Apostila de bio quimica

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BIOQUÍMICA – ROTEIROS DE AULAS 
PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
Material referente às aulas práticas da 
disciplina de Bioquímica – SDE 0024 
Profa: MSc. Milena Bellei Cherene 
 
 
 
 
CAMPOS DOS GOYTACAZES – 2017 
 
 
 
 
Sumário 
 
AULA 1 
Procedimento De Trabalho No Laboratório 
 
Segurança no Laboratório 
 
Equipamentos básicos de Laboratório 
AULA 2 
Reação da ninhidrina 
AULA 3 
Método do Biureto 
AULA 4 
Desnaturação de Proteínas 
AULA 5 
Salting in / Salting out 
AULA 6 
Efeito do pH na atividade enzimática 
AULA 7 
Efeito da temperatura na atividade enzimática 
AULA 8 
Efeito da concentração de substrato na atividade enzimática 
AULA 9 
Identificação de carboidratos – Benedict, Seliwanoff e Lugol 
AULA 10 
Identificação de lipídeos (esteroides) 
AULA 11 
Fermentação alcoólica 
 
Universidade Estácio de Sá 
 
Aluno (a): Curso: 
Disciplina: SDE 0024 – Bioquímica Data: ___/___/___ 
AULA 1 – Esta aula atende aos objetivos do 
Plano de Aula 257203 (semana 3) da disciplina 
Período: 
 
PROCEDIMENTO DE TRABALHO NO LABORATÓRIO 
Uma parte de nossas aulas de Bioquímica se desenvolve no laboratório, local 
adequado para o trabalho de identificação, separação e determinação da quantidade 
de substâncias bem como, da preparação e obtenção de novas substâncias. Resultados 
tais que podem ser utilizados para uma série de estudos, entre estes, para a pesquisa 
de uma doença. Assim, faz-se necessário que tenhamos pelo menos uma ideia de 
como é um laboratório, como nele trabalhamos, os cuidados que devemos ter e a 
aparelhagem básica nele existente. 
 
 
SEGURANÇA NO LABORATÓRIO. 
O laboratório é um recinto construído especialmente para a execução de 
experiências. Ele deve apresentar instalações de água, gás e eletricidade e deve ser 
muito bem ventilado e iluminado. A palavra laboratório provém da união de duas 
palavras latinas: labor = trabalho + oratorium = lugar de reflexão. Assim, o laboratório 
é um local de muito trabalho e muita concentração. Um laboratório pode tornar-se um 
lugar muito perigoso, devido ao uso inadequado dos materiais e equipamentos nele 
existentes. Por isso, é importante que se conheça algumas normas de segurança. A 
maior parte dos acidentes que podem ocorrer em um laboratório é provocada pelo 
desconhecimento das seguintes regras básicas de segurança: 
a) não colocar livros, sacolas, ferramentas, etc., sobre as bancadas ou bancos; 
b) não comer, beber ou fumar; lave bem as mãos ao deixar o recinto. 
c) não correr; manter os acessos desimpedidos; 
d) manter o local sempre limpo e organizado; 
e) fechar gavetas e armários logo após o uso. 
f) usar sempre um avental (jaleco) longo e de mangas longas, feito de algodão, pois 
fibras sintéticas são altamente inflamáveis. Não use saias, bermudas ou calçados 
abertos. Pessoas que tenham cabelos longos devem mantê-los presos enquanto 
estiverem no laboratório. Quando for necessário proteger os olhos, é conveniente usar 
óculos de proteção. Para proteção das mãos, ao trabalhar com produtos corrosivos, 
devem-se usar luvas de borracha. 
É muito perigoso o manuseio de alguns produtos químicos, como inflamáveis 
(éter, álcool), cancerígenos (benzeno), tóxicos (amônia) e venenosos (cianeto de 
potássio, sulfato cúprico). Para alertar as pessoas que trabalham nos laboratórios, é 
conveniente que os produtos contenham símbolos de identificação que seguem 
normas mundiais. O manuseio de produtos químicos deve ser sempre muito cuidadoso 
e, para maior segurança, devem-se seguir algumas regras: 
a) não pegue produtos químicos com as mãos; 
b) utilize uma espátula limpa para retirar produtos químicos sólidos dos frascos; lave a 
espátula e guarde-a imediatamente após utilizá-la; retirar dos frascos apenas a 
quantidade exata de reagente que irá utilizar; feche os frascos imediatamente após o 
uso; cuide para não trocar as rolhas dos frascos dos reagentes.; 
c) não prove o "sabor" de nenhum produto químico, a não ser que haja orientação 
para isso; 
d) Feche com cuidado as torneiras de gás, evitando o seu escapamento. 
e) Não deixe o bico de Bunsen acesso com a chama forte, quando não estiver em uso. 
f) Não trabalhar com substâncias inflamáveis próximo a bico de gás aceso. 
g) Certificar-se que a pipeta que está limpa, antes de utilizá-la; Nunca pipete líquidos 
com a boca. Para a sucção de líquidos utilize bulbos de borracha. 
h) não pegue com as mãos equipamentos ou vidrarias que foram submetidos a um 
aquecimento e que ainda podem estar quentes; caso isto seja necessário, o faça com 
luvas de isolamento térmico. 
i) não use aparelhos de vidro quebrados ou rachados; 
j) limpe quaisquer respingos imediatamente, caso ocorram; 
l) lave as mãos logo após cada experiência; 
m) em caso de acidentes, procure o responsável pelo laboratório. 
n) Limpe seu local de trabalho ao finalizar a prática. 
o) Ao ser designado para trabalhar em um determinado laboratório, é imprescindível o 
conhecimento da localização dos acessórios de segurança. 
Acessórios de segurança 
Quando estiver trabalhando em 
um laboratório, você deve: 
1. Localizar os extintores de 
incêndio e, verificar a que tipo 
pertencem e que tipo de fogo podem 
apagar. 
2. Localizar as saídas de 
emergência. 
3. Localizar a caixa de primeiros 
socorros a verificar os tipos de 
medicamentos 
existentes a sua utilização. 
4. Localizar a chave geral de 
eletricidade do laboratório e aprender 
a desligá-la. 
5. Localizar o cobertor antifogo. 
6. Localizar o lava-olhos mais 
próximo a verificar se está funcionando 
Adequadamente. 
7. Localizar o chuveiro a verificar se 
este está funcionando adequadamente. 
 
 
ACIDENTES 
Qualquer acidente deverá ser comunicado imediatamente ao professor, que 
orientará o melhor procedimento para resolver o problema. Os acidentes mais comuns 
estão listados abaixo, acompanhados da melhor forma como encaminha-los: 
1. Corte ou ferimento, mesmo leve, deverá ser lavado a desinfetado. 
2. Queimadura pequena, produzida por fogo ou material quente, deverá ser 
tratada com pomada apropriada (picrato de butesin), com vaselina ou com ácido 
pícrico. 
3. Queimadura com ácidos deverá ser lavada com muita água e em seguida 
com solução diluída de bicarbonato de sódio. 
4. Queimadura com álcali (bases) deverá ser lavada com muita água e em 
seguida com solução diluída de acido acético (vinagre). 
5. Ingestão de ácidos - tomar leite de magnésia e procurar um médico. 
6. Intoxicação com gases ou vapores - respirar profundamente ao ar livre e 
procurar um médico. 
7. Em qualquer situação, PROCURE MANTER A CALMA. 
 
 
EQUIPAMENTOS BÁSICOS DE LABORATÓRIO 
As atividades de laboratório exigem por parte dos alunos e professores não só 
o conhecimento das peças e aparelhos utilizados como também o emprego correto de 
cada um deles. Portanto, antes de mais nada, é necessário que se observe bem cada 
uma das peças, memorize sua forma e conheça sua utilidade. 
Apresentamos a seguir o desenho e a função dos equipamentos mais utilizados no 
curso de bioquímica: 
1) Tubo de ensaio: utilizado 
principalmente para efetuar reações 
químicas em pequena 
escala. 
2) Pipeta: equipamento calibrado para 
medida precisa de volume de líquidos. 
Existem dois tipos de pipeta: pipeta 
graduada e volumétrica. A primeira é 
utilizada para escoar volumes variáveis 
e a segunda para escoar volumes fixos 
de líquidos. 
 
 
 
 
 
3) Erlenmeyer: frasco utilizado para 
aquecer líquidos ou para efetuar 
titulações. 
 
4) Béquer ou Becher: recipiente com 
ou sem graduação, utilizado para o 
preparo de soluções, aquecimento de 
líquidos, dissoluções de substâncias e 
medidas grosseiras devolume. 
 
 
5) Cilindro graduado ou proveta: frasco 
com graduações, destinado a medidas 
aproximadas de volume de líquidos. 
 
 
 
 
 
 
6) Balão volumétrico: São usados para 
medir com precisão um determinado 
volume de líquido. Cada um desses 
balões apresenta uma graduação 
definida. 
 
7) Almofariz e pistilo: Utilizados para a 
trituração de diferentes materiais. 
 
 
8) Bastão de vidro: usado para agitação 
e transferência de líquidos. 
 
9) Suporte ou estante: para tubos de 
ensaio 
 
 
 
 
10) Pinça de madeira: utilizada para 
segurar tubos de ensaio, 
principalmente durante o aquecimento. 
 
11) Kitasato: É utilizado no processo de 
filtração a vácuo. 
 
12) Suporte universal: usado para 
sustentação de peças. 
 
13) Argola: usada como suporte para 
funil de vidro ou tela metálica. Prende-
se ao suporte através de uma mufa. 
 
14) Mufa: usada para prender outras 
peças ao suporte. 
 
 
15) Funil: utilizado para transferência 
de líquidos de um frasco para outro ou 
para efetuar filtrações simples. 
 
16) Funil de Büchner: Acoplado ao 
kitasato e provido de papel de filtro, é 
utilizado em filtrações a vácuo. 
 
17) Garra: presa ao suporte através da 
mufa: serve pare segurar várias outras 
peças. 
 
18) Pró-pipete, pêra, embolo de 
borracha. 
 
 
 
19) 1. Bico de Bunsen: fonte de calor 
destinada ao aquecimento de materiais 
não inflamáveis. 2. Tela de amianto: 
tela metálica contendo amianto, 
utilizada para distribuir uniformemente 
o calor durante o aquecimento de 
recipientes de vidro. 3. Tripé: Usado 
como suporte, principalmente de telas 
de amianto. 
 
20) Placa de aquecimento e agitação: 
Utilizada para aquecimento e/ou 
agitação de líquidos. 
 
21) Espátula: É usada comumente para 
transferir sólidos de pequenas 
quantidades. 
 
 
22) Pipeta Pasteur: É usada 
comumente para transferir líquidos de 
pequenas quantidades. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
23) Pipetador automático: É usado 
comumente para transferir de forma 
precisa, volumes pequenos de líquidos. 
 
24) Centrífuga: Utilizada para 
separação de substâncias baseadas em 
sua densidade. 
 
25) Pissete: Utilizado para armazenar 
diferentes líquidos. 
 
 
MEDIDAS DE VOLUME: 
Nas aulas práticas do curso de bioquímica os equipamentos mais utilizados para 
medidas de volume de líquidos são: pipeta e proveta. Em qualquer dos equipamentos, 
a medida de volume é feita comparando-se o nível do liquido com os traços marcados 
na superfície dos recipientes. A leitura do nível dos líquidos transparentes deve ser 
feita na parte inferior do menisco, estando a linha de visão do observador 
perpendicular à escala graduada, para evitar erro. 
 
 
TÉCNICA DE UTILIZAÇÃO DE PIPETAS: 
As pipetas são equipamentos que fornecem medidas precisas de volume, a 20° C, e são 
utilizadas para líquidos não tóxicos, não voláteis e não corrosivos. Nunca pipete um 
líquido com a boca!!! Existem equipamentos (bulbos de borracha) que auxiliam na 
transferência de líquidos com a pipeta. 
 
 
 
 
 
 
 
Universidade Estácio de Sá 
 
Aluno (a): Curso: 
Disciplina: SDE 0024 – Bioquímica Data: ___/___/___ 
AULA 2 – Esta aula atende aos objetivos do 
Plano de Aula 257203 (semana 3) da disciplina 
Período: 
 
REAÇÃO DA NINHIDRINA 
Propriedades e Identificação de Aminoácidos 
A ninhidrina (2,2-diidroxi-hidrindeno-1,3-diona) é um produto químico utilizado para a 
detecção e quantificação de aminas primárias, particularmente de aminoácidos. 
Aminoácidos quando são aquecidos com ninhidrina reagem e geram um produto de 
cor azul escura ou roxa, conhecida como púrpura de Ruhemann. A prolina, que tem 
grupo amino substituído (grupo imino) forma um produto de cor amarela. Proteínas e 
peptídeos dão também, teste positivo quando submetidos às mesmas condições. 
 
 
Materiais e Métodos 
Materiais: 
1. Solução de Ninhidrina 
2. Solução de Alanina 
3. Solução de Prolina 
4. Salina Fisiológica 
5. Banho Maria, tubos de ensaio e pipetas 
Procedimentos: 
Em três tubos de ensaio marcados (A), (B) e (Branco), colocar: 
1. Colocar nos três tubos - 2,0 ml da solução de ninhidrina 
2. Em (A) - 2,0 ml da solução de alanina; 
3. Em (B) - 2,0 ml da solução de prolina; 
4. Em (Branco) – 2,0 ml da salina fisiológica (NaCL – 0,8%) 
5. Colocar os três tubos em banho fervente durante 5 minutos 
6. Comparar os três tubos e anotar e explicar os resultados 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Aluno (a): Curso: 
Disciplina: SDE 0024 – Bioquímica Data: ___/___/___ 
AULA 3 – Esta aula atende aos objetivos do 
Plano de Aula 257203 (semana 3) da disciplina 
Período: 
 
MÉTODO DO BIURETO 
Propriedades e Identificação de Proteínas 
Existem numerosos métodos na literatura que se prestam para a dosagem de 
proteínas em materiais biológicos, sendo que a conveniência de utilização de cada um 
deles deve ser avaliada para cada amostra em questão. Citaremos aqui apenas o 
método de biureto o qual é simples e bastante utilizados nas dosagens de rotina. 
 
Reação do Biureto 
O Biureto é o composto formado pelo aquecimento da uréia à 180ºC. 
 
Quando o Biureto é colocado em presença de CuSO
4 
em solução alcalina, obtém-se um 
composto de coloração azul: 
 
Este mesmo tipo de reação colorida ocorre com: 
• Substâncias que contenham duas carbonilas ligadas diretamente ou através de 
um átomo de nitrogênio ou carbono. 
• Peptídios que contenham no mínimo duas ligações peptídicas 
• Proteínas em geral. 
A formação de complexos corados em presença de CuSO
4 
em solução alcalina 
conservou o nome de Reação de Biureto. 
 
É bem verdade que, dependendo da complexidade da proteína e do peptídeo em 
questão, a cor do produto de reação na presença do reagente do Biureto varia 
substancialmente: proteínas dão coloração violeta, peptídeos dão coloração rosa. As 
estruturas cristalinas dos compostos formados são complexas, sendo que algumas já 
foram identificadas. Nas proteínas, acredita-se que haja a formação de um complexo 
de coordenação dos íons cúpricos com os elétrons desemparelhados do nitrogênio da 
ligação peptídica. 
 
A reação do Biureto pode ser utilizada para demonstrar a presença de proteínas em 
materiais biológicos, como também para quantificá-las, uma vez que o complexo Cu-
proteína apresenta uma absorção máxima a 545 nm; a intensidade da cor depende 
exclusivamente da concentração de proteína, já que as ligações peptídicas aparecem 
com a mesma freqüência por grama do material a ser analisado. Apesar de não ser um 
teste muito sensível (1 a 10 mg de proteína), a reação do Biureto é largamente 
utilizada em dosagens rotineiras, pois está menos sujeita a interferência de 
contaminantes normalmente presentes nas amostras biológicas. 
Materiais necessários 
 Carne de frango, bovina e clara de ovo 
Solução salina (NaCl 0,9%), 500 mL 
Reagente de Biureto 
Solução de alanina 
 Almofariz e pistilo 
Funil, estante e papel de filtro 
03 Bequers com capacidade volumétrica de 250mL e 03 Beckers com capacidade 
volumétrica de 100mL 
03 tubos de ensaio 
01 pipeta graduada de 5 mL, 03 pipetas graduadas de 1 mL e 04 pró-pipetes 
 Estante para tubos de ensaio com nove tubos de capacidade volumétrica de cerca de 
15mL. 
 
Procedimentos 
 
-PREPARO DO BIURETO 
 
Para preparar o reativo de biureto, dissolver seqüencialmente em água quente, 6,0g 
de tartarato duplo de Na e K
.
4H
2
O; 1,5g deCuSO
4
.
5H
2
O; 1,25g de KI e 30g de NaOH. 
Esperar esfriar e completar o volume até 1000 mL com água destilada. Obs. Solução 
preparada previamente 
 
- PREPAO DAS SOLUÇÕES DE PROTEÍNAS 
• Pesar 5g de carne de frango, carne de boi e clara de ovo. 
• Macerar a carne de boi e de frango em almofariz e pistilo. 
• Solubilizar este material em 100 mL de solução salina (NaCl 0,9%) separadamente, 
para criar a solução de ovo, de carne de boi e de frango 
• Filtrar e coletar, as respectivas soluções, em beckers de capacidade volumétrica de 
250 mL. 
 
-TÉCNICA DO BIURETO 
. Em 03 tubos de ensaio marcados (A), (B) e (Branco), colocar: 
- nos 03 tubos – 1,0ml do reagente de Biureto 
Em (A) – 1,0 ml de alanina 
Em (B) – 1,0 ml de solução de proteínas (escolha uma delas) 
Em (branco) – 1,0ml de salina fisiológica 
 
• Agite e compare a intensidade da cor violácea entre os tubos e, tire as suas 
conclusões. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Universidade Estácio de Sá 
 
Aluno (a): Curso: 
Disciplina: SDE 0024 – Bioquímica Data: ___/___/___ 
AULA 4 – Esta aula atende aos objetivos do 
Plano de Aula 257205 (semana 5) da disciplina 
Período: 
 
PROPRIEDADES PROTÉICAS - DESNATURAÇÃO DE PROTEÍNAS 
 
 A maior parte das proteínas em seu estado nativo apresenta-se dobrada em 
estruturas tridimensionais definidas. Umas têm a estrutura compacta e globular como 
a mioglobina, ribonuclease, lisosima; noutras, a estrutura nativa é do tipo bastão (ex. 
queratina) e ainda em outras a estrutura consiste de porções bastões e globulares 
como é o caso da miosina. A desnaturação seria então uma mudança na estrutura 
original ordenada nativa sem alteração da sequência de aminoácidos, isto é, sem 
alteração da estrutura primária da proteína. A extensão desta mudança não é sempre 
bem definida. O conceito de desnaturação, portanto, não é absoluto e é aplicável 
apenas a proteínas cuja estrutura nativa seja ordenada. A desnaturação pode ser 
causada por uma série de agentes físicos (ex: temperatura) e agentes químicos (ex: 
ácidos e bases fortes, soluções concentradas de uréia, sais de guanidina, de salicilato, 
de picrato e detergentes). O grau de mudança que cada um desses agentes pode 
causar na conformação da proteína pode ser diferente para as diferentes proteínas. A 
conformação específica e ativa de uma proteína é o resultado de um grande número 
de interações que têm uma natureza cooperativa. Quando as condições do meio se 
alteram de modo que, em certos locais da molécula, algumas dessas interações fiquem 
debilitadas ou mesmo desapareçam pode, como consequência, ocorrer modificação de 
uma grande parte da estrutura. A desnaturação pode ser ou não um processo 
reversível; tudo vai depender do grau de alteração que ocorreu na estrutura da 
proteína. Certos tipos de alterações, como por exemplo, ruptura de ligações 
covalentes (por exemplo S-S) são consideradas como um processo irreversível. 
Não se pode estabelecer ainda com precisão os mecanismos de atuação dos 
diferentes agentes desnaturantes, mas simplificadamente estes poderiam ser 
explicados da seguinte maneira: 
Temperatura 
O efeito da temperatura seria promover a destruição de pontes de hidrogênio e 
interações hidrofóbicos o que levaria a um desenovelamento da molécula; em geral, 
há coagulação da proteína. A coagulação e precipitação por aquecimento é o meio 
mais comum de desproteinizar fluidos biológicos e extratos de tecidos. No entanto, a 
coagulação é um fenômeno secundário à desnaturação já que depende também de 
fatores como pH, força iônica, constante dielétrica do meio e da natureza dos íons 
presentes. A coagulação térmica ocorre bem próximo ao pI e é o resultado da 
agregação molecular que acontece devido à exposição (ao meio externo) de grupos 
hidrofóbicos e SH que estavam mascarados na estrutura nativa. 
Ácidos e bases fortes 
O tratamento com ácidos e bases fortes leva à alteração da carga líquida da 
proteína. Em determinados valores de pH onde haja excesso de cargas positivas ou 
negativas, as repulsões coulombianas correspondentes concorrem para desestabilizar 
a estrutura compacta da proteína. A conformação nativa das proteínas é estável 
apenas numa faixa estreita de valores de pH. 
Solventes orgânicos 
A ação desses solventes vai depender da sua maior ou menor polaridade e, portanto, 
da sua capacidade de interagir com certos grupos laterais das proteínas (através de 
pontes de hidrogênio ou promovendo ruptura de ligações hidrofóbicas). O efeito 
desnaturante desses solventes pode ser diminuído utilizando-se temperaturas baixas, 
o que no entanto favorece a insolubilidade da molécula protéica; essa é uma das 
técnicas usadas na precipitação de proteínas. 
 
Materiais necessários 
Soluções de carne de frango, bovina e clara de ovo 
Solução salina (NaCl 0,9%) 
Tubos de ensaio e estante para tubos 
Pipetas graduadas com pêras ou pipetadores automáticos 
Banho-Maria 
• Soluções de NaOH (base forte), HCl (ácido forte) e TCA ( ácido fraco), todas estas em 
uma concentração de 1,0N. 
Solventes – acetona, éter e etanol. 
 
Procedimentos 
Identifique 8 tubos de ensaio e pipete 2ml de solução de proteínas (escolher uma 
delas) em cada tubo. 
Coloque o primeiro tubo em banho-Maria fervente por 5 minutos (desnaturação 
térmica). 
Adicione 2 ml das seguintes substâncias aos seguintes tubos: 
Tubo 2 – solução de NaOH 
Tubo 3 – solução de HCl 
Tubo 4 – solução de TCA 
Tubo 5 – acetona 
Tubo 6 – éter 
Tubo 7 – etanol 
Tubo 8 – salina fisiológica (controle) 
Observe durante este procedimento, a ocorrência de possíveis alterações nas soluções 
de proteínas e conclua. 
 
 
Universidade Estácio de Sá 
 
Aluno (a): Curso: 
Disciplina: SDE 0024 – Bioquímica Data: ___/___/___ 
AULA 5 – Esta aula atende aos objetivos do 
Plano de Aula 257205 (semana 5) da disciplina 
Período: 
 
PROPRIEDADES DAS PROTEÍNAS – SALTING IN / SALTING OUT 
Materiais usados: 
Solução salina rica em proteína de clara de ovo 
Solução saturada de sulfato de amônio (SAS) 
Reagente de Biureto 
Tubos de ensaio e estante 
Pipetas graduadas ou pipetadores automáticos 
Centrífuga 
 
Metodologia: 
- Salting out 
Em um tubo de centrífuga adicione 2ml de solução de clara de ovo e 2ml de solução saturada 
de sulfato de amônio. 
Centrifugue por 10 minutos na velocidade máxima. 
- Salting in 
Retire o sobrenadante com cuidado e descarte. Ao precipitado adicione 4ml de água destilada 
e agite. Anote as observações. 
Caso não ocorra solubilização, lave novamente com salina, descarte o sobrenadante e 
adicione novamente 4,0 ml de salina ao precipitado. 
Ao sobrenadante, faça o teste do biureto. Anote suas observações. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Universidade Estácio de Sá 
 
Aluno (a): Curso: 
Disciplina: SDE 0024 – Bioquímica Data: ___/___/___ 
AULA 6 – Esta aula atende aos objetivos do 
Plano de Aula 257205 (semana 5) da disciplina 
Período: 
 
CINÉTICA ENZIMÁTICA – EFEITO DO pH NA ATIVIDADE ENZIMÁTICA DA AMILASE 
SALIVAR 
- -Amilase Salivar (EC 3.2.1.1) é uma proteína globular de 58 kDa, presente na saliva 
humana. É uma enzima que hidrolisa ligações do tipo 1-4 de carboidratos, como as 
encontradas no amido, na dextrina e no glicogênio. 
 
(A) 
 
(B) 
 
Figura 1: (A) estrutura simplificada das ligações químicas que ocorrem no amido1. (B) estrutura da -
amilase salivar humana: a imagem está disponível na página do Protein Data Bank, da estrutura 
1SMD.pdb. 
 
Materiais 
4 biscoitos cream-cracker 
Saliva 
Solução de Iodo 
Água 
Vinagre 
Bicarbonato de sódio* 
4 placas de Petri 
4 pipetas PasteurAlmofariz (ou garrafa e saco plástico) 
4 Mexedores de café 
1 cronômetro 
 
1 Disponível em: http://www.bio.davidson.edu/Courses/Molbio/MolStudents/spring2010/Webb/a-amylase.htm 
*Solução de bicarbonato de sódio: adicione 1 colher de café de NaHCO3 em 10 mL de água, misture, 
deixe decantar e utilize a solução. 
 
Procedimentos 
1. Identifique as placas de Petri de acordo com a condição experimental: “controle”, 
“água”, “vinagre” e “bicarbonato”. 
2. Triture 1 biscoito com o almofariz e deposite na placa identificada como 
“controle”. 
3. Mastigue 1 biscoito e deposite em uma das placas, com cuidado para que se forma 
uma massa homogênea a úmida; repita o procedimento com outros dois biscoitos. 
4. Adicione água na amostra de biscoito triturado (“controle”), aos poucos, até obter 
uma pasta de consistência semelhante à dos biscoitos que foram mastigados. 
Anote o tempo do cronômetro. 
5. Em cada placa, adicione 1 mL de: (a) água (b) vinagre e (c) solução de bicarbonato 
de sódio e misture bem. 
6. Após 30 min, pingue de 3 a 5 gotas de solução de iodo e anote a cor. 
 
 
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Aluno (a): Curso: 
Disciplina: SDE 0024 – Bioquímica Data: ___/___/___ 
AULA 7 – Esta aula atende aos objetivos do 
Plano de Aula 257205 (semana 5) da disciplina 
Período: 
 
CINÉTICA ENZIMÁTICA – EFEITO DA TEMPERATURA NA ATIVIDADE ENZIMÁTICA DA 
BROMELINA  teste de estabilidade térmica 
- Bromelina (EC: 3.4.22.32 ) é uma proteína globular de 33,2 kDa. É uma protease de 
cisteína presente no suco de abacaxi que hidrolisa ligações peptídicas, com preferência 
para clivagem de ligações peptídicas formadas por Arginina e Lisina, mas podendo 
hidrolisar ligações formadas por Alanina, Tirosina e Glicina. 
(A) 
 
(B) 
 
Figura 2: (A) Representação esquemática da hidrólise de uma ligação peptídica2. (B) estrutura da 
Bromelina obtida por modelagem molecular (1w0q.pdb). A figura foi obtida pelo programa de 
visualização de proteínas PyMol. 
 
Materiais 
1 pacote de gelatina sem sabor 
700 mL de Água 
10 mL de Suco de abacaxi 
10 tubos de ensaio 
Béquer (250 mL) 
Caneta de retroprojetor 
Estante para tubos 
1 pregador para tubos 
Proveta de 10 mL 
Pipeta de 2 mL 
1 cronômetro ou relógio 
 
2 Disponível em: http://www.studyblue.com/notes/note/n/vi-mechanisms-of-enzyme-action/deck/1815715 
Bico de Bunsen ou placa de aquecimento 
Banho-maria 
Geladeira 
 
Procedimentos 
1. Prepare a gelatina sem sabor: Dissolva um pacote de gelatina sem sabor em 250 mL 
de água fervente. Após dissolver a gelatina adicione 250 mL de água gelada. 
2. Numere os tubos de ensaio, colocando a letra C para o controle e a letra E para as 
amostras que terão enzima: 
1C e 1E; 2C e 2E; . 3C e 3E; . 4C e 4E; . 5C e 5E. 
 
3. Coloque 2 mL de água nos tubos com letra C (controle) e 2 mL de suco de abacaxi 
nos tubos com letra E (enzima). 
4. Os tubos serão mantidos em diferentes temperaturas por 15 minutos, de acordo 
com a tabela abaixo: 
 
Tubos de 
ensaio 
Conteúdo Tratamento – 15 minutos 
1C Água Geladeira (8 °C) 
1E Suco de abacaxi Geladeira (8 °C) 
2C Água Temperatura ambiente (25 °C) 
2E Suco de abacaxi Temperatura ambiente (25 °C) 
3C Água Banho-maria (45 °C) 
3E Suco de abacaxi Banho-maria (45 °C) 
5C* Água Ferver em banho-maria (100 
°C)* 
5E* Suco de abacaxi Ferver em banho-maria (100 
°C)* 
 
* RETIRE OS TUBOS DEPOIS DO AQUECIMENTO UTILIZANDO GARRAS/PREGADORES 
PARA TUBOS DE ENSAIO!! 
Não ferva o suco dos tubos 5C e 5E, deixe num banho-maria com água fervente (use 
bico de Bunsen ou placa de aquecimento): 
- ferva a água (100 mL de água no béquer de 250 mL) 
- coloque os tubos 5C e 5E no béquer 
- mantenha os tubos na água fervente por 5 minutos. 
 
5. Após os 15 min de permanência nas diferentes temperaturas deixe cada um dos 
tubos em temperatura ambiente por 10 minutos. 
6. Utilizando a proveta, coloque 10 mL de gelatina em cada tubo. 
7. Agite, com cuidado, os tubos para que a gelatina se misture de forma homogênea à 
solução contida, inicialmente, no tubo. 
8. Coloque os tubos no congelador e aguarde cerca de 20 min (o tempo será o 
necessário para a amostra 1C endurecer!). Retire os tubos do congelador e observe o 
aspecto da gelatina em cada tubo.
 
 
 
 
 
Universidade Estácio de Sá 
 
Aluno (a): Curso: 
Disciplina: SDE 0024 – Bioquímica Data: ___/___/___ 
AULA 8 – Esta aula atende aos objetivos do 
Plano de Aula 257205 (semana 5) da disciplina 
Período: 
 
CINÉTICA ENZIMÁTICA – EFEITO DA CONCENTRAÇÃO DE SUBSTRATO NA ATIVIDADE ENZIMÁTICA DA 
BROMELINA. 
Materiais
Leite em pó 
100 mL de água destilada 
3 mL de suco natural de abacaxi 
Béquer (250 mL) 
1 espátula para pesagem 
6 placas de petri 
Caneta de retroprojetor 
6 Pazinhas de plástico pequenas 
1 (ou 2) espátula(s) de plástico 
Estante para tubos 
1 proveta de 10 mL 
1 pipeta de 1 mL 
1 Cronômetro ou relógio 
Balança 
 
Procedimentos 
1. Anote nas tampas das placas de petri as condições experimentais com os seguintes 
códigos: use números para identificar a quantidade de leite utilizada (ver item 2) e a 
letra C para as amostras Controle (onde será adicionado apenas água) e E para as 
amostras que terão Enzimas (onde será adicionado o suco de abacaxi): 
 
6C e 6E 7C e 7E 8C e 8E 9C e 9E 10C e 
10E 
2. Utilizando as placas de petri, pese o leite em pó: 6, 7, 8, 9 e 10 gramas nas 
respectivas placas. As placas 6C e 6E conterão 6 gramas de leite cada; 7C e 7E, terão 9 
gramas, etc. 
 
3. Com o auxílio de uma proveta, coloque 9 mL de água em cada placa. Misture bem, 
com cuidado para não derramar o leite ou a água, utilizando a espátula de plástico, até 
que se forme uma massa homogênea. Tampe a placa. Atenção: As placas devem ficar 
tampadas durante todas as etapas do experimento. 
4. Adicione 1 mL de água nas placas identificadas como controle (C) e misture bem. 
Acione o cronômetro na primeira adição e anote o tempo no qual foi feita cada adição. 
5. Adicione 1 mL de suco de abacaxi nas placas identificadas como enzimas (E), misture 
bem e anote o tempo de cada adição. 
6. A cada 5 minutos, passe a pazinha de plástico pequena no fundo de cada uma das 
placas e observe a consistência do leite. Se você perceber que a linha de separação 
feita no meio da placa demora a voltar a fechar, passe a medir o tempo a cada 1 
minuto! 
7. Quando formar uma canaleta na massa de leite, que não retorna à sua posição 
inicial, vamos considerar como o fim da reação. Anote o tempo necessário para isso 
ocorrer em cada uma das placas. Atenção: o padrão de separação da massa deve ser o 
mesmo para todas as amostras. 
 
Não é possível determinar a quantidade de produto formado na reação, mas se 
considerarmos um mesmo padrão para o final da reação, podemos dizer que a 
quantidade de produto é muito semelhante nas diferentes condições e pode ser 
considerado como “igual” para fins de cálculo de velocidade de reação. 
 
- Anote o tempo de reação para cada amostra em uma tabela. 
- Calcule a velocidade de reação como sendo o inverso do tempo (1/tempo). 
- Faça um gráfico da velocidade de reação em função da concentração de substrato. 
 
Concentração de Substrato (g) Tempo de reação (min) Velocidade da reação (1/min) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Universidade Estácio de Sá 
 
Aluno (a): Curso: 
Disciplina: SDE 0024 – Bioquímica Data: ___/___/___ 
AULA 9 – Esta aula atende aos objetivos do 
Plano de Aula 257207 (semana 7) da disciplinaPeríodo: 
 
IDENTIFICAÇÃO DE CARBOIDRATOS – BENEDICT, SELIWANOFF E LUGOL 
Diferentemente dos aminoácidos que apresentam reações específicas baseadas 
principalmente na natureza química de seu radical R, os glicídios apresentam 
estruturas muito parecidas entre si o que torna quase impossível identificá-los de per 
se. Neste caso, o que se faz é caracterizar grupos de glicídios utilizando suas 
propriedades químicas comuns. 
As reações utilizadas nesta prática estão baseadas principalmente em 2 dessas 
propriedades: 
• Desidratação de glicídios em presença de ácidos minerais fortes 
• Poder redutor 
 
1) Desidratação de glicídios em presença de ácidos minerais fortes 
Hexoses e pentoses colocadas nestas condições são desidratadas, respectivamente a 
hidroximetilfurfural e furfural; esses compostos são capazes de se condensar com 
substâncias fenólicas, com aminas aromáticas, tiocompostos, uréia, etc. Os complexos 
formados são, algumas vezes, coloridos a utilizados para a caracterização de certos 
grupos glicídicos. 
Neste caso, situam-se: Reação de Seliwanoff e reação de Bial. 
 
Reação de Seliwanoff 
Teste de diferenciação entre aldoses e cetoses. 
A reação é feita com resorcinol em meio ácido (HCl), à quente. As cetohexoses dão um 
produto de coloração vermelha que se desenvolve rapidamente; as aldohexoses 
correspondentes reagem mais lentamente. Durante o tempo em que as cetohexoses 
são desidratadas e reagem com o resorcinol fornecendo o produto, as aldohexoses 
fornecem apenas um produto de cor rosa pálido. 
 
 
 
2) Poder Redutor 
 
 Os açúcares contêm grupos aldeídos a cetonas capazes de reduzir sais de metais 
pesados; desses são mais usados os sais de Cu2+ 
. O princípio fundamental de todos os procedimentos analíticos que utilizam Cu2+ 
 é sua dissolução em meio alcalino, em presença de ácidos orgânicos - como o ácido 
cítrico e o ácido tartárico - capazes de formar complexos. Também podem ser 
empregados outros ácidos orgânicos como EDTA, ácido lático, ácido trihidroxiglutárico 
ou um ácido sacárico. Ácidos sacáricos são os produtos da oxidação da carbonila 
aldeídica e do grupamento álcool primário dos glicídios, sendo portanto ácidos 
dicarboxílicos. A reação de formação do complexo ocorre, em geral, em meio 
fortemente alcalino a isto promove profundas modificações na estrutura do açúcar. Os 
açúcares de per se apresentam poder redutor diferente sobre o íon Cu2+; isto significa 
que dois tipos de hexoses, em uma mesma concentração, fornecem quantidades 
diferentes de óxido cuproso (produto final da redução). De qualquer forma, os 
métodos podem ser adaptados de modo a se tornarem reprodutíveis e a haver 
proporcionalidade entre a quantidade de Cu2O produzido e a concentração de glicídio 
presente dentro de um certo limite (ou certa faixa de concentrações). A quantidade de 
íons cobre reduzida pelos diferentes glicídios é função do pH, da temperatura, da 
concentração e dos tipos de glicídios e íons orgânicos complexantes. Há diversos 
métodos para a determinação do teor de Cu2O como, por exemplo, gravimetria e 
colorimetria. No último caso, o Cu2O formado é dissolvido em excesso de reagente 
como fosfomolibdato, fosfotungstato ou arsênio-molibdato, formando-se um 
complexo de cor azul. 
Este procedimento é muito adequado para a verificação de glicídios em materiais 
biológicos. 
Dentre os testes baseados no poder redutor dos glicídios, pode-se destacar os testes 
de Trommer, Tollens, Benedict e de Barfoed modificado. 
 
Teste de Benedict - O reagente consiste de uma solução onde está presente o íon Cu2+ 
 (Cu (OH)2) em meio com Na2SO4. Na presença de um açúcar redutor e submetido a 
alta temperatura o íon Cu2+ (cúprico) é reduzido a íon Cu+ (cuproso), formando assim 
um precipitado de cor vermelho tijolo. 
Cu (OH)2 + calor + açúcar redutor → Cu2O (precipitado vermelho tijolo) 
 
3) Identificação de polissacarídeos 
O iodo em solução produz reação colorida com polissacarídeos. Com o amido produz 
cor azul e, com o glicogênio produz cor vermelha. 
 
Materiais 
Tubos de ensaio e estante 
Pipetas volumétricas ou pipetadores automáticos 
Banho-Maria 
Soluções de glicídeos 0,1M: glicose, sacarose e frutose 
Solução de amido 1,5% 
Sucos de laranja e de banana 
Reagentes de Seliwanoff, Benedit e Lugol 
 
Procedimentos 
Prepare 3 séries (uma para cada teste) de 8 tubos de ensaio. 
- Teste de Seliwanoff 
Pipete em cada um dos 8 tubos 0,5ml das seguintes amostras: 
1- Glicose 
2- Sacarose 
3- Frutose 
4- Amido 
5- Suco de laranja 
6- Suco de banana 
7- Água (controle) 
Adicione 2ml do reagente de Seliwanoff em todos os tubos. 
Ferva em banho-Maria por 10min. Observe durante este procedimento, a ocorrência 
de possíveis alterações e anote os resultados. 
 
- Teste de Benedict 
Pipete em cada um dos 8 tubos 0,5ml das seguintes amostras: 
1- Glicose 
2- Sacarose 
3- Frutose 
4- Amido 
5- Suco de laranja 
6- Suco de banana 
7- Água (controle) 
Adicione 1ml do reagente de Benedict em todos os tubos. 
Ferva em banho-Maria por 1min. Observe durante este procedimento, a ocorrência de 
possíveis alterações e anote os resultados. 
 
- Teste do Lugol 
Pipete em cada um dos 8 tubos 2ml das seguintes amostras: 
1- Glicose 
2- Sacarose 
3- Frutose 
4- Amido 
5- Suco de laranja 
6- Suco de banana 
7- Água (controle) 
Adicione 2 gotas do reagente de Lugol em todos os tubos e homogeneizar. 
Observe durante este procedimento, a ocorrência de possíveis alterações e anote os 
resultados. 
 
 
 
Universidade Estácio de Sá 
 
Aluno (a): Curso: 
Disciplina: SDE 0024 – Bioquímica Data: ___/___/___ 
AULA 10 – Esta aula atende aos objetivos do 
Plano de Aula 257207 (semana 7) da disciplina 
Período: 
 
IDENTIFICAÇÃO DE ESTERÓIDES (LIPÍDEOS) 
 
 Os lipídeos, como substâncias hidrofóbicas, são solúveis em solventes orgânicos 
relativamente apolares (Clorofórmio, éter, álcool, acetato de etila, tetracloreto de 
carbono, etc ou combinação destes). Na matéria orgânica eles se depositam em 
gotículas ou se adsorvem a moléculas protéicas ou polímeros glicídicos. Assim para sua 
purificação e/ou identificação torna-se necessária a sua prévia extração dos alimentos. 
O colesterol na presença de ácido sulfúrico é desidratado a colestadieno, o qual possui 
cor vermelha (reação de Salkowski). Esta reação é comum aos esteróides que como o 
colesterol possuem dupla ligação entre os carbonos 5 e 6 (exemplo ergosterol). 
 
 
 Materiais necessários 
 1 ovo. 
Solução salina 100 mL. 
02 Bequers com capacidade volumétrica de 100mL. 
Funil e bastão de vidro. 
Proveta com capacidade volumétrica de 100mL. 
Éter etílico 100 mL. 
Erlenmeyer com capacidade volumétrica de 100mL 
Estante para tubos de ensaio e 03 tubos de ensaio. 
Solução concentrada de ácido sulfúrico (H
2
SO
4
). 
Pipetas volumétricas ou pipetadores automáticos 
Pissete com água destilada. 
Óleo de soja e óleo mineral. 
Procedimentos - Reação de salkowski. 
Preparo de extrato étereo de gema de ovo: 
• Diluir uma gema de ovo em becher de 100 mL com 10 mL de salina e misturar com o 
auxílio de bastão de vidro. Com a ajuda de um funil, transferir o conteúdo do becher 
para uma proveta com capacidade volumétrica de 50 mL 
• Ainda com o auxílio do funil, completar o volume da proveta com éter etílico gelado. 
Vedar a proveta e agitar vigorosamente (10 segundos). 
• Deixar descansar por cerca de 30 minutos. 
 
Identifique 3 tubos de ensaio. 
Em cada tubo pipete 1ml das seguintes amostras: 
1- Extrato etéreo de gema 
2- Óleo de soja 
3- Óleo mineral 
 
Inclinaro tubo e adicionar VAGAROSAMENTE pela parede interna do tubo 0,5 mL de 
ácido sulfúrico concentrado (H
2
SO
4
). O aparecimento de um disco avermelhado na 
interfase ácido/éter ou nos óleos é indicativo da presença de colesterol ou outros 
esteroides. 
 
 
Universidade Estácio de Sá 
 
Aluno (a): Curso: 
Disciplina: SDE 0024 – Bioquímica Data: ___/___/___ 
AULA 11 – Esta aula atende aos objetivos do 
Plano de Aula 257195 (semana 10) da 
disciplina 
Período: 
 
FERMENTAÇÃO ALCOÓLICA 
 
Materiais usados: 
Levedura (fermento) 
Sacarose 
2 Banho-Maria (a 40C e fervente) 
Reagente de Seliwanoff 
Tubos de ensaio e estante 
Tubo Falcon ou tubo de ensaio com tampa 
Pipetas volumétricas ou pipetadores automáticos 
Balança, bécker e erlenmeyer 
 
Procedimentos: 
Prepare uma solução de leveduras com 3g do fermento e 60ml de água. 
Prepare 100ml de solução de sacarose 10%. 
Prepare o Tubo de Fermentação: em um tubo grande e com tampa coloque 10ml da 
solução de leveduras e 5 ml da solução de sacarose 10%. Complete com água até 
encher o tubo. Tampe e homogeneíze. 
Coloque o Tubo de Fermentação em Banho – Maria a 40C. 
Comece a marcar o tempo. No tempo 0 e a cada 15 minutos retire uma alíquota de 
cerca de 0,5ml do tubo de fermentação, coloque em um tubo de ensaio e ferva por 
10min em Banho-Maria. 
Dilua esta alíquota 10x. 
Retire uma alíquota de 0,5ml, e dose o teor de carboidratos adicionando 2ml de 
Reagente de Seliwanoff e fervendo por 10min em Banho-Maria.