deixar repousar por 5 minutos para sedimentação dos glóbulos. 
7. Focalizar a preparação com pequeno aumento no microscópio para localizar o 
retículo e observar a distribuição uniforme das hemácias. Observar na objetiva 
de 40x. 
8. Fazer a contagem de todas as hemácias encontradas em 5 quadrantes. 
Sistematizar a contagem. Contar os elementos em negro. 
9. Cálculos: Quantidade de hemácias contadas x 10.000. 
 
 
 
Figura 14. Câmara de Neubauer observada na objetiva de 10x 
 
Fazer a contagem de todas as hemácias encontradas nos quadros marcados “H” na 
figura 14. 
13 
 
Valores de Referência 
Homem – 4.600.000 a 6.000.000/mm³ 
Mulher – 4.100.00 a 5.400.000/mm³ 
 
Causas de erro: 
1. Diluição imperfeita 
2. Formação de pequenos grumos por lentidão na técnica 
3. Distribuição desigual dos glóbulos na câmara 
4. Câmara molhada 
5. Contaminação por leveduras, as quais podem ser confundidas com eritrócitos 
 
Técnica de Contagem 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 15. Técnica de contagem das hemácias 
 
Para realizar a contagem de células na câmara, determinar um L imaginário e 
padronizá-lo sempre, para todos os quadrantes que for contar, padronizar também onde 
contar as células que estão divididas, por exemplo, sempre à esquerda e acima. 
Observação: a contagem de cada quadrado não deve ultrapassar 20% da média 
entre a soma dos quadrados. Se isso ocorrer deve-se homogeneizar a solução e 
colocar novamente na câmara de Neubauer e recontá-la. 
 
A B 
C D 
E 
14 
 
 
DOSAGEM DE HEMOGLOBINA 
O Fe2+ do grupo Heme da Hemoglobina, oxihemoglobina e carboxihemoglobina 
é oxidado ao estado férrico pelo ferricianeto formando hemiglobina (Hi), que se 
combina com o cianeto ionizado para produzir cianeto de hemiglobina (HiCN), o qual é 
medido em uma absorbância de 540nm. 
Para a realização da dosagem é necessário que o sangue seja coletado no tubo de 
EDTA. 
1. Pipetar 2,5 mL da solução de hidróxido de amônia em um tubo. 
2. Pipetar 10 µL de sangue e transferir para o tubo. Limpar a parede externa da 
ponteira com auxílio de uma gaze. 
3. Agitar o tubo rigorosamente para ocorrer à hemólise das hemácias. 
4. Esperar 5 min e ler a amostra no espectrofotômetro, devidamente calibrado, 
na absorbância de 540 nm. 
5. Anotar o resultado. 
Valores de Referência 
Homem – 13 a 18 g/dL 
Mulher – 12 a 16 g/dL 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
15 
 
DETERMINAÇÃO DO 
HEMATÓCRITO PELO MÉTODO DO 
MICROHEMATÓCRITO 
Hematócrito é o volume de hemácias expresso como percentagem do volume de 
uma amostra de sangue total, ou seja, mililitros de hemácias por decilitro de sangue. 
 
1. Encher com o sangue o capilar, até dois terços do seu volume. 
2. Selar o tubo, introduzido a extremidade vazia na massa própria, com 
movimentos de rotação, até aproximadamente 5mm de profundidade. 
3. Colocar o capilar na microcentrífuga em posição diametralmente opostas com a 
parte selada voltada para fora. Observar a numeração evitando a troca de 
resultados. 
4. Após tampar convenientemente a microcentrífuga, coloca-a em movimento por 
5 minutos. Tempo superior a este não altera a sedimentação dos glóbulos. 
5. Desligar o aparelho. Retirar os tubos e fazer a leitura usando a escala própria. 
 
LEITURA DOS RESULTADOS: 
1. Colocar o tubo sobre a escala, fazendo coincidir a extremidade inferior das 
células centrifugadas com a linha zero. 
2. Deslocar o tubo paralelamente às linhas verticais fazendo coincidir o menisco 
superior do plasma com a linha 100. 
3. Ler a percentagem do volume hematócrito na escala graduada ao nível da 
superfície das hemácias no tubo. 
 
Valores de Referência 
Homem – 40 a 50% 
Mulher – 34 a 45% 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
16 
 
ÍNDICES HEMATIMÉTRICOS 
Índices hematológicos ou hematimétricos são determinados a partir da contagem 
global dos eritrócitos, taxa de hemoglobina e determinação do hematócrito. 
 
V.C.M – Volume corpuscular médio 
 
É o volume médio das hemácias expresso em fentolitros. Representa, portanto, o 
quociente de um determinado volume de hemácias pelo número de células contidas no 
mesmo volume. 
 
V.C.M. = 
𝐻𝑡
𝐻𝑒
 𝑥 10 fL 
 
 
Valores de referência: 82 – 92 fL 
 
 
 
H.C.M. – Hemoglobina corpuscular média 
 
É o conteúdo médio de hemoglobina nas hemácias expresso em picogramas. 
Representa, portanto, o quociente de conteúdo de hemoglobina em um determinado 
volume de hemácias pelo nº de células contidas no mesmo volume. 
 
H.C.M. = 
𝐻𝑏
𝐻𝑒
 𝑥 10 pg 
 
 
Valores de referência: 27 – 32 pg 
 
 
C.H.C.M. – Concentração de hemoglobina corpuscular média 
 
É a percentagem de hemoglobina em 100ml de hemácias. 
 
C.H.C.M. = 𝐻𝑏
𝐻𝑡
 𝑥 100 g/dL 
 
 
Valores de referência: 32 – 36% 
 
 
 
17 
 
CONTAGEM GLOBAL DE 
LEUCÓCITOS NA CÂMARA DE 
NEUBAUER 
Consiste na determinação do número de leucócitos por mm³ de sangue total 
anticoagulado. 
A solução diluidora é chamada de Turk que composta por ácido acético glacial, 
azul de metileno a 1% e água destilada. 
1. Pipetar 0,4 do Turk em um tubo de hemólise. 
2. Pipetar 20 µL de sangue total limpando a parede externa da ponteira com 
auxílio de uma gaze e colocar no tubo de hemólise com a solução de Turk 
lavando com ele o interior da ponteira por aspiração e expulsão do líquido, 
de forma lenta para não haver hemólise. 
3. Agitar suavemente por inversão para uma correta homogeneização 
4. Colocar na Câmara de Neubauer e deixar em repouso por 1 min para 
sedimentação dos glóbulos 
5. Realizar a contagem dos leucócitos nos quadrantes que contém a letra L 
6. Cálculos: Quantidade de leucócitos contados x 50 
 
Figura 16. Câmara de Neubauer observada na objetiva de 10x 
Valores de Referência 
Adultos – 5.000 a 10.000/mm³ 
Crianças – 5.000 a 13.000/mm³ 
 
18 
 
CONTAGEM DE PLAQUETAS NA 
CÂMARA DE NEUBAUER 
Devido ao seu pequeno tamanho, sua tendência a aderir a superfícies estranhas 
ao endotélio vascular e sua rápida desintegração, a contagem de plaquetas torna-se 
problemática por qualquer método. As plaquetas são contadas por métodos diretos e 
indiretos. Nos métodos diretos elas são visualizadas em uma diluição do sangue e 
contadas na câmara de Neubauer através da microscopia ótica comum ou de contraste 
de fase. No primeiro caso, temos o método de Rees-Ecker e no segundo o de Brecher-
Gronkite. Esse último é considerado um método de referência para contagem de 
plaquetas. No método indireto de Fônio, plaquetas são contadas no esfregaço. 
Contagens eletrônicas, exigindo um aparelho de alto custo, porémé através deste 
método de contagem que obtemos os resultados mais próximos da realidade do 
paciente. Nós utilizaremos o método direto de Rees-Ecker. 
A solução utilizada é composta por citrato de sódio, formol 40%, azul de cresil 
brilhante e água destilada. 
 
1. Pipetar 2,0 mL da solução diluidora em um tubo de hemólise. 
2. Pipetar 10 µL de sangue total limpando a parede externa da ponteira com 
auxílio de uma gaze e colocar no tubo de hemólise com a solução diluidora 
lavando com ele o interior da ponteira por aspiração e expulsão do líquido, 
de forma lenta para não haver hemólise. 
3. Agitar suavemente por inversão para uma correta homogeneização 
4. Encher a câmara de Neubauer e deixar repousar por 15 mi em câmara úmida 
5. Realizar contagem de plaquetas nos mesmos quadrados que se contam as 
hemácias 
6. Cálculos: Quantidade de plaquetas contadas x 10.000 
Valor de Referência 
150.000 a 450.000/mm³ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
19 
 
CONTAGEM DE RETICULÓCITOS 
Os reticulócitos são precursores das hemácias. Contém no seu interior material 
reticular, provavelmente uma ribonucleoproteína que não apresenta afinidades pelos 
corantes comuns. Sua demonstração é feita por coloração supravital. Os reticulócitos 
presentes no sangue retirado do organismo sofrem morte somática, sendo, porém 
corados antes que toda atividade vital seja extinta. As anemias que cursam com o 
reticulócito normal refletem a incapacidade da medula em responder ao estímulo por 
carência de um fator específico para a formação de eritrócitos (ferro na anemia 
ferropriva e eritropoetina na insuficiência renal crônica). O corante usado é o azul de 
cresil brilhante. 
 
1. Pipetar 20 µL da solução de azul cresil brilhante em um tubo de hemólise. 
2. Pipetar 20 µL de sangue total limpando a parede externa da ponteira com 
auxílio de uma gaze e colocar no tubo de hemólise com a solução diluidora 
lavando com ele o interior da ponteira por aspiração e expulsão do líquido, 
de forma lenta para não haver hemólise. 
3. Colocar em banho-maria a 37°C durante 15 minutos. 
4. Após transcorrido os 15 minutos, retirar, misturar e fazer esfregaços, deixar 
secar. 
5. Realizar a contagem de reticulócitos: Contar 10 campos, anotando o número 
de reticulócitos encontrados. Expressar o resultado em percentagem e 
número absoluto. 
6. Valor relativo é expresso em % 
Ex.: 1000 He ---------------- 9 ret 
 100 He ---------------- x 
 X = 0,9% de reticulócitos 
 
Valor absoluto é expresso em relação à contagem das hemácias/mm³ 
Ex.: 1000 He ---------------- 9 ret 
 4.100.000 He ---------------- y 
 Y = 36.900/mm³ 
 
Valores de Referência 
Relativo: 0,5% a 1,5% 
Absoluto: 25.000 a 75.000/mm³ 
 
 
 
 
 
 
 
20 
 
VELOCIDADE DE 
HEMOSSEDIMENTAÇÃO DAS 
HEMÁCIAS (VHS) 
A hemossedimentação mede a estabilidade da suspensão de hemácias no plasma 
que, por ser menos denso, favorece a sedimentação dos glóbulos pela ação da gravidade, 
quando colocados numa pipeta graduada de 0 a 200m com 2,5mm d diâmetro interno e 
1 mL de capacidade. 
As hemácias em suspensão no plasma, colocadas na pipeta de Westergren, 
sofrem sedimentação com velocidade variável em função da concentração de 
fibrinogênio e globulinas, tamanho e forma das hemácias e alterações elétricas do 
plasma e dos glóbulos. Inicialmente ocorre a queda individual das hemácias, seguida 
pela agregação dos glóbulos com formação de rouleaux e aumento da velocidade de 
hemossedimentação, que se torna constante para diminuir numa fase final, quando os 
glóbulos se concentram na porção inferior da pipeta. 
O aumento de fibrinogênio e globulinas é também responsável pela aceleração 
da hemossedimentação que fornece medida grosseira dessas substâncias no plasma. 
 
1. Coletar 5ml de sangue do paciente em jejum pela manhã. Não apertar 
demasiadamente o garrote, evitando estase venosa. 
2. Colocar o sangue no frasco com anticoagulante EDTA e agitar por inversão ou 
movimentos circulares até que se dissolva completamente. 
3. Com pipeta de Westergren aspirar sangue até exatamente a marca zero. 
4. Colocar a pipeta no suporte de modo a permanecer na posição vertical 
5. Marcar o tempo. 
6. Fazer a leitura em milímetros após uma hora ao nível da separação do plasma e 
hemácias. Nas reticulocitoses pode haver uma imprecisão do limite de 
sedimentação, dificultando a leitura exata. 
 
 
Figura 17. Suporte de Westergren 
 
Valores de Referência 
Homem 17 a 50 anos – 1 a 7 mm 
Homem acima de 50 anos – 2 a 10 mm 
Mulher 17 a 50 anos – 3 a 9 mm 
Mulher acima de 50 anos – 5 a 15 mm 
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	Hemácias
	Hemoglobina
	Leucócitos