Relatórios de Bioquímica

Prévia do material em texto

1 
 
 
 
 
 
Universidade Federal dos Vales do Jequitinhonha e Mucuri 
 
 
 
 
 
 
Instituto de Ciência e Tecnologia 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS DE BIOQUÍMICA 
 
 
 
 
 
 
Integrantes: Adriano Reis Cardoso Moreira – 20142020101 
Bárbara Bragança de Carvalho – 20142020077 
Geórgia Braga Gomes - 20142020117 
Larissa Magalhães de Almeida Melo – 20142020015 
Lavínia Mota Cristianismo – 20142020060 
Lis Silva Mota Cristianismo - 20142020086 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Diamantina 10, março de 2016. 
 
 
 2 
INTRODUÇÃO 
 
Bioquímica significa, literalmente, química da vida. Estuda, portanto, as substancias e os 
processos químicos que ocorrem nas plantas, animais e microrganismos. 
Especificamente, envolve a determinação quantitativa e a análise estrutural dos 
compostos orgânicos que formam os componentes básicos da célula (proteínas, 
carboidratos e lipídios) e daqueles que desempenham papel-chave em reações químicas 
vitais para a vida. A bioquímica dedica-se também ao estudo de todas as mudanças 
químicas, de complexa interação, que ocorrem no interior da célula, incluindo a síntese de 
proteínas, a conversão do alimento em energia e a transmissão de características 
hereditárias (HAMPE, P. C., HARVEY, R. A.,2006, p.56). 
No desenvolvimento da bioquímica como disciplina autônoma intervieram como fatores 
principais o campo específico de que ela se ocupa e a diferenciação dos métodos que 
emprega. Seu objetivo consiste em determinar as estruturas moleculares encontradas nos 
organismos vivos, e a maneira como essas estruturas reagem e evoluem, tanto 
isoladamente como em suas combinações. Para isso adotaram-se determinadas 
abordagens pelas quais os organismos são estudados em sua integridade ou fracionados 
em diferentes graus. 
Parte-se do nível de organização mais complexo, o organismo como um todo, e desce-se 
até o mais simples, a molécula. Para isso, empregam-se métodos de exatidão e 
sensibilidade crescentes, que podem ser puramente físicos, químicos e biológicos. 
Logo, é aplicada nas mais diversas áreas, como na engenharia química, no tratamento de 
diversos compostos orgânicos, na engenharia de alimentos com conhecimento nos 
processos bioquímicos associando química orgânica com as sínteses biológicas, bem 
como na engenharia mecânica, dentre outras. A bioquímica aplica se de forma efetiva na 
área de saúde com a contribuição laboratorial. Vários são os exames laboratoriais 
auxiliares nos diagnósticos de numerosas patologias. 
O ensino de Ciências, como estudo dos fenômenos da natureza, possui as aulas praticas 
de laboratório como ponto marcante no processo de aprendizagem. 
No contexto atual observa-se uma constante busca pelo aperfeiçoamento dos processos 
educativos. A aula prática constitui um importante recurso metodológico do processo de 
ensino-aprendizagem nas disciplinas da área das ciências da natureza. Através da 
experimentação, alia teoria à prática e possibilita o desenvolvimento da pesquisa e da 
problematização em sala de aula, despertando a curiosidade e o interesse do aluno. 
 3 
Transforma o estudante em sujeito da aprendizagem, possibilitando que o mesmo 
desenvolva habilidades e competências específicas. 
Em disciplinas de bioquímica, o contexto de aulas praticas refere-se àquelas que ocorrem 
em um laboratório, utilizando vidrarias, reagente e equipamentos específicos. São 
desenvolvidas numa dinâmica particular de acordo com o assunto tratado, a 
disponibilidade da infraestrutura do local e da equipe docente e seus auxiliares. Muitas 
habilidades podem ser desenvolvidas nas aulas práticas, desde a manipulação de 
equipamentos, reagentes e vidrarias em um contexto laboratorial, dentro dos padrões de 
segurança, bem como as atitudes requeridas para que seja realizada uma pesquisa 
cientifica. 
Os padrões de segurança são regidos pelas regras de biossegurança no laboratório de 
bioquímica visando diminuir ao máximo o risco de acidentes e complicações inerentes ao 
uso inadequado ao desrespeito das normas preconizadas. Dentre as normas tem-se: 
1. É permitida, apenas, a entrada de pessoas autorizadas no laboratório. 
2. Trabalhar apenas sob supervisão de algum docente; 
3. Usar jaleco de mangas compridas; 
4. Utilizar equipamentos de proteção individual (óculos, luvas, touca e etc.) quando 
necessário; 
5. Proibido consumo de alimentos dentro do laboratório; 
6. Utilizar roupas e calçados que proporcionem mais segurança, calça e sapato 
fechado; 
7. Tomar os devidos cuidados com os cabelos, mantendo-os presos ou com touca; 
8. Preparar-se para aula lendo o procedimento experimental e etc.; 
 
Como os recursos disponíveis não são abundantes e a quantidade de alunos é grande foi 
realizado um rodízio de grupos para realizar as praticas de bioquímica. Por conseguinte, 
cada grupo realizou pelo menos uma prática, e observou as demais anotando os 
resultados. Dessa forma foi possível que todos alunos participassem de forma efetiva às 
práticas. Proporcionando o desenvolvimento de habilidades relacionadas ao aprendizado 
cientifico. 
 
 
 
 
 
 4 
AULA 1- pH E SISTEMA TAMPÃO 
 
Fundamentos 
 
O pH é o símbolo usado em uma medida físico-química que fornece o grau de acidez, basicidade ou 
neutralidade de uma substância aquosa. 
 O efeito tampão corresponde às substâncias que em solução aquosa permitem equilibrar o pH com 
concentrações altas de ácidos ou bases, alterando o nível dessa concentrações para proporções em 
que o ambiente contido possa suportar o pH. 
Para esse experimento, utilizou-se oito substâncias tamponantes capazes de formar a escala 
cromática de pH, um indicador universal preparado com 0,6g de alaranjado de metila, dissolvido 
em aproximadamente 50mL de água, com aquecimento. Além de 0,4g de vermelho de metila 
dissolvido com etanol a aproximadamente 50mL, com aquecimento, 0,8g de azul de bromo timol 
dissolvido com em 23mL de hidróxido de sódio 0,1 N, acrescentando 50mL de etanol, 0,2g de 
fenolftaleína dissolvido em etanol a aproximadamente 50mL. Todas essas soluções foram 
misturadas com o acréscimo de 800mL de etanol (foi engarrafado num frasco de vidro âmbar). 
 
 
Objetivo 
 
O objetivo desta prática é comparar o comportamento das soluções com e sem tampão. Além de 
verificar a capacidade tamponante de uma solução em função da concentração de tampão. 
 
 
Materiais e reagentes utilizados 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Metodologia 
 
 Foi preparada uma bateria com oito tubos de ensaio. Adicionou-se ao primeiro tubo 2,0mL de 
solução tampão pH 3,0. No segundo tubo 2,0mL de solução tampão pH 4,0. No terceiro tudo 
2,0mL de solução tampão pH 5,0. No quarto tubo 2,0mL de solução tampão pH 6,0. No quinto tubo 
2,0mL de solução tampão pH 7,0. No sexto tubo 2,0mL de solução tampão pH 8,0. No sétimo tubo 
2,0mL de solução tampão pH 9,0 e no décimo tubo 2,0mL de solução tampão pH 10,0. Em cada 
tubo foi adicionado duas gotas do indicador universal e 8,0mL de água destilada presente no 
laboratório. Nesta bateria, constitui-se uma escala cromática de pH. 
 Verificou-se o pH aproximado do ácido acético a 0,1mol/L e de ácido clorídrico a 0,1mol/L, 
seguindo os procedimentos e obtendo a mesma escala cromática de pH descritos acima. Foi 
explicada como se deu a diferença de pH entre as duas soluções, isto é, no procedimento 3.1 e 3.2. 
 
 Foi preparada outra bateria com quatro tubos de ensaio e numerando-os respectivamente. 
Adicionaram-se três gotas do indicador universal a cada um dos tubos. 
 
 5 
 Aos tubos 1 e 3 colocou-se 10,0mLde água destilada. Aos tubos 2 e 4 adicionou-se 3,0mL de 
solução tampão pH 7,0 e 7,0mL de água destilada. Agitou-se. 
 
 Foi colocado uma gota de hidróxido de sódio (NaOH) 0,1mol/L aos tubos 1 e 2. Agitou-se 
observando e explicando os resultados. 
 
 Com uma pipeta soprou-se o ar expirado na solução do primeiro tubo por 45 segundos. A mudança 
na coloração foi observada e anotada. 
 
 O tubo dois também foi soprado, por um minuto. Observou-se e explicou-se o resultado. 
 
Resultados e discussão 
 
Sabe-se que esse tipo de análise não leva a resultados de pH mais específicos. O resultado só é 
satisfatório para substâncias incolores, como é o caso dos tampões usados no experimento. 
Na mistura de 2,0mL de solução juntamente com o indicador universal para cada tampão com pH 
de escala 3,0 à 10,0, observou-se uma mudança na coloração de acordo com a acidez ou a 
basicidade da solução. 
O pH de uma solução é mantida de acordo com a concentração de sua base com o seu ácido 
conjugado ou vice- versa. 
Durante a analise do experimento foi visto mudanças nas cores de cada um dos tubos de acordo 
com andamento das etapas. Isso pode ser explicado pelas alterações no seu pH. A adição de ácido 
clorídrico 0,1mol/L, levou as soluções a apresentarem carácter ácido, a adição do hidróxido de 
sódio 0,1mol/L, levou as soluções a apresentar carácter básico. 
 
 
Conclusão 
 
Conclui-se, portanto que, apesar da análise do pH pela adição de uma solução tampão não ser 
eficaz, foi possível observar as mudanças de cor como provas de ocorrências das reações e 
consequentemente as mudanças no pH da solução estudada. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 6 
AULA 2- REAÇÕES DE CARACTERIZAÇÃO DE AMINOÁCIDOS 
 
 
Fundamentos 
 
Um aminoácido é uma molécula orgânica formada por átomos de carbono, hidrogênio, oxigênio, e 
nitrogênio unidos entre si de maneira característica. Alguns aminoácidos também podem conter 
enxofre. Os aminoácidos são divididos em quatro partes: o grupo amina (NH2), grupo carboxílico 
(COOH), hidrogênio, carbono alfa (todas as partes se ligam a ele), e um radical característico de 
cada aminoácido. 
Os aminoácidos se unem através de ligações peptídicas, formando as proteínas. Para que as células 
possam produzir suas proteínas, elas precisam de aminoácidos, que podem ser obtidos a partir da 
alimentação ou serem sintetizadas pelo próprio organismo. 
As proteínas são as macromoléculas biológicas mais abundantes que ocorrem em todas as células e 
em todas as partes das células, variam de tamanho dos pequenos peptídeos até polímeros enormes. 
As proteínas exibem uma enorme diversidade de funções biológicas e são os produtos finais mais 
importantes das vias da informação genética, pois as proteínas são os instrumentos moleculares por 
meio dos quais a informação genética é expressa. Existem as subunidades monoméricas simples que 
fornecem a chave para a estrutura de milhares de proteínas diferentes todas elas são constituídas a 
partir do mesmo conjunto de 20 aminoácidos, ligados de maneira covalente em sequencias lineares 
características. 
As proteínas podem ser ainda classificadas em estruturais, quando estruturas de suporte que 
fornecem proteção ou resistência, o colágeno e a queratina são proteínas estruturais, em 
transportadoras como a hemoglobina, de defesa como os anticorpos, em nutrientes tendo a 
ovoalbumina, principal proteína do ovo, e a caseina, proteína do leite nesta classe. 
Os aminoácidos podem ser classificados quanto às características químicas de seus radicais. 
Embora existam algumas variações dessa classificação, as mais simples delas enquadra os radicais 
dos aminoácidos em quatro grupos: Polares mas não carregados, polares carregados positivamente, 
polares carregados negativamente ou apolares. 
 
I- Reação de aminoácidos sulfurados 
Reação para aminoácidos contendo enxofre: o aminoácido contendo enxofre e o hidróxido de sódio 
reagem irreversivelmente formando com o sulfeto de sódio e uma molécula de aminoácido sem 
enxofre, este sulfeto de sódio mais acetato de chumbo e acetato de sódio. Este acetato é o que dá a 
coloração ao procedimento. 
II- Reação de Millon 
A reação se dá devido à presença do grupamento hidroxifenil nas moléculas de proteínas e 
peptídeos. A reação é positiva para tirosina com o aparecimento de cor avermelhada com ou sem 
precipitado. As proteínas são precipitadas pelos ácidos minerais fortes e pelo mercúrio, os quais 
com aquecimento tornam uma coloração avermelhada. 
III- Reação de Hopkins-Cole 
Na presença de ácidos, muitos aldeídos se condensam com o anel indólico do triptofano, formando 
compostos coloridos. Na reação de Hopkins-Cole, as proteínas que contém triptofano reagem com o 
ácido glioxílico (que contém um grupamento aldeídico ligado a uma carboxila) e, pela ação do 
H2SO4 concentrado, formam composto de cor violeta. 
IV- Reação de Sakagushi 
 Esta reação é utilizada para verificar a presença da arginina em solução. Os aminoácidos que 
contém produtos de substituição das guanidinas dão coloração vermelha quando tratadas com alfa-
naftol e hipoclorito de sódio. É o caso das proteínas que contém arginina. 
 
 7 
V- Reação do Biureto 
A reação do biureto é característica para identificação de proteínas. Ela ocorre quando há no 
mínimo 3 ligações peptídicas. Em meio fortemente alcalino, observa-se a formação de uma cor 
violeta, devido à formação de complexos de coordenação entre o íon cúprico e quatro aminas de 
duas cadeias protéicas adjacentes. 
VI- Reação de Ninhidrina 
A reação de Ninhidrina é usada para verificar a presença de aminas em solução, dando positivo 
para: proteínas, peptídeos, aminoácidos, aminas primárias e amônia. O aquecimento da solução de 
proteínas desestabiliza a estrutura tridimensional do peptídeo. A solução de ninhidrina, então, reage 
com o grupamento amina presente nos aminoácidos, formando como produto final um complexo de 
coloração azul-violeta. 
VII- Reação Xantoprotéica 
Reação característica de certos grupos de aminoácidos e das proteínas: a adição de ácido nítrico a 
uma solução de proteínas provoca um precipitado branco que se torna amarelo após a ebulição. 
Nesta reação as proteínas são identificadas pela adição de ácido nítrico, que depois de adicionado à 
solução e aquecido provoca o aparecimento de um coágulo amarelo. Esta coagulação origina a 
formação de nitroproteínas. Estas adquirem um tom alaranjado após a alcalização. 
 
Materiais utilizados 
 
 Tubos de ensaio; 
 Bico de Bunsen; 
 Pipetas de 1,0mL, 2,0mL e 5,0mL; 
 Clara de ovo; 
 Gelatina (sem sabor) a 2%; 
 Solução de NaOH a 2,5 mol/L; 6,0 mol/L e a 4%; 
 Solução de acetato de chumbo a 10%; 
 Reativo de Millon; 
 Reativo de Hopkins Cole; 
 Solução alcoólica de alfa-naftol a 0,4%; 
 Solução de hipoclorito de sódio a 6,0-7,0%; 
 Reativo de Biureto; 
 Solução de ninhidrina a 0,1%; 
 Ácido nítrico concentrado; 
 Acido sulfúrico concentrado; 
 Acido acético concentrado. 
 
 
Metodologia 
 
I- Reação de aminoácidos sulfurados 
Em três tubos de ensaio distintos foram adicionados 1,0mL da solução de clara de ovo, 1,0mL da 
solução de gelatina e 1,0mL de água. 
Em seguida, adicionou se em cada tubo 1,0 mL de solução de NaOH a 6,0mL. Aqueceu-se os tubos 
no bico de Bunsen; 
Adicionou-se 5 gotas de ácido acético concentrado e acetato de chumbo a 10% em cada tubo de 
ensaio. 
Observou-se o resultado. 
II- Reação de Millon 
 8 
Procedimento não foi realizado por problemas laboratoriais. 
III- Reação de Hopkins-Cole 
Procedimento não foi realizado por problemas laboratoriais. 
IV-Reação de Sakagushi 
Em três tubos de ensaio distintos foram adicionou se 1,0mL da solução de clara de ovo, 1,0mL da 
solução de gelatina e 1,0mL de água; 
Adicionou-se 1,0mL de NaOH 2,5mol/L em cada tubo de ensaio; 
Acrescentou-se 0,5mL de alfa-naftol a 0,4% e 1,0mL da solução de hipoclorito de sódio; 
Observou-se o resultado. 
V- Reação do Biureto 
 Em três tubos de ensaio distintos foram adicionou se 1,0mL da solução de clara de ovo, 1,0mL da 
solução de gelatina e 1,0mL de água; 
Adicionou-se 1,0mL do reativo de Biureto em cada tubo de ensaio e, em seguida, aqueceu se em 
chama direta (Bico de Bunsen). 
Observou-se o resultado. 
VI- Reação de Ninhidrina 
Em três tubos de ensaio distintos foram adicionou se 1,0mL da solução de clara de ovo, 1,0mL da 
solução de gelatina e 1,0mL de água; 
Acrescentou-se 3,0mL da solução de ninhidrina a 0,1% a cada um dos tubos; 
Colocou-se os tubos em banh-maria fervente por dois minutos; Observou se os resultados. 
VII- Reação Xantoprotéica 
Procedimento não foi realizado por problemas laboratoriais. 
 
 
Resultados 
 
I- Reação de aminoácidos sulfurados 
Ao aquecer os tubos de ensaio houve a liberação do Enxofre; No fim do procedimento percebeu se 
que no tubo com a amostra de clara de ovo houve mudança de coloração, ficando amarronzado. 
Enquanto os tubos de ensaio com as amostras de gelatina e água permaneceram com coloração 
branca. 
II- Reação de Millon 
Procedimento não foi realizado por problemas laboratoriais. 
III- Reação de Hopkins-Cole 
Procedimento não foi realizado por problemas laboratoriais. 
IV- Reação de Sakagushi 
Observou-se que a amostra com clara de ovo obteve coloração vermelha; a amostra com gelatina 
ficou com coloração vinho e amostra com água permaneceu da mesma coloração. 
V- Reação do Biureto 
Foi possível observar mudança na coloração dos tubos de ensaio contendo a clara de ovo e a 
gelatina, ambos com coloração roxo claro, enquanto o tubo com água permaneceu sem modificar a 
cor. 
VI- Reação de Ninhidrina 
Observou-se que a amostra contendo a água permaneceu sem mudança na coloração, enquanto a 
amostra com clara de ovo ficou roxa-azulado e a amostra com gelatina ficou roxo escuro. 
VII- Reação Xantoprotéica 
Procedimento não foi realizado por problemas laboratoriais. 
 
 
Discussão 
 9 
 
I- Reação de aminoácidos sulfurados 
Na reação para aminoácidos sulfurados, o aquecimento de proteínas em meio alcalino resulta na 
liberação de enxofre da cisteína e da cistina, sob a forma de sulfato. O sulfato é evidenciado pela 
adição de acetato de chumbo, dando precipitado castanho ou preto de sulfeto de chumbo. A solução 
com proteínas, clara do ovo, apresentou coloração escura, o mesmo não pode ser observado na 
solução controle, com água destilada nem na solução com gelatina. Verificando, assim, a presença 
de aminoácidos sulfurados apenas na solução com clara de ovo. 
II- Reação de Millon 
Procedimento não foi realizado por problemas laboratoriais. 
III- Reação de Hopkins-Cole 
Procedimento não foi realizado por problemas laboratoriais. 
IV- Reação de Sakagushi 
Na reação de Sakaguchi, o grupamento guanidina presente na arginina reage em meio alcalino com 
o alfa-naftol e hipoclorito, resultando em um produto de coloração avermelhada. O tubo de ensaio 
com a solução de clara de ovo apresentou coloração avermelhada, indicando a presença de arginina 
no peptídeo, o tubo de ensaio contendo gelatina apresentou coloração vinho, indicando presença de 
ainda mais arginina do que as demais amostras, enquanto o tubo de ensaio com a solução de água 
destilada não apresentou uma mudança na coloração pois não possui aminoácidos. 
V- Reação do Biureto 
Na reação do biureto, o NaOH, presente em solução, conduz a cadeia peptídica a um desarranjo em 
sua estrutura tridimensional. Os íons Cu2+ presentes em solução, originados do sulfato de cobre, 
formam um complexo com os aminoácidos, estabelecendo interações com os átomos de nitrogênio 
da cadeia peptídica. Esse complexo formado confere uma coloração púrpura característica a 
solução.Esta reação é positiva para proteínas e peptídeos com três ou mais resíduos de aminoácidos. 
A reação também é positiva para substâncias que contenham dois grupos carbamínicos (-OC-NH2-) 
ligados diretamente ou através de um único átomo de carbono ou nitrogênio. A solução da clara de 
ovo, bem como a solução da gelatina , quando submetida à reação do biureto, apresentou coloração 
púrpura, indicando a provável presença de peptídeos em solução. Enquanto a solução com água, 
solução de controle, não apresentou mudança na coloração. 
VI- Reação da Ninhidrina 
Na reação da ninhidrina, o aquecimento da solução de proteínas desestabelece a estrutura 
tridimensional do peptídeo. A ninhidrina, então, reage com o grupamento amina (sendo positiva 
para proteínas, peptídeos, aminoácidos, aminas primárias e amônia) presente nos aminoácidos, 
formando como produto final um complexo de coloração azul-violeta. Logo, as amostras de clara de 
ovo e gelatina reagiram positivamente. Enquanto a solução de controle, com água destilada, 
permaneceu incolor. 
VII- Reação Xantoprotéica 
Procedimento não foi realizado por problemas laboratoriais. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 10 
 
AULA 3-DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES 
 
 
Fundamentos 
 
Um açúcar redutor é qualquer açúcar que, em solução básica, forma algum aldeído. Os principais 
açúcares redutores são frutose, glicose, maltose e lactose. A sacarose, sendo formada por glicose e 
frutose, pode tornar-se um açúcar redutor se sofrer ação enzimática ou hidrólise ácida. 
I- Reação de Benedict 
A reação de Benedict serve para identificar os chamados açucares redutores e é baseada na mudança 
de cor de um reagente com o mesmo nome de azul para amarelo ou vermelho, as vezes com 
formação de precipitado de cor tijolo. A formação da cor é proporcional, embora muito subjetivo, à 
concentração do açúcar em questão. Os principais açúcares redutores são frutose, glicose, maltose e 
lactose. Açúcares que apresentam a hidroxila livre no C-1 são bons agentes redutores. Por esse 
motivo a extremidade que contém o -OH passa a ser chamada extremidade redutora e o açúcar, de 
açúcar redutor. 
A capacidade que esses compostos apresentam de reduzir íons metálicos em soluções alcalinas é um 
bom método de identificação desses compostos. O reagente de Benedict se baseia na redução do 
íons Cu2+ para Cu+ que após o aquecimento reage com o O2 e forma Cu2O de cor amarela. Este 
teste é utilizado para detectar glicose na urina de pacientes diabéticos e, lactose não degradada nas 
fezes de bebês com deficiência hereditária de lactase. Está última situação, leva a fermentação da 
lactose por bactérias intestinais e excessiva produção de ácidos causando diarreia e dores 
abdominais na criança. Além de açucares, outras substâncias podem ser redutoras, como o ácido 
ascórbico (vitamina C) e pode mascarar a reação confundindo o analista. 
 
 
Materiais utilizados 
 
 Reagentes e soluções 
 Água 
 Amido 
 Sacarose 
 Glicose 
 Lactose 
 Frutose 
 Acido clorídrico 
 Saliva 
 Reativo de Benedict 
 Hidróxido de sódio 
 Instrumentos 
 Tubos de ensaio 
 Bico de Bunsen 
 Pregador de madeira 
 Pipeta automática 
 Ponteiras descartáveis 
 
 
 
 11 
Metodologia 
 
Foram utilizado inicialmente seis tubos de ensaios, enumerados, com 1 mL de agua pura, amido, 
sacarose, glicose, frutose e lactose. Depois foram adicionados 2 mL do reativo de Benedict em cada 
tubo de ensaio. Em seguida foram aquecidos os tubos, um de cada vez, por cerca de 1 minuto, 
utilizando um pregador de madeira.Em um segundo procedimento, foram marcados mais dois tubos de ensaio, um contendo 1 mL de 
sacarose e 1 gota de acido clorídrico concentrado, o tubo foi aquecido no bico de Bunsen por 1 
minuto e em seguida foi adicionado duas gotas de hidróxido de sódio 4%. No outro tubo foi 
colocado 1 mL de amido e 1 mL de saliva, o tubo foi posto em banho Maria á 37º por 15 minutos 
(também pode ser posto em banho Maria a temperatura ambiente por 30 minutos). 
 
 
Resultados e discussões 
 
No aquecimento dos seis primeiros tubos, o primeiro que continha agua não sofreu nenhuma 
alteração, devido ao fato do mesmo ser o controle negativo do experimento. 
O segundo tubo que continha amido 1%, não sofreu mudança na coloração, mostrando que o amido 
é um carboidrato não redutor. 
O terceiro tubo contendo sacarose 1%%, não sofreu mudança na coloração, concluindo que não é 
redutor. 
O quarto tubo contendo lactose adquiriu coloração vermelho-tijolo, indicando que é um redutor. 
O quinto tubo contendo glicose 1%, mostrou um precipitado de cor tijolo, indicando que é um 
redutor. 
O sexto tubo contendo frutose 1%, ficou com a cor laranja forte, mostrando que é um redutor. 
No sétimo tubo contendo sacarose 1% e acido clorídrico, foram separados a sacarose em glicose e 
frutose. Após i aquecimento, houve mudança na cor, mostrando que os carboidratos formados são 
redutores. 
O oitavo tubo contendo amido e saliva, após o aquecimento em banho Maria, observa-se uma 
mudança na cor da solução, mostrando a ocorrência de quebra de parte do amido em maltose. 
 
 
Questionário 
 
1) O que aconteceu com cada uma das amostras analisadas? Qual conclusão podemos tirar da 
análise? 
A reação de Benedict é usada para testar a propriedade redutora de açucares. Nos açucares testado, 
o resultado foi positivo para glicose, frutose, maltose e negativo para a agua, sacarose e amido. 
 
2) Houve diferença entre as reações nos tubos contendo sacarose não tratados e tratados com HCl? 
Qual o motivo? 
No tubo bom sacarose não tratada, não houve reação com o reagente Benedict. No tudo tratado, 
houve a reação. Isso ocorreu devido ao HCl separou a sacarose em dois açucares redutores. 
 
3) Houve diferença entre as reações nos tubos contendo amido não trato e tratado com amido? Qual 
o motivo? 
No tubo não tratado, o amido não reagiu, no tubo contendo saliva o amido foi separado em maltose 
(amilase salivar), o que pe comprivado quando a solução reage com o Benedict. 
 
4) Porque se acrescenta NaOH no tubo com sacarose tratado com HCl antes da adição de reativo de 
 12 
Benedict? 
O reativo Benedict só é efetivo em pH alcalino. Acrescentando-se NaOH, há uma neutralização do 
do acido, tornando a solução alcalina. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 13 
AULA 4- QUANTIFICAÇÃO DE PROTEÍNAS TOTAIS POR MÉTODO 
COLORIMÉTRICO E TURBIDIMÉTRICO 
 
Fundamentos 
 
Sabe-se que as proteínas são substâncias que, assim como as outras, também podem ser 
quantificadas em laboratório com a presença de reativos químicos. Nessa prática usou-se o reativo 
de Biureto que é um reagente composto por sais de cobre em pH alcalino acrescido de um sal 
estabilizador, capaz de reagir com ligações peptídicas das proteínas e peptídeos obtendo uma 
coloração violeta, método chamado de calorimetria. Essa coloração varia de acordo com a 
concentração das proteínas e/ou peptídeos na amostra. 
O calorímetro é composto por uma fonte de luz branca, um prisma ou uma grade de difração (tipo 
especial de espelho) para separar as diversas cores em um feixe de luz monocrático (dado em 
comprimento de onda – nm), uma cubeta (suporte para colocar a reação a ser medida) e uma célula 
fotoelétrica onde a luz não absorvida incide. O calorímetro é muito parecido com o 
espectrofotômetro. 
O objetivo desta prática consiste em quantificar as proteínas presente nos padrões já determinados 
através dos métodos calorimétricos. 
 
Materiais e reagentes utilizados 
 
 - 6 tubos de ensaio 
 - Reativo de Biureto; 
 - Água pura; 
 - Padrões de proteínas; 
 - Amostras; 
 
Metodologia 
 
Foi preparado 7 tubos de ensaio de 1 a 7 e pipetou-se em cada um desses tubos o Reativo de 
Biureto, água, padrões com concentrações conhecidas de proteínas (preparada no laboratório) e as 
amostras conforme o quadro abaixo. Aguardou-se 30 minutos à temperatura ambiente. 
Os tubos foram lidos com padrões e amostras em espectrofotômetro à 545nm zerando o 
equipamento com o tubo com reação em branco. 
 
Resultados 
 
 Tubo 1 
(branco) 
Tubo 2 
(padrão 
1g/dL) 
Tubo 3 
(padrão 
2,5g/dL) 
Tubo 4 
(padrão 
5g/dL) 
Tubo 5 
(padrão 
10g/dL) 
Tubo 6 
(amostra 
1) 
Tubo 7 
(amostra 
2) (não 
utilizou) 
Reativo 2,5mL 2,5mL 2,5mL 2,5mL 2,5mL 2,5mL 2,5mL 
Água pura 50uL 
Padrões 50uL* 50uL* 50uL* 50uL* 
Amostras 50uL§ 50uL§ 
 
 
 
 14 
Concentração 
(g) 
Absorbância 
0 Branco 
1 0,237 
2,5 0,251 
5 0,301 
10 0,392 
Amostra 1 0,04 
 
 
 
 
Utilizando a equação da reta para encontrar o valor da concentração da amostra 1, utilizando o valor de 
0,04 de absorbância medida da amostra 1. Obteve-se entao a concentração da Amostra 1 = -9,79. 
 
O cálculo da concentração da amostra pelo método simples: 
 
Utilizando como padrão a com concentração de 1g e absorbância de 0,237. Obteve-se como 
resultado a Concentração da Amostra1= 0,16877 g. 
 
 
 
Discussões 
 
Com os dados das concentrações, pode-se fazer a leitura da absorbância (quantidade de luz 
absorvida) de cada tubo. A absorbância da amostra (tubo 6) resultou no valor de 0,040, concluindo 
que a concentração dessa amostra é um valor que está entre o tubo 1(0 grama) e o tubo 2 (1 grama). 
 
 Fez-se então a tentativa de encontrar a concentração da amostra por dois métodos, pelo 
método turbidimétrico foi construído um gráfico do programa Excel, conforme apresentado, 
 15 
o mesmo apresentou caráter linear e um R² com valor próximo de 1, que seria o valor 
perfeito, como desejado. Porém quando foi calculado o valor da concentração da amostra 1 
observou se um erro, possivelmente por ter sido encontrado uma absorbância muito 
pequena, de 0,04 na amostra, calculando valor negativo para concentração, o que não é 
possível. 
Utilizando-se do segundo método, do calculo direto, seguindo a lei de Lambert-Beer, obteve se um 
resultado mais complacente com o esperado. Encontrou-se o valor 0,1687,comprovando o que foi 
dito anteriormente. 
 
 
 
 
Questionário 
 
1)-Avaliando o gráfico construído, verifique se a reação é linear ou não linear. 
O gráfico é linear. 
 
2)-Avalie se o R² obtido seria satisfatório para se confiar na análise. Justifique sua resposta. 
O R² obtido tem o valor de 0,9944 que é próximo de 1 que seria o valor perfeito. Logo o R² é 
satisfatório. 
 
3)-Avalie se há diferença entre os resultados finais usando o método de calculo simplificado quando 
se troca os padrões. 
Sim, houve diferenças significativas. Possivelmente pela falta de precisão e erros laboratórios, logo, 
o gráfico não teve um R² que seria o ideal. 
 
 
4)-Compare o resultado final do método de cálculo simplificado com o método da curva de 
calibração. Verifique se há diferença 
Há diferença no resultado final dos dois métodos. Utilizando o método de calculo simplificado 
obteve-se um resultado mais satisfatório do que o método da curva de calibração ,que resultouem 
um valor negativo. 
 
5)-Partículas provenientes de reagentes com precipitados ou contaminados com fungos podem 
interferir na leitura de uma reação colorimétrica? Qual o motivo? 
Podem interferir, pois a presença de reagentes precipitados ou contaminados com fungo ,resulta na 
dispersão da luz logo, fazem diferença na leitura da reação. 
 
6)-Em teoria, o comprimento de onda da leitura não deve alterar, significativamente, o resultado de 
uma reação turbidimétrica. Qual o motivo? 
A reação analisada com modo de leitura monocromático, ou seja, a absorbância utilizada para 
calculo é o resultado da leitura realizada em um único comprimento de onda. De tal forma que 
possui um sistema para isolamento da energia radiante de um requerido comprimento de onda, 
excluindo a dos outros comprimentos de onda, chamado monocromador. Assim, não há 
interferências de outras fontes luminosas, tendo um resultado mais preciso. 
 
 
 
 
 16 
 
AULA 5 - DETERMINAÇÃO DA ATIVIDADE DA AMILASE PELO MÉTODO DE 
CARAWAY 
 
 
Fundamentos 
 
A amilase é uma enzima que atua na digestão de alimentos. Ela é uma substância capaz de quebrar 
açúcares e é produzida pelo pâncreas e pelas glândulas salivares. Quando comemos algo que 
contenha açúcar, por exemplo, carboidratos, a digestão tem início com a amilase já na boca, devido 
à produção das glândulas salivares. Na boca, a amilase é capaz de quebrar o amido em unidades 
menores, como a glicose e a maltose. 
A amilase é, portanto, de grande utilidade para o corpo humano, sendo que, possíveis disfunções na 
sua produção devem ser diagnosticadas o quanto antes. A produção incorreta ou insuficiente de 
amilase pode estar relacionada a problemas no pâncreas ou nas glândulas salivares, por exemplo. 
Por isto, verificar a quantidade de amilase no sangue ou na urina é fundamental para uma série de 
diagnósticos. 
Amilase em alta pode ter relação com condições como caxumba, doenças nas glândulas salivares, 
pancreatites e insuficiência renal, por exemplo. Já amilase diminuída pode ter relação com outras 
condições como hepatite, cirrose, câncer pancreático e toxemia gravídica. 
 
O objetivo desta prática é avaliar a ação da amilase sobre o amido e verificar o efeito do pH nessa 
reação, por meio do tempo. 
 
 
Materiais utilizados 
 
Reagentes 
 Amido 
 Água 
 Saliva 
 Tampão fosfato pH 7,0 
 Lugol (solução de iodo e iodeto de potássio) 
 
 
Materiais 
 Tubos de ensaio 
 Pipeta automática 
 Ponteiras descartáveis 
 Luvas 
 
Metodologia 
 
Em um tubo de ensaio foi colocado 1mL de amido 1% e adicionou-se a esse amido 1mL de uma 
solução tampão fosfato contendo 100µL do reagente água. 
Em um segundo tubo adicionou-se 1mL de amido 1%, 1mL de uma solução tampão fosfato e 
100µL de uma amostra de amilase salivar. 
 17 
 
As soluções preparada em cada tubo foi homogeneizada e imediatamente coletada 50microlitros 
dessa mistura colocando-a em dois tubos diferentes. 
 
A esses tubos foi adicionado 1 gota de solução de iodo e iodeto de potássio (solução conhecida 
como lugol) e 2mL de água pura (reação marcada em tempo zero). Essa nova solução foi incubada 
por cinco minutos e após esse tempo coletou-se mais 50 microlitros de cada tubo, colocando em 
outros dois tubos. 
 
A esses tubos foi acrescentado 1 gota de lugol e 2mL de água pura (reação marcada em tempo 1). 
Essa nova solução foi incubada por cinco minutos. 
 
Repetiu-se esse método por mais quatro vezes, totalizando 6 reações. Reação no T0, reação no T1, 
T2, T3, T4, T5 e T6. 
 
 
Resultados e discussão 
 
Como o pH é um fator que altera reações químicas de acordo com a concentração de ácido ou base 
na solução, foi usado uma solução tampão fosfato para que as alterações sofridas na reação se dê 
apenas pela adição de uma amostra de saliva ou de água pura em volumes definidos de acordo com 
a metodologia acima. 
Assim nesse experimento obtemos um intervalo de tempo em cada reação (em cada tubo) de 
aproximadamente 30 minutos, onde foi observada a variação da coloração da solução de cada tubo, 
resultando num tom verde escuro. 
 
Observação: A solução de iodo com iodeto de potássio, usada nesse experimento, não apresentava 
em bom estado. Com as alterações visuais da reação com a amilase e com água não foram muito 
satisfatórios no primeiro tempo, mas a medida que a prática seguia, podia analisar o estado de 
reação ocorrendo. 
 
Conclusão 
 
Conclui-se que ao avaliar a ação da amilase sobre o seu substrato, amido, houve alterações que pôde 
ser visíveis, como a mudança de cor, a adição de solução tampão fosfato foi usado para equilibrar a 
reação e, apesar do lugol não apresentar em bom estado, à medida que a reação ocorria as mudanças 
podiam ser avaliadas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 18 
 
Referências 
 
HAMPE, P. C., HARVEY, R. A. Bioquímica Ilustrada. 2. Ed. Porto Alegre: Artes Médicas, 2006. 
DIAS DE SOUZA, Karina A. Freitas, NEVES, Valdir A. Experimentos de Bioquímica, um guia eletrônico. 
Disponível em:<http://w.fcfar.unesp.br/alimentos/bioquimica/menu.htm>. São Paulo: UNESP, 2009. 
NELSON, D. L., COX, M. M. Lehninger. Principio de Bioquímica. 3. Ed. São Paulo: Savier, 2006. 
VOET, D., VOET, J. G. Fundamentos de Bioquímica. 3. Ed. Porto Alegre: Artmed, 2006. 
 
Apostila de aulas práticas de Bioquímica, Prof. Alexandre Soares. Paginas 22 e 23.