Relatório nº7 Quociente respiratório de sementes em germinação

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Faculdade de Ciências
Departamento de Ciências Biológicas
Biologia Aplicada
Fisiologia Vegetal Funcional
	Relatório nº7	
Determinação do quociente respiratório de sementes de milho (Zea mays) e feijão (Phaseolus vulgaris) em germinação
Discentes: Docentes:
Nzondo, Maganizo Prof. Doutor Orlando Quilambo
Ringuissa, Airone Profª. Doutora Célia Martins
Sambo, Ernesto drª Sónia Ventura Guilundo
Sigaúque, Adérito drª Íris Victorino Machaeie
Simão, Sinaia dr. Mauro Machipane
Tamele, Sintia Eng. Lucas Chiau
 Monitor:
 Eleutério Duarte
Maputo, Setembro de 2015
Relatório nº7	 16
I.Introdução
A respiração é um processo indispensável, visto que suas reacções desempenham funções de suma importância no desdobramento dos substratos (fotoassimilados), gerando energia para actividades celulares e produzindo uma quantidade significativa de compostos intermediários necessários ao metabolismo celular (Ferreira e Borgheti, 2004).
Designa-se o quociente respiratório (QR) de uma planta, órgão ou tecido vegetal a razão entre os volumes de CO2 libertado (efluxo) e de O2 absorvido (influxo) em determinado intervalo de tempo (QR = CO2 / O2) (Castro, 2005).
As sementes possuem ainda reservas armazenadas, as quais são utilizadas pelo embrião durante o processo de germinação ou são utilizadas no consumo animal. Estas reservas podem ser encontradas no endosperma ou nos cotilédones. Durante a germinação, a camada de aleurona fornece as enzimas hidrolíticas que digerem as reservas presentes no endosperma. O escutelo actua absorvendo os materiais degradados no endosperma, os quais podem ser parcialmente metabolizados e depois translocados para o eixo embrionário (Hopkins, 2000).
A germinação (emergência da radícula) e o estabelecimento da plântula são processos que requerem energia e, ao contrário da embebição, ocorrem somente em sementes viáveis. A energia é fornecida pela respiração das reservas estocadas, um processo que depende da presença de oxigênio. A maioria das sementes germina numa atmosfera normal contendo 21% de O2 e 0,03% de CO2 (Hopkins, 2000).
A respiração de sementes maduras, secas, é extremamente baixa comparada àquela de sementes germinando. Quando as sementes secas são colocadas em meio aquoso, se observa uma imediata liberação de gases, a qual não se deve à respiração e sim à liberação de gases presos nos espaços entre as macromoléculas coloidais (Salisbury, 1991).
Segundo Ferreira e Borgheti (2004) o consumo de O2 ligado à respiração segue um padrão básico que envolve três fases, quando se avalia o embrião, ou quatro fases, quando se avalia o tecido de reserva:
Fase I – Nesta fase se observa inicialmente um nítido aumento no consumo de O2, o qual pode ser atribuído, em parte, à hidratação e à activação de enzimas mitocondriais envolvidas no ciclo de Krebs e na cadeia de transporte de electrões (CTE). Estas observações indicam que a fosforilação oxidativa mitocondrial é a principal fonte de ATP desde o início da embebição (absorção de água pela semente). A respiração durante esta fase aumenta linearmente com o aumento na hidratação dos tecidos. 
Fase II – Esta fase é caracterizada por uma estabilização na respiração com o consumo de O2 aumentando somente lentamente. Presumivelmente, existe pouco aumento nas enzimas envolvidas na respiração ou no número de mitocôndrias, durante esta fase. Entre as fases II e III, a germinação é completada com a emergência da radícula. 
Fase III - Nesta fase se observa um segundo aumento na taxa de respiração. No embrião, este aumento é atribuído às novas mitocôndrias sintetizadas nas células do eixo embrionário em crescimento. Nos tecidos de reserva, há também aumento no número de mitocôndrias, frequentemente em associação com a degradação e mobilização de reservas. 
Fase IV – Esta fase mostra uma queda na taxa de respiração e ocorrem somente nos tecidos de reserva, coincidindo com sua senescência pela exaustão das reservas estocadas.
Os carbohidratos armazenados na forma de amido, frutanas ou sacarose devem ser, portanto, hidrolisadas para liberar os monossacarídeos (glucose e frutose) (Hopkins, 2000).
O feijão branco cinzeto (Phaseolus vulgaris) é uma monocotiledónea da família fabaceae. Geralmente é cultivado em solos arenosos. Tem grande relevância na fisiologia vegetal, pois este possui alta capacidade na fixação de nitrogênio (N) atmosférico. É frequentemente cultivado pela população moçambicana devido ao seu uso como fonte de alimentação. As leguminosas são largamente utilizadas em sistemas de rotação de culturas por apresentarem capacidade de fixar o Nitrogênio atmosférico mediante a simbiose com bactérias do gênero Rhyzobium e de ciclar nutrientes. As espécies mais adequadas para uso na adubação verde são feijão de porco e mucuna cizenta. o uso do feijão de porco e mucuna cinza ajudou a manter as condições físicas do solo adequadas para o bom crescimento e desenvolvimento vegetal. Essa cobertura do solo em sistemas de cultivo, feita por leguminosas, diminui as perdas de água e nutrientes, ajuda a minimizar as oscilações de temperatura e umidade, e melhora significativamente as condições físicas, químicas e biológicas do solo (Carneiro et al.,2009). 
Figura 1. À esquerda vagens de feijão, à direita sementes de feijão em germinação. Fonte: aob.oxfordjournals.org
O milho (Zea mays) é a principal cultura de cereais mais cultivada do mundo, devido a sua importância económica. A população moçambicana cultiva este cereal com climas condicionados em épocas. O milho pertence a classe das monocotiledóneas na família das poaceae. Hoje o milho tem sido centro de estudos na fisiologia, testado em laboratório, fazendo várias experiências. Por causa de problemas climáticos, esses estudos feitos pelos fisiologistas possibilitou a alteração de genes deste organismo com finalidade de resistir frente a mudanças de clima e também houve uma grande evolução no que concerne a combates contra pragas (Carneiro et al., 2009).
Figura 2. Fases da germinação da semente de milho. Fonte: aob.oxfordjournals.org
1.Objectivos
1.1.Geral
Compreender o quociente respiratório de sementes de milho (Zea mays) e feijão (Phaseolus vulgaris) em germinação.
1.2.Específicos
Explicar a necessidade do uso do tubo nº 3;
Observar o efeito dos possíveis substratos usados nas sementes;
Estabelecer as proporções de O2 consumido e de CO2 produzido;
Explicar o motivo do tubo nº 1 absorver o CO2 produzido na respiração, mas não o O2;
2.Material
2.1.Equipamento e material experimental
2 X 20 sementes de duas espécies, nomeadamente milho (Zea mays) e feijão (Phaseolus vulgaris);
1 Copo de vidro de 2 litros;
1 Copo de vidro de 10ml;
Tiras de borracha;
2 Ganchos com suportes;
3 Pipetas de 1.0ml graduadas a 0.1ml secas;
Tubos de borracha;
3 Rolhas de borracha com furos e tubos finos de vidro;
Algodão;
Placas de petri;
Grânulos de KOH;
Água;
Balança analítica;
Azul-de-metileno.
10
10 
3.Metodologia
1º 48 Horas antes da experiência colocaram-se as sementes de milho (Zea mays) e feijão (Phaseolus vulgaris) a germinar em papel de filtro absorvente sob placas de petri com alguns mililitros de água;
2º No dia da experiência, foram colocados ¾ de água da torneira num copo de 2L a temperatura ambiente;
3º Juntaram-se os 3 tubos de ensaio com uma tira de borracha e foram presos no gancho ligado a um suporte, no copo de vidrode 2L com água de tal forma que apenas os 2 cm superiores estivessem fora dela;
4º Em um copo de vidro de 10ml foram misturados alguns mililitros de água e azul-de-metileno;
5º Foi deitada uma gota da água colorida com azul-de-metileno nas 3 pipetas graduadas de 1.0ml. As pipetas fora colocadas horizontalmente num segundo gancho e as partes terminais das pipetas foram ligadas aos tubos de borracha;
6º Foram pesadas 10 sementes em germinação do milho (Zea mays) e colocadas no tubo nº 1 e no tubo nº2;
7º O tubo 3º funcionou como controle, e não foi colocada nenhuma semente dentro dele;
8º Foi colocado um pedaço de algodão no topo das sementes no tubo nº1 e umas partículas de KOH sobre o algodão;
9º Verificou-se se a bolha estava a meio da graduação das pipetas e foram ligadas aos três tubos de ensaio;
10º Foram anotados na ficha de experiência o tempo e o valor dos dois lados da gota de água nas 3 pipetas;
11º Foram feitas leituras de 2 em 2 minutos, durante um período de 30 minutos;
12º Foi repetida a experiência com as sementes de feijão (Phaseolus vulgaris) começando sempre com a bolha de água no meio da escala;
13º Para o cálculo da mudança do volume usou-se a seguinte fórmula: 
∆V = V/∆t *P. Onde V é a mudança do volume nos pontos onde a linha é recta, P é a massa inicial das sementes, e ∆t é a variação do tempo nos pontos a linha é recta. A unidade é ml/g.min;
14º O valor de O2 consumido por grama de semente e por minuto é dado pela variação do peso das sementes multiplicado pela média dos valores da bolha em 1 minuto dividida por 30;
15º O O2 consumido é dado pelo tubo nº1 e o CO2 produzido é dado pela diferença entre o tubo nº2 e o tubo nº1.
16º Para calcular o quociente respiratório das sementes foi usada a seguinte fórmula: QR = CO2/O2;
4.Resultados
	As sementes do milho e feijão tiveram maiores pesos no início do tratamento. No final deste, as sementes de ambas as espécies diminuíram o seu peso, como ilustra a tabela 1.
Tabela 1. Peso das sementes de milho (Zea mays) e feijão (Phaseolus vulgaris) antes e depois do tratamento.
	
Espécies
	Pesos em gramas (g) antes do tratamento
	Pesos em gramas (g) depois do tratamento
	Módulo da variação do peso
	
	Tubo nº1
	Tubo nº2
	Tubo nº1
	Tubo nº2
	Tubo nº1
	Tubo nº2
	Milho (Zea mays)
	5,82
	5,94
	5,76
	5,91
	0,06
	0,03
	Feijão (Phaseolus vulgaris)
	8,18
	7,44
	8,03
	7,31
	0,15
	0,13
Nas sementes de milho (Zea mays) não ocorreu nenhuma variação na posição da bolha no tubo nº3 (controle) nos 30 minutos, por isso não se corrigiram os valores do tubo nº1 e nº2. A bolha do tubo nº1 (com KOH) variou mais que a bolha do tubo nº2 como mostra a tabela 2.
Tabela 2. Valores dos dois lados da gota de água nas 3 pipetas das sementes de milho (Zea mays) em germinação e a variação do volume (quociente respiratório). 
	Tempo em minutos
	Tubo nº1
	Tubo nº2
	Tubo nº3
	Tubo nº1 
Variação do volume
	Tubo nº2 Variação do volume
	2
	0.20-0.25
	0.35-0.43
	0.12-0.17
	0
	0
	4
	0.21-0.26
	0.35-0.43
	0.12-0.17
	0,01
	0
	6
	0.23-0.28
	0.35-0.43
	0.12-0.17
	0,02
	0
	8
	0.23-0.28
	0.36-0.44
	0.12-0.17
	0
	0,01
	10
	0.24-0.29
	0.36-0.44
	0.12-0.17
	0,01
	0
	12
	0.24-0.29
	0.36-0.44
	0.12-0.17
	0
	0
	14
	0.24-0.29
	0.36-0.44
	0.12-0.17
	0
	0
	16
	0.26-0.31
	0.37-0.45
	0.12-0.17
	0,02
	0,01
	18
	0.26-0.31
	0.38-0.45
	0.12-0.17
	0
	0,01
	20
	0.27-0.32
	0.38-0.45
	0.12-0.17
	0,01
	0
	22
	0.27-0.32
	0.38-0.45
	0.12-0.17
	0
	0
	24
	0.27-0.32
	0.38-0.45
	0.12-0.17
	0
	0
	26
	0.28-0.33
	0.38-0.45
	0.12-0.17
	0,01
	0
	28
	0.29-0.34
	0.39-0.45
	0.12-0.17
	0,01
	0,01
	30
	0.29-0.34
	0.39-0.45
	0.12-0.17
	0
	0
Verificou-se que no tubo nº1 (com KOH) houve maior variação dos valores da bolha em relação ao tubo nº2, mostrando maior variação do volume como ilustra a figura 2.
Figura 2. Valores corrigidos (mudança de volume) das sementes de milho (Zea mays) em função do tempo.
No tubo nº1 a mudança de volume por grama de sementes no ponto onde a linha é recta foi igual à 0,0017ml/g.min e no tubo nº2 a mudança foi igual à 0,0016ml/g.min. 
O O2 consumido por grama de sementes e por minuto foi igual à 0,00075. E o CO2 produzido por grama de semente e por minuto foi igual à 0,00015.
O quociente respiratório das sementes em germinação do milho foi igual à 0,2.
Nas sementes de feijão (Phaseolus vulgaris) não ocorreu nenhuma variação na posição da bolha no tubo nº3 (controle) nos 30 minutos, por isso não se corrigiram os valores do tubo nº1 e nº2. A bolha do tubo nº1 variou mais que a bolha do tubo nº2 como mostra a tabela 3.
Tabela 3. Valores dos dois lados da gota de água nas 3 pipetas das sementes de feijão (Phaseolus vulgaris) em germinação (quociente respiratório).
	Tempo em minutos
	Tubo nº1
	Tubo nº2
	Tubo nº3
	Tubo nº1 corrigido
	Tubo nº2 corrigido
	2
	0.63-0.67
	0.30-0.35
	0.19-0.24
	0
	0
	4
	0.64-0.68
	0.30-0.35
	0.19-0.24
	0.01
	0
	6
	0.65-0.69
	0.31-0.36
	0.19-0.24
	0.02
	0.01
	8
	0.65-0.69
	0.32-0.37
	0.19-0.24
	0
	0.01
	10
	0.67-0.71
	0.33-0.38
	0.19-0.24
	0.01
	0
	12
	0.69-0.73
	0.35-0.40
	0.19-0.24
	0.02
	0.02
	14
	0.70-0.74
	0.35-0.40
	0.19-0.24
	0.03
	0
	16
	0.70-0.74
	0.36-0.41
	0.19-0.24
	0.01
	0.01
	18
	0.71-0.75
	0.37-0.42
	0.19-0.24
	0.01
	0.02
	20
	0.71-0.75
	0.38-0.43
	0.19-0.24
	0.01
	0.01
	22
	0.74-0.78
	0.40-0.45
	0.19-0.24
	0.03
	0.02
	24
	0.75-0.79
	0.41-0.46
	0.19-0.24
	0.01
	0.01
	26
	0.76-0.80
	0.42-0.47
	0.19-0.24
	0.02
	0.02
	28
	0.76-0.80
	0.42-0.47
	0.19-0.24
	0.03
	0.01
	30
	0.77-0.81
	0.42-0.47
	0.19-0.24
	0.01
	0
Verificou-se que no tubo nº1 (com KOH) houve maior variação dos valores da bolha em relação ao tubo nº2, como ilustra a figura 3.
Figura 3. Valores corrigidos (mudança de volume) das sementes de feijão (Phaseolus vulgaris) em função do tempo.
No tubo nº1 a mudança de volume por grama de sementes nos pontos onde a linha é recta foi igual à 0,00091ml/g.min e no tubo nº2 a mudança foi igual à 0,0013ml/g.min. 
O O2 consumido por grama de sementes e por minuto foi igual à 0,0015. E o CO2 produzido por grama de semente e por minuto foi igual à 0,00125.
O quociente respiratório das sementes em germinação do feijão foi igual à 0,8.
5.Discussão
	A respiração é a oxidação completa de compostos de carbono a CO2 e água, através de uma série de reacções, usando oxigénio como aceptor final de electrões. Sucintamente é a oxidação de compostos orgânicos para a produção de energia e compostos secundários. A energia é liberada e conservada na forma de ATP, o qual pode ser prontamente utilizado para a manutenção e o desenvolvimento da planta ou da semente (Taiz e Zeiger, 2009). Os substratos respiratórios podem ser carbohidratos como amido, sacarose, frutose, glicose e outros açúcares, lípidos, ácidos orgânicos e proteínas (Marenco e Lopes, 2007).
O tubo nº3 serve de controle a variações da pressão atmosférica, a quando da variação da pressão atmosférica, denota-se também o movimento da gota de água colorida com azul-de-metileno no tubo 3, razão pela qual deve corrigir os valores dos tubos restantes caso se verifique essa variação. Tendo-se verificado nenhum movimento da gota de água colorida com azul-de-metileno no tubo nº3 durante o curso da experiência, a quando da leitura dos resultados concluiu-se que a pressão atmosférica não variou, portanto, se esta isento de corrigir os valores obtidos nos tubos nº1 e nº2.
As análises conduzidas por Magalhães (1995) objectivando estudar os efeitos do aumento de foto assimilados na taxa do crescimento da planta e no peso final dos grãos de milho, foi observado que as sementes do milho eram portadoras de grandes quantidades ou teor de amido o qual é tido como substrato para a respiração. Segundo Alvarenga (2004) a principal fonte de reserva de tecidos ou órgãos como sementes, pode seridentificada pelo seu QR (quociente respiratório). O QR de cereais como milho, arroz, aveia e trigo é aproximadamente igual a 1, indicando que o amido é a principal reserva encontrada nas sementes. Na experiência, verificou-se que o QR do milho foi igual à 0,2, que é um valor muito abaixo do esperado, o que segundo Alvarenga (2004) pode ser explicado pelo facto de que mais de um substrato esteja a ser respirado ao mesmo tempo.
Em leguminosas, o amido pode atingir mais de 50% da MS como em Pisum sp., Vicia faba (Halmer, 1985), Canavalia ensiformis e C. Gladiata (Cortelazzo, 1992). Variedades de Vigna unguiculata apresentam entre 50 e 67% de amido em relação à massa seca da semente. O amido também é principal reserva em inúmeras outras leguminosas (Smith, 1973; Jenner, 1982). Segundo o Marenco e Lopes (2007), a reserva nutritiva do Phaseolus vulgares são lípidos, e não o amido como as inúmeras leguminosas pelo Smith (1973) observados, pois o QR obtido está em torno de 0,7, valor que se aproxima dos resultados obtidos na experiência, que deram um QR igual à 0,8. Como os lípidos e proteínas se apresentam em um estado mais reduzido que os carbohidratos, mais O2 é requerido para sua completa oxidação e os valores de QR ficam em torno de 0,7 (Pinã-Rodrigues et al., 2004).
Pinã-Rodrigues et al., (2004) relatam que a primeira actividade metabólica das sementes, logo após a reidratação, é a respiração. De quase nula, ela passa a valores elevados em relativamente pouco tempo, dependendo da espécie. A actividade e integridade das mitocôndrias de embriões viáveis aumentam a partir do início da embebição, tornando mais eficiente a produção de adenosina trifosfato (ATP – forma de armazenamento de energia), refletindo a elevação do consumo de O2 e consequentemente maior libertação de CO2 (Bewley e Black, 1994).
A variação dos resultados obtidos em torno do valor real, explica-se pelo facto de não se ser practicamente simples a identificação do substrato que está sendo oxidado, pois vários tipos de compostos podem ser oxidados ao mesmo tempo. Portanto, o QR é tão somente um valor médio dependente da contribuição de cada substrato e de seu conteúdo relativo de C, H, e O (Alvarenga, 2004).
Entre os factores do ambiente, a água e a temperatura são tidas como os factores que mais influenciam o processo de germinação e de respiração dos tecidos. Segundo Castro (2011), com absorção de água, por embebição ocorre a reidratação dos tecidos e, consequentemente, a intensificação da respiração. Tendo em consideração que as sementes, tem composição diferente da parede celular elas absorvem de maneiras diferentes a água com a consequente diferença na intensidade da respiração, como se verificou nos diferentes resultados obtidos. Em temperaturas entre 5 e 25 ou 30ºC, a respiração aumenta exponencialmente com a temperatura. Estimou-se que a temperatura para a germinação e respiração das sementes estivesse entre 25ºC, por isso houve respiração.
 
6.Conclusão 
	Tendo em vista os apectos observados, conclui-se que o tubo nº3 é utilizado para se controlar a varição das condições ambientais. Os compostos (substrato) utilizados na respiração do feijão (Phaseolus vulgaris) foram os lípidos e na respiração do milho (Zea mays) não foi possível saber que substrato foi utilizado. Houve maior consumo de O2 e produção de CO2 nos tubos de feijão (Phaseolus vulgaris). O tubo nº1 obsorveu o CO2 produzido, em vez do O2 por causa da presença de KOH.
7.Limitações
Falta de termómetros funcionais, o que não permitiu determinar a temperatura exacta da água no copo de 2 litros. Propõe-se que se adquiram novos termómetros.
8.Referências bibliográficas
Alvarenga, A. (2004). Respiração. Lavras – MG editora.
Bewley, J.D; M. Black, (1994). Seeds: physiology of development and germination. 2ª Edição. New York, Plenum Press.
Castro, P. R., R. P. Kluge (2005). Manual de fisiologia vegetal-teória prática. 650pp. Livroceres.
Castro, M.B. (2011). Avaliação da qualidade fisiológica de sementes de milho por meio da atividade respiratória. Lavras - MG editora.
Cortelazzo, A.L. (1992). Deteção e quantificação do amido em cotilédones de Canavalia ensiformis e C. Gladiata durante o desenvolvimento inicial da planta. Revista brasileira de Botânica, São Paulo.
Ferreira, A.G., F. Borgheti (2004). Germinação-básico ao aplicado. 325pp. Porto Alegre. Editora Artmed. 
Halmer, P. (1985). The mobilization of storage carbohydrates in gerninated seeds. Physiologie vegetale. Montrouge.
Hopkins, W.G. (2000). Introduction to plant physiology. 4ª Edição, 512pp. New York, John Wiley & Sons. Inc. 
Jenner, C.F. (1982). Storage Of Starch. In: Lowus, F.A.; Tanner, W., eds. Plant Carbohydrates. Berlin, Springer – Verlage.
Magalhães, P. C.; F. O. M. Durães; E. Paiva, (1995). Fisiologia da planta do milho. Sete lagoas, EMBRAPA-CNPMS editora.
Marenco, R. A., N. F. Lopes, (2007). Fisiologia Vegetal: Fotossíntese, respiração, relações hídricas e nutrição mineral. 2ª Edição. Viçosa, UFV Editora.
Pinã – Rodrigues , F.C.M.; M. B. Figliolia; M. C. Peixoto, (2004). Testes de qualidade. In: Ferreira, A. G.; F. Borguetti. Germinação: do básico ao aplicado. Porto Alegre, Artmed editora.
Salisbury, F.B; C. W. Rons, (1991). Plant physiology. 4ª Edição. Califórnia, Wadsworth Publishing Company. 
Smith, D.L. (1973). Nucleic acid, protein, and starch synthesis in developing cotyledons of Pisum arvense L. Annals of Botany, London.
Taiz, L.; E. Zeiger, (2009). Fisiologia Vegetal. 4ª Edição. Porto Alegre, Artmed editora.