ALTERAÇÕES NO EQUILÍBRIO HIDROELETROLÍTICO

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CAPÍTULO I 
 
 
ALTERAÇÕES NO EQUILÍBRIO HIDROELETROLÍTICO 
 
 
 Neste capítulo serão feitas considerações sobre aspectos da fluidoterapia no pré, trans e 
pós-operatório visando minorar os riscos inerentes ao trauma cirúrgico. 
 A anestesia e cirurgia induzem diferentes graus de agressão ao indivíduo. A intensidade 
da resposta orgânica está relacionada à severidade dessa agressão e às condições físicas do 
animal. É importante lembrar que indivíduos portadores de intercorrência clínica são pacientes 
cirúrgicos de alto risco. Neste caso, deve ser bem calculado o momento da cirurgia. Naquelas 
eletivas a intervenção pode ser protelada dando tempo à preparação pré-operatória adequada. Na 
emergência, no entanto, faz-se necessária decisão criteriosa sobre o momento da operação de vez 
que tanto a protelação quanto a intervenção sem adequadas condições orgânicas podem incorrer 
em óbito. 
 Cada tipo de lesão ou patologia requer adoção de maior ou menor número de medidas 
pré, trans e pós-operatórias. As queimaduras severas, contusões com esmagamento e as fraturas 
são exemplos de agressões que produzem alterações metabólicas agudas e prolongadas. 
 Outro parâmetro a ser considerado no paciente cirúrgico é o seu estado ou equilíbrio 
hidroeletrolítico. No cão, a água é equivalente a 60-65% do peso corporal no adulto, 70-80% nos 
jovens e 45-50% nos obesos. No bovino, um embrião possui 95% de sua constituição em água e 
o recém-nascido 75% ou mais, decrescendo até 
40% na maturidade. 
 Diversas alterações de ordem clínica e 
cirúrgica interferem com o equilíbrio 
hidroeletrolítico. A perda de água determina 
vários graus de desidratação. No animal 
hidratado a distribuição de água é regulada pelas 
forças osmóticas dos solutos que variam entre 
280 e 310 mOsm/kg [média de 295 mOsm/kg 
(Figura 1.1)]. As variações na concentração 
sérica do sódio, cationte em maior concentração 
no líquido extracelular, provocam desvios da 
osmolalidade. Assim, o paciente é suscetível à 
desidratação dos tipos iso, hipo ou hipertônica. 
 Na desidratação isotônica ou 
isonatrêmica ocorre perda proporcional de água 
e sais existentes no espaço extracelular (Figura 1.2). Nesta condição a migração de líquidos entre 
os meios intra e extracelulares é de pouca intensidade, pois a osmolalidade e tonicidade 
permanecem constantes (295 mOsm/kg). As causas mais freqüentes são as perdas por diarréia e 
vômito, seqüestro de líquido extracelular em lesões e infecções dos tecidos moles e nas 
peritonites. 
 A desidratação hipotônica ou hiponatrêmica é caracterizada por baixa osmolalidade do 
espaço extracelular devido a perda de eletrólitos em excesso de água. Há perda de líquido 
hiperosmolar (acima de 310 mOsm/kg). O compartimento extracelular torna-se hiposmolar e 
hipotônico (abaixo de 280 mOsm/kg) em relação ao intracelular. A passagem de líquido 
 
Figura 1.1 - Esquema representativo da 
distribuição hidroeletrolítica 
no organismo 
Alceu Gaspar Raiser, 2007 
 
 
2 
extracelular para o interior da célula restabelece 
o equilíbrio entre os compartimentos a uma 
pressão osmótica menor (inferior a 295 
mOsm/kg), minimizando, assim, a perda do 
meio intracelular. Como se observa, há fuga de 
líquido extracelular para fora do corpo e para o 
interior da célula que ingurgita (Figura 1.3). 
Estes pacientes estão mais predispostos ao 
colapso vascular e requerem terapia agressiva. 
As causas mais comuns desta alteração incluem 
a insuficiência da cortical adrenal, uso 
inadequado de diuréticos e reposição 
iatrogênica de perdas isotônicas com glicose 
5% ou água. 
 Quando ocorrer perda 
proporcionalmente maior de água que sais 
haverá hiperosmolalidade no meio 
extracelular caracterizando uma desidratação 
hipertônica ou hipernatrêmica. Haverá perda 
de líquido hiposmolar (inferior a 280 
mOsm/kg). O meio extracelular torna-se 
hiperosmolar e hipertônico (acima de 310 
mOsm/kg) em relação ao intracelular (Figura 
1.4). A saída de líquido da célula restabelece 
o equilíbrio entre os compartimentos a uma 
pressão osmótica mais elevada (>295 
mOsm/kg) e minimiza a perda do líquido 
extracelular. A desidratação hipertônica está 
associada com baixa ingestão de água, 
aumento nas perdas insensíveis (febre, 
taquipnéia) e administração de soluções 
muito concentradas. 
 O potássio merece consideração por ser o cationte que ocorre em concentração maior 
dentro da célula. Apesar da pequena quantidade extracelular é crítico que sua concentração 
permaneça dentro de limites absolutamente 
estreitos. As alterações iniciam em 
concentrações acima de 6,5 ou abaixo de 2,5 
mEq/l. A hipocalemia ou hipopotassemia ocorre 
nas perdas gastrintestinais (diarréia, vômito ou 
obstrução intestinal), estresse, uso de diuréticos, 
na alcalose, nos traumatismos como 
queimaduras, exsudação de feridas e destruição 
de tecidos com liberação de potássio das células, 
sendo subseqüentemente perdido pela urina. A 
anorexia, má nutrição e administração parenteral 
de soluções sem potássio também são causas de 
hipocalemia. Já, a hipercalemia pode ser 
conseqüência de anúria (falha renal, desidratação 
 
Figura 1.2 - Desidratação isotônica. A perda 
proporcional de água e eletrólitos 
não altera a osmolaridade entre os 
compartimentos orgânicos. 
 
Figura 1.3 - Desidratação hipotônica. A perda de 
líquido hipertônico causa desidratação 
hipotônica. 
 
Figura 1.4 - Desidratação hipertônica. A perda de 
líquido hipotônico torna os meios 
hipertônicos. 
Patologia Cirúrgica Veterinária - UFSM, Santa Maria. 
 
 
3 
e choque), insuficiência adrenal, administração venosa muito rápida de soluções contendo 
potássio e por ação das catecolaminas (efeito catabólico). 
 Cabe ressaltar ainda que os requerimentos hidroeletrolíticos podem ser classificados em 
dois grupos: a) deficiência de volume intersticial e/ou intracelular (desidratação) e, b) 
diminuição do volume circulante (hipovolemia). É preciso lembrar, no entanto, que ambos estão 
correlacionados devido à constante interação através dos mecanismos de homeostase. Desta 
forma, as soluções para fluidoterapia podem ser agrupadas de conformidade com suas 
características: a) soluções coloidais para repor a volemia e b) soluções salinas para repor o 
volume extravascular (hidratar). 
 
1.0 - HIDRATAÇÃO 
 
 Para ser feito o diagnóstico do déficit líquido no organismo podem ser utilizados 
exames clínico e de laboratório. 
Neste capítulo será dada ênfase à 
avaliação clínica, de vez que o 
cirurgião nem sempre dispõe de 
tempo ou, mesmo, apoio laboratorial 
antes da cirurgia. 
 Com finalidade didática a 
hidroterapia será apresentada em 
três fases: pré, trans e pós-
operatória. 
 
1.1 - REPOSIÇÃO PRÉ-
OPERATÓRIA 
1.1.1 - Pequenos Animais 
 No pré-operatório além dos 
cuidados rotineiros, que antecedem 
a cirurgia, está indicada a 
estabilização hidroeletrolítica. Para 
estimar a quantidade de solução a 
repor é necessário avaliar o grau de 
espoliação que o indivíduo 
apresenta. A avaliação clínica 
permite uma estimativa subjetiva, 
porém suficiente para evitar 
reposição excessiva ou muito aquém 
das reais necessidades do paciente. 
O Quadro 1.1 ilustra os graus de 
desidratação e os sinais físicos correspondentes. É conveniente lembrar que nos animais obesos 
ou caquéticos estes sinais podem estar mascarados. Desnutrição não é sinônimo de desidratação 
e obesidade não significa boa condição física. 
 O déficit avaliado, quando aplicado na fórmula: 
 
indica a quantidade de solução necessária para 
compensar o volume de líquido, que o indivíduo já 
perdeu e que deverá ser reposto em 24 horas. 
Quadro 1.1. Parâmetros para avaliação clínica pré-operatória 
de cães, relacionando os sinais físicos com o grau 
de desidratação. 
 
 
% de 
desidratação 
 
 
Sinais Físicos 
4 Semanormalidade; apenas história clínica de 
falta de ingestão de água; 
 
6 Leve inelasticidade da pele (flacidez); mucosas 
e pele secas; urina concentrada; cansa 
facilmente; 
 
8 Pele sem elasticidade; tempo de reperfusão 
capilar acima de 3 Segundos; olho profundo na 
órbita; mucosa oral viscosa e seca; conjuntiva 
congesta e seca; urina concentrada e escassa; 
 
10-12 Pele com severa falta de elasticidade; 
reperfusão capilar acima de 3 Segundos; olho 
profundo na órbita; mucosa pálida; pulso rápido 
e fraco; contrações musculares involuntárias; 
choque em animais debilitados; 
 
12-15 Choque ou morte iminente. 
 
Adaptado de CORNELIUS, 1980. 
peso (kg) X % desidratação 
---------------------------------- = litros de solução 
 100 
Alceu Gaspar Raiser, 2007 
 
 
4 
 Se o indivíduo não tomar água, principalmente quando apresentar afecções 
gastrintestinais, o seu requerimento hidroeletrolítico diário deve ser calculado. Ter em mente que 
o requerimento basal é aquele em condições de repouso e em normotermia. As compensações 
para perdas digestivas devem considerar a condição de vômito, diarréia ou diarréia e vômito. O 
Quadro 1.2 apresenta as necessidades estimadas de água, nestas situações, e o requerimento de 
sódio e potássio que são os principais cationtes nos meios extra e intracelular respectivamente. 
 Tomando como exemplo um cão Doberman de 8,0kg, candidato a cirurgia estética de 
orelhas (eletiva), mas apresentando um grau de desidratação equivalente a 10% em 
conseqüência a vômito e diarréia. O cálculo de solução a repor em 24 
horas, conforme a fórmula, seria de: 
 - 800 ml (0,8 litros) relativos à desidratação. 
 - 480 ml relativos às perdas gastrintestinais (60 x 8); 
 - 400ml relativos a seu requerimento diário (50 x 8), na hipótese 
de não ingerir água (Quadro 1.2). Este cão deveria receber, portanto, 1680 ml de solução, por 
gotejamento venoso durante 24 h. Como é impraticável mantê-lo contido por tanto tempo, a 
quantidade calculada pode ser fracionada em várias doses durante o dia (por exemplo: 420 ml a 
cada 6 h, para este caso específico). A reposição será mais efetiva se o paciente for reavaliado 
antes da reposição de cada fração, pois pode haver mudança no quadro clínico com maior ou 
menor requerimento durante o dia. 
 Nas cirurgias eletivas o cirurgião pode dar-se ao luxo de corrigir completamente a 
desidratação antes da intervenção. A emergência e o custo podem tornar-se limitantes. No 
primeiro caso não se pode esperar muito para intervir, perdendo um tempo precioso à 
sobrevivência, no entanto, pode-se iniciar a reposição enquanto se faz o exame clínico e estão 
sendo tomadas as medidas pré-operatórias de rotina. No segundo caso, o custo da internação e 
das soluções pode ser anti-econômico. Em se tratando de pequenos animais geralmente 
predomina o valor afetivo. 
 A escolha da solução de reposição é fator importante na hidratação. A maioria dos 
animais desidratados requer 
relativamente mais água que 
eletrólitos. Quando for associada 
uma solução eletrolítica com 
outra glicosada, ambas 
isotônicas, a glicose é 
metabolizada restando a água 
que é distribuída pelo organismo 
ou eliminada pela urina. 
 Quando houver 
desidratação hiponatrêmica será 
recomendado administrar 
solução de NaCl 0,9% com 
glicose 5% (150 mEq de Na+, 
150 mEq de Cl- e 50 g de 
glicose). Na desidratação 
isonatrêmica pode ser utilizada 
solução de NaCl 0,45% e glicose 
2,5% (75 mEq de Na+, 75 mEq 
de Cl- e 25 g de glicose). Nos 
Quadro 1.2. Parâmetros para reposição das necessidades básicas 
diárias, das perdas já ocorridas, das perdas 
gastrintestinais relativas à água, sódio e potássio 
para cães e gatos. 
 
Especifica
-ção 
 
 
Água 
 
Sódio 
 
Potássio 
 
Necessida-
des diárias 
 
Cão: 40-50 ml/kg/dia 
Gato: 70 ml/kg/dia 
 
 
3 mEq/kg/dia 
 
1 mEq/kg/dia 
Perdas já 
ocorridas 
 
%depleção x kg 
------------------- 
 100 
 
6 mEq/100 
ml a repor 
2mEq/100ml a 
repor 
Perdas 
gastrintesti
-nais 
Vômito: 40 ml/kg/dia 
Diarréia: 50 ml/kg/dia 
Ambos: 60 ml/kg/dia 
 
9 mEq/100 
ml 
3 mEq/100ml 
8 X 10 
--------- = 0,8 litros 
 100 
Patologia Cirúrgica Veterinária - UFSM, Santa Maria. 
 
 
5 
casos de desidratação hipertônica, os fatores mais importantes são a velocidade de reposição e a 
concentração de sódio na solução indicada. No primeiro caso a reposição não deve ser 
completada antes de 48 horas pelo risco de edema cerebral. A solução deve ser de NaCl 0,45% 
e glicose 2,5%. Nos três tipos de desidratação o cloreto de sódio pode ser substituído pela 
solução de Ringer lactato de sódio, nas mesmas proporções com a glicose. 
 
 Na vigência de hipocalemia pode ser administrado cloreto de potássio, via oral, ou 
intravenoso. A administração venosa não deve exceder a velocidade de 0,5 mEq/kg/h, a não ser 
que seja feita monitoração cardíaca com eletrocardiógrafo. O potássio pode induzir arritmias 
graves. As necessidades diárias e requerimentos relativos ao potássio estão dispostos no Quadro 
1.2. 
 No cão Doberman de 8 kg, tomado anteriormente como exemplo, seriam necessários 
38,4 mEq de potássio: 8 mEq como requerimento diário (8 kg x 1 mEq); 16 mEq pelo volume 
de reposição correspondente às perdas ocorridas (800 ml x 2 ÷ 100); 14,4 mEq para o volume de 
compensação às perdas gastrintestinais (480 ml x 3 ÷ 100). 
 Considerando que uma ampola de KCl 10% com 10 ml de solução possui 1 g ou 
aproximadamente 14 mEq (1 g de KCl = 13,9 mEq de K+) serão necessários 27,4 ml para o cão 
de 8 kg no exemplo citado. Este volume deve ser diluído em 250 ml de NaCl 0,9% e 
administrado em gotejamento venoso que não ultrapasse a velocidade de 0,5 mEq/kg/h. No cão 
citado, 4 mEq/h ou seja: os 38, 4 mEq seriam administrados em aproximadamente 9:30 h. De 
forma mais simples, o volume de KCL calculado pode ser diluído em 250 ml de solução salina 
isotônica e administrado por via subcutânea em várias aplicações ao dia dependendo do tamanho 
do animal. 
 Quando se quiser minorar o ônus da internação hospitalar para efetuar hidratação 
parenteral, o proprietário pode ser instruído a utilizar hidratantes orais como o Pedialyte® 
(Abbott Lab. do Brasil Ltda), usado comumente em pediatria, ou a administrar preparados 
caseiros (água, sal e açúcar). Afecções gastrintestinais podem limitar o uso de soluções orais. 
 
1.1.2 - Grandes Animais 
 É difícil avaliar o grau de 
desidratação nas espécies de grande porte. Os 
sinais clínicos de turgor da pele, umidade e 
brilho das mucosas, caráter e posição do olho 
na órbita são subjetivos. 
 Para bovinos têm sido 
estabelecidos, como parâmetros 
aproximados, dois graus de desidratação 
(Quadro 1.3) 
 Quando um bovino não tomar 
voluntariamente as necessidades hídricas 
diárias (necessidades basais), estas devem ser 
suplementadas, sendo adicionadas ao déficit 
calculado, em quantidade equivalente ao 
relacionado no Quadro 1.4. 
 Assim, um bovino de 500 kg que 
apresentasse uma espoliação de 50 litros, não 
tomando água em 24 horas, precisaria de 
mais 25 litros. A hidratação parenteral em bovinos, como se observa, é muito onerosa. Assim, o 
 
Quadro 1.3. Parâmetros para avaliação da 
desidratação em bovinos (conforme 
JENNINGS, 1984). 
 
 
% de Desidratação 
 
Sinais Clínicos 
 
10 Sinais de depressão e apatia; 
mucosas ressequidas; perda de 
turgor da pele; olho profundo na 
órbita; paciente em estação ou 
decúbito esternal; 
 
15 Além dos sinais de grau 
moderado, diminuição na 
temperatura corporal, decúbito 
lateral; animal moribundo. 
 
Alceu Gaspar Raiser, 2007 
 
 
6 
objetivo imediato é combater a alteração 
que prejudica ou impede a ingestão oral 
de alimentos e líquidos. 
 Em relação a avaliação da 
desidrataçãoem eqüinos cabe ressaltar 
que: 
 - potros, a semelhança de bezerros, 
filhotes de cães e gatos, desidratam 
rapidamente e podem alcançar níveis 
críticos com vômito e diarréia 
moderados quando não tomam água; 
 - as perdas por diarréia no eqüino 
adulto podem variar de 15 a 80 litros de 
água por dia; 
 - o requerimento basal em água é de 
40-50 ml/kg/dia. O requerimento de 
potássio é de 1 mEq/kg/dia e a 
velocidade de administração, sem 
controle eletrocardiográfico, não deve 
exceder 0,2-0,3 mEq/kg/h; 
 - na vigência de cólica recomenda-
se associar 1 litro de plasma ou 
expansor para cada 9 litros de solução 
de Ringer lactato. Assim serão 
compensados os desvios de sódio e o 
seqüestro de proteínas do plasma para o 
lúme intestinal. 
 Para eqüinos têm sido estabelecidos três parâmetros para avaliação da desidratação 
como pode ser verificado no Quadro 1.5. 
 Para melhor aproveitamento das 
soluções salinas, elas devem ser 
administradas lentamente e acompanhadas 
de monitoração clínica. Sinais de diurese 
abundante, inquietação, desconforto, 
serosidade nasal indicam reposição muito 
rápida ou uso de solução inadequada. 
Reduzir ou suspender a administração até 
diagnosticar e corrigir o problema. 
 No Quadro 1.6 estão relacionadas 
algumas das soluções mais utilizadas e 
suas características. Algumas delas 
apresentam concentrações variadas. Por 
exemplo: a glicose é veiculada em 
apresentação comercial também a 10%, 
20%, 30%, e 40%. O Cloreto de potássio é 
comercializado também em ampolas a 
14,85%, 19,8% e 20%. O bicarbonato de 
sódio também a 3%; 
 
Quadro 1.5. Parâmetros para avaliação da desidratação 
em eqüinos. 
 
% de 
desidratação 
 
Sinais clínicos 
 
Até 4 Inaparentes; 
4 - 6 Perda de elasticidade da pele; 
ressecamento das mucosas; tempo de 
reperfusão capilar aumentado; 
diminuição no débito urinário; 
8 - 10 Os sinais anteriores tornam-se mais 
severos; ressecamento da córnea; 
diminuição na pressão intra-ocular; 
retração do olho na órbita; pulso fraco; 
oligúria; depressão; hematócrito acima 
de 60%; jugular com distensão 
comprometida. 
 
Quadro 1.4. Requerimento diário de água (litros/dia) para 
animais isotérmicos e febris incapacitados de 
ingerir água. Em fêmeas aleitando 
acrescentar 1 litro de água por litro de leite 
produzido. (Extraído de JENNINGS, 1984). 
 
 
Peso 
 
Temperatura (oC) 
 
Peso 
 
Temperatura 
(oC) 
(kg) + 1 +2 +3 (kg) +1 +2 +3 
40 3,0 3,5 4,0 240 13,5 15,0 17,0 
50 3,7 4,2 4,6 280 15,0 18,0 19,9 
60 4,2 4,9 5,5 320 17,8 19,0 21,0 
70 4,9 5,5 6,0 340 18,6 20,0 23,0 
80 5,3 6,2 7,0 380 19,0 22,0 25,0 
90 6,0 6,6 7,4 400 20,0 23,0 26,0 
100 6,6 7,5 8,2 450 22,0 24,5 27,0 
120 7,4 8,4 9,6 500 25,0 27,0 29,0 
140 8,8 9,7 11,
0 
600 28,0 32,0 40,0 
160 9,8 10,8 12,
5 
700 32,0 36,0 41,0 
180 10,0 2,0 14,
2 
900 40,0 45,0 50,0 
200 11,2 13,0 14,
9 
1000 43,0 48,0 60,0 
 
Patologia Cirúrgica Veterinária - UFSM, Santa Maria. 
 
 
7 
 As soluções especificadas no Quadro 1.6 têm as seguintes indicações: 
 - Ringer lactato: hidratante e alcalinizante moderado; 
 - Ringer e NaCl 0,9%: hidratantes e acidificante moderados; 
 - Glicose 5% e 50%: hidratante e energético; 
 - Glico-salina iso e hipotônica: hidratante e energético; 
 - NaHCO3: alcalinizante; 
 - KCl: reposição de cloro e potássio; 
- Intralipid® e Aminoplasmal®: alimentação parenteral. 
 
1.2 - REPOSIÇÃO TRANS-OPERATÓRIA 
 Com raras exceções a maioria dos fármacos tranqüilizantes e anestésicos são 
hipotensores. Daí a necessidade de preparação pré-operatória, aliada a uma escolha criteriosa do 
tipo de anestesia no animal com patologia aguda. Durante a cirurgia ocorrem perdas de grau 
proporcional ao tempo e severidade da agressão cirúrgica. Quando da diérese de tecidos ocorre 
resposta inflamatória imediata com formação de exsudato, o que resulta em mobilização dos 
líquidos para a área lesionada. 
 Além da perda de volume circulante (hemorragia) há redução do líquido extracelular 
devido ao seqüestro para o chamado “terceiro espaço” (que inclui o edema de dissecação 
extensa, fuga de líquido para o lúme ou parede de órgãos ocos e cavidade peritoneal); para o 
meio externo por evaporação (na superfície corporal, trato respiratório, vísceras expostas); por 
lesão celular. 
 A diminuição ou elevação dos níveis de sódio extracelular e potássio intracelular está 
ligada a aumento ou diminuição dos líquidos orgânicos. A utilização de uma solução eletrolítica 
balanceada durante as intervenções cirúrgicas traz benefícios inquestionáveis. Além de facilitar a 
suplementação de anestésico venoso, quando necessário, e a suplementação de fármacos em 
caso de emergência hemodinâmica, oferece compensação para as perdas de líquido orgânico. É 
recomendada a solução de Ringer lactato de sódio, em dose de 10 a 20 ml/kg/h, para pequenos e 
6 a 8 ml/kg/h para grandes animais. Esta dose pode ser aumentada ou diminuída, durante a 
cirurgia, dependendo da reação do paciente. 
 
Quadro 1.6. Característica de algumas soluções parenterais utilizadas na rotina clínico-cirúrgica. 
 
 
Solução 
 
Sódio 
(mEq/l) 
 
Potássio 
(mEq/l) 
 
Cálcio 
(mEq/l) 
 
Cloro 
(mEq/l) 
 
 
Tampão 
 
Kcal/l 
 
pH 
 
Ringer lactato 
 
130 
 
4 
 
3 
 
109 
 
lactato 
 
9 
 
6,5 
Ringer 147 4 5 156 ------- - 5,4 
NaCl 0,9% 154 - - 154 ------- - 5,4 
Glicose 5% --- - - --- glicose 200 5,0 
Glicose 50% --- - - --- glicose 2000 4,2 
Glico-salina 154 - - 154 glicose 200 4,7 
Glico-sal. 0,45% 77 - - 77 glicose 100 4,8 
NaHco3 1000 - - --- bicarbonato --- 7,8 
KCl --- 1380 - 1380 ------- --- 4,5 
Aminoplasmal --- - - - aminoácidos 200 6,0 - 7,0 
Intralipid --- - - --- ácidos graxos 1100 - 
 
Alceu Gaspar Raiser, 2007 
 
 
8 
 Além de fazer a reposição hidroeletrolítica o Ringer lactato de sódio tem ação 
alcalinizante devido ao incremento na perfusão tecidual, filtração renal e metabolização do 
lactato em bicarbonato. Deve ser considerado, no entanto, que o lactato é metabolizado em 2 a 3 
horas pelo fígado. Assim, nos casos de severa acidose láctica e/ou patologia hepática, é 
recomendado usar o bicarbonato e sódio na dose de 2 a 4 mEq/kg, diluído em 500 ml de solução 
salina e administrado por gotejamento venoso em 4 a 6 horas. 
 
1.3 - REPOSIÇÃO PÓS-OPERATÓRIA 
 O pós-operatório tem como prioridade principal a rápida recuperação da capacidade de 
auto-manutenção pelo paciente. Quando for feito um pré-operatório cuidadoso e cirurgia 
atraumática, mesmo compensando as perdas trans-operatórias, mas houver falha no 
acompanhamento pós-cirúrgico, haverá grande possibilidade de insucesso. Nesta fase, portanto, 
deve ser procedida avaliação clínica cuidadosa da dinâmica circulatória, registrando o aporte e as 
perdas de líquido diariamente. Para isso canis metálicos com calhas coletoras permitem medir a 
quantidade de líquido perdido pela urina e eventual vômito ou diarréia. Anotar também o 
volume administrado no trans-operatório e lembrar que as perdas para o “terceiro espaço” 
comumente ainda prosseguem após a cirurgia. A avaliação dos sinais físicos permite uma 
estimativa aproximada da condição geral. 
 Pacientes de traumatismo tendem a reter água e sódio. A retenção hídrica é conseqüente 
à secreção aumentada e prolongada do hormônio antidiurético (ADH). Há também contribuição 
do mecanismo renina-angiotensina-aldosterona. Inicialmente há retenção de líquido como edema 
nos tecidos lesionados que atuam a semelhança de esponjas. Mais tarde, o líquido retido por 
ação do hormônio anti-diurético move-se do leito vascular para o interstício e célula. Ocorre 
paralelamente retenção de sal, mas em menor escala e sobrevem hiponatremia dilucional. A 
hiponatremia e excreção reduzida de sódio após procedimentoscirúrgicos prolongam a 
recuperação do paciente. 
 Na fase de estresse pelo trauma cirúrgico ocorre gliconeogênese principalmente às 
expensas de aminoácidos. O catabolismo protêico está aumentado na fase de regeneração 
tecidual. Desta forma, no pós-operatório imediato a fluidoterapia deve constar de uma solução 
hidroeletrolítica balanceada, como o Ringer lactato de sódio, à qual pode ser associada outra 
contendo aminoáciodos e não glicose. O volume de ao menos 50 ml/kg/dia para o cão, 70 
ml/kg/dia para o gato e 40 ml/kg/dia para grandes animais evitará a oligúria e hiponatremia 
dilucional. Quantidades maiores ou menores de soluções ou a escolha de diferentes tipos ficam 
na dependência de cuidadosa avaliação clínica. 
 Pode acontecer de o paciente ter sofrido severa agressão comprometendo sua volemia. 
São exemplos as lesões com hemorragia abundante e as queimaduras extensas. Os sinais físicos 
indicadores de hipotensão incluem: pulso filiforme ou ausente, colabamento de veias periféricas, 
diminuição no débito urinário, bulhas cardíacas mais fracas à auscultação e variação na 
coloração das mucosas e tempo de reperfusão capilar (Quadro 1.7). 
 Estes casos de hipovolemia requerem a reposição de volume com soluções contendo 
moléculas que não passam facilmente através da parede capilar e permaneçam no leito vascular 
exercendo pressão coloidosmótica. Estas soluções são conhecidas como coloidais. Assim, as 
soluções salinas, como a de Ringer ou Ringer lactato, por não manterem pressão coloidosmótica, 
podem causar edema nestas situações por passarem rapidamente para o meio intersticial. 
Experimentalmente comprovou-se que é necessário um volume três a quatro vezes superior ao 
de sangue perdido, quando for substituído por solução salina. Assim, a associação entre soluções 
hidratantes e expansores da volemia deve estar numa proporção de 3:1 para que seja corrigido o 
déficit hidroeletrolítico e a hipotensão. 
Patologia Cirúrgica Veterinária - UFSM, Santa Maria. 
 
 
9 
 Lembrar sempre que as soluções salinas são hidratantes, enquanto que as coloidais 
expandem a volemia. A associação entre esses dois grupos de soluções é freqüente, pois os casos 
de hipotensão freqüentemente acompanham-se de desidratação. 
 
1.4 - TRANSFUSÃO DE SANGUE 
 O sangue é essencial à sobrevivência do ser vivo. A transfusão de um indivíduo para 
outro tem conseguido resultados excelentes, mas também desastrosos. Os resultados negativos 
decorrem de incompatibilidade imunológica, uso inadequado de anticoagulante, sepsia e 
reposição insuficiente ou excessiva. 
 
1.4.1 - Grupos sangüíneos 
 A membrana dos eritrócitos apresenta antígenos específicos que determinam os grupos 
sangüíneos nas diferentes espécies. Estes antígenos são mucopolissacarídeos e/ou glicolipídeos. 
 No cão estão caracterizados 7 antígenos eritrocitários denominados DEA (Dog 
Eritrocyte Antigen) compostos de oito determinantes antigênicos. São eles: DEA1.1; DEA1.2; 
DEA3; DEA4; DEA5; DEA6; DEA7; DEA8. O grupo DEA1.1 é o mais antigênico e reativo. 
 A incidência de reações transfusionais em repetidas transfusões com doador e receptor 
ao acaso é de 15%. Aproximadamente 15% dos cães possuem isoanticorpos naturais contra os 
grupos sangüíneos DEA3, DEA5, DEA7 e, portanto, capazes de apresentar reação transfusional 
na primeira reposição. As reações anti DEA7 são mais freqüentes. 
 No gato são encontrados 3 tipos específicos de antígenos associados com a membrana 
eritrocitária. Os grupos e a incidência são os seguintes: A = 73%; B = 26% e AB = 1%. 
 Pesquisas nos Estados Unidos da América são conflitantes com aquelas na Austrália, 
quando citam que os gatos do grupo B são portadores de títulos elevados de anticorpos naturais 
anti-A, que aumentam significativamente o risco de reações já na primeira transfusão. 
 Na espécie bovina existem 11 sistemas de grupos sangüíneos, sendo, que cada grupo 
tem número variável de determinante antigênico. Os sistemas de grupos são os seguintes: A; B; 
C; F; J; L; M; S; R‘; T‘; Z. 
 Cada um dos grupos citados possui vários fenogrupos. Por exemplo: no grupo A 
existem 11, no C existem 100 e no B existem 1000. 
 
Quadro 1.7. Relação entre variações na coloração das mucosas e tempo de reperfusão capilar com a condição 
cardiovascular. 
 
 
Coloração das mucosas 
 
Tempo de reperfusão 
capilar 
 
 
Condição cardiovascular 
Rosa brilhante 1 segundo ou menos Normal 
Congestas 1 segundo ou menos Vasodilatação; débito cardíaco normal a baixo 
Rosa-pálidas 1 a 3 segundos Pressão sangüínea e débito cardíaco baixos; vasocons-
trição periférica; 
Azuladas 
 
NELSON, 1976. 
1 a 3 segundos Pressão arterial e débito cardíaco muito baixos; hipóxia; 
possível dilatação venosa e/ ou refluxo de sangue venoso 
em leito capilar. 
 
Alceu Gaspar Raiser, 2007 
 
 
10 
 Os grupos sangüíneos mais imunogênicos são o A, C, B. A maioria dos grupos 
sangüíneos não apresenta anticorpos naturais correspondentes, salvo para o grupo J. Animais 
não portadores de determinantes antigênicos J, possuem anticorpos naturais anti-J, os quais são 
mais facilmente hemolisantes que aglutinantes. 
 Os eqüinos possuem oito sistemas de grupos sangüíneos: A; C; D; K; P; Q; T; U. Esses 
compreendem cerca de 30 fatores sangüíneos. O número e tipos sangüíneos para cavalos são de 
aproximadamente 400 000. 
 
1.4.2 - Acidentes tranfusionais 
 Quando da transfusão de sangue incompatível a combinação do antígeno eritrocitário 
com a IgG ou IgM, em presença do complemento, resultará em hemólise ou hemaglutinação. 
 De modo geral, a primeira transfusão feita a um paciente não determina reação do tipo 
incompatibilidade, de vez que é o primeiro contato com o antígeno. Se os animais, doador e 
receptor, forem de grupos diferentes, o receptor será sensibilizado a esse antígeno e numa 
segunda transfusão apresentará sinais de incompatibilidade, se receber sangue do mesmo grupo 
ao qual estiver sensibilizado. Os animais portadores de isoanticorpos naturais podem apresentar 
reação já na primeira transfusão. 
 Em animal que nunca recebeu sangue, podem ser feitas várias transfusões com o 
mesmo tipo de sangue, durante 4 a 5 dias, com relativa segurança. A partir de uma semana o 
receptor já reagirá aos antígenos do sangue transfundido (quando incompatível) e apresentará 
iso-hemolisinas. 
 A transfusão de sangue incompatível pode causar: a) destruição tardia dos eritrócitos 
transfundidos (7 a 10 dias no cão e menos de 5 no gato); b) sensibilização do receptor a 
subseqüente transfusão do mesmo sangue; c) reação transfusional imediata em um paciente já 
sensibilizado, e d) possibilidade de enfermidade hemolítica em recém nascidos que tenham 
recebido isoanticorpos de uma mãe sensibilizada. 
 Podem ocorrer reações de diferentes graus decorrentes da transfusão de sangue. 
Quando da primeira transfusão de sangue incompatível é de grau moderado e caracteriza-se por 
inquietação, polipnéia e tosse. Pode normalizar em uma hora ou acentuar-se com aceleração do 
pulso e respiração, micção forçada, ptialismo e tremores musculares. 
 Nos casos de hemólise aguda, geralmente após a segunda transfusão de sangue 
incompatível, o início dos sinais poderá dar-se em minutos. Clinicamente serão observadas 
dispnéia, emese, tremores, incontinência de urina e fezes, prostração, hipertermia (40 a 41ºC) e 
convulsão. Poderá ocorrer elevação na pressão venosa, diminuição do retorno venoso, falência 
cardíaca e hipotensão. Mais tarde serão observadas hemoglobinemia e hemoglobinúria. Os 
eritrócitos incompatíveis serão eliminados em 30 a 90 minutos. Em alguns casos serão 
observadas urticária e paresia transitória. Em bovinos pode haver estado de choque caracterizado 
por epífora, ptialismo, defecação, micção com hemoglobinúria, timpanismo e hipertermia. Se a 
reação não for letal o paciente recuperar-se-á em 12 a 24 horas.As hemolisinas imunes desaparecem em 120 a 360 dias após a transfusão. Mesmo 
assim o paciente continuará sensibilizado àquele antígeno por muitos anos. 
 Para prevenir as reações de incompatibilidade deve ser feita tipificação do sangue dos 
animais ou, então, fazer a prova de Jambreau ou prova cruzada. A maneira mais simples e rápida 
desta prova consiste em homogeneizar uma gota de soro do receptor com uma gota de sangue do 
doador sobre uma lâmina ou placa de vidro e observar a formação ou não de grumos. Este teste 
não é muito confiável, pois detecta apenas os casos agudos de incompatibilidade. 
 Um método mais eficiente da prova de Jambreau consiste de: 
Patologia Cirúrgica Veterinária - UFSM, Santa Maria. 
 
 
11 
 a) colher de 3 a 5 ml de sangue do doador e igual volume do receptor, em diferentes 
tubos de ensaio, deixando coagular; 
 b) centrifugar as amostras até separar o soro das células; 
 c) retirar 50% do soro de cada amostra e passar para outros dois tubos de ensaio (soro 
D e soro R); 
 d) homogeneizar a porção celular com o soro residual nos tubos de ensaio das amostras 
iniciais (suspensão celular D e suspensão celular R); 
 e) arranjar as amostras em tubos de ensaio conforme disposição no Quadro 1.8 em três 
baterias diferentes; 
 f) a primeira bateria é incubada à temperatura ambiente, a segunda a 37ºC e a terceira à 
4oC por 15 minutos; 
 g) fazer nova centrifugação avaliando a presença de hemólise. A seguir agitar 
suavemente todos os tubos para detectar possível aglutinação. Nada sendo observado 
macroscopicamente, examinar pequena amostra em uma lâmina ao microscópio. Qualquer grau 
de aglutinação ou hemólise na prova maior será considerado positiva e a transfusão de sangue, 
deste grupo, não deverá ser efetuada em hipótese alguma. Se a prova maior der negativa, com 
leve hemólise ou aglutinação, na prova menor, a transfusão poderá ser realizada com aquele tipo 
de sangue, em uma emergência, mas com precaução. Quando houver dificuldade para fazer a 
prova de Jambreau, pode ser administrado determinado volume do sangue a ser transfundido, 
observar o animal por 15 a 30 minutos e, em caso de reação transfusional não utilizar o sangue 
daquele doador. Este volume-teste pode ser de 20 ml para o cão, 50 ml para o eqüino e até 250 
ml para o bovino. 
 Em caso de reação transfusional suspender imediatamente a transfusão e administrar, 
por via venosa, solução hidroeletrolítica balanceada (Ringer lactato), corticosteróide 
(Hidrocortisona succinato de sódio) e um vasopressor (adrenalina ou dopamina) para 
antagonizar o choque vasculogênico (Veja capítulo 3). 
 A transfusão poderá causar também reações não imunológicas, como aquelas 
decorrentes do excesso de anticoagulante e de sangue contaminado. A heparina em excesso 
determinará alterações hemorrágicas e o citrato excitação. Estes transtornos serão evitados 
utilizando as proporções adequadas de anticoagulante. A heparina é antagonizada com o sulfato 
de protamina e o excesso de citrato com a administração venosa de gluconato de cálcio. Sabe-se 
que 10 g de Cloreto de cálcio antagonizam 1 g de citrato de sódio. O sangue contaminado, 
quandoadministrado, poderá determinar choque pirogênico e septicemia. 
 
1.4.3 - Colheita e estocagem do sangue 
 O sangue colhido para transfusão deve ser homogeneizado com uma solução 
 
Quadro 1.8. Distribuição das amostras para realização da prova de Jambreau. 
 
 
Amostras 
 
Prova Maior 
 
Prova Menor 
 
Controle doador 
 
Controle receptor 
 
 
Soro do doador 
-------- 0,1 ml 0,1 ml -------- 
Soro receptor 0,1 ml -------- --------- 0,1 ml 
Suspensão celular do doador 0,1 ml -------- 0,1 ml -------- 
Suspensão celular do receptor 
 
 0,1 ml -------- 0,1 ml 
Alceu Gaspar Raiser, 2007 
 
 
12 
anticoagulante. Em caso de transfusão imediata, o sangue deve ser colhido em um frasco 
contendo heparina, cuja dose seja de 60 a 120 UI para cada 500 ml de sangue. A heparina tem 
como inconveniente a ativação e agregação de plaquetas, inibição na formação de trombina e 
ativação do fator de coagulação IX. 
 Os anticoagulantes a base de citrato são mais utilizados e têm a vantagem de serem 
conservantes do sangue. São eles: 
Ácido Cítrico em Dextrose (ACD); Ácido Cítrico com Fosfato em Dextrose (CPD) que pode ser 
adiconado de adenina (CPDA); 
 O ACD e CPD mantêm o sangue viável por 21 dias à temperatura entre 4 e 6oC. O 
CPDA apresenta maior percentual de células viáveis aos 21 dias de conservação. 
 Uma unidade de sangue consiste de aproximadamente 400 ml de sangue total colhido 
em um frasco plástico ou de vidro contendo ao redor de 100 ml de ACD ou CPD. 
 O sangue, quando estocado, apresenta alguns inconvenientes a medida que vai 
envelhecendo: 
 - excesso de lactato, piruvato e citrato; 
 - deficiência de cálcio, plaquetas e fatores de coagulação; 
 - diminuição do hematócrito, proteínas do plasma (hemodiluição) e na liberação de 
oxigênio pela hemoglobina; 
 - o pH acidifica; 
 - a partir de 4 a 6 horas após a colheita começam a formar-se microtrombos que 
aumentam proporcionalmente ao tempo de estocagem. 
 As bolsas para colheita de sangue são mais adequadas, pois minimizam alguns desses 
inconvenientes: 
 - causam menor traumatismo às células, menor grau de ativação das plaquetas e fator 
XII; 
 - são inquebráveis e ocupam menor espaço para estocagem; 
 - têm menor potencial para contaminação bacteriana; 
 - facilitam a separação do plasma. 
 O material de colheita de sangue e o anticoagulante devem estar assépticos e, segundo 
alguns autores, estar a baixa temperatura no momento de colher o sangue. Parece, no entanto, 
que o choque térmico pode contribuir para hemólise, preferindo-se mantê-los à temperatura 
ambiente. 
 Para doador deve-se selecionar um animal dócil, de bom porte físico (ao menos 25 kg 
para o cão (Filme coletasangue), 5 a 7 kg para o gato(Filme coletatransfsangue) e ao redor de 
500 kg para bovino e eqüino), ter um hematócrito acima de 40%, estar livre de enfermidades e 
imunizado contra as viroses mais comuns. Animais de ambos os sexos podem ser doadores, mas 
as fêmeas em cio devem ser evitadas devido à influência do estrogênio sobre o número e função 
das plaquetas. 
 A colheita de sangue, em um mesmo doador, pode ser feita a cada 15-21 dias. O cão e o 
gato podem doar ao redor de 20 ml/kg. Quando submetidos a completa exangüinação 
(sacrificados), o cão pode doar 40 ml/kg e o gato 30 ml/kg. Para grandes animais calcula-se a 
volemia (8% do peso) e colhe-se o equivalente a 10-20% da volemia. Um animal de 500kg 
poderia doar de 4 a 8 litros de sangue. 
 A veia jugular é o vaso mais adequado para ser feita punção no animal doador. Em cães 
e gatos pode ser feita punção cardíaca. Com agulha 60-15 ou 60-12, no cão e 30-10 no gato. 
Nestes casos, preparar assepticamente o lado direito do tórax, 4 espaço intercostal, na área da 
articulação costo-condral. Quando a colheita de sangue for feita por punção na veia jugular 
também deve ser precedida de tricotomia e anti-sepsia. 
Patologia Cirúrgica Veterinária - UFSM, Santa Maria. 
 
 
13 
 Em gatos pode-se utilizar uma seringa plástica de 20 ou 50 ml contendo anticoagulante 
(ACD ou CPD) cuja proporção deve ser 4:1 para colher sangue. Sempre que se proceder a 
punção cardíaca o paciente deve ser anestesiado com barbitúrico de ultra-curta duração. Quando 
a colheita de sangue for feita em frascos sem vácuo, recomenda-se a punção cardíaca ou de uma 
artéria calibrosa. 
 Em cães a colheita de sangue pode ser feita em fístula artério-venosa iatrogênica. 
Nestes casos a fístula é preparada mediante arteriotomia da carótida e flebotomia da jugular, 
seguida de anastomose látero-lateral. Na área de anastomose a jugular torna-se distendida, 
devido ao alto fluxo sangüíneo, facilitando a punção e colheita do sangue. Cães com este tipo defístula podem ser mantidos como doadores por vários anos. 
 Os frascos de anticoagulante são comercializados em embalagens de 250 ou 500 ml, 
contendo respectivamente 63 e 120 ml de ACD ou CPD. Quando da colheita de sangue, agitar 
suavemente o frasco em movimentos circulares para que ocorra homogeneização entre o sangue 
e anticoagulante. 
 Para grandes animais, em razão do volume de sangue necessário para transfusão ser 
maior, recomenda-se diluir 4 g de citrato de sódio em 100 ml de água destilada. Esta quantidade 
de anticoagulante é adequada para 9 litros de sangue. 
 A transfusão de sangue para o receptor deve ser feita pelas vias peritoneal, medular e 
preferencialmente venosa. Quando for utilizado o sangue conservado em refrigeração, este deve 
ser aquecido em banho-maria até temperatura ao redor de 37oC e agitado suavemente até 
homogeneização. 
 Os equipos para transfusão de sangue contêm filtros para reter os trombos e 
microagregados. Os filtros comuns têm ao redor de 170 µ e removem coágulos e outras 
partículas maiores. Existem filtros com poros de até 20 µ para remover microtrombos, mas seu 
uso é controvertido na medicina humana e não utilizado na medicina veterinária. 
 A quantidade de sangue a ser transfundido depende dos requerimentos do receptor. Em 
casos menos agudos pode ser de 10 a 15 ml/kg (5 ml/minuto) em pequenos animais e 15 a 25 
ml/kg (até 40 ml/minuto) para bovinos e eqüinos. Um parâmetro mais seguro para eqüinos e 
bovinos seria administrar 1 litro a cada 10 minutos nos adultos e 1 litro por hora nos potros e 
bezerros. 
 A transfusão de sangue requer monitoração clínica constante durante o período de 
administração. Emergências cirúrgicas podem requerer várias vezes essas quantidades em curto 
período de tempo. Uma reposição mais específica, tentando administrar um volume mais 
aproximado da necessidade real, para pequenos animais, pode ser obtida conforme a seguinte 
fórmula: 
onde: Htde = hematócrito desejado; Htr = hematócrito do receptor; HTdo = hematócrito do sangue 
a ser transfundido, já no frasco com anticoagulante; α = constante que para o cão é 90, para o 
gato 70 e para grandes animais ao redor de 40. 
 As indicações para transfusão de sangue incluem: hemorragia, anemia não regenerativa, 
alterações de coagulação, choque hemorrágico, anemia hemolítica não autoimune, 
trombocitopenia, enfermidade hepática e hipoproteinemia. 
 
Htde - Htr 
ml de sangue = peso (kg) X ----------- X 90 (cão) ou 70 (gato) ou 40 (bovino e eqüino) 
Htdo 
Alceu Gaspar Raiser, 2007 
 
 
14 
1.4.4 - Administração de volume globular (papa de hemácias) 
 O volume globular ou papa de hemácias compreende a fração celular obtida por 
sedimentação ou centrifugação após a decantação ou pipetagem do plasma. As células 
vermelhas são separadas do plasma com centrifugação a 2000 rpm por 30 minutos. Com 
centrifugação à 375 rpm, durante 15 a 20 minutos restará um plasma rico em plaquetas. 
 Uma alternativa simples para obtenção da papa de hemácias é deixar o sangue colhido 
em repouso por 36 a 48 horas, tempo em que a porção celular sedimentará. Em seguida pode ser 
feita a decantação ou pipetagem do sobrenadante que deve ser acondicionado em frasco 
esterilizado. 
 Após centrifugação do sangue colhido com citrato, em um frasco de 500 ml será obtido 
250 ml de volume globular com um hematócrito ao redor de 50 a 80%. 
 O volume globular ou papa de hemácias é pobre em eletrólitos, tem menos 
anticoagulante e menor volume que equivalente quantidade de células no sangue total. O 
número de plaquetas e fibrinogênio também estarão diminuídos. 
 A administração de papa de hemácias é feita como a transfusão de sangue, porém, é 
mais viscosa. Por isso a administração deve ser feita com agulhas de maior calibre ou com 
diluição em solução salina isotônica para facilitar a reposição. A proporção entre solução salina 
e papa de hemácias é de 0,5:1 ou de 1:1. Assim, para cada 100 ml de papa de hemácias deverão 
ser acrescentados 50 ou 100 ml de solução salina isotônica. 
 Em caso de anemia a administração deve ser lenta para evitar sobrecarga cardíaca. Em 
pacientes com anemia crônica não deve ultrapassar a velocidade de 10 ml/kg/h. 
 A papa de hemácias está indicada para o animal que precise melhorar sua capacidade 
de transporte de oxigênio e não apenas reposição da volemia. Utilizar sempre que o hematócrito 
esteja inferior a 25%. 
 Alguns sinais físicos indicadores da necessidade de transfundir papa de hemácias 
incluem: fraqueza excessiva, edema, ortopnéia e anorexia prolongada. 
 
1.4.5 - Transfusão de plasma 
 O plasma pode ser obtido do sangue cuja porção celular tenha sedimentado, dentro de 6 
horas após a colheita, quando forem necessário fatores de coagulação viáveis, ou em qualquer 
estágio, mesmo após 21 dias de conservação. 
 De um frasco de 500 ml de sangue, em anticoagulante, podem ser obtidos 250 ml de 
plasma. O plasma congelado (à temperaturas entre -40 e -60oC) pode ser conservado por mais de 
um ano. Em congeladores domésticos em temperatura de -20oC conserva-se por dois a quatro 
meses. 
 O plasma congelado e/ou refrigerado deve ser aquecido em banho-maria à 37oC antes 
da administração. A transfusão de plasma deve ser precedida de prova cruzada, pois as técnicas 
de separação do mesmo, em Medicina Veterinária, podem deixar alguma porção de volume 
globular. 
 A transfusão de plasma está indicada nos casos de hipoproteinemia e para reposição de 
volume quando o hematócrito for alto com proteínas do plasma baixas e para repor fatores de 
coagulação, quando colhido há menos de 6 horas. 
 Como dose média indica-se 6 a 10 ml/kg, via venosa. Pode ser empregada a seguinte 
fórmula: 
450 X 0,05 x 3,5 
--------------------- = 9,8 litros de plasma 
 8 
 Peso (kg) X 0,05 X Déficit Protéico (g/dl) 
Plasma (l) = ------------------------------------------------- 
 Proteína no plasma doador (g/dl) 
Patologia Cirúrgica Veterinária - UFSM, Santa Maria. 
 
 
15 
 
 Assim, um cavalo de 450 kg, com 3,5 g/dl de proteína total no plasma apresenta um 
déficit de 3,5 g/dl (normal é 7 - 8 g/dl). Considerando que o plasma doador tenha 8 g/dl de 
proteína total, serão necessários: 
 Quando for obtido de sangue refrigerado, o plasma apresenta como inconvenientes o 
baixo pH, nível elevado de lactato e potássio ligeiramente acima do normal. 
 
1.4.6 - Administração de substitutos ou expansores do plasma 
 Existem substâncias que podem ser utilizadas como substitutos do plasma por terem a 
capacidade de expandir a volemia. Como permanecem por um tempo maior na circulação, do 
que as soluções salinas e devido ao seu efeito sobre a pressão oncótica, atraem líquido do meio 
intersticial, o que contribui para expandir a volemia. 
 Na escolha do expansor deve-se optar pelo tempo de permanência nos vasos, 
pelo tamanho da molécula (casos de vasoplegia – alto peso molecular), e pela capacidade de 
expandir o volume circulante. Os expansores de baixo peso molecular (35000-40000 D) como 
os polímeros de gelatina e dextrano 40 expandem o plasma 1,75 a 2x o volume administrado, 
porém têm duração de 4 a 6 h; já, os expansores de alto peso molecular (> 70000 D) como o 
dextrano 70 e o hidroxietilamido, têm menor capacidade de expansão, porém permanecem na 
circulação por 24h ou mais. 
 
1.4.6.1 - Dextranos 
 Os dextranos ão polissacarídeos constituídos de moléculas grandes, elevado peso 
molecular e poder oncótico acentuado, largamente utilizados como expansores do plasma. 
 O dextrano pode ser encontrado em três tipos: 
 - dextrano de alta viscosidade, com peso molecular de 500.000 que só é utilizado em 
experimentação animal; 
 - dextrano 70 ou de médio peso molecular (70.000 a 80.000) que é indicado para repor 
a volemia nos pacientes com grandes queimaduras, pois permanece por maior tempo no leito 
vascular. Aumenta a viscosidade sangüíneae promove sangramentos ao ser administrado 
mesmo em doses relativamente baixas; 
 - dextrano 40 ou de baixo peso molecular (40.000). É o mais utilizado e apresenta 
várias propriedades. As principais são: expansor da volemia; hemodiluente (diminui a 
viscosidade sangüínea); atrai líquido do interstício para a luz do vaso (corrige edema 
intersticial); evita a agregação e aglutinação de hemácias e plaquetas; tem ação antitrombótica e 
favorece a diurese. 
 O dextrano 40 apresenta como desvantagens: tendência à hemorragia devido a diluição 
do fibrinogênio e desagregação de plaquetas e hemácias; pode comportar-se como antígeno e 
determinar reação de hipersensibilidade (mais comum no eqüino); pode causar insuficiência 
renal aguda e interferir com a tipagem sangüínea. Os dextranos 40 e 70 são veiculados em 
frascos de 500 ml, diluídos em solução de cloreto de sódio ou glicose. 
 
1.4.6.2 - Polímeros de gelatina 
 Estes polímeros de gelatina bovina são veiculados em solução salina balanceada a 
3,5%. Possuem um peso molecular ao redor de 35.000. As principais vantagens destas soluções 
incluem: expansão plasmática acentuada e duradoura; hemodiluição; ação hiperoncótica 
moderada; não interferem com a tipagem sangüínea; auxiliam a neutralização da acidose e 
correção dos distúrbios hidroeletrolíticos; têm baixa interferência com a coagulação; aumentam 
a filtração glomerular; têm boa tolerância orgânica e não apresentam reações imunológicas. 
Alceu Gaspar Raiser, 2007 
 
 
16 
 A poligelina (polímero de gelatina degradada) é a mais utilizada e tem o nome 
comercial de Haemaccel® (Hoechst do Brasil Quim e Farm SA), Hisocel® (Frenesius Labs Ltda), 
Polisocel® (Halex-Istar Ltda), ou Gelafundin® (Laboratórios B. Braun). O Gelafundin não possui 
ligações de uréia, sendo obtido por um processo de succinilação o que lhe permite uma maior 
reposição de volume em comparação as gelatinas anteriores. 
1.4.6.3 – Hidroxietilamido 
 É uma molécula polimérica composta primariamente de amilopectina (98%). Seu alto 
peso molecular (450.000D) permite uma permanência intravascular mais prolongada (> 25h), 
exercendo considerável pressão oncótica. Embora aumente o tempo de coagulação capilar em 
testes laboratoriais, não tem sido associado com episódios clínicos e a incidência de anafilaxia é 
muito baixa. Aumenta os níveis de amilase sérica mas não afeta a função pancreática. A dose 
não deverá exceder 22ml/kg/dia. É comercializado como Haes-steril® (Frenesius) ou Plasmin® 
(Halex-Istar). 
 
1.5 - TERAPIA ENERGÉTICA 
 A terapia calórica reveste-se de importância quando a patologia for crônica e o pós-
operatório prolongado. A melhor via de reposição calórica é a oral. Existem circunstâncias, no 
entanto, como cirurgias do trato digestivo superior que impedem a administração oral de 
energéticos. Nestes casos pode ser utilizada uma via enteral. Às vezes pode ser necessária a 
nutrição parenteral, como nos casos do coma ou inconsciência por períodos prolongados. 
 A intervenção nutricional está indicada em casos como por exemplo: 
 - história de patologia gastrintestinal como vômito, regurgitação, diarréia prolongados; 
 - caquexia geral, enfermidade crônica debilitante; 
 - alimentação oral interrompida há mais de 5 dias; 
 - terapia com fármacos catabólicos concorrentes como corticosteróides, antibióticos, 
imunossupressores, anti-neoplásicos; 
 - drenagem abundante, nefro ou enteropatias, queimaduras extensas, etc... 
Segundo CRANE & BETTS (1988) a necessidade energética diária (Taxa Metabólica Basal) 
para pequenos animais é calculada pela seguinte fórmula: 
para animais entre 2 e 45kg: 30 x peso (kg) + 70 = kcal/dia 
para animais <2kg e > 45kg: 70 x peso0,75 = kcal/dia 
 Assim um cão de 10 kg terá um requerimento de 393 kcal/dia quando mantido no 
canil, conforme o cálculo: 
70 x 100,75 
10 x 30 +70 = 370 kcal/dia; 
 a atividade moderada (repouso no canil) requer mais 25% de calorias. No caso: 
370 + (370 x 25%) = 462,5 kcal/dia; 
 animal em convalescença e em repouso no canil requer mais 35% de calorias. Assim: 
370 + (370 x 35%) = 499,5 kcal/dia; 
 animal politraumatizado tem requerimento aumentado 50%. No exemplo: 
370 + (370 x 50%) = 555 kcal/dia; 
 animal com sepsia tem requerimento elevado para mais 70%. Nesta condição: 
370 + (370 x 70%) = 629 kcal/dia; 
animal com queimadura extensa tem requerimento aumentado em até 100%. Então: 
370 + (370 x 100%) = 740 kcal/dia. 
 O Quadro 1.9 apresenta o requerimento energético aproximado para pequenos animais 
em diferentes situações. 
Patologia Cirúrgica Veterinária - UFSM, Santa Maria. 
 
 
17 
A solução energética para reposição 
das kcal deve conter 4g de proteína 
para cada 100 kcal. Assim 
recomenda-se sempre associar 
soluções contendo aminoácidos. 
 Para grandes animais o 
requerimento calórico tem sido 
calculado da seguinte maneira: 
 Em umidade relativa do ar 
ao redor de 70% a necessidade 
calórica basal será de 80 kcal/kg/dia 
(27oC); 90 kcal/kg/dia (32oC); 100 
kcal/kg (37oC de temperatura 
ambiente). Em umidade relativa do ar 
maior, aumentam os requerimentos 
conforme a variação da temperatura. 
Assim, um bovino de 400 kg, terá um 
requerimento energético basal de 
32000 kcal/dia em uma temperatura 
de 27oC. 
 Para proceder a reposição calórica deve-se calcular a quantidade de kcal/dia requerida 
pelo animal, conhecer o teor calórico da solução a administrar, a velocidade de administração e o 
volume para 24 h. 
 As soluções energéticas são aquelas compostas por carbohidratos, aminoácidos e 
lipídeos. Quando for utilizada solução glicosada, como fonte energética, lembrar que a 
velocidade de administração não deve ser superior a 0,5 g/kg/h, que é a capacidade renal para 
retenção da mesma. 
 Considerando, por exemplo, um cão de 10 kg que tem um requerimento energético 
basal de 393 kcal/dia seria necessário ao redor de 100 g de glicose (1g= 4 kcal) para atender sua 
necessidade basal. Se o animal estiver no canil, mas em convalescença, seu requerimento seria 
de 530 kcal/dia. Neste caso o volume de glicose passaria para 132,5 g. Um litro de glicose a 20% 
oferece 800 kcal. Este cão deverá receber o soro glicosado, em gotejamento que não ultrapasse 5 
g/h. Assim, em 24 h seriam administradas apenas 120 g, insuficiente para reposição de seu 
requerimento energético. 
 Deve ser considerado, ainda, que para cada 100 kcal a repor são necessárias 4 g de 
proteína. Para tanto deve ser associada administração de aminoácidos (1 g = 4 kcal). Assim uma 
solução de aminoácidos a 10% contém 400 kcal/litro. 
 Os ácidos graxos são altamente energéticos (1 g = 9 kcal) e podem ser encontrados na 
forma de emulsão de lipídios (Intralipid®) em concentrações a 10 e 20%. O Intralipid® a 10% é 
uma apresentação comercial contento 4500 kcal/l ou, quando a 20%, contendo 8110kcal/l, sendo 
veiculada em frascos de 100, 250 e 500ml. 
 A reposição energética parenteral deve ser instituída nos pacientes em jejum a mais de 
4 dias. Deve ser considerado o alto custo destas soluções ao decidir pelo seu uso. 
 A reposição energética deve ser fundamentalmente por via digestiva, quer seja oral, por 
faringostomia (Filme faringostomia) que é a mais prática ou gastrostomia (Filme gastrostomia). 
 
1.6 - MONITORIZAÇÃO DAS RESPOSTAS À TERAPIA 
Quadro 1.9. Requerimento calórico (Kcal/dia) para pequenos 
animais nas condições de taxa basal e repouso no 
canil. 
Peso 
(kg) 
Taxa 
metabó-
lica 
Repouso 
no canil 
Peso 
(kg) 
Taxa 
metabó-
-lica 
Repouso 
no canil 
01 70 88 25 820 1025 
03 130 163 27 880 1100 
05 220 275 30 970 1213 
08 310 388 34 1090 1363 
10 370 463 38 1210 1513 
13 460 575 40 1270 1588 
15 520 650 44 1390 1738 
18 610 763 48 1276 1595 
20 670 838 50 1316 1645 
22 730 913 54 1394 1743 
24 790 988 60 1509 1886 
Alceu Gaspar Raiser, 2007 
 
 
18A medida que se procede a reposição de soluções parenterais podem ser observados 
sinais clínicos que indicam recuperação ou agravamento do estado geral do paciente. A 
hidratação e a reposição da volemia são controladas com maior segurança através de 
monitorização da pressão venosa central, embora esta não seja muito fiel às reposições com 
soluções salinas. 
 Entre as medidas indicadas para avaliar e controlar as respostas do paciente à terapia 
estão relacionados: 
 - o registro das reposições e perdas diárias controlando o vômito, fezes, urina e pesando 
seguidamente o animal; 
 - observar os sinais físicos de: início do fluxo urinário, estado de alerta, elasticidade da 
pele, coloração das mucosas, intensidade do pulso femoral, tempo de reperfusão capilar, 
repleção venosa e temperatura entre outros. Vômito indica reposição muito rápida. Em caso de 
hidratação excessiva pode ser detectada congestão venosa, secreção nasal serosa e estertor 
úmido na área pulmonar. Estes sinais ocorrem devido às alterações determinadas pelo aumento 
na pressão venosa; 
 - associar exames laboratoriais como: determinação do hematócrito, das proteínas 
totais, gasometria, ionograma, provas de função renal, hepática, pancreática, entre outros. 
 
1.7 - VIAS PARA ADMINISTRAÇÃO DE SOLUÇÕES PARENTERAIS 
 Diferentes vias podem ser utilizadas para administração de soluções parenterais, no 
entanto, cada uma apresenta vantagens e desvantagens estando sujeitas à interferência de 
diferentes fatores. Normalmente o tipo de solução e a condição do paciente ditam a via de 
reposição. As vias mais utilizadas são as seguintes: 
 
1.7.1 - Oral 
 É a via mais fisiológica e a que apresenta menor risco de alterações fisiológicas. É a 
mais adequada para reposição calórica. Quando o paciente não aceitar voluntariamente, ou 
estiver inconsciente poderá ser forçado através da boca ou por tubo de faringostomia ou 
gastrostomia. Nos casos de alteração gastrintestinal está contra-indicada. 
 
1.7.2 - Subcutânea 
 Esta via apresenta limitações quanto ao tipo e quantidade de solução. Soluções sem 
sódio, como o soro glicosado, ou hipotônicas são absorvidas lentamente por esta via e, 
dependendo do estado geral, podem piorar o quadro clínico. Isto ocorre porque ao serem 
introduzidas no tecido subcutâneo atraem sódio orgânico e conseqüentemente líquido intersticial 
até haver isonatremia. O mesmo pode ser dito das soluções hipertônicas relativamente à atração 
osmótica da água. No paciente hipotenso a absorção é lenta ou não ocorre. 
 
1.7.3 - Venosa 
 A via venosa é a mais indicada para reposição de grandes quantidades de volume. 
Além disso permite rápida reposição sendo a via ideal para o paciente hipotenso ou com 
desidratação acima de 8%. Deve ser a via preferencial para transfusão de sangue, derivados ou 
expansores do plasma. 
 
 Nos casos em que houver dificuldade para venóclise deve ser procedida punção ou 
cateterização da veia jugular mediante abordagem cirúrgica (Filme canulajugular). Para tanto é 
recomendada tricotomia e anti-sepsia cervical, infiltração tópica com 1 a 2 ml de lidocaína 2% e 
incisão cutânea em V com o vértice em sentido caudal, seguida de divulsão romba com pinça de 
Kely, para expor a veia. Desta forma pode ser feita punção ou cateterização por visualização 
Patologia Cirúrgica Veterinária - UFSM, Santa Maria. 
 
 
19 
direta do vaso. Instalado o dispositivo (Insyte® ou Abbocath®), este é fixado por ponto de reparo 
ou adesivo na pele e, em seguida, é procedida a síntese cutânea. O cateter é exteriorizado por um 
dos ângulos da sutura. A seguir adaptar bandagem protetora. Recuperado o paciente, o cateter 
será removido mediante compressão local, sobre a veia, por aproximadamente 3 minutos até que 
haja hemostasia. 
 
1.7.4 - Peritoneal 
 Esta via tem sido indicada para cães novos nos quais seja difícil a punção venosa ou em 
caso de hipotensão, nos animais adultos. Apresenta, no entanto, algumas limitações. Nos 
pacientes com hipotensão ou anemia crônica tem conduzido a óbito. Isto parece estar 
relacionado ao poder coloidosmótico do sangue administrado na cavidade peritoneal o qual, 
sendo maior, atrairá líquido para si em detrimento dos volumes intersticial e intravascular. Este 
fenômeno ocorre também com soluções hipertônicas, em relação ao forte efeito osmótico. 
 Outras vias como intramuscular ou intrarticular são impraticáveis, pois permitem 
administração de pequeno volume. A via intramedular, recomendada em cães novos, tem risco 
de sepsia. 
 
1.8 - REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
 
BROADSTONE, R.V. Fluid therapy and newer blood products. Vet Clin North Amer: 
Small Anim Pract, v.29, n.2, p.611-628, 1999. 
 
CORNELIUS, L.M. Fluid therapy in small animal practice. J Amer Vet Med Assoc, v.176, 
n.2, p.110-114, 1980. 
 
CORNELIUS, L.M. Fluid, eletrolyte, acid-base, and nutritional management. In: BOJRAB, 
M.J. Pathophysiology in small animal surgery. Philadelphia : Lea & Febiger, 1981. 
Cap.2. p.12-32. 
 
CRANE, W.S., BETTS, C.V. Manual de terapêutica de pequenos animais. São Paulo : 
Manole, 1988. 437p. 
 
DAS, J.B., ERAKLIS, A.J., ADAMS, J.G. et al. Changes in serum ionic calcium during 
cardiopulmonary bypass with hemodilution. J Thorac Cardiovasc Surg, v.62, n.3, p.449-
453, 1971. 
 
DIBARTOLA, S.P. Fluid therapy in small animal practice. 2.ed. Philadelphia: Saunders, 
2000. 611p. 
 
DONAWICK, W.J. Fluid eletrolyte, and acid-base therapy in large animal surgery. In: 
JENNINGS, P.B. The practice of large animal surgery. Philadelphia : Saunders, 1984. 
V.I. Cap.5. p.99-128. 
 
EDWARDS, D.F., RICHARDSON, D.C., RUSSEL, R.G. Hypernatremic, hipertonic 
dehydratation in a dog with diabetes insipidus and gastric dilatation volvulus. J Amer Vet 
Med Assoc, v.182, n.9, p.973-977, 1983. 
 
GOMES, C.; TUDURY, E.A.; RABELO, R.C. Reposição volêmnica na terapia intensive. 
Alceu Gaspar Raiser, 2007 
 
 
20 
RABELO, R.C. Otimizando a fluidoterapia na unidade hospitalar. In: RABELO, R.C.; 
CROWE Jr. D.T. Fundamentos de terapia intensive veterinária em pequenos animais – 
condutas no paciente crítico. Rio de Janeiro: L.F. Livros, 2005. Cap.57, p.631-649. 
 
GROSS, D.R., McCRADY, J.D. Conceitos gerais e fluidoterapia. In: MEYER JONES, L. et al. 
Farmacologia e terapêutica veterinária. 4. ed. Rio de Janeiro : Guananbara Kogan, 1983. 
Cap.26. p.398-405. 
 
HARDY, R.M., OSBORNE, C.A. Water dpivation test in the dog: maximal normal values. J. 
Amer Vet Med Assoc, v.175, n.5, p.479-483, 1979. 
 
KILLINGSWORTH, C.R. Use of blood and blood components for feline and canine patients. J 
Amer Vet Med Assoc, v.185, n.11, p.1452-1454, 1984. 
 
KING, W.H., GLAYANA, D.F., PATTEU, E. et al. Clinical interation of trisodium citrate and 
ionized calcium during administration of blood. Anesthesiology, v.63, n.3A, p.A108, 1985. 
 
KNOTTENBELT, C., MACKIN, A. Blood transfusions in the dog and cat. Part 1. Blood 
collection techniques. In Practice, v.20, n.3, p.110-114, 1998. 
 
MICHELL, A.R., BYWATER. R.J., CLARKE,K.W. et al. Fluidoterapia veterinária. 
Zaragoza: Acríbia, 1991. 273p. 
 
MORAES, H.A.; DEARO, C.O.D.; PEREIRA, P.M. et al. Fluidoterapia e transfusão 
sangüínea. In: ANDRADE, S.F. Manual de terapêutica veterinária. 2.ed. São Paulo: 
Roca, 2002. Cap.19, p.477-501. 
 
MORRIS, D.D. Blood transfusion. In: AUER, J.A. Equine surgey. Philadelphia : Saunders, 
1992. Cap.6. p.59-63. 
 
PICHLER, M.E., TURNWOLD, G.H. Blood transfusion in the dog and cat. Part I. Phisiology, 
collection, storage and indications for whole blood storage. Comp Cont Educ Pract Vet, 
v.7, n.1, p.64-71, 1985. 
 
RABELO, R.C. Otimizando a fluidoterapia na unidade hospitalar. In: RABELO, R.C.; CROWE 
Jr. D.T. Fundamentos de terapia intensive veterináriaem pequenos animais – condutas 
no paciente crítico. Rio de Janeiro: L.F. Livros, 2005. Cap.56, p.625-630. 
 
RAISER, A.G. Fluidoterapia em cirurgia. A Hora Veterinária, v.6, n.32, p.33-38, 1986. 
 
ROBINSON, N.E. Current therapy in equine medicine - 2. Philadelphia : Saunders, 1987. 
761p. 
 
ROMATOWSKY, J. Use of oral fluids in acute gastroenteritis in small animals. Mod Vet 
Pract, v.66, n.4, p.261-263, 1985. 
 
RUDLOFF, E., KIRBY, R. The critical need for colloids: selecting the right colloid. Comp 
Cont Educ Pract Vet, v.19, n.7, p.811-826, 1997. 
Patologia Cirúrgica Veterinária - UFSM, Santa Maria. 
 
 
21 
 
RUDLOFF, E., KIRBY, R. The critical need for colloids: administring colloids effectively. 
Comp Cont Educ Pract Vet, v.20, n.1, p.27-43, 1998. 
 
SAVEY, M. A transfusão de sangue em bovinos. A Hora Veterinária, v.2, n.7, p.31-40, 1982. 
 
SCHAER, M. Disorders of serum potassium, sodium, magnesium and chloride. J Vet 
Emerg & Crit Care, v.9, n.4, p.209-217, 1999. 
 
SOLDAN, A. Blood transfusion in cattle. In Practice, v.21, n.10, p.590-595, 1999. 
 
STORMOUT, C.J. Blood groups in animals. J Amer Vet Med Assoc, v.181, n.10, p.1120-
1124, 1982. 
 
TURNWOLD, G.H, PICHLER, M.E. Blood transfusion in dogs and cats. Part II. 
Administration, adverse effect and component therapy. Comp Cont Educ Pract Vet, v.7, 
n.2, p.115-125, 1985. 
 
WATERMAN, A. Practical fluid therapy for small animals. In Pract, v.6, n.5, p.143-150, 
1984. 
 
ZASLOW, I.M. Veterinary trauma and critical care. Philadelphia : Lea & Febiger, 1984. 
584p.