PARASITOLOGIA CLÍNICA

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Universidade Federal de Campina Grande
Centro de Educação e Saúde
Bacharelado em Farmácia
Componente Curricular: Parasitologia Clínica
Profa. Dra. Vanessa Santos de Arruda Barbosa
Ancilostomídeos
Lídio Tiago Alves Pequeno 
Maria Thaynara Jorge Freire
Ancilostomídeos
Introdução		
É uma das mais importantes famílias de Nematoda;
Existe mais de 100 espécies de Ancylostomidae;
Apenas três são agentes etiológicos das ancilosmoses humanas: Ancylostoma duodenal e (Dubini, 1843 ),Necator americanus (Stiles, 1902) e Ancylostoma ceylanicum (Loss, 1911).
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Morfologia
Ancylostominae: espécies que apresentam dentes na margem da boca (ex.: A. duodenale e A. ceylanicum);
 Bunostominae: espécies que possuem lâminas cortantes circundando a margem da boca (ex.: N.americanus).
Disponível em: http://biomedicinaunic.blogspot.com.br/2010/11/ancilostomiase-ou-ancilostomose.html
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ANCYLOSTOMA DUODENALE
Adultos machos e fêmeas cilindriformes, cápsula bucal profunda, com dois pares de dentes ventrais na margem interna da 
boca, e um par de lancetas ou dentes triangulares subventrais no fundo da cápsula bucal;
Machos medindo 8 a 11 mm de comprimento por 400um de largura e fêmeas com 10 a 18mm de comprimento por 600um de largura.
Disponível em: http://www.ufjf.br/parasitologia/files/2008/08/Atlas-de-aula-pr%C3%A1tica-20124.pdf
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ANCYLOSTOMA CEYLANICUM
Apresenta cápsula bucal com dois pares de dentes ventrais, sendo um de dentes grandes e outro de dentes minúsculos, quase inconspícuos;
 Macho com 8mm de comprimento por 360 um de largura e fêmea com 10 mm de comprimento por 440 um de largura.
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NECATOR AMERICANUS
Macho menor do que a fêmea, medindo 
5 a 9mm de comprimento por 300 um de 
largura; bolsa copuladora bem desenvolvida,
 com lobo dorsal simétrico aos dois laterais,
 gubermáculo ausente;
Fêmeas medem 9 a 11 mm de comprimento por 350 um de largura, com abertura genital próxima ao terço anterior do corpo; extremidade posterior afilada, sem processo espiniforme terminal; ânus antes do final da cauda.
Disponível em: http://www.ufjf.br/parasitologia/files/2008/08/Atlas-de-aula-pr%C3%A1tica-20124.pdf
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Ovo
Não difere entre as espécies;
Possuem a casca fina e transparente;
Possuem forma ovalada;
Espaço largo e claro entre a casca e o conteúdo dos ovos;
Os ovos são depositados pela fêmea no intestino delgado do hospedeiro e depois eliminados através das fezes.
Disponível: http://www.biomedicinapadrao.com.br/2011/11/pequeno-atlas-de-parasitologia.html?m=1
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Larva Rabditóide
Possuem o vestíbulo bucal longo;
Primórdio genital pouco nítido;
Bulbo esofagiano e vida livre. 
Disponível em:http://www.ufjf.br/parasitologia/files/2008/08/Atlas-de-aula-pr%C3%A1tica-20124.pdf
Disponível em:http://www.ufjf.br/parasitologia/files/2008/08/Atlas-de-aula-pr%C3%A1tica-20124.pdf
Disponível em:http://www.ufjf.br/parasitologia/files/2008/08/Atlas-de-aula-pr%C3%A1tica-20124.pdf
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Larva Filarióide 
Possuem cauda pontiaguda;
Esôfago filarioide;
Geotropismo negativo;
Hidrotropismo;
Tigmotropismo;
Termotropismo;
É a L3 – forma infectante.
Disponível em: http://www.biomedicinapadrao.com.br/2013/08/ancilostomideos.html
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Disponível em: NEVES, David Pereira; MELO, Alan L. De, GENARO, Odair, LINARDI, Pedro M. Parasitologia humana. 9.ed. São Paulo: Atheneu, 1995.
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Disponível em: NEVES, David Pereira; MELO, Alan L. De, GENARO, Odair, LINARDI, Pedro M. Parasitologia humana. 9.ed. São Paulo: Atheneu, 1995
Disponível em : http://universoparasito.blogspot.com.br/2014/07/ancilostomiase.html
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Diagnóstico		
Presença de ovos e larvas de ancilostomídeos:
Métodos de sedimentação espontânea (Hoffman,Pons e Janner); 
Método de sedimentação por centrifugação (Blagg e cols., método de MIFC);
Método de flutuação (Willis);
Cooprocultura;
 Método de Stoll e Hausheer.
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Método de concentração por sedimentação espontânea (Hoffmann, Pons & Janer, 1934)
É um teste qualitativo que tem a finalidade de detectar ovos e larvas de helmintos. É uma técnica bastante útil que visa identificar grupos de parasitas presentes em uma amostra;
Vantagem: Necessidade mínima de vidraria sendo dispensável o uso de reagentes e da centrifugação;
Desvantagem: Grande quantidade de detritos fecais no sedimento, dificultando a preparação e o exame da lâmina.
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Materiais: 
 2 a 5g de fezes;
 Copo de plástico ou Becker;
Copo cônico (Cálice de decantação);
Filtro para copo cônico;
Bastão de vidro ou espátula de madeira;
Pipetas Pasteur;
1 litro de água;
Lâmina e lamínula;
Lugol.
Disponível em: http://academiconline.blogspot.com.br/p/principais-tecnicas-de-diagnosticos.html
Método de concentração por sedimentação
espontânea (Hoffmann, Pons & Janer, 1934)
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Procedimento:
Misture no copo plástico (ou becker) uma pequena quantidade de fezes (2 a 5 gramas) com 50 ml de água e homogeneíze bem com um bastão de vidro;
Transfira a suspensão para o copo cônico, filtrando-a com o filtro;
Despreze o material presente no parasitofiltro, e em seguida adicione água até preencher ¾ do copo cônico, onde ocorrerá a sedimentação espontânea dos ovos e larvas;
Após 1-2 horas, colete a matéria do fundo (sedimento) com auxílio de uma pipeta Pasteur e transfira para a lâmina (uma gota);
 Adicione 1 gota de lugol, misture e cubra com a lamínula;
Observe a lâmina ao microscópio com uma objetiva de 10x e, posteriormente, mude para a objetiva de 40X. 
Método de concentração por sedimentação
espontânea (Hoffmann, Pons & Janer, 1934)
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Método de sedimentação por centrifugação (Blagg e cols., método de MIFC)
É adequado para ovos “leves” de helmintos e cistos de protozoários conservados.
Vantagens: É de fácil execução e pode ser usada para ovos de helmintos e cistos de protozoários;
Desvantagens: A amostra deve ter sido coletada em líquido conservador de MIF e o uso da centrífuga pois possui um custo elevado.
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Materiais:
 2 a 5g de fezes;
 Copo de plástico ou Becker;
 Tubo de centrifuga;
 Centrífuga;
Filtro ou pode ser gaze;
Bastão de vidro ou espátula de madeira;
Pipetas Pasteur;
Lâmina e lamínula;
Éter sulfúrico;
Lugol;
Disponível em: http://www.ebah.com.br/content/ABAAAgVq8AJ/ex
Método de sedimentação por centrifugação (Blagg e cols., método de MIFC)
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Coletar as fezes recém emitidas em líquido conservador de MIF;
Homogeneizar bem;
Coar a suspensão em gaze cirúrgica dobrada em quatro num copo descartável;
Transferir 1 a 2 ml do filtrado para um tubo cônico com capacidade para 15ml;
Acrescentar 4 a 5 ml de éter sulfúrico e agitar vigorosamente (desengordura a amostra fecal);
Centrifugar por um minuto a 1.500 rpm;
Com auxílio de um bastão, descolar a camada de detritos gordurosos da parede do tubo;
Inverter o tubo para desprezar o líquido e limpar as paredes com um bastão contendo algodão na extremidade;
Acrescentar ao sedimento gotas de Lugol;
Coletar 2 a 3 gotas do sedimento, cobrir com lamínula e examinar com as objetivas 10x e/ou 40x. 
Procedimento:
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Método de flutuação (Willis)
Esse método foi introduzido por Bass para recuperar ovos de ancilostomídeos nas fezes;
É indicado para ovos com densidade específica baixa;
 Vantagem: Formação na superfície do tubo de uma membrana clara com poucos detritos fecais e a remoção seletiva de ovos e cistos, mesmo quando presentes em pequeno número no bolo fecal, resultando em quantidade maior de organismos de certas espécies, quando
comparado com o número de parasitos presentes nos esfregaços salinos;
 Desvantagem: A alta densidade dos reagentes.
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Materiais:
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Método de flutuação (Willis)
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Procedimento:
Coprocultura
Identificação e contagem de larvas de terceiro estádio de nematóides gastrintestinais.
O método de cultura mais indicado para ancilostomideos é o de Harada e Mori, onde se baseia na identificação das larvas que emergem de amostras fecais no papel filtro em tubo de ensaio. Sempre fazer uso de amostras fecais frescas e livre de conservação, inclusive a frio. 
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Método de Stoll e Hausheer
Método quantitativo;
Em certas situações é necessário determinar a intensidade da infecção;
A estimativa de ovos/grama varia de acordo com a consistência das fezes usadas na preparação;
Material fecal não preservado (fezes frescas). Não usar fezes preservadas;
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Método de Stoll e Hausheer
Procedimento: 
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Referências
DE CARLI, Geraldo Attilio. Parasitologia Clínica: Seleção de métodos e técnicas de laboratório para o diagnóstico das parasitose humanas. 2.ed. São Paulo: Atheneu, 2011. 906 p.
NEVES, David Pereira. Parasitologia Humana. 11. ed. São Paulo: Athneu, 2004. Ano 494 p.
http://www.ufjf.br/parasitologia/files/2008/08/Atlas-de-aula-prática-20124.pdf;
http://biomedicinaunic.blogspot.com.br/2010/11/ancilostomiase-ou ancilostomose.html;
http://universoparasito.blogspot.com.br/2014/07/ancilostomiase.html;
http://www.editorarealize.com.br/revistas/conacis/trabalhos/Modalidade_2datahora_24_03_2014_12_46_59_idinscrito_2815_8e31212319cdae4b073db14a4359fe82.pdf.
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Componente Curricular: Parasitologia Clínica
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