APOSTILA PARASITO CL NICA

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ROTEIROS DE AULAS PRÁTICAS
PARASITOLOGIA CLÍNICA
CURSO: FARMÁCIA
PROFESSORA: DRA. JOYCE FONTELES 
TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO DE FEZES
 EXAME MACROSCÓPICO: 
Observar a consistência da amostra: 
 Fezes moles ou líquidas sugerem a possível presença de trofozoítos de protozoários intestinais. Já os cistos de protozoários são encontrados com mais frequência em fezes formadas. Ovos e larvas de helmintos podem ser encontrados tanto em fezes líquidas quanto em fezes formadas.
Examinar a superfície da amostra para observar a presença de proglotes de Taenia, ancilostomídeos ou oxiúros adultos, por exemplo. 
Examinar as fezes quanto à presença de sangue e/ou muco. 
EXAME MICROSCÓPICO:
 Permite a visualização de trofozoítos, cistos e oocistos de protozoários e de ovos e larvas de helmintos. É recomendável, como rotina, o emprego de 03 procedimentos distintos 1) exame direto a fresco, para observação dos movimentos do trofozoíto, 2) técnicas de concentração de parasitas 3) um esfregaço de fezes com coloração permanente. 
 Os exames laboratoriais podem ser quantitativos ou qualitativos. Os métodos quantitativos são aqueles nos quais se faz contagem de ovos para avaliação da carga parasitária. Ex: Kato-katz. Os métodos qualitativos são os mais utilizados para a demonstração da presença das formas parasitárias. Frequentemente o número das formas parasitárias é pequeno, assim é necessário recorrer a processos de enriquecimento dessas formas para concentrá-las.
As técnicas de concentração subdividem-se em: Flutuação (Flutuação simples e centrifugo flutuação) e Sedimentação (Sedimentação simples e centrifugo sedimentação). A seguir serão descritos os principais métodos de concentração utilizados na rotina para diagnóstico dos parasitos intestinais. 
EXAME DIRETO A FRESCO 
Materiais necessários:
Solução salina a 0,85%
Paleta de madeira (palito de picolé)
Lâmina
Lamínula 
Microscópio óptico
Procedimento: 
Colocar duas a três gotas de salina a 0,85% em uma lâmina de vidro.
Tocar com a ponta de um palito em vários pontos das fezes, transferindo uma pequena porção para a lâmina de microscopia. 
 Espalhar as fezes, fazendo um esfregaço e examinar ao microscópio. A espessura do esfregaço não deve impedir a passagem de luz. 
O uso de lamínula é facultativo.
MÉTODO DE WILLIS
Materiais necessários:
Copo plástico descartável ou béquer
Paleta de madeira (palito de picolé)
Cálice
Tubo de centrífuga - de 12ml ou de 15ml
Gazes
Solução saturada de NaCl
Lâmina
Lamínula 
Lugol 
Microscópio óptico
Procedimento: 
Colocar 10g de fezes num béquer;
Homogeneíza-las com um pouco de solução saturada de sal (NaCl) 
Filtrar a amostra com uma gaze dobrada 4 vezes; 
Transferir para um tubo de centrífuga 
Completar o volume até a borda do frasco para formar um menisco positivo. 
 Colocar na boca do frasco uma lâmina, que deverá estar em contato com o líquido. 
Deixar em repouso por 10-15 minutos. 
Findo esse tempo, retirar rapidamente a lâmina, deixando a parte molhada voltada para cima. 
 Cobrir com lamínula, corar com lugol e examinar com objetiva 40x.
MÉTODO DE FAUST
Materiais necessários:
Copo plástico descartável ou béquer
Paleta de madeira (palito de picolé)
Água
Cálice
Tubo cônico de centrífuga - de 12ml ou de 15ml
Gazes
Solução de sulfato de zinco a  33%
Centrífuga
Alça bacteriológica
Lâmina
Lamínula 
Lugol 
Microscópio óptico
Procedimento: 
Diluir aproximadamente 5g de fezes em 10 mL de água;
 Homogeneizar bem; 
Colocar a gaze dobrada no cálice e filtrar a amostra; 
Recolher a suspensão e colocar no tubo cônico de centrífuga até a marca de 10mL; 
Centrifugar a 2500 rpm por 1 minuto;
Ressuspender com água, centrifugando novamente, até atingir a limpidez, repetindo esta etapa quantas vezes forem necessárias.
Desprezar o sobrenadante claro e adicionar a solução de SnZO4 (33%) até o volume estipulado no tubo.
Centrifugar novamente.
Recolher a película superficial com uma alça bacteriológica e depositar o material sobre uma lâmina; 
Colocar lugol, cobrir com uma lamínula e visualizar na objetiva de 40X. 
MÉTODO DE LUTZ OU DE HOFFMANN, PONS E JANER 
Materiais necessários:
Copo plástico descartável ou béquer
Paleta de madeira (palito de picolé)
Cálice
Gazes
Lâmina
Lamínula 
Lugol 
Microscópio óptico
Procedimento: 
Colocar aproximadamente 2g de fezes em um béquer ou em um copo plástico descartável, com cerca de 5 ml de água e dissolver bem com auxílio de um palito de picolé;
Acrescentar mais 20 ml de água; 
 Filtrar a suspensão (para isto, usa-se gaze cirúrgica, dobrada em quatro, e colocada em um coador de plástico pequeno) num cálice cônico de 200 ml de capacidade;
Completar o volume do cálice com água; 
Deixar essa suspensão em repouso durante duas a 24 horas; 
 Desprezar o líquido sobrenadante cuidadosamente, homogeneizar o sedimento e coletar uma porção do mesmo;
 Colocar parte do sedimento numa lâmina, corar com lugol e cobrir com lamínula (facultativo);
Visualizar na objetiva de 40X. 
MÉTODO DE RITCHIE
Materiais necessários:
Copo plástico descartável ou béquer
Paleta de madeira (palito de picolé)
Água
Cálice
Tubo Falcon
Gazes
Solução de de formol a 10%
Éter
Centrífuga
Pipeta Pasteur
Lâmina
Lamínula 
Lugol 
Microscópio óptico
Procedimento: 
Colocar aproximadamente 2g de fezes em um béquer e acrescentar água dissolvendo a amostra;
Filtrar a suspensão com gaze; 
Colocar no tubo Falcon e levar à centrífuga por 2 minutos;
Repetir o procedimento até que o sobrenadante fique límpido;
Adicionar 10 mL de formol a 10% e aguardar 10 minutos;
Adicionar 2 mL de éter e centrifugar por 2 minutos;
Verter o sobrenadante e coletar o sedimento com pipeta Pasteur;
Fazer o esfregaço, colocar 1 gota de lugol e cobrir com lamínula;
Visualizar na objetiva de 40X. 
MÉTODO DE BAERMANN-MORAES
Materiais necessários: 
Gazes
Funil
Tubo de borracha
Grampo
Água
Banho maria
Tubo de centrífuga
Lâmina 
Lamínula
Microscópio
Procedimento:
Colocar 8 a 10 gramas de fezes sobre uma gaze dobrada; 
Fechar o bico do funil, adaptado com um tubo de borracha com um grampo e colocar água aquecida a 40°C. 
Adicionar a gaze contendo as fezes no funil e deixar em contato com a água aquecida; 
As larvas vivas migram para a água no funil, acumulando-se, na sua parte estreita e dentro do tubo de borracha a ela acoplado;
Após uma hora a uma hora e meia, as larvas são recolhidas em um tubo, 
Depois de centrifugado a baixa rotação (3 minutos), o sedimento é examinado entre lâmina e lamínula. 
MÉTODO DE RUGAI
Materiais necessários: 
Gazes
Placa de Petri
Cálice
Água
Banho maria
Pipeta Pasteur
Lâmina 
Lamínula
Microscópio
Procedimento:
Colocar, sobre uma placa de Petri 8 a 10 g de fezes e cobrir com uma gaze dobrada;
Colocar este material em um cálice de sedimentação (cônico) cheio de água morna (45°C); 
Deixar em repouso durante 1 hora. As larvas dirigir-se-ão para o fundo do cálice;
Com auxílio de uma pipeta de Pasteur, colher do fundo do cálice (sedimentação) uma porção e colocar em lâmina de microscópio e examinar.
MÉTODO DE HARADA-MORI 
Materiais necessários: 
Papel de filtro
Bastão de vidro
Tubo de centrífuga
Água destilada
Algodão
Pipeta Pasteur
Lâmina 
Lamínula
Microscópio
Procedimento:
Cortar papel de filtro em pedaços deixando as extremidades livres;
Distribuir, com auxílio de bastão de vidro a amostra fecal;
Introduzir a tira de papel com a parte limpa para baixo, no tubo contendo água destilada suficiente para não alcançar a amostra;
Fechar o tubo e deixar em repouso a temperatura ambiente por 10 a 14 dias;
 Após este período, examinar a água do fundo do tubo para ver se existem larvas. 
MÉTODO DE KATO-KATZ
Materiais necessários: 
Papel absorvente
Tela de nylonEspátula 
Placa perfurada
Lâmina de vidro
Papel celofane
Solução de verde malaquita
Microscópio
Procedimento:
Colocar 5 a 10 gramas de fezes sobre papel absorvente;
Depositar uma tela de nylon sobre a amostra e comprimir com auxílio de uma espátula. 
Recolher com uma espátula parte das fezes que atravessou a malha da tela; 
Colocar a amostra no orifício de uma placa perfurada, que já deverá estar sobre uma lâmina, até que este se encontre cheio. 
Retirar o excesso de fezes com a lateral da espátula. 
Levantar a placa perfurada, inclinando, inicialmente, uma das extremidades e retirá-la de modo a permanecer sobre a lâmina de vidro um cilindro de amostra fecal. 
Sobre este cilindro é colocada uma lâmina de celofane, previamente embebida em solução de verde malaquita. 
A lâmina é em seguida invertida sobre uma superfície lisa e pressionada de modo a espalhar uniformemente o material entre lâmina e lamínula evitando o extravasamento das fezes. 
Aguarda-se 30 min para clarificação do esfregaço fecal e examina-se ao microscópio.
 MÉTODO DE GRAHAM
Materiais necessários: 
Fita adesiva
Espátula ou tubo de ensaio
Lâmina de vidro
Microscópio
Procedimento:
Esta técnica deve ser feita pela manhã, antes que o paciente defeque ou tome banho, e repetida, em dias sucessivos; 
Utilizar um pedaço de fita adesiva transparente montada na extremidade de uma espátula ou de um tubo de ensaio; de modo que a parte adesiva permaneça livre, na parte externa do fundo do tubo;
Recomendar que o paciente fique em decúbito ventral, e aplicar a fita gomada montada sobre a região perianal, tendo o cuidado de afastar os glúteos; 
Após a coleta, aplicar a fita gomada sobre a lâmina pressionando levemente do centro para a periferia a fim de evitar a apreensão de bolhas de ar; 
 Preparar no mínimo duas lâminas. Em seguida levar a microscopia. 
As lâminas assim preparadas poderão ser encaminhadas até dois meses após, devido à capacidade de conservação da técnica. 
ATLAS DE PARASITOLOGIA
 
 
 Ovos de Enterobius vermicularis Ovo de Ancilostomídeo
 
 
 Ovos de Trichuris trichiura Ovo de Hymenolepis nana
 
 Ovo fértil de Ascaris lumbricoides Ovo infértil de A. lumbricoides
 
 Ovo de Taenia spp. Ovos de Schistossoma mansoni
 
Cisto de Entamoeba coli Cisto de Entamoeba histolytica
 
Cisto de Giardia lamblia Trofozoíto de Giardia lamblia
 
 Adultos de S. mansoni Adulto de A. lumbricoides
 Adultos de Trichuris trichura
 
Macho adulto de E. vermicularis Larva de Ancilostomídeo
Taenia solium
Taenia saginata 
* Fonte das imagens: DPDx (Laboratory Identification of Parasites of Public Health Concern), CDC.
Referências bibliográficas
DE CARLI, G. A. Parasitologia clínica: seleção de métodos e técnicas de laboratório para o diagnóstico das parasitoses humanas. 2ª ed. São Paulo: Aheneu, 2007. 
 NEVES, D. P. Parasitologia Humana. 9º e 10º ed - São Paulo: Atheneu, 1998 e 2000
 REY, L. Bases da Parasitologia médica. Rio de Janeiro –2º ed. -: Guanabara-Koogan, -1992.