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Análises 
Químicas
e Bioquímicas
em Plantas
Egídio Bezerra Neto
Levy Paes Barreto
UFRPE
2011
Ministério da Educação
UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DE PERNAMBUCO
Reitor: 
Prof. Valmar Corrêa de Andrade
Vice-Reitor: 
Prof. Reginaldo Barros
Diretor da Editora Universitária da UFRPE: 
Antão Marcelo Freitas Athayde Cavalcanti
Av. Dom Manoel de Medeiros, s/n 
Dois Irmãos – Recife / PE
CEP: 52171-900 
Autores: 
Prof. Egídio Bezerra Neto e Prof. Levy Paes Barreto
Projeto Gráfico e Capa:
Bruno de Souza Leão
Departamento de Química
Tel.: (81)3320-6367
egidio@dq.ufrpe.br
levy@dq.ufrpe.br
Catalogação na Fonte
Setor de Processos Técnicos da Biblioteca Central – UFRPE
B574m Bezerra Neto, Egídio
 Análises químicas e bioquímicas em plantas /
 Egídio Bezerra Neto, Levy Paes Barreto. --
 Recife: UFRPE, Editora Universitária da UFRPE, 2011.
 261p. : il.
 1. ANÁLISE QUÍMICA 2. QUÍMICA VEGETAL
 3. NUTRIÇÃO MINERAL I. Barreto, Levy Paes
 II. Título
 CDD 581.19
ISBN: XXXXXXXXXXXXXX
Apresentação
1 | Coleta e Preparo de Amostra 
Vegetal para Análise Química
2 | Determinação de Umidade
3 | Determinação de Resíduo 
Mineral (R.M.)
4 | Determinação de Açúcares 
Redutores em Caldo de Cana
5 | Determinação de Sacarose 
em Caldo de Cana
6 | Determinação de Amido
7 | Determinação de Carboidratos 
Solúveis Totais
8 | Determinação de Sacarose
9 | Determinação de Açúcares Redutores
10 | Determinação de Carboidratos 
Totais Não Estruturais
11 | Determinação de Óleo em 
Sementes de Oleaginosas 
12 | Determinação de Fibra Bruta
13 | Determinação de Nitrogênio Total 
e Estimativa do Teor de Proteína Bruta
14 | Determinação de Proteína Solúvel 
 
15 | Determinação de Aminoácidos 
Livres Totais 
 
16 | Determinação de Prolina Livre 
em Tecido Foliar Fresco
7
Su
m
ár
io
9
13
16
 
20
 
27
35
 
41
48
53
 
59
 
64
69
 
73 
79
 
84
 
90
17 | Determinação de Glicinabetaina 
 
18 | Determinação de Nitrato 
em Tecido Vegetal 
 
19 | Determinação da Atividade de Nitrato 
Redutase (E.C.1.6.6.1) em Tecido Vegetal 
 
20 | Determinação da Atividade 
da Peroxidase (EC 1.11.1.7) 
 
21 | Atividade da Fenilalanina 
Amônia Liase (EC. 4.3.1.5) 
 
22 | Determinação da Atividade 
da Beta Glucanase (EC 3.2.1.39) 
 
23 | Separação de Pigmentos Fotossintéticos por 
Cromatografia em Papel 
 
24 | Determinação de Clorofila 
em Tecido Foliar 
 
25 | Derminação da Acidez 
em Suco de Frutas 
 
26 | Determinação do pH em Suco de Frutas 
 
27 | Determinação de SST em Suco de Frutas 
 
28 | Determinação de Vitamina C 
em Suco de Frutas 
 
29 | Determinação de Fenóis Totais 
 
30 | Determinação de Fenóis 
Totais e Taninos
93
99
103
110
115
119
123
127
130 
136
138
141
146
150
31 | Determinação de Carbono Orgânico 
Total em Tecido Vegetal 
 
32 | Digestão Nitro-Perclórica para Análise 
de Elementos Minerais 
 
33 | Determinação de Fósforo 
 
34 | Determinação de Enxofre 
 
35 | Determinação de Cloreto 
 
36 | Determinação de Boro 
 
37 | Determinação de Silício 
 
38 | Determinação de Sódio e Potássio em 
Tecidos Vegetais por Fotometria de Chama 
 
39 | Determinação de Nutrientes Minerais por 
Espectrofotometria de Absorção Atômica 
 
Anexo 1 | Conselhos Úteis para 
Trabalhos em Laboratório 
 
Anexo 2 | Instruções para Elaboração 
de Relatórios de Análises Químicas 
 
Anexo 3 | Transformações de Resultados 
de Análises Químicas 
 
Anexo 4 | Exercícios Propostos 
 
Anexo 5 | Padronização de Soluções 
 
156
161
165
170
173
177
182
188
192
203
205
207
209
240
Anexo 6 | Composição Bromatológica 
Aproximada de Algumas Hortaliças, 
Frutas e Culturas de Larga Escala 
 
Anexo 7 | Princípios Básicos de Análises 
Espectrofotométrica 
 
Anexo 8 | Tabela de Eynon-Lane 
para Análise de Açúcares, 
Titulando 10 mL da Solução de Soxhlet 
 
Anexo 9 | Concentração de Alguns Ácidos 
Comuns em Laboratórios 
 
Anexo 10 | Teores Adequados de Nutrientes 
Minerais nas Folhas para Diversas Culturas 
 
Anexo 11 | Tabela Períódica 
dos elementos químicos
254
256
257
260
246
248
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 7
ApresentAção
O livro “Análises Químicas e Bioquímicas em Plan-
tas” é direcionado à área agrária, mais especificamente às 
Universidades e Centros de Ensino. Foi concebido com base 
no interesse dos professores-autores Dr. Egídio Bezerra Neto 
e Levy Paes Barreto (que lecionam no Departamento de Quí-
mica da Universidade Federal Rural de Pernambuco) de favo-
recer o processo de aprendizado ao trazer para os estudantes 
valiosas recomendações sobre trabalhar num laboratório, a 
sequência usada na elaboração de relatórios de aulas práticas 
(que tanto os confunde) e representações de tabelas. Os que 
desejarem aprender vão encontrar nesse livro uma ferramen-
ta útil para responder aos seus questionamentos no que con-
cerne a essas análises.
A estrutura de cada prática traz esclarecimentos importan-
tes que se traduzem logo na introdução, seguida pelos métodos 
e técnicas utilizados. Para sedimentar o aprendizado, o livro 
conta com exercícios propostos nos anexos. Tais ações desen-
volvem sobremaneira o lado cognitivo e fazem aflorar o interes-
se por um tema que pertence à realidade do mundo acadêmico 
e que no futuro, fará parte do dia a dia dos profissionais que a 
Universidade assume a missão de formar.
Considero meus queridos colegas Egídio e Levy pesquisa-
dores competentes, que com muita dedicação nos presenteiam 
esta obra: ao mesmo tempo um material rico, que norteia as 
análises de natureza Química e Bioquímica.
Agradeço o convite para apresentar esse trabalho, o que me 
honrou. Expresso também a minha alegria pela homenagem 
(veja contra-capa) ao meu também querido colega Prof. Emano-
el Lopes de Albuquerque.
Sêneca nos disse que “Ensinando, aprende-se”. Este livro é 
uma prova do trabalho responsável dos professores que divi-
dem agora com os seus alunos um pouco do que aprenderam 
ensinando e os convidam a aprender mais, para que um dia 
possam ensinar outros. Esse é o pensamento coletivo da nossa 
Universidade, comprometida na busca do conhecimento cien-
tífico. E é na difusão desse conhecimento que encontramos no 
meio acadêmico a contribuição maior que podemos deixar para 
a sociedade.
Rosângela Ma S. Lucena
Profa. do Departamento de Química da UFRPE
Recife, agosto de 2011
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 9
ColetA e prepAro 
de AmostrA VegetAl pArA
Análise QuímiCA
i. introdução
O sucesso de qualquer método analítico que visa a caracte-
rização do estado fisiológico da planta, dos processos bioquími-
cos, e dos produtos dela obtidos, baseia-se fundamentalmente 
em dois fatores:
a. Correto estabelecimento dos métodos para coleta, conserva-
ção e preparo das amostras de órgãos ou de tecidos a anali-
sar.
b. Interpretação correta dos resultados em função de um siste-
ma referencial.
Na amostragem de uma população a ser analisada deve-se 
estabelecer a representatividade da amostra, isto é, tomar um 
número de amostras individuais ou compostas que realmente 
espelhem a população dentro da variabilidade natural.
Os tecidos frescos são altamente perecíveis, assim como, 
após a coleta continuam a funcionar os processos fisiológicos e 
1
10 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
começa a se estabelecer a senescência com o aumento da respira-
ção, hidrólise de proteínas, etc. Para a realização de testesbioquí-
micos, os quais simulam as condições in vivo, é necessária a uti-
lização de tecido recém-colhido. Neste caso, devem-se promover 
as análises imediatamente após a coleta ou promover um sistema 
adequado para a conservação da amostra, como o congelamento, 
por exemplo.
Para análise de certos componentes orgânicos como proteí-
nas, carboidratos, etc. bem como dos nutrientes minerais, o me-
lhor meio de conservação da amostra é através da desidratação 
em estufa com circulação forçada de ar regulada entre 60 e 70°C, 
moagem e em seguida acondicionamento em recipiente herme-
ticamente fechado. A amostra assim tratada chama-se “amostra 
preparada ou amostra pré-seca”.
Em algumas situações, antecedendo o processo de conser-
vação da amostra, é necessário realizar a descontaminação do 
material vegetal. No caso de amostras impregnadas por solo ou 
poeira, as mesmas devem ser lavadas inicialmente com água cor-
rente (potável), posteriormente com detergente neutro a 0,1% e 
por último com água destilada. No entanto, se o material vegetal 
foi adubado via foliar ou pulverizado com defensivos agrícolas, 
o mesmo deve ser submetido a lavagem com HCl a 3% em subs-
tituição ao detergente neutro citado anteriormente. É importante 
que o tempo total de lavagem não ultrapasse 3 minutos com vis-
tas a evitar perdas de nutrientes como K e Ca.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 11
ii. mArChA AnAlítiCA do prepAro 
de AmostrA VegetAl pArA Análise VisAndo 
o AspeCto AlimentAr ou nutriCionAl
1. Colher (ou obter no mercado) a amostra, seguindo os critérios 
da representatividade;
2. Quando necessário, lavar o material com água corrente, de-
tergente neutro a 0,1% ou HCl a 3%, conforme o caso, seguida 
de lavagem com água destilada, e deixar secar à sombra;
3. Acondicionar em saco plástico limpo e transportar para o la-
boratório, o mais breve possível;
4. Cortar o material em pequenos fragmentos (0,5–1,0cm) e co-
locar em recipiente aberto tipo bandeja;
5. Levar o material a uma estufa regulada a 60–70°C e deixar 
desidratando por cerca de 48–72 horas (ao final desse tempo, 
o material deve apresentar aspecto quebradiço);
6. Moer o material em moinho de facas de aço inoxidável (tipo 
Willey), com peneira de 2mm;
7. Acondicionar o material em recipiente hermeticamente fe-
chado e devidamente identificado. 
12 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
iii. BiBliogrAfiA
BEZERRA NETO, E.; BARRETO, L.P. Métodos de análises químicas 
em plantas. Recife: Imprensa Universitária da UFRPE, 2004. 149p.
CARVALHEIRA, J.H.P. da. Química vegetal. Recife: UFRPE, 
mimeografado, 1975. 130p. 
MIYAZAWA, M.; PAVAN, M.A.; BLOCH, M. de F.M. Análise química 
de tecido vegetal. Londrina: Instituto Agronômico do Paraná, 1992. 
17p. (IAPAR. Circular, 74).
SILVA, F.C. da. Manual de análises químicas de solos, plantas e 
fertilizantes. Brasília: EMBRAPA, 1999. 370p.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 13
determinAção de umidAde
i. introdução
O conteúdo de água das plantas, também denominado de 
teor de umidade, varia de uma espécie vegetal para outra e, 
dentro da mesma espécie, varia de um órgão para outro, bem 
como, com o estádio de desenvolvimento da planta. As plan-
tas lenhosas contêm, em seus caules, cerca de 50% de água. Os 
caules das plantas herbáceas contêm normalmente 70 a 80% de 
água enquanto que certos frutos podem atingir até mais de 90% 
de água, como por exemplo, a melancia. As sementes maduras 
geralmente contêm de 7 a 15% de água (veja ANEXO 5). Como 
regra geral o teor de água nos tecidos está relacionado com as 
atividades metabólicas dos mesmos.
É importante conhecer o teor de umidade dos tecidos e das 
amostras porque a preservação das mesmas está relacionada 
com o teor de umidade, além de que para se comparar o valor 
nutritivo de dois ou mais alimentos, tem-se que levar em consi-
deração os respectivos teores de matéria seca. A matéria seca é 
a amostra isenta de umidade.
Nos trabalhos de rotina dos laboratórios, geralmente se de-
termina o teor de umidade de tecidos vegetais pelo método in-
direto. Por este processo, pesa-se uma quantidade de amostra 
e em seguida a mesma é posta para desidratar completamente. 
2
14 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
Após completa desidratação, pesa-se a matéria seca e por dife-
rença calcula-se o quanto a amostra tinha de umidade, expres-
sando-se o resultado em termos de percentagem. Na realidade, 
outras substâncias voláteis (óleos essenciais, por exemplo) além 
da água, são desprendidas, ocasionando algum erro, o qual 
pode geralmente ser considerado desprezível.
Tradicionalmente, na determinação de umidade, recomen-
da-se pesar a amostra e colocar a mesma em uma estufa regu-
lada a 100-105°C até obter peso constante. Entretanto na prática, 
muitos laboratórios adotam o método rápido de determinação 
de umidade. Pelo método rápido, a amostra após ser pesada é 
colocada em uma estufa regulada a 135° C por uma hora; em 
seguida deixa-se a mesma esfriar em um dessecador e pesa-se 
a matéria seca.
ii. mArChA AnAlítiCA pArA determinAção de 
umidAde pelo método rápido
1. Tarar um pesa-filtro previamente seco em estufa;
2. Pesar no próprio pesa-filtro 5,0 g da amostra;
3. Colocar o pesa-filtro (aberto) em uma estufa regulada a 135°C 
(± 2°C) e deixar desidratando por uma hora;
4. Fechar o pesa-filtro e transferir para um dessecador;
5. Aguardar cerca de 10 a 15 minutos e em seguida pesar o pesa-
filtro com a amostra seca;
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 15
6. Calcular o teor de umidade e expressar o resultado em ter-
mos de percentagem.
iii. BiBliogrAfiA
BEZERRA NETO, E.; BARRETO, L.P. Métodos de análises químicas 
em plantas. Recife: Imprensa Universitária da UFRPE, 2004. 149p.
CARVALHEIRA, J.H.P. da. Química vegetal. Recife: UFRPE, 
mimeografado, 1975. 130p. 
INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Métodos físico-químicos para análise 
de alimentos. São Paulo: Instituto Adolfo Lutz, 2008. 1020p.
16 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
determinAção de resíduo 
minerAl (r.m.)
i. introdução
Os elementos minerais que as plantas absorvem, seja pelas 
raízes, seja pela parte aérea são classificados em elementos es-
senciais, elementos úteis (ou benéficos) e elementos tóxicos. Não 
existe uma metodologia universal para analisar todos estes ele-
mentos conjuntamente. Contudo, a maior parte dos elementos 
contidos nos tecidos vegetais pode ser analisada partindo de 
um extrato único. A preparação de extratos vegetais para a aná-
lise dos elementos minerais pode ser realizada tanto através de 
uma digestão seca como de uma digestão úmida. A digestão 
seca é obtida através da incineração (calcinação) da amostra e 
em seguida dissolução do resíduo mineral (cinza) em um ácido. 
Portanto, a cinza corresponde ao resíduo inorgânico resultante 
da oxidação (através da queima) completa da matéria orgânica, 
e representa o total de elementos minerais. A digestão por via 
úmida é obtida através da ação de ácidos minerais concentra-
dos (ácido nítrico, ácido perclórico, etc.) à temperatura elevada 
(veja capítulo 32).
Durante a digestão por via seca, além de água, gases como 
CO2, NH3, e outros são eliminados, permanecendo no cadinho 
3
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 17
apenas o resíduo mineral, o qual é formado de cátions como: K+, 
Na+, Mg2+, Fe3+, Al3+, etc. e ânions como silicato, fosfato e sulfato 
e dos respectivos óxidos. O conteúdo de resíduo mineral varia 
de espécie para espécie vegetal. Dentro da mesma espécie ve-
getal varia com o órgão e idade da planta. O teor de cinzasestá 
diretamente relacionado com a atividade metabólica. Desta for-
ma, as folhas contêm muito mais cinzas de que as sementes. O 
lenho (madeira) contém pouca cinza.
ii. mArChA AnAlítiCA
1. Aquecer um cadinho em uma mufla à temperatura de 350°C 
por uma hora;
2. Deixar o cadinho esfriar em dessecador e em seguida pesar 
no mesmo 2,0000g da amostra;
3. Colocar o cadinho com a amostra em um fogareiro elétri-
co ou bico de Bunsen com chama branda e deixar o material 
carbonizar completamente. Reconhece-se que o material está 
completamente carbonizado quando o mesmo deixar de eli-
minar fumaça;
4. Transferir o cadinho para uma mufla previamente aquecida a 
300°C e em seguida regular a mesma para 575°C (± 25°C);
5. Após quatro horas, baixar a temperatura da mufla para 300°C. 
Quando esta temperatura for atingida, transferir o cadinho 
para um dessecador, deixar o mesmo esfriar e pesar;
18 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
6. Calcular a concentração de cinzas e expressar em termos de 
percentagem.
Observações: 
1. Nunca abrir a mufla quando a mesma estiver aquecida a mais 
de 350°C.
2. Se após quatro horas de calcinação a amostra ainda não se 
apresentar com cor clara, continuar o processo de calcinação 
por mais duas ou quatro horas.
3. Não desprezar as cinzas. As mesmas podem ser utilizadas 
para a determinação do conteúdo de certos elementos como 
fósforo, cálcio, potássio, sódio, etc. Para isto, é necessário pre-
parar o extrato das cinzas conforme segue:
a. Com o auxílio de um bastão de vidro dissolver as cinzas 
(R.M.), usando 10 mL de HCl 2 N; 
b. Filtrar para um balão volumétrico de 100 mL;
c. Lavar o cadinho e resíduo do filtrado com água destilada 
e completar o volume do balão volumétrico;
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 19
iii. BiBliogrAfiA
BEZERRA NETO, E.; BARRETO, L.P. Métodos de análises químicas 
em plantas. Recife: Imprensa Universitária da UFRPE, 2004. 149p.
CARVALHEIRA, J.H.P. da. Química vegetal. Recife: UFRPE, 
mimeografado, 1975. 130p. 
INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Métodos físico-químicos para análise 
de alimentos. São Paulo: Instituto Adolfo Lutz, 2008. 1020p.
SILVA, D.J.; QUEIRÓZ, A.C. de. Análise de alimentos: métodos 
químicos e biológicos, Vicosa: UFV, 2002. 235p.
20 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
determinAção de AçúCAres 
redutores em CAldo de CAnA
 
método de eynon-lAne
i. introdução
Os monossacarídeos em geral, em reações de óxido-redução, 
comportam-se como agentes redutores, fornecendo elétrons ao 
sistema, sendo eles, simultaneamente oxidados, transforman-
do-se nos ácidos carboxílicos correspondentes. Um exemplo 
dessa reação é ilustrado na Figura 1. 
O método de Eynon-Lane para análise de açúcares redu-
tores, está fundamentado na propriedade acima exposta, de 
forma que o cobre, presente na solução de Soxhlet, é reduzido 
pelo açúcar redutor. Nessa reação, a redução do cobre cúprico 
(Cu2+) para cobre cuproso (Cu+) ocorre com a formação de um 
precipitado vermelho tijolo, característico da formação de óxido 
cuproso (Equação II). Durante a titulação, usa-se o indicador 
azul de metileno para auxiliar na visualização do ponto final 
da reação.
Os sucos de frutas em geral são ricos em monossacaríde-
os como glucose, frutose, etc., os quais podem ser analisados 
conjuntamente pelo método de Eynon-Lane. O caldo de cana-
4
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 21
de-açúcar apresenta, entre outros açúcares redutores, uma 
elevada proporção de glucose e frutose. A mistura equimole-
cular desses dois açúcares é denominada de açúcar invertido, 
e sua análise constitui uma rotina de elevada importância na 
agroindústria açucareira.
H
H OH
OH
OH
OH
HO
H
H
H
H
H
C
C
C
C
C
C
O
glucose
NaO
KO
Cu
H
H O
O
C
C
C
C
O
O
cupritartarado 
de sódio e potássio
+ 2
+ 2 + 
HO
H OH
OH
OH
OH
HO
H
H
H
H
H
C
C
C
C
C
C
O
ácido 
glucônico
Cu2O
óxido
cuproso
NaO
KO
H
H OH
OH
C
C
C
C
O
O
tartarato duplo 
de sódio e potássio
Figura 1. Esquema representativo da oxidação da glucose, pelo cobre presente 
na solução de Soxhlet, durante a titulação pelo método de Eynon-Lane.
22 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
ii. mArChA AnAlítiCA pArA determinAção 
de AçúCAr inVertido em CAldo de CAnA-de-
AçúCAr
1. Pesar 20g de caldo de cana em uma cápsula de porcelana (ou 
recipiente equivalente);
2. Transferir quantitativamente para um balão volumétrico 
de 200mL, e adicionar 4mL do clarificante acetato neutro de 
chumbo (54,3°Brix);
3. Agitar suavemente o balão e em seguida adicionar 6mL da 
solução fosfato-oxalato para remover o cálcio e o excesso de 
chumbo;
4. Completar o volume do balão com água destilada. Se neces-
sário adicionar 2 a 3 gotas de éter para remover a espuma;
5. Agitar e filtrar com papel de filtro qualitativo;
6. Com o filtrado, encher uma bureta de 50mL e zerar a mes-
ma;
7. Preparar a solução de Soxhlet, pipetando para um erlenmeyer 
de 250mL, 25mL da solução A e 25mL da solução B do licor de 
Fehling. Usar pipetas volumétricas nesta operação;
8. Pipetar para dois erlenmeyers separadamente, 10mL da solu-
ção de Soxhlet recentemente preparada (item 7). Nesta opera-
ção também é recomendado usar pipeta volumétrica;
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 23
Ensaio Preliminar*
9. Em um erlenmeyer contendo 10mL da solução de Soxhlet 
(item 8), adicionar a frio, 15mL do filtrado contido na bureta 
(item 6) e colocar para aquecer em um fogareiro elétrico;
10. Marcar 15 segundos após o início da fervura, e então adi-
cionar 3 gotas do indicador azul de metileno e continuar a 
titulação gota a gota, sem remover o erlenmeyer da fonte de 
aquecimento. O final da titulação é reconhecido pela mudan-
ça da cor azul para vermelho tijolo;
11. Se após adicionar o indicador (item anterior), verificar que 
já ocorreu a mudança de cor, torna-se necessário fazer uma 
diluição do filtrado. Como sugestão, pipetar 50mL do filtrado 
para um balão volumétrico de 100mL, completar o volume 
com água destilada e repetir o ensaio preliminar conforme 
descrito nos itens 9 e 10;
12. Anotar o volume do filtrado gasto no ensaio preliminar, o 
qual servirá como referência para a realização do ensaio de-
finitivo;
Ensaio Definitivo*
13. Novamente, encher a bureta com o filtrado (diluído se for o 
caso), zerar a mesma e em seguida pegar outro erlenmeyer 
contendo 10mL da solução de Soxhlet e adicionar a frio, o vo-
lume do filtrado correspondente ao que foi gasto na titulação 
do ensaio preliminar, menos 2mL; 
24 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
14. Colocar o erlenmeyer para aquecer e 2 minutos após o início 
da fervura, adicionar 3 gotas de azul de metileno e completar 
a titulação sem remover o erlenmeyer da fonte de aquecimen-
to. A titulação do ensaio definitivo não deve gastar mais que 
1 minuto após a adição do indicador;
19. Anotar o volume gasto na titulação do ensaio definitivo e 
calcular a percentagem de açúcar invertido do caldo de cana, 
mediante correlação com os valores da tabela de Eynon-Lane 
(ANEXO 8).
*OBS.: Esta análise também pode ser realizada em ensaio úni-
co, com adição de 15mL do filtrado a frio na solução de Soxhlet, 
adicionando-se o indicador azul de metileno dois minutos após 
a fervura e continuando a titulação até a viragem da cor de azul 
para vermelho tijolo (Pessoa et al., 2007).
iii. prepAro dos reAgentes
a. Acetato neutro de chumbo. Dissolver cerca de 250g de aceta-
to neutro de chumbo em500mL de água (solução saturada) e 
em seguida filtrar em tecido de náilon de malha fina.
b. Solução A de Soxhlet. Dissolver 34,639g de sulfato de cobre 
pentahidratado (CuSO4.5H2O) em cerca de 300mL de água 
destilada e em seguida completar o volume para 500mL. Fil-
trar e transferir para recipiente apropriado.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 25
c. Solução B de Soxhlet. Dissolver 173g de tartarato duplo de 
sódio e potássio em cerca de 300mL de água destilada, adicio-
nar 100mL de hidróxido de sódio a 50% e em seguida comple-
tar o volume para 500mL. Filtrar e transferir para recipiente 
apropriado.
d. Solução fosfato-oxalato. Pesar 3,0g de oxalato de potássio e 
7,0g de fosfato dissódico, dissolver separadamente em água 
destilada, em seguida misturar as duas soluções e completar 
o volume para 100mL. 
e. Solução de azul de metileno a 1%. Pesar 1,0g de azul de 
metileno, dissolver em água destilada e completar o volume 
para 100mL.
26 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
iV. BiBliogrAfiA
BEZERRA NETO, E.; BARRETO, L.P. Métodos de análises químicas 
em plantas. Recife: Imprensa Universitária da UFRPE, 2004. 149p.
CARVALHEIRA, J.H.P. da. Química vegetal. Recife: UFRPE, 
mimeografado, 1975. 130p. 
INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Métodos físico-químicos para 
análise de alimentos. São Paulo: Instituto Adolfo Lutz, 2008. 
1020p.
PESSOA, C. de O.; SANTOS, D. S. dos; BARRETO, L.P. Efeito do 
tempo de aquecimento precedente à adição do indicador na análise 
de amido pelo método de Eynon-Lane. In: VII JORNADA DE 
ENSINO, PESQUISA E EXTENSÃO DA UFRPE, 2007.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 27
determinAção de sACArose 
em CAldo de CAnA
método de eynon-lAne
i. introdução
A sacarose é o açúcar comum comercial, amplamente dis-
tribuído nas plantas superiores, constituindo em certas espé-
cies, tais como a cana-de-açúcar e a beterraba, uma reserva de 
grande importância. Nestas, por exemplo, sua extração pro-
duz matéria prima para grandes indústrias mundiais. Quimi-
camente a sacarose é um dissacarídeo formado pela união de 
uma molécula de glucose com uma molécula de frutose. Ao 
contrário da glucose e da frutose que são açúcares redutores, 
a sacarose não é um açúcar redutor, portanto não pode ser de-
terminada diretamente pelo método de Eynon-Lane. No en-
tanto, a sua hidrólise produz partes iguais de glucose e frutose 
(açúcar invertido) os quais são açúcares redutores, podendo-
se desta forma, determinar o teor de sacarose, indiretamente, 
por este método. Para tanto, provoca-se hidrólise da sacarose, 
determina-se o teor de açúcar invertido e em seguida, através 
de um cálculo estequiométrico obtém-se o teor de sacarose 
que continha a amostra. Veja a estequiometria a seguir:
5
28 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
É importante salientar que todo caldo de cana-de-açúcar 
contém normalmente uma determinada quantidade de açúcar 
invertido, a qual é denominada aqui como açúcar invertido 
previamente existente no caldo (a.i.c). A esta quantidade de 
açúcar invertido soma-se o proveniente da hidrólise da sa-
carose (a.i.s), dando o que denominamos de açúcar invertido 
total (a.i.t). Como mostram as equações abaixo, por subtração 
pode-se saber o teor de açúcar invertido proveniente da hidró-
lise da sacarose.
C12H22O11 + H2O C6H12O6 + C6H12O6
sacarose água glucose frutose
H+
342 (sacarose)
X
sacarose = a.i. x 0,95
= =X 0,95342 x 1
360
360 (açúcar invertido)
1
a.i.c + a.i.s = a.i.t
a.i.s = a.i.t - a.i.c
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 29
O método químico de determinação de açúcares redutores 
baseia-se na propriedade que têm estes açúcares de reduzir o 
cobre da solução Soxhlet. O cobre presente na solução de Soxh-
let encontra-se na forma de cupritartarato de sódio e potássio 
(Cu2+), oriundo da reação de sulfato de cobre com o tartarato 
duplo de sódio e potássio. Esta solução apresenta-se de cor azul 
piscina. Sob a ação de agentes redutores, como os açúcares re-
dutores em geral, e em condições favoráveis, o cobre precipi-
ta na forma de óxido cuproso (Cu2O), reconhecível pela colo-
ração vermelho tijolo. Sob a forma de óxido cuproso, o cobre 
encontra-se com o número de oxidação 1+, isto é, Cu+, e portanto 
encontra-se reduzido.
ii. mArChA AnAlítiCA
1. Pesar 20,0g de caldo de cana em uma cápsula de porcelana 
(ou recipiente equivalente);
2. Transferir, quantitativamente, para um balão volumétrico 
de 200mL, e adicionar 4mL do clarificante acetato neutro de 
chumbo (54,3°Brix);
3. Agitar suavemente o balão e em seguida adicionar 6mL da 
solução fosfato-oxalato para remover o cálcio e o excesso de 
chumbo;
4. Completar o volume do balão com água destilada. Se neces-
sário, adicionar 2 a 3 gotas de éter para remover a espuma;
30 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
5. Agitar e filtrar com papel de filtro rápido;
6. Para provocar a hidrólise da sacarose, transferir 50mL do fil-
trado para um balão volumétrico de 100mL e adicionar 20mL 
de água destilada;
7. Introduzir um termômetro no balão volumétrico e colocar 
para aquecer em “Banho-Maria” até o líquido atingir 65°C;
8. Atingida a temperatura desejada, retirar o balão volumétrico 
da fonte de aquecimento e imediatamente adicionar 5mL de 
ácido clorídrico concentrado (12,5 N);
9. Agitar suavemente o conteúdo do balão e em seguida deixar 
em repouso por 30 minutos para que ocorra a hidrólise da sa-
carose. Enquanto espera a hidrólise da sacarose, determinar 
o teor do açúcar invertido previamente existente no caldo de 
cana (a.i.c).
Açúcar Invertido Previamente Existente no Caldo
10. Tomar outra porção do filtrado (item 5), encher e zerar uma 
bureta de 50mL, para determinação do açúcar invertido pre-
viamente existente no caldo de cana;
11. Preparar a solução de Soxhlet, pipetando para um erlen-
meyer de 250mL, 25mL da solução A e 25mL da solução B do 
licor de Fehling. Usar pipetas volumétricas nesta operação;
12. Agitar a solução de Soxhlet, referida no item anterior e em 
seguida, com o uso de uma pipeta volumétrica, transferir 
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 31
quatro porções de 10mL, para erlenmeyers individuais, com 
capacidade para 250mL;
13. Em um erlenmeyer contendo 10mL da solução de Soxhlet 
(item 12), adicionar a frio, 15mL do filtrado contido na bureta 
(item 10) e colocar para aquecer em um fogareiro elétrico;
14. Marcar 15 segundos após o início da fervura, e então adi-
cionar 3 gotas do indicador azul de metileno e continuar a 
titulação gota a gota, sem remover o erlenmeyer da fonte de 
aquecimento. O final da titulação é reconhecido pela mudan-
ça da cor azul para vermelho tijolo;
15. Se após adicionar o indicador (item anterior), verificar que 
já ocorreu a mudança de cor, torna-se necessário fazer uma 
diluição do filtrado. Como sugestão, pipetar 50mL do filtrado 
para um balão volumétrico de 100mL, completar o volume 
com água destilada e repetir o ensaio preliminar conforme 
descrito nos itens 13 e 14;
16. Anotar o volume do filtrado gasto no ensaio preliminar, o 
qual servirá como referência para a realização do ensaio de-
finitivo;
Ensaio Definitivo*
17. Novamente encher e zerar a bureta com o filtrado (diluído 
se for o caso) e, em seguida, usar outro erlenmeyer contendo 
10mL da solução de Soxhlet e adicionar, a frio, o volume do 
32 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
filtrado correspondente ao que foi gasto na titulação do en-
saio preliminar, menos 2mL;
18. Colocar o erlenmeyer para aquecer e 2 minutos após o início 
da fervura,adicionar 3 gotas de azul de metileno e completar 
a titulação sem remover o erlenmeyer da fonte de aquecimen-
to. A titulação do ensaio definitivo não deve gastar mais que 
1 minuto após a adição do indicador;
19. Anotar o volume gasto na titulação do ensaio definitivo e 
calcular a percentagem de açúcar invertido do caldo de cana, 
mediante correlação com os valores da tabela de Eynon-Lane 
(ANEXO 7).
Açúcar Invertido Total
20. Transferir o conteúdo do balão volumétrico referido no item 
9, para um balão volumétrico de 500mL e em seguida com 
o auxílio de NaOH 2,5 M e de um peagâmetro (ou papel in-
dicador), elevar o pH do meio para quase neutro (levemente 
ácido);
21. Completar o volume do balão volumétrico e em seguida 
determinar o teor de açúcar invertido total, titulando a solu-
ção de Soxhlet em dois ensaios, conforme foi realizado para 
a determinação do açúcar invertido previamente existente no 
caldo de cana;
22. Calcular a percentagem de açúcar invertido total, em segui-
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 33
da a percentagem de açúcar invertido proveniente da hidró-
lise da sacarose e, finalmente, a percentagem de sacarose.
*OBS.: Esta análise também pode ser realizada em ensaio úni-
co, com adição de 15mL do filtrado a frio na solução de Soxhlet, 
adicionando-se o indicador azul de metileno dois minutos após 
a fervura e continuando a titulação até a viragem da cor de azul 
para vermelho tijolo (Pessoa et al., 2007).
iii. prepAro dos reAgentes 
(Veja capítulo 4)
34 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
iV. BiBliogrAfiA
BEZERRA NETO, E.; BARRETO, L.P. Métodos de análises químicas 
em plantas. Recife: Imprensa Universitária da UFRPE, 2004. 149p.
CARVALHEIRA, J.H.P. da. Química vegetal. Recife: UFRPE, 
mimeografado, 1975. 130p. 
INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Métodos físico-químicos para análise 
de alimentos. São Paulo: Instituto Adolfo Lutz. 2008. 1020p.
PESSOA, C. de O.; SANTOS, D. S. dos; BARRETO, L.P. Efeito do tempo 
de aquecimento precedente à adição do indicador na análise de 
amido pelo método de Eynon-Lane. In: VII JORNADA DE ENSINO, 
PESQUISA E EXTENSÃO DA UFRPE, 2007.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 35
determinAção de Amido
método VolumétriCo de eynon-lAne
i. introdução
O amido é um polissacarídeo de reserva das plantas supe-
riores, formado pela união de várias moléculas de glicose. Pode 
ser encontrado em folhas, no entanto seu armazenamento é 
mais comum em raízes, tubérculos e grãos. O amido é extraído 
industrialmente do trigo, milho, arroz, mandioca, batata, etc. 
Por ser um alimento bastante rico em calorias e de fácil assi-
milação pelo organismo humano, é muito utilizado na alimen-
tação de crianças e de adultos. Pela mesma razão, dos animais 
domésticos em geral.
Da mesma forma que a sacarose, o amido não pode ser 
determinado diretamente pelo método de Eynon-Lane, pois 
o mesmo não é um açúcar redutor. No entanto, sua hidrólise 
completa produz a glicose, a qual pode ser determinada direta-
mente pelo método de Eynon-Lane, por se tratar de um açúcar 
redutor. Desta forma, para se analisar o amido pelo método de 
Eynon-Lane, provoca-se a sua hidrólise através de um ácido 
mineral forte, determina-se o teor de glicose e em seguida cal-
cula-se estequiometricamente quanto havia de amido na amos-
tra. A seguir, é fornecida a equação da hidrólise do amido, com 
6
36 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
a demonstração da estequiometria necessária à conversão de 
glicose em amido.
 
Antes de se provocar a hidrólise do amido, é necessário re-
mover os açúcares solúveis que porventura existam na amos-
tra, como sacarose, glicose, frutose, etc. A remoção dos açúcares 
solúveis é feita através de uma solubilização em água destilada 
e em seguida filtração.
ii. mArChA AnAlítiCA
1. Pesar 1 a 3g da amostra, transferir para um béquer de 125mL 
e adicionar cerca de 50mL de água destilada;
2. Agitar por 1 hora em mesa agitadora orbital e em seguida 
filtrar lavando o resíduo com 250mL de água destilada;
3. Transferir o resíduo para um erlenmeyer de 500mL, adicionar 
200mL de água destilada e, em seguida, 20mL de HCl 8 M;
(C6H10O5)n + nH2O nC6H12O6
amido
amido = glicose x 0,9
água glicose
X = = 0,9 162180
162
162 (amido)
X
18 180
180 (glicose)
1
+
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 37
4. Adaptar ao erlenmeyer, um condensador de refluxo e colocar 
para aquecer por três horas, sob ebulição suave;
5. Após as três horas de aquecimento, deixar esfriar e com o 
auxílio de NaOH 2,5 M e de um peagâmetro (ou papel indi-
cador), elevar o pH do meio para quase neutro (levemente 
ácido);
6. Adicionar 4mL de acetato neutro de chumbo (54,3°Brix), ho-
mogeneizar e em seguida adicionar 6mL da mistura fosfato-
oxalato;
7. Transferir o conteúdo do erlenmeyer para um balão volumé-
trico de 500mL e completar o volume;
8. Filtrar e com o filtrado encher uma bureta de 50mL. Em se-
guida, zerar a bureta para posterior titulação da solução de 
Soxhlet;
9. Para preparar a solução de Soxhlet, pipetar para um erlen-
meyer 20mL da solução A e 20mL da solução B. Usar pipetas 
volumétricas nesta operação.
10. Agitar suavemente a solução de Soxhlet referida no item an-
terior e, em seguida, com o uso de uma pipeta volumétrica, 
transferir 2 porções de 10mL, para erlenmeyers individuais, 
com capacidade para 250mL;
Ensaio Preliminar*
11. Em um dos erlenmeyers contendo 10mL da solução de So-
38 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
xhlet, adicionar a frio, 15mL do filtrado referido no item 8 e 
colocar para aquecer em fogareiro elétrico;
12. Marcar 15 segundos após o início da fervura, e então adi-
cionar 3 gotas do indicador azul de metileno e continuar a 
titulação gota a gota, sem remover o erlenmeyer da fonte de 
aquecimento. O final da titulação é reconhecido pela mudan-
ça de cor azul para vermelho tijolo;
13. Se após adicionar o indicador (item anterior), verificar que 
já ocorreu a mudança de cor, torna-se necessário fazer uma 
diluição do filtrado. Como sugestão, pipetar 50mL do filtrado 
para um balão volumétrico de 100mL, completar o volume 
com água destilada e repetir o ensaio preliminar conforme 
instruções anteriores;
14. Anotar o volume do filtrado gasto no ensaio preliminar, o 
qual servirá como referência para o ensaio definitivo;
Ensaio Definitivo*
15. Novamente encher e zerar a bureta com o filtrado (diluído 
se for o caso) e em seguida pegar um erlenmeyer contendo 
10mL da solução de Soxhlet e adicionar a frio, o volume do fil-
trado correspondente ao que foi gasto na titulação do ensaio 
preliminar, menos 2mL;
16. Colocar o erlenmeyer para aquecer e, 2 minutos após o início 
da fervura, adicionar 3 gotas de azul de metileno e completar 
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 39
a titulação sem remover o erlenmeyer da fonte de aquecimen-
to. A titulação do ensaio definitivo não deve gastar mais que 
1 minuto após a adição do indicador;
17. Anotar o volume gasto na titulação do ensaio definitivo e 
calcular a percentagem de amido na amostra analisada.
*OBS.: Esta análise também pode ser realizada em ensaio úni-
co, com adição de 15mL do filtrado a frio na solução de Soxhlet, 
adicionando-se o indicador azul de metileno dois minutos após 
a fervura e continuando a titulação até a viragem da cor de azul 
para vermelho tijolo (Pessoa et al., 2007).
iii. prepAro dos reAgentes 
(Veja capítulo 4)
40 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
iV. BiBliogrAfiA
BEZERRA NETO, E.; BARRETO, L.P. Métodos de análises químicasem plantas. Recife: Imprensa Universitária da UFRPE, 2004. 149p.
CARVALHEIRA, J.H.P. da. Química vegetal. Recife: UFRPE, 
mimeografado, 1975. 130p. 
INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Métodos físico-químicos para análise 
de alimentos. São Paulo: Instituto Adolfo Lutz. 2008. 1020p.
PESSOA, C. de O.; SANTOS, D. S. dos; BARRETO, L.P. Efeito do tempo 
de aquecimento precedente à adição do indicador na análise de 
amido pelo método de Eynon-Lane. In: VII JORNADA DE ENSINO, 
PESQUISA E EXTENSÃO DA UFRPE, 2007.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 41
determinAção de 
CArBoidrAtos solúVeis totAis
método espeCtrofotométriCo de AntronA
i. introdução
Quimicamente os carboidratos são polihidroxialdeídos 
ou polihidroxicetonas ou compostos que por hidrólise pro-
duzem esses compostos. Fisiologicamente são compostos de 
elevado teor calorífico, servindo como fonte de energia para os 
organismos em geral. Além da função de reserva energética, 
merece destaque a função estrutural desempenhada pela ce-
lulose, como componente da parede celular dos vegetais. No 
universo dos carboidratos existem aqueles que são insolúveis 
em água tal como a celulose e os que são solúveis em água 
como a sacarose, frutose e glicose, estes últimos são chamados 
de açúcares solúveis.
Os carboidratos solúveis podem ser determinados colori-
metricamente mediante o aquecimento dos mesmos em pre-
sença de antrona. Nestas condições, a reação ocorre com a 
formação de compostos de coloração esverdeada. A reação da 
antrona fundamenta-se na ação hidrolítica e desidratante do 
ácido sulfúrico concentrado sobre os carboidratos, e na conse-
7
42 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
quente condensação com a antrona, formando um composto 
colorido. Quando a reação é realizada com dissacarídeos, tris-
sacarídeos ou polissacarídeos, estes são hidrolisados a monos-
sacarídeos os quais são desidratados para furfural ou hidroxi-
metil furfural. Essas substâncias se condensam com a antrona 
originando um composto de coloração azul (Figura 2).
A primeira etapa da determinação de carboidratos solú-
veis em tecido vegetal consta da extração de tais açúcares, 
empregando-se um solvente ou sistema de solventes cuja 
escolha vai depender da natureza do tecido a ser analisado, 
se no estado fresco ou seco. Quando se pretende determinar 
carboidratos em amostra seca, a água destilada é o solvente 
mais indicado para a extração dos açúcares solúveis. No en-
tanto, se o material a ser analisado tratar-se de folhas verdes, 
recomenda-se o uso de etanol a 70% ou 80% como sistema 
de solvente extrator de açúcares. Sabe-se que os carboidra-
tos, mesmo os de baixo peso molecular, não se solubilizam 
em etanol, e sim, solubilizam-se muito bem em água. Por ou-
tro lado, o etanol é um ótimo solvente para as clorofilas, as 
quais interferem negativamente na análise dos carboidratos 
solúveis pelo método da antrona, haja vista tratar-se de um 
método colorimétrico. Para solucionar este problema, após a 
extração dos carboidratos solúveis em folhas frescas, usando 
etanol a 70% ou 80%, removem-se os pigmentos fotossintéti-
cos através de uma cromatografia de partição, empregando-
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 43
se clorofórmio ou benzeno, resultando com isto a fase aquo-
sa livre dos pigmentos e contendo os carboidratos.
Figura 2. Esquema da reação química característica da identificação de 
carboidratos em presença de antrona.
+
H
O
Hhidroximetil
furfural
derivado 
de coloração
azul
antrona
HO
H
C
H
O
C
H
O
H
H OH
OH
OH
OH
HO
H
H
H
H
H
C
C
C
C
C
C
O
hexose
hidroximetil
furfural
HO
H
C
H
O
C
H
H2SO4
-3H2O O
H
O
OHH C
H
C
O
44 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
ii. mArChA AnAlítiCA
Preparo do extrato : amostra pré-seca
1. Pesar 0,250g de amostra pré-seca e transferir para um erlen-
meyer de 125mL;
2. Adicionar 20mL de etanol* a 80%;
3. Agitar por 30 minutos e em seguida filtrar em tecido de nái-
lon de malha fina;
4. Completar o volume do filtrado para 50mL com água desti-
lada;
5. Homogeneizar e transferir uma alíquota de 10mL para um 
tubo de ensaio rosqueával, identificar e manter o extrato di-
luído em refrigerador até o momento da análise química.
*OBS.: Este extrato também pode ser usado para a determi-
nação de sacarose. Embora a água destilada seja um bom 
solvente para a extração dos carboidratos solúveis, é reco-
mendado usar etanol a 70 ou 80% por duas razões: o etanol 
auxilia a quebrar a tensão superficial facilitando uma me-
lhor interação do solvente com a amostra, além de propiciar 
uma melhor conservação do extrato, evitando o desenvolvi-
mento de microorganismos.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 45
Preparo do extrato: folhas frescas
1. Colocar em uma placa de Petri, cerca de 5 A 10 folhas fres-
cas, com o auxílio de um bisturi remover e desprezar a ner-
vura central e cortar o restante em pequenos pedaços com 
cerca de 3 a 5 mm.
2. Pesar 200 mg das amostras de folhas e transferir para um 
tubo de ensaio de tamanho grande e paredes grossas.
3. Adicionar 5 mL de etanol a 80 % e triturar em um homoge-
neizador de tecido vegetal.
4. Filtrar, transferindo quantitativamente para um balão 
volumétrico de 25 mL, usando uma tela de náilon de ma-
lha fina.
5. Lavar o rotor do homogeneizador e tubo de ensaio, usando 
mais 5 mL do mesmo solvente e transferir, sob filtração, o 
material para o balão volumétrico.
6. Repetir a operação anterior mais três vezes, e em segui-
da completar o volume do balão volumétrico com o mesmo 
solvente.
7. Homogeneizar, transferir o extrato para um recipiente ade-
quado, identificar e guardar em refrigerador até o momento 
da análise química.
46 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
Procedimentos para o desenvolvimento da cor
6. Preparar uma bandeja de isopor (ou de polipropileno) com 
gelo triturado e colocar estantes com tubos de ensaio devi-
damente identificados para extratos das amostras e soluções 
padrões;
7. Pipetar para tubos de ensaio, separadamente, 0,2mL dos ex-
tratos das amostras e das soluções padrões e manter em ba-
nho de gelo;
8. Adicionar a cada tubo de ensaio, 2,0mL do reagente antro-
na, fechar hermeticamente os tubos de ensaio e agitar su-
avemente até que a mistura se apresente bem homogênea, 
mantendo os tubos de ensaio em banho de gelo;
9. Cautelosamente transferir os tubos de ensaio para um apa-
relho de “banho-maria”, regulado a 100°C e manter sob aque-
cimento por 10 minutos, para o desenvolvimento da cor (azul 
esverdeada);
10. Após o desenvolvimento da cor, transferir novamente os 
tubos de ensaio para banho de gelo e aguardar cerca de 5 
minutos para que sejam resfriados;
11. Transferir o conteúdo do tubo de ensaio para uma cube-
ta espectrofotométrica de 1,0mL e fazer a leitura em um co-
lorímetro com filtro vermelho ou em espectrofotômetro a 
620nm;
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 47
12. Proceder aos cálculos e expressar os resultados em termos 
de percentagem de carboidratos solúveis em relação à amos-
tra analisada.
OBS.: É recomendado realizar esta determinação com três 
repetições analíticas, e usar cubetas espectrofotométricas 
de vidro. 
iii. reAgentes
Reagente específico (antrona a 0,2%). Pesar 0,200g de antro-
na, dissolver em ácido sulfúrico 12,854 M e completar o volume 
para 100mL. Recomenda-se que esta solução seja preparada no 
mesmo dia a ser utilizada. O ácido sulfúrico 12,85 molar é pre-
parado adicionando-se 500mL do ácido puro (96%) a 200mL de 
águadestilada.
Soluções padrões
Solução estoque de glucose (solução estoque 2,5 g.L-1). Pesar 
0,500g de glucose (P.A.), dissolver em 100mL de água destilada 
e completar o volume para 200mL com etanol a 80%. Transferir 
para recipiente adequado e manter em refrigerador. A partir 
desta solução, são preparados os padrões de trabalho, nas con-
centrações de 0 a 200 mg.L-1.
48 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
Soluções padrões diluídas. Pipetar para balões volumétri-
cos de 100mL: 1, 2, 4, e 8mL da solução estoque de glucose (2,5 
g.L-1) e completar o volume com água destilada. Com este pro-
cedimento, estarão preparadas as soluções padrões de glicose 
nas concentrações respectivas de 25, 50, 100, e 200 mg.L-1. O pa-
drão zero corresponde à água deionizada.
OBS.: Mais precisamente, as soluções padrões diluídas tam-
bém podem ser preparadas com base na massa em vez do 
volume.
iV. BiBliogrAfiA
BEZERRA NETO, E.; BARRETO, L.P. Métodos de análises químicas 
em plantas. Recife: Imprensa Universitária da UFRPE, 2004. 149p.
YEMM, E. W. ; WILLIS, A. J. The estimation of carbohydrates in plant 
extracts by anthrone. Biochemical Journal, v.57, p.508-514, 1954.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 49
determinAção de sACArose
método espeCtrofotométriCo 
de VAn hAndel
i. introdução
A sacarose é obtida industrialmente da cana de açúcar ou 
da beterraba. É um dissacarídeo constituído por uma molécula 
de α-D-glucose interligada com uma molécula de β-D-frutose 
por ligação α 1-2. A sacarose não é um açúcar redutor, pois a 
mesma não possui hidroxila glucosídica livre. Este dissacarí-
deo é encontrado amplamente no reino vegetal, e na maioria 
das espécies predomina sobre os demais carboidratos solúveis. 
O método da antrona (Yemm & Willis, 1954) é um método co-
lorimétrico que quantifica todos os açúcares solúveis presentes 
na amostra (mono e oligossacarídeo). Tal metodologia pode ser 
empregada para a determinação dos oligossacarídeos solúveis 
de uma amostra, desde que se aplique um artifício para remo-
ver ou mascarar a presença dos monossacarídeos presentes na 
amostra. Van Handel (1968) descreve uma metodologia para a 
determinação da sacarose mediante uma prévia destruição dos 
monossacarídeos presentes na amostra, pela ação do hidróxido 
de potássio, e posterior desenvolvimento da cor em presença 
da antrona.
8
50 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
ii. proCedimento AnAlítiCo
Preparo de extrato: amostra pré-seca.
1. Pesar 0,250g de amostra pré-seca e transferir para um erlen-
meyer de 125mL;
2. Acrescentar 20mL de etanol* (80%) e tampar o erlenmeyer;
3. Colocar para agitar em mesa agitadora orbital por 30 mi-
nutos;
4. Filtrar o extrato em tecido de náilon de malha fina, lavando 
o mesmo e completar o volume para 50mL com água des-
tilada;
5. Homogeneizar e transferir uma alíquota de 10mL para um 
tubo de ensaio rosqueával, identificar e manter o extrato dilu-
ído em refrigerador até o momento da análise química.
*OBS.: Para a determinação de sacarose pode ser usado o 
mesmo extrato preparado para a determinação de carboi-
dratos solúveis totais. Embora a água destilada seja um bom 
solvente para a extração dos carboidratos solúveis, é reco-
mendado usar etanol a 70 ou 80 % por duas razões: o etanol 
auxilia a quebrar a tensão superficial facilitando uma melhor 
interação do solvente com a amostra, além de propiciar uma 
melhor conservação do extrato, evitando o desenvolvimento 
de microorganismos.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 51
Preparo do extrato: folhas frescas
1. Colocar em uma placa de Petri, cerca de 5 A 10 folhas frescas, 
com o auxílio de um bisturi remover e desprezar a nervura 
central e cortar o restante em pequenos pedaços com cerca 
de 3 a 5 mm.
2. Pesar 200 mg das amostras de folhas e transferir para um 
tubo de ensaio de tamanho grande e paredes grossas.
3. Adicionar 5 mL de etanol a 80 % e triturar em um homoge-
neizador de tecido vegetal.
4. Filtrar, transferindo quantitativamente para um balão volu-
métrico de 25 mL, usando uma tela de náilon de malha fina.
5. Lavar o rotor do homogeneizador e tubo de ensaio, usando 
mais 5 mL do mesmo solvente e transferir, sob filtração, o 
material para o balão volumétrico.
6. Repetir a operação anterior mais três vezes, e em segui-
da completar o volume do balão volumétrico com o mesmo 
solvente.
7. Homogeneizar, transferir o extrato para um recipiente ade-
quado, identificar e guardar em refrigerador até o momento 
da análise química.
52 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
Desenvolvimento da cor
6. Pipetar para tubos de ensaio rosqueáveis, em separado, 
200µL das soluções padrões de sacarose e dos extratos das 
amostras;
7. Acrescentar 200µL de KOH a 30 % em metanol;
8. Fechar hermeticamente os tubos de ensaio e colocar para 
aquecer em banho-maria por 10 minutos a 100°C;
9. Deixar resfriar em banho de gelo;
10. Com os tubos de ensaio ainda mergulhados no banho de 
gelo, acrescentar 2mL do reagente antrona, e em seguida agi-
tar suavemente até que a mistura se apresente bem homo-
gênea;
11. Transferir novamente para banho-maria a 100°C por 10 mi-
nutos para que ocorra o desenvolvimento da cor;
12. Após o desenvolvimento da cor, transferir novamente os 
tubos de ensaio para banho de gelo e aguardar cerca de 3 a 5 
minutos para esfriar;
13. Efetuar as leituras espectrofotométricas no comprimento 
de onda de 620nm.
OBS.: É recomendado realizar esta determinação com três re-
petições analíticas.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 53
iii. prepAro dos reAgentes
Reagente específico: antrona a 0,2 % em ácido sulfúrico.
Pesar 0,200g de antrona, dissolver em ácido sulfúrico 12,85 M 
e completar o volume para 100mL. Recomenda-se que esta so-
lução seja preparada no mesmo dia a ser utilizada. O ácido sul-
fúrico 12,85 molar é preparado adicionando-se 500mL do ácido 
puro (96%) a 200mL de água destilada.
Solução padrão de sacarose (solução estoque 2,5g.L-1). Pesar 
0,500g de sacarose P.A., dissolver em água destilada e completar 
o volume para 200 mL. Transferir para recipiente adequado e 
manter em refrigerador. A partir desta solução, são preparados 
os padrões de trabalho, nas concentrações de 0 a 200mg.L-1.
Soluções padrões diluídas. Pipetar para balões volumétri-
cos de 100 mL: 1, 2, 4, e 8mL da solução estoque de sacarose 
(2,5g.L-1) e completar o volume com água destilada. Com este 
procedimento, estarão preparadas as soluções padrões de saca-
rose nas concentrações respectivas de 25, 50, 100, e 200mg.L-1. O 
padrão zero corresponde à água deionizada.
54 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
iV. BiBliogrAfiA
Van HANDEL, E. Direct microdetermination of sucrose. Anal. 
Biochem., v.22, p.280-283, 1968.
YEMM, E.W.; WILLS, A.J. The estimation of carbohydrates by 
anthrone. Biochemical Journal, v.57, p.508-514, 1954.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 55
determinAção de AçúCAres 
redutores
método espeCtrofotométriCo 
de somogyi e nelson
i. introdução
Os monossacarídeos em geral, em reações de óxido-redução, 
comportam-se como agentes redutores, fornecendo elétrons ao 
sistema, sendo eles, simultaneamente oxidados, transforman-
do-se nos ácidos carboxílicos correspondentes. Um exemplo 
dessa reação é ilustrado na Figura 3 (Bezerra Neto e Barreto, 
2004).
O método de Somogyi e Nelson fundamenta-se na pro-
priedade acima exposta, de forma que o cobre, presente na so-
lução de Somogyi, é reduzido pelo açúcar redutor, formando 
um cromóforo azulado, relativamente estável, ao ser dissolvi-do em presença do arsenomolibdato do reagente de Nelson, 
permitindo dessa forma a sua leitura em espectrofotômetro a 
760nm (Nelson, 1944; Somogyi, 1952).
Os sucos de frutas em geral são ricos em monossacaríde-
os como glucose, frutose, etc., os quais podem ser analisados 
conjuntamente pelo método de Somogyi e Nelson. O caldo 
9
56 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
de cana-de-açúcar apresenta, entre outros açúcares redutores, 
uma elevada proporção de glucose e frutose. A mistura equi-
molecular desses dois açúcares é denominada de açúcar inver-
tido, e sua análise constitui uma rotina de elevada importância 
nas usinas de açúcar.
Figura 3. Esquema representativo da oxidação da glucose, pelo cobre presente 
na solução de Somogyi, e a consequente redução do cobre a óxido cuproso.
H
H OH
OH
OH
OH
HO
H
H
H
H
H
C
C
C
C
C
C
O
glucose
NaO
KO
Cu
H
H O
O
C
C
C
C
O
O
cupritartarado 
de sódio e potássio
+ 2
+ 2 + 
HO
H OH
OH
OH
OH
HO
H
H
H
H
H
C
C
C
C
C
C
O
ácido 
glucônico
Cu2O
óxido
cuproso
NaO
KO
H
H OH
OH
C
C
C
C
O
O
tartarato duplo 
de sódio e potássio
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 57
ii. proCedimento AnAlítiCo
Preparo de extrato: : amostra pré-seca 
Partindo de material vegetal pré-seco.
1. Pesar 0,250g de amostra pré-seca e transferir para um er-
lenmeyer de 125mL;
2. Acrescentar 20mL de etanol* (80%) e tampar o erlenmeyer;
3. Colocar para agitar em mesa agitadora orbital por 30 mi-
nutos;
4. Filtrar o extrato em tecido de náilon de malha fina, lavan-
do o mesmo e completar o volume para 50mL com água 
destilada;
5. Homogeneizar e transferir uma alíquota de 10mL para 
um tubo de ensaio rosqueável, identificar e manter o ex-
trato diluído em refrigerador até o momento da análise 
química.
*OBS.: Para a determinação de açúcares redutores pode ser 
usado o mesmo extrato preparado para a determinação de 
carboidratos solúveis totais. Embora a água destilada seja um 
bom solvente para a extração dos carboidratos solúveis, é re-
comendado usar etanol a 70 ou 80 % por duas razões: o etanol 
auxilia a quebrar a tensão superficial facilitando uma melhor 
interação do solvente com a amostra, além de propiciar uma 
58 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
melhor conservação do extrato, evitando o desenvolvimento de 
microorganismos. 
Preparo do extrato: folhas frescas
1. Colocar em uma placa de Petri, cerca de 5 A 10 folhas frescas, 
com o auxílio de um bisturi remover e desprezar a nervura 
central e cortar o restante em pequenos pedaços com cerca de 
3 a 5 mm.
2. Pesar 200 mg das amostras de folhas e transferir para um 
tubo de ensaio de tamanho grande e paredes grossas.
3. Adicionar 5 mL de etanol a 80 % e triturar em um homoge-
neizador de tecido vegetal.
4. Filtrar, transferindo quantitativamente para um balão volu-
métrico de 25 mL, usando uma tela de náilon de malha fina.
5. Lavar o rotor do homogeneizador e tubo de ensaio, usando 
mais 5 mL do mesmo solvente e transferir, sob filtração, o ma-
terial para o balão volumétrico.
6. Repetir a operação anterior mais três vezes, e em seguida 
completar o volume do balão volumétrico com o mesmo sol-
vente.
7. Homogeneizar, transferir o extrato para um recipiente ade-
quado, identificar e guardar em refrigerador até o momento 
da análise química.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 59
Desenvolvimento da cor
6. Pipetar para diferentes tubos de ensaio, 0,2mL das soluções 
padrões de glicose e dos extratos das amostras;
7. Acrescentar em cada tubo de ensaio 1,0mL do reagente de 
Somogyi, agitar suavemente e tampar o tubo de ensaio;
8. Aquecer os tubos de ensaio em banho-maria, à temperatura de 
100°C por 15 minutos;
9. Esfriar os tubos em banho de gelo e depois acrescentar 1,0mL 
do reagente de Nelson;
10. Agitar suavemente e deixar em repouso por 20 minutos;
11. Acrescentar 5,0mL de água destilada e agitar suavemente;
12. Efetuar as leituras em espectrofotômetro no comprimento 
de onda de 760nm;
iii. prepAro dos reAgentes
Reagente de Somogyi
28,0g de fosfato dibásico de sódio anidro (Na2HPO4) ou 71g de fos-
fato dibásico de sódio duodeca-hidratado (Na2HPO4.12H2O);
40,0g de tartarato duplo de sódio e potássio;
4,0g de hidróxido de sódio (dissolvido em 100mL de água 
destilada);
8,0g de sulfato de cobre (dissolvido em 80mL de água des-
tilada);
180,0g de sulfato de sódio anidro;
60 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
Misturar os reagentes, dissolver bem e deixar em repouso 
por dois dias. Filtrar a solução em papel de filtro, armazenar em 
frasco escuro a temperatura ambiente.
Reagente de Nelson 
50,0 g de molibdato de amônio (dissolvido em 900mL de água 
destilada);
23,0mL de ácido sulfúrico concentrado (18 M);
6,0g de arsenato de sódio (Na2HAsO4.7H2O), dissolvido em 
50mL de água destilada;
Misturar os reagentes, dissolver bem e deixar em repouso 
por dois dias. Filtrar a solução em papel de filtro, armazenar em 
frasco escuro a temperatura ambiente.
Solução padrão de glucose (solução estoque 2,5g.L-1). Pesar 
0,500g de glucose P.A., dissolver em água destilada e completar 
o volume para 200mL. Transferir para recipiente adequado e 
manter em refrigerador. A partir desta solução, são preparados 
os padrões de trabalho, nas concentrações de 0 a 200mg.L-1.
Soluções padrões diluídas. Pipetar para balões volumétri-
cos de 100 mL: 1, 2, 4, e 8mL da solução estoque de glucose (2,5 
g.L-1) e completar o volume com água destilada. Com este pro-
cedimento, estarão preparadas as soluções padrões de glucose 
nas concentrações respectivas de 25, 50, 100, e 200mg.L-1. O pa-
drão zero corresponde à água deionizada.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 61
iV. BiBliogrAfiA
BEZERRA NETO, E.; BARRETO, L.P. Métodos de análises químicas 
em plantas. Recife: Imprensa Universitária da UFRPE, 2004. 149p.
NELSON, Norton. A photometric adaptation of the Somogyi method 
for the determination of glucose. J. Biol. Chem., v.153, p.375-380, 
1944.
SOMOGYI, Michael. Notes on sugar determination. J. Biol. Chem., 
v.195, p.19-23, 1952.
62 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
determinAção 
de CArBoidrAtos totAis 
não estruturAis
método espeCtrofotométriCo dA AntronA
i. introdução
Carboidratos são compostos ricos em energia e que têm como 
principais funções nos vegetais: participar ativamente do metabo-
lismo geral, atuar como compostos de reserva energética ou de-
sempenhar função estrutural. Os carboidratos solúveis envolvem 
os monossacarídeos, oligossacarídeos e alguns poucos polissaca-
rídeos. Esses, conjuntamente com os polissacarídeos hidrolisáveis 
formam os chamados carboidratos totais não estruturais (CTNE), 
que diferem dos carboidratos estruturais por conter a energia assi-
milável pelos animais monogástricos. A determinação de carboi-
dratos pelo método da antrona é própria para a quantificação dos 
carboidratos solúveis contidos em amostras vegetais. Contudo, tal 
metodologia também pode ser empregada para a determinação de 
CTNE em amostra vegetal, desde que se convertam os oligo e po-
lissacarídeos (amido) em suas unidades monoméricas, com o míni-
mo de extração e hidrólise de carboidratos estruturais.
10
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 63
ii. proCedimento AnAlítiCo
Preparo do extrato
1. Pesar 0,250g de amostra pré-seca e transferir para um erlen-
meyer de 125mL;
2. Adicionar 20mL de ácido clorídrico 0,2 M;
3. Colocar para aquecer por uma hora em “banho-maria”, emseguida deixar esfriar e filtrar em tecido de náilon de ma-
lha fina;
4. Completar o volume do filtrado para 100mL com água des-
tilada;
5. Homogeneizar e transferir uma alíquota de 10mL para um 
tubo de ensaio rosqueával, identificar e manter o extrato dilu-
ído em refrigerador até o momento da análise química.
Procedimentos para o desenvolvimento da cor
6. Preparar uma bandeja de isopor (poliestireno) com gelo tri-
turado e colocar estantes com tubos de ensaio devidamente 
identificados para extratos das amostras e soluções padrões;
7. Pipetar para tubos de ensaio, separadamente, 0,2mL dos ex-
tratos das amostras e das soluções padrões e manter em ba-
nho de gelo;
64 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
8. Adicionar a cada tubo de ensaio, 2,0mL do reagente antrona, 
fechar hermeticamente os tubos de ensaio e agitar suavemen-
te até que a mistura se apresente bem homogênea, mantendo 
os tubos de ensaio em banho de gelo;
9. Cautelosamente transferir os tubos de ensaio para um apare-
lho de “banho-maria”, regulado a 100°C e manter sob aqueci-
mento por 10 minutos, para o desenvolvimento da cor (azul 
esverdeada);
10. Após o desenvolvimento da cor, transferir novamente os 
tubos de ensaio para banho de gelo e aguardar cerca de 5 
minutos para que sejam resfriados;
11. Transferir o conteúdo do tubo de ensaio para uma cubeta es-
pectrofotométrica de 1,0mL e fazer a leitura em um coloríme-
tro com filtro vermelho ou em espectrofotômetro a 620nm;
12. Proceder aos cálculos e expressar os resultados em termos 
de percentagem de carboidratos solúveis em relação à amos-
tra analisada.
Observações 
1. É recomendado realizar esta determinação com três repe-
tições analíticas. 
2. O método da antrona também pode ser empregado para 
a determinação dos polissacarídeos de reserva (PR), ex-
pressos como amido. Para isto é necessário fazer a deter-
minação dos CTNE e na mesma amostra determinar CST 
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 65
(carboidratos solúveis totais). Em seguida calcula-se o teor 
de PR pela equação seguinte: % PR = (% CTNE - % CST) 
x 0,9; onde 0,9 representa o fator de conversão de glucose 
em amido.
iii. reAgentes
Reagente específico (antrona a 0,2 %). Pesar 0,200g de antro-
na, dissolver em ácido sulfúrico 12,854 M e completar o volume 
para 100mL. Recomenda-se que esta solução seja preparada no 
mesmo dia a ser utilizada. O ácido sulfúrico 12,854 molar é pre-
parado adicionando-se 500mL do ácido puro (96%) a 200mL de 
água destilada.
Ácido clorídrico 0,2 M. Em um balão volumétrico com ca-
pacidade para 250mL, adicionar cerca de 200mL de água desti-
lada, acrescentar 4,2mL de ácido clorídrico concentrado (12 M) 
em seguida completar o volume com água destilada. 
Soluções padrões
Solução estoque de glucose (solução estoque 2,5 g.L-1). Pesar 
0,500g de glucose P.A., dissolver em água destilada e completar 
o volume para 200mL. Transferir para recipiente adequado e 
manter em refrigerador. A partir desta solução, são preparados 
os padrões de trabalho, nas concentrações de 0 a 200 mg.L-1.
Soluções padrões diluídas. Pipetar para balões volumé-
66 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
tricos de 100mL: 1, 2, 4, e 8 mL da solução estoque de glucose 
(2,5g.L-1) e completar o volume com água destilada. Com este 
procedimento, estarão preparadas as soluções padrões de gli-
cose nas concentrações respectivas de 25, 50, 100, e 200mg.L-1. O 
padrão zero corresponde à água deionizada.
OBS.: Mais precisamente, as soluções padrões diluídas também 
podem ser preparadas com base na massa em vez do volume.
iV. BiBliogrAfiA
SOUZA, A.E.R. de; SILVA, A.B. da; BEZERRA NETO, E.; 
ALBUQUERQUE, E.L. de. Calibração de metodologia para análise 
de carboidratos totais não estruturais em tecido vegetal. In: XXIX 
REUNIÃO NORDESTINA DE BOTÂNICA, Mossoró-RN. Anais… 
SNB. 2006. Cd-Rom.
YEMM, E. W. ; WILLIS, A. J. The estimation of carbohydrates in plant 
extracts by anthrone. Biochemical Journal, v.57, p.508-514, 1954.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 67
determinAção de Óleo em 
sementes de oleAginosAs
método de soxhlet
i. introdução
As matérias graxas dos vegetais (óleos e gorduras) são mis-
turas de glicerídeos e cerilídios constituídos de ácidos graxos 
os mais diversos, impurificados por vários lipóides. São encon-
tradas fazendo parte das membranas celulares (onde exercem 
a função estrutural), na superfície de folhas e frutos (desem-
penhando a função protetora) e em grandes quantidades nas 
sementes de oleaginosas, com a função de reserva. As matérias 
graxas de origem vegetal, em particular os óleos, são ampla-
mente extraídas das sementes de plantas oleaginosas, como: 
soja, girassol, algodão, oliva, mamona, pinhão manso, etc., as-
sim como do endosperma sólido do coco, e do mesocarpo do 
dendê (também chamado de óleo de palma). 
É crescente a demanda por óleos ricos em ácidos graxos po-
liinsaturados nos produtos alimentícios de modo geral. O de 
maior consumo é o óleo de soja, o qual possui 61% de ácidos 
graxos poliinsaturados. O óleo de milho, o óleo de caroço de 
11
68 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
algodão e o óleo de amendoim contém respectivamente 42, 50 e 
21% de ácidos graxos poliinsaturados (Shreve e Brink Jr., 1980)
Do ponto de vista químico, os óleos são ésteres de ácidos 
graxos com glicerol. São insolúveis em água, mas solúveis em 
solventes orgânicos tais como, éter de petróleo, hexano, benze-
no, clorofórmio e tetracloreto de carbono. São pouco solúveis 
em álcool frio, com exceção dos óleos de cróton, rícino e oliva.
A extração das matérias graxas pode ser feita por três pro-
cessos:
a.Simples fusão com aquecimento a seco ou em presença de 
água. Por este processo, o calor dilacera as células vegetais e 
o óleo ou a gordura após a fusão se separa das impurezas por 
diferença de densidade.
b. Pressão mecânica a frio, quando se tratar de um óleo, ou a 
quente, no caso de uma gordura. Neste processo, a matéria 
gordurosa é expulsa por pressão.
c. Extração por solvente orgânico, que consiste em submeter a 
amostra à ação de um solvente orgânico e em seguida filtrar 
para separar os detritos vegetais da fase líquida, a qual cons-
ta da mistura da matéria graxa com o solvente. Finalmente 
o óleo (ou gordura) é separado do solvente por destilação, 
sendo recuperado o solvente. Esta separação ocorre graças a 
diferença entre o ponto de ebulição dos solventes orgânicos 
empregados (cerca de 60 a 70°C) e o ponto de ebulição das 
matérias graxas (em torno de 300°C). A extração das matérias 
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 69
graxas por este processo tem sido historicamente denomina-
da de extrato etéreo devido às primeiras extrações terem sido 
realizadas com o uso do éter.
É importante salientar que o extrato etéreo obtido de mate-
riais pobres em óleo e gordura, como as folhas em geral, apre-
senta em sua constituição uma boa parcela de outros compos-
tos de natureza lipídica, como os pigmentos.
O processo industrial de extração de óleo depende da 
matéria-prima, no caso do caroço de algodão, utiliza-se a ação 
combinada da prensagem seguida da extração por solvente, com 
o objetivo de aumentar o rendimento. Porém, quando a matéria-
prima é o grão de soja, a extração por solvente é realizada de 
modo contínuo, em contracorrente, através de diversos estágios 
de extração. Em termos de eficiência, a extração por solvente 
pode recuperar até 98% do óleo (rendimento de 14,2kg/hl), 
enquanto a prensagem hidráulica (11,2kg/hl) ou em prensa-
parafuso (11,9kg/hl) pode recuperar 80-90% do óleo(Shreve e 
Brink Jr., 1980).
ii. mArChA AnAlítiCA
1. Tarar um balão coletor previamente seco em estufa;
2. Com o auxílio de um almofariz e de um pistilo, macerar as 
sementes e pesar, em papel de filtro, 5,0g das mesmas, en-
volver no próprio papel de filtro e colocar em um cartucho 
70 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
extrator;
3. Transferir este conjunto para um extrator de Soxhlet;
4. Adaptar o extrator de Soxhlet ao balão e, em seguida, adicio-
nar solvente (hexano) em quantidade suficiente para sifonar 
uma vez e mais a metade da capacidade do extrator;
5. Conectar o conjunto extrator ao condensador e em seguida 
levar a uma fonte de aquecimento;
6. Ligar a fonte de aquecimento e a circulação de água (para 
resfriamento) e deixar a extração se processar por 8 horas;
7. Após a extração, recuperar o restante do solvente, retirar o 
cartucho com a amostra e levar o balão coletor para uma es-
tufa regulada a 100°C;
8. Deixar o balão coletor na estufa por três horas e em seguida 
transferir o mesmo para um dessecador;
9. Deixar o balão coletor (contendo óleo) no dessecador por cer-
ca de 10 minutos e em seguida pesar o mesmo e calcular a 
percentagem de óleo na amostra analisada.
OBS.: Não desprezar a amostra desengordurada (livre de extra-
tivos), pois a mesma serve para a análise de fibra bruta.
Egídio Bezerra Neto • Levy Paes Barreto | 71
iii. BiBliogrAfiA
BEZERRA NETO, E.; BARRETO, L.P. Métodos de análises químicas 
em plantas. Recife: Imprensa Universitária da UFRPE, 2004. 149p.
CARVALHEIRA, J.H.P. da. Química vegetal. Recife: UFRPE, 
mimeografado, 1975. 130p. 
INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Métodos físico-químicos para análise 
de alimentos. São Paulo: Instituto Adolfo Lutz. 2008. 1020p.
SHREVE, R.N.; BRINK JR., J.A. Indústrias de processos químicos. 4ª 
Edição. Rio de Janeiro: LTC, 1980. 732 p.
SILVA, D.J.; QUEIRÓZ, A.C. de. Análise de alimentos: métodos 
químicos e biológicos. Visosa: UFV, 2002. 235p.
STRYER, L. Bioquímica. 4. ed. Rio de Janeiro: Guanabara-Koogan, 
1996. 1000p il.
72 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
determinAção de fiBrA BrutA
método grAVimétriCo
i. introdução
As fibras dos vegetais são constituídas principalmente por ce-
lulose, hemiceluloses e lignina, componentes estes encontrados 
em altas concentrações na parede celular das plantas. 
Em termos analíticos, denomina-se fibra bruta, a fibra de celu-
lose associada a porções variáveis dos demais componentes cita-
dos acima, não extraídos por ácidos e bases diluídos e a quente.
A celulose é o principal componente da parede celular e o 
composto de carbono mais abundante na natureza. É encon-
trada em forma mais pura nas fibras de algodão submetido a 
cuidadoso tratamento de purificação. O material obtido por 
esse processo serve como celulose-padrão e apresenta cerca de 
99,8% de pureza.
As hemiceluloses são os principais polissacarídeos não ce-
lulósicos da parede celular e diferem da celulose, em termos 
analíticos, principalmente por serem solúveis em soluções al-
calinas diluídas e serem hidrolisadas pela ação de ácidos dilu-
ídos a quente. Esse grupo de carboidratos estruturais é forma-
do por xilana, xiloglicana, glicomanana, arabinoxilana e calose 
(Lacerda, 2002; Taiz e Zeiger, 2009)
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A lignina é um polímero de natureza fenólica, constituí-
do por três diferentes álcoois de fenilpropanóides: coniferil, 
cumaril e sinapil. Tais álcoois são biossintetizados a partir 
do aminoácido fenilalanina. Como um polímero, a lignina 
é um composto de elevado peso molecular, e é considerada 
como produto final do metabolismo do vegetal, pois quando 
o processo de lignificação é completado, a célula morre, for-
mando o tecido de resistência. Tal composto pode ser hidroli-
sado pela ação dos ácidos ou bases sob condições apropriadas 
e altas temperaturas.
A determinação da fibra bruta de uma amostra vegetal é ba-
seada na remoção (extração) dos demais constituintes da amos-
tra, que não sejam a própria fibra bruta. Essa extração é realiza-
da através da hidrólise, solubilização e filtração dos compostos 
mais facilmente hidrolisáveis e solúveis, os quais não fazem 
parte do conjunto denominado de Fibra Bruta.
ii. mArChA AnAlítiCA
1. Transferir o resíduo da determinação de óleo para um erlen-
meyer de 500mL, adicionar 200mL de ácido sulfúrico a 1,25%, 
fervente e, em seguida, colocar para aquecer em ebulição su-
ave e sob refluxo por 30 minutos;
2. Filtrar, sob sucção (a vácuo), em funil de Büchner, usando 
como filtro um tecido de náilon de malha fina;
74 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
3. Lavar o resíduo com cerca de 100mL de água destilada (fer-
vente) e, em seguida, transferir o resíduo para o mesmo erlen-
meyer usado anteriormente, usando 200mL de NaOH a 1,25% 
(fervente);
4. Colocar para aquecer em ebulição suave e sob refluxo por 30 
minutos;
5. Filtrar sob sucção (a vácuo), em funil de Büchner, usando um 
papel de filtro previamente seco e tarado conjuntamente com 
um pesa-filtro;
6. Proceder uma lavagem do resíduo, usando água destilada 
quente, sob filtração a vácuo, até neutralizar o meio (usar pa-
pel indicador);
7. Proceder mais uma lavagem por filtração usando 20mL de 
álcool etílico, e em seguida, 20mL de éter de petróleo;
8. Transferir o papel com o resíduo para um pesa-filtro previa-
mente seco e tarado, e em seguida colocar em uma estufa re-
gulada a 100°C;
9. Após permanecer duas horas na estufa, transferir o pesa-fil-
tro com o resíduo para um dessecador e deixar por cerca de 
10 minutos;
10. Após esfriar, pesar o pesa filtro contendo o resíduo (fibra 
bruta + cinzas).
11. Transferir o papel de filtro com o resíduo para um cadinho 
previamente queimado e tarado, e calcinar a 575°C ( ± 25°C) 
até obter as cinzas (cerca de 4 horas);
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12. Levar o cadinho com as cinzas para um dessecador e 
deixar esfriar por cerca de 10 a 15 minutos;
13. Pesar o cadinho contendo as cinzas e calcular a percenta-
gem de fibra bruta na amostra.
iii. BiBliogrAfiA
BEZERRA NETO, E.; BARRETO, L.P. Métodos de análises químicas 
em plantas. Recife: Imprensa Universitária da UFRPE, 2004. 149p.
CARVALHEIRA, J.H.P. da. Química vegetal. Recife: UFRPE, 
mimeografado, 1975. 130p. 
INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Métodos físico-químicos para análise 
de alimentos. São Paulo: Instituto Adolfo Lutz, 2008. 1020p.
LACERDA, C.F. Fisiologia Vegetal. Fortaleza: UFC, 2002. 356 p. il.
SILVA, D.J.; QUEIRÓZ, A.C. de. Análise de alimentos: métodos 
químicos e biológicos. Vicosa: UFV. 2002. 235p.
TAIZ, L.; ZEIGER, E. Fisiologia Vegetal. 4. ed. Porto Alegre: Artmed, 
2009. 820 p. il.
76 | Análises Químicas e Bioquímicas em Plantas
determinAção de nitrogênio 
totAl e estimAtiVA do teor 
de proteínA BrutA
método de ArrAste de VApor (KjeldAhl)
i. introdução
As proteínas são compostos nitrogenados consideradas ma-
cromoléculas formadas a partir da união de vários aminoácidos 
entre si e que são largamente encontradas nos reinos animal 
e vegetal. Quanto à função biológica, as proteínas podem ser 
classificadas em enzimas, proteínas de armazenamento, proteí-
nas transportadoras, proteínas protetoras, toxinas e hormônios. 
Dependendo do produto vegetal o teor de proteína bruta pode 
variar de 0,2% (maçã, mamão, etc.) até 17% (castanha do Pará) 
(Franco, 2000).
Considerando que as proteínas em geral contêm cerca de 
16% de N, o teor de proteína bruta (PB) de uma amostra vege-
tal pode ser determinado partindo-se da análise do nitrogênio 
total e em seguida