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Resumo Microbiologia Práticas realizadas ao longo da Disciplina Prática 01- Presença de Microorganimos no Ambiente • Objetivo: Comprovar a capacidade de ubiquidade dos microorganimos, isto é, a capacidade de estarem presentes em todos os lugares. • Materiais utilizados: Bico de Bunsen, Placa de Petri, Swab, Tubo contendo solução salina, lâmina de microscopia, alça de platina • Meios de Cultura: ágar BHI, ágar Sabouraud, ágar Sangue • Procedimento Experimental: O experimento consistiu em cultivar 4 placas diferentes para a verificar o crescimento de microorganimos. A placa 1 continha um meio de cultura composto por ágar Sangue. A placa número 2 e 3 continha o meio de cultura formado por ágar BHI e a placa “S” continha o meio de cultura formado por água Sabouraud. A placa 1 foi exposta à tosse de um voluntário, durante 1 minuto A placa número 2 foi exposta ao ambiente da maçaneta do laboratório • As placas 3 e “S” foram pareadas e expostas ao bebedouro. Prática 01- Resultados da Placa 01 Observa-se ao lado, o crescimento de diversas colônias de bactérias, evidenciadas por cores diferentes e aspectos diferentes Meio de Cultura Sólido: Ágar Sangue Propriedades do Meio de Cultura: Meio de cultura muito nutritivo e adequado para o crescimento de microorganismos exigentes, denominados microorganismos fastidiosos Exemplo de 3 colônias de diferentes espécies de microorganismos diferenciadas pela coloração Prática 01- Resultados da Placa 03 Observa-se ao lado, o crescimento de diversas colônias de bactérias, evidenciadas por cores diferentes. Pode-se observar cerca de 5 colônias de diferentes espécies de microorganimos Meio de Cultura Sólido: Ágar BHI (Brain Heart Infusion ou Ágar com extrato de Coração e Cérebro) Propriedades do Meio de Cultura: Meio de cultura com quantidades normais de nutrientes, não sendo seletivo para nenhuma espécie específica. Prática 01- Resultados da Placa “S” Observou-se o crescimento de colônias com aspecto felpudo, característico da maioria dos fungos. Além disso, observou-se colorações escuras, além de um colônia com notáveis filamentos, ressaltando assim a presença de fungos. Meio de Cultura Sólido: Ágar Sabouraud Propriedades do Meio de Cultura: O Sabouraud Dextrose Agar (Ágar dextrose Sabouraud) é um meio não seletivo para cultura e manutenção de fungos Não dá pra ver direito, mas, acredite na prática era possível o aspecto “felpudo” parecendo tecido de sofá... Há alguns filamentos (além do aspecto felpudo) , o que indica o crescimento preferencial de fungos Prática 02- Coloração de GRAM • Objetivo: Diferenciar bactérias Gram Positivas (G+) e Gram negativas (G-) • Materiais: Bico de Bunsen, alça de Platina, lâminas de Microscopia, lâmínula, microscópio óptico, óleo de imersão • Reagentes de GRAM: (Cristal Violeta, Lugol, Álcool Etílico Absoluto, Fucsina) • Procedimento Experimental: Prática 02- Coloração de GRAM • Princípio do Método de GRAM (etapas): 1- Adição do Cristal Violeta (ou violeta de Genciana) 2- Adição do Lugol (Iodeto de Potássio KI(2%) + Iodo 1%) 3- Descoloração com Álcool etílico 4- Lavagem com água destilada 5- Adição da Fucsina Prática 02-Resultado da Coloração de GRAM Foi observado que determinadas bactérias coraram-se em ROXO, pela ação do cristal violeta. Outras bactérias foram coradas em ROSA pela ação da Fucsina. A razão deste comportamento de coloração se deve à constituição diferente da parede celular das bactérias. As bactérias coradas em roxo (ditas GRAM positivas) apresentam uma camada espessa de peptídeoglicano formado por ácidos lipoteicóicos que conferem a capacidade da célula reter o cristal violeta e corar em roxo. Já as bactérias corada em rosa (denominadas GRAM negativas) apresentam uma camada mais delgada de peptídeoglicano composta principalmente por Lipopolissacarídeos, os quais não permitem a retenção do Cristal violeta e consequentemente permite que a célula seja descorada pela ação do álcool e assim coram-se pela ação da fucsina como corante de fundo. Prática 03- Coleta e Semeadura de Amostras Biológicas • Objetivo: Conhecer técnicas utilizadas para coleta de amostras clínicas da orofaringe e em quais meios de cultura essas devem ser semeadas. • Materiais: Bico de Bunsen, alça de Platina, lâminas de Microscopia, lamínula, microscópio óptico, óleo de imersão • Meios de Cultura: ágar Sangue ,ágar MacConkey, ágar CLED, • Procedimento Experimental: Prática 03- Resultados da Placa de Agar Sangue Observou-se o crescimento de colônias com duas características principais. O primeiro tipo de colônia, não apresentou padrão de formação de um halo claro ao redor da colônia. Este tipo é característico de bactérias γ– hemolíticas, isto é, bactérias que não causam hemólise. O outro padrão observado foi o das bactérias causadoras de hemólise completa, apresentando a formação de um halo claro ao redor da colônia, sendo característico de bactérias ditas β- hemolíticas Meio de Cultura Sólido: Ágar Sangue Propriedades do Meio de Cultura: Meio muito nutritivo, ideal para crescimento de microorganismos fastidiosos. Presença de um halo claro ao redor da colônia é um elemento que confirma que se trata de uma bactérias do grupo de β–hemolíticas. Ausência do halo claro ao redor da colônia é confirma que se trata de uma bactérias do grupo de γ–hemolíticas. Prática 03- Resultados da Placa de Agar Sangue Ainda em continuação da observação da placa anterior, nota-se que algumas colônias de bactérias apresentaram com um halo escuro, de caráter intermediário entre as y-hemolíticas e as β-hemolíticas. Estas bactérias são caracterizadas como α– hemolíticas, isto é, são capazes de causar uma hemólise parcial. Meio de Cultura Sólido: Ágar Sangue Propriedades do Meio de Cultura: Meio muito nutritivo, ideal para crescimento de microorganismos fastidiosos. Nota-se uma colônia com halo escuro, com aspecto intermediário entre as β- hemolíticas e as y-hemolíticas, caracterizando assim o grupo das α- hemolíticas Presença de um halo claro das bactérias do grupo de β–hemolíticas. Utilizar como comparação para o outro grupo, o α- hemolítico. Prática 03- Resultados da Biplaca de Agar CLED e ágar MacConkey Observa-se o crescimento de colônias de bactérias do gênero Klebisiella sp no ágar MacConkey, sendo evidenciado pela produção de muco ao redor da colônia. No ágar CLED observa-se o crescimento de ???? Meio de Cultura Sólido: Ágar CLED (amarelo) + Ágar MacConkey (rosa) Propriedades do Meio de Cultura: Ágar CLED (Cistina Lactose Deficiente em eletrólitos) é seletivo para inibir o crescimento de Proteus sp, no entanto, não é seletivo para outros organismos, podendo crescer fungos e bactérias. Indicador utilizado no meio é o azul de bromotimol. Ágar MacConkey é um meio seletivo para o crescimento de Bactérias G+ ( gram positivas). O meio é útil para diferenciar os microorganismos fermentadores e não fermentadores de lactose. Os fermentadores de lactose possuem a capacidade de virar indicador permanece róseo , enquanto os não-fermentadores viram o meio para a coloração amarela. O indicador utilizado neste meio é o vermelho neutro, e o inibidor de bactérias G+ é o cristal violeta. Detalhe do muco ao redor da colônia, característica do gênero Klebisiella no ágar MacConkey Prática 04- Ação de Antissépticos sobre a microbiota das mãos. • Objetivo: Comparar a eficácia da ação de antissépticos na redução do número de microorganismos presentes para evitar a transmissão de doenças. • Materiais: Bico de Bunsen, Placa de Petri, gaze estéril,sabão comum, álcool 70% e Clorexidina • Meio de Cultura: Ágar Mueller Hinton (meio adequado para verificar a ação de substâncias que interferem no crescimento microbiano) • Procedimento Experimental: Foi feita a divisão da placa em 3 partes. No terço 1 foi pressionado o dedo na superfície do ágar, sem qualquer tratamento prévio. No terço 2 foi feito o mesmo procedimento anterior com a diferença da lavagem prévia do dedo com sabão comum. No último terço foi feita a lavagem do dedo com Clorexidina, um agente antisséptico. Prática 04- Ação de Antissépticos sobre a microbiota das mãos. Terço Agente Antisséptico Resultado 1 Nenhum Crescimento livre 2 Sabão comum Crescimento moderado 3 Clorexidina Não houve crescimento Prática 05- Bacterioscopia • Objetivo: Reconhecer as diferentes formas, arranjos, e comportamento tintorial de algumas espécie bacterianas. • Materiais: Lâminas contendo bactérias coradas, microscópio óptico e óleo de imersão. Detalhe da organização em forma de “colar de pérolas” (estreptococos) Lâmina 01- Estreptococos Coloração de GRAM: G+ (ROXO) Exemplo: Streptococcus pyogenes (faringite) Observam-se vários cocos organizados em fileiras retilíneas, assemelhando- se a um colar de pérolas. A coloração roxa permite identificar que se tratam de bactérias Gram-positivas. Detalhe da organização em forma de “cachos de uva” (estafilococos) Lâmina 02- Estafilococos Coloração de GRAM: G+ (ROXO) Exemplo: Staphylococcus aureus (infecções cutâneas) Observam-se vários cocos dispersos e organizados em montes, semelhante as cachos de uva (estafilo). A coloração roxa permite identificar que se tratam de bactérias Gram-positivas. Detalhe da organização em duplas de cocos (diplococos) Lâmina 03- Neisseria Coloração de GRAM: G- (ROSA) Exemplo: Neisseria Gonorrohoeae (Gonorréia) Observa-se vários cocos organizados em pares, no interior células polimorfonucleares (PMN). A coloração rósea permite identificar que se tratam de bactérias Gram Negativas. Detalhe da organização livre dos bastonetes (bacilos) Lâmina 04- BACILOS Coloração de GRAM: G- (ROSA) Exemplo: Escherichia coli (na maioria das vezes é microbiota residente) Observam-se vários bastonetes dispersos, sem apresentarem em duplas ou em fila. A coloração rósea permite identificar que são bacilos Gram negativos Detalhe da organização livre dos bastonetes (bacilos) Lâmina 05- BACILOS Coloração de GRAM: G+ (ROXO) Exemplo: Bacillus cereus (intoxicação alimentar) Observam-se vários bastonetes dispersos, sem apresentarem em duplas ou em fila. A coloração arroxeada é característica de bactérias Gram positivas Detalhe da organização filamentos espiralados (espiroqueta) Obs: A coloração de Fontana-Tribondeau é indicada para corar bactérias que se organizam em espiroqueta Lâmina 06- Espiroqueta Coloração: Fontana-Tribondeau (sal de prata associado com ácido acético) Exemplo: Treponema pallidum (sífilis) Observam-se vários filamentos enrolados, semelhante aos dendritos de neurônios ou “fio de telefone enrolado”, apresentando coloração escura, devido à impregnação com sais de prata Detalhe da célula polimorfonuclear (PMN) corada intensamente em rosa . Observam-se também (forçando o olho...kkkk) um halo claro ao redor dos estreptococos. Este halo (circulado) trata-se de um fator de virulência denominado CÁPSULA polissacarídica, pouco corada. Lâmina 07- Estreptococos encapsulados Coloração de GRAM: G+ (ROXO) Exemplo: Streptococcus pneumoniae (pneumonia) Observam-se vários cocos dispostos em linearmente. Embora pareçam diplococos, estes cocos estão organizados em estreptococos. Notar a cápsula polissacarídica pouco corada, sendo um importante fator de virulência Apesar do aspecto de diplococos, acredite, são estreptococos corados em ROXO (Sim, a vida tem dessas coisas... Kkkk) Detalhe das tétrades coradas em roxo pelo cristal violeta. Para “diferenciar” uma tétrade de um diplococo, observar o “tamanho maior e mais amontoado” Lâmina 08- Cocos em tétrades Coloração de GRAM: G+ (ROXO) Exemplo: ??? Observam-se vários cocos dispersos organizados em pequenos amontados retos com aspecto de “tijolos”. A coloração arroxeada permite identificar que são cocos Gram positivos. Apesar do aspecto de diplococos acredite, são TETRÁDES corados em ROXO (Sim, a vida tem dessas coisas de novo... Kkkk) Lâmina 09- Bactérias associadas com Leveduras Coloração de GRAM: G+ (ROXO) Exemplo: ??? Lazo mandou lembranças...Kkkkk Observam-se dois tipos celulares básicos. Várias células grandes com coloração escura intensa, as quais se tratam de leveduras. Enquanto observam-se também pequenas células coradas em roxo, as quais são os cocos Detalhe dos “pequenos” cocos ao redor das “GRANDES” leveduras Lâmina 10- Bacilos (forma vegetativa e esporulada) Coloração de GRAM: G- (ROSA) Exemplo: Clostridium tetani (tétano) Observam-se bacilos com duas características. Vários deles apresentam-se com citoplasma intensamente corado, evidenciando assim a célula bacteriana na forma vegetativa. Há também células cujo citoplasma se encontra corado fracamente com um pequeno núcleo corado intensamente, caracterizando assim a forma esporulada Célula na forma esporulada (no microscópio é possível ver melhor) Célula na forma vegetativa Lâmina 11- Leveduras Exemplo:Sacharomyces cerevisiae Observam grandes células, com formato de pequenas amêndoas e cor escura intensa. Trata-se de fungos, pois, são seres cujas células são muito maiores do que células bacterianas. Prática 06- Isolamento e Caracterização de Cocos Gram-Positivos • Objetivos: Estudar uma amostra de Coco Gram Positivo e através dos testes bioquímicos identificá-lo de acordo com sua espécie. • Observar as hemólises formadas nas diferentes espécies do gênero Streptococcus • Materiais: Bico de Bunsen, alça de platina, swab, • Meio de Cultura: Ágar Sangue, ágar NaCl, agar Bile- esculina, • Reagentes: Peróxido de Hidrogênio (H202), bateria de Gram • Procedimento Experimental 1. Coloração de GRAM Prática 06- Isolamento e Caracterização de Cocos Gram-Positivos • Procedimento Experimental 2. Provas Bioquímicas 1. Prova de Catalase 2. Prova de Novobiocina 3. Prova de Manitol 4. Prova de Optoquina 5. Prova de Bacitracina 6. Teste de CAMP 7. Prova de Bile-esculina e NaCl 6,5% Prática 06- Resultado do Teste de Catalase Observa-se ao lado, o desprendimento de bolhas de gases, provenientes da decomposição do Peróxido de Hidrogênio (H2O2) pela ação da enzima catalase. Segundo a reação: Com isso, é possível afirmar que se trata de um microrganismo CATALASE POSTIVO (+) Liberação de gás oxigênio evidenciado pelas bolhas = CATALASE POSITIVO H2O2(aq) H2O(l) + O2(g) Catalase Obs: A prova de Catalase serve para diferenciar o gênero Staphylococcus ( catalase +) dos outros gêneros Streptococcus e Enterococcus (catalase -) Princípio de Identificação (Staphylococcus sp) GRAM: Positivo (G+)- ROXO CATALASE: Positivo (CAT +) Prática 06- Resultado do Teste de Coagulase O teste de coagulase se baseia na presença desta enzima, a Coagulase, capaz de formar coágulos para proteger o organismo da ação do sistema imune, em especial do sistema complemento. Observe que NÃO há formação de precipitado ou coágulo Notar o aspecto HOMOGÊNEO com uma única fase => COAGULASE (-) NEGATIVO + : Positivo para S. epidermidis ou S. saprophyticus Obs: A prova de Coagulase servepara diferenciar o gênero Staphylococcus aureus ( coagulase +) das outras espécies de Staphylococcus epidermidis e Staphylococcus saprophyticus (coagulase -) Princípio de Identificação (Staphylococcus aureus) GRAM: Positivo (G+)- ROXO CATALASE: Positivo (CAT +) Observe que HÁ formação de coágulo Notar o aspecto HETEROGÊNEO com 2 fases visíveis => COAGULASE (+) POSITIVO + : Positivo para Staphycolococcus aureus Prática 06- Resultado do Teste de NOVOBIOCINA Observa-se ao lado, um halo claro ao redor do disco contendo o antibiótico. Isto se deve à difusão radial do antibiótico, capaz de inibir o crescimento de microorganismos que sejam sensíveis à ação da Novobiocina. Esta prova permite identificar que se trata de microorganismos do gênero Streptococcus epidermidis , uma vez que estes são sensíveis à novobiocina Halo de Inibição do Crescimento= Sensível à Novobiocina Meio de Cultura: Mueller Hinton Obs: Observe o crescimento das colônias longe do raio de ação do antimicrobiano Princípio da Identificação (Streptococcus epidermidis): GRAM= Positivo (G+)- ROXO CATALASE= Negativo (CAT -) NOVOBIOCINA= SENSÍVEL Disco contendo antimicrobiano NOVOBIOCINA Prática 06- Resultado do Teste de NOVOBIOCINA Observa-se o crescimento normal das colônias de microorganimos, mesmo ao redor do disco de antibiótico. Isto se deve resistência à ação da Novobiocina por parte do microorganismo. Esta prova permite identificar que se trata de microorganismos do gênero Streptococcus saprophyticus , uma vez que estes são resistentes à novobiocina AUSÊNCIA de Halo de Inibição do Crescimento= Resistente à Novobiocina Meio de Cultura: Mueller Hinton Princípio da Identificação (Streptococcus saprophyticus): GRAM= Positivo (G+)- ROXO CATALASE= Negativo (CAT -) NOVOBIOCINA= RESISTENTE Disco contendo antimicrobiano NOVOBIOCINA Prática 06- Resultado do Teste de MANITOL Observa-se como resultado do meio, a mudança de coloração do meio de vermelho- róseo para amarelo característico da espécie de Staphylococcus aureus, o qual produz um pigmento de coloração dourada (áurea) Meio de Cultura: Manitol Salgado contendo vermelho de fenol como indicador Princípio da Identificação : o meio de cultura contém um indicador de ácido- base que muda coloração conforme o pH do meio. Pigmento amarelo= ÁCIDO (FERMENTADOR DE MANITOL) + (positivo) p/ Staphylococcus aureus Pigmento róseo= NEUTRO (não fermentador de Manitol nem de Proteína) Pigmento alaranjado= ALCALINO (não fermentador de Manitol, mas, fermentador de PROTEÍNA) + (Positivo) para outros Staphycolococcus NÃO aureus Prática 06- Resultado do Teste de CAMP Esta prova permite identificar que se trata de microorganismos do gênero Streptococcus agalactiae ALARGAMENTO da zona de Β- HEMÓLISE do S.aureus= “seta completa” = Streptococcus agalactiae Meio de Cultura: Ágar Sangue Princípio da Identificação : Streptococcus agalactiae GRAM= Positivo (G+)- ROXO CATALASE= Negativo (CAT -) BACITRACINA= Resistente MANUTENÇÃO da zona de Β-HEMÓLISE do S.aureus= “não forma seta” = Streptococcus NÃO agalactiae Prática 06- Resultado do Teste de CAMP Esta prova permite identificar que se trata de microorganismos do gênero Streptococcus agalactiae Alargamento da zona de Β-HEMÓLISE do S.aureus= “seta completa” = Streptococcus agalactiae Meio de Cultura: Ágar ??? Princípio da Identificação : Streptococcus agalactiae GRAM= Positivo (G+)- ROXO CATALASE= Negativo (CAT -) BACITRACINA= Resistente zona de Β-HEMÓLISE do S.aureus Prática 06- Resultado do Teste de Optoquina Observa-se o crescimento normal das colônias de microorganimos, no entanto, ao redor do disco de antibiótico, observa- se claramente a inibição deste crescimento, resultante da sensibilidade do microorganismos frente à ação da Optoquina Esta prova permite identificar que se trata de microorganismos do gênero Streptococcus pneumoniae PRESENÇA de Halo de Inibição do Crescimento (forçando um pouco dá pra ver...kkkk)= Sensível à OPTOQUINA Meio de Cultura: Ágar Sangue Princípio da Identificação (Streptococcus pneumoniae): GRAM= Positivo (G+)- ROXO CATALASE= Negativo (CAT -) OPTOQUINA= SENSÍVEL Disco contendo antimicrobiano Optoquina Prática 06- Resultado do Teste de Bacitracina Observa-se o crescimento normal das colônias de microorganimos, no entanto, ao redor do disco de antibiótico, observa- se claramente a inibição deste crescimento, resultante da sensibilidade do microorganismos frente à ação da Bacitracina. Esta prova permite identificar que se trata de microorganismos do gênero Streptococcus pyogenes PRESENÇA de Halo de Inibição do Crescimento= Sensível à Bacitracina Meio de Cultura: Ágar Sangue Princípio da Identificação (Streptococcus pyogenes): GRAM= Positivo (G+)- ROXO CATALASE= Negativo (CAT -) BACITRACINA= SENSÍVEL Disco contendo antimicrobiano BACITRACINA Prática 06- Resultado do Teste de Bile- esculina Amostras A e C (escuras) são positivas para o teste de Bile-Esculina (houve crescimento) e a amostra B (amarela) é negativa para a Bile-Esculina (não houve crescimento) Este teste confirma a presença de Streptococcus sp do grupo D e de Enterococcus sp como positivos para Bile- esculina, apesar disso, não é capaz de diferenciar as duas espécies Princípio da Identificação (Estreptococos do grupo D de Lancefield ou Enterococcus): GRAM= Positivo (G+)- ROXO CATALASE= Negativo (CAT -) BACITRACINA: Resistente OPTOQUINA: Resistente CAMP: Negativo Bile Esculina= Positivo (+) A B C Prática 06- Resultado do Teste de NaCl A amostra “A” apresenta coloração róseo-violeta indicando que não houve crescimento do microorganismo em “ágar salgado”, confirmando assim a presença de Streptococcus sp do grupo D de Lancefield, uma vez que esta espécie é incapaz de crescer em meio cuja cocentração de NaCl se encontre próxima de 6,5%. Amostra “C” apresenta coloração amarela indicando que houve crescimento microbiano, portanto, pode confirmar a espécie Enterococcus sp, já que esta é capaz de crescer em meio salgado. Amostra “B” serve de controle negativo, uma vez que não foi inoculado nenhum microorganismo. Meio de Cultura: Ágar Salgado Princípio da Identificação (Streptococcus sp do Grupo D de Lancefield ): GRAM= Positivo (G+)- ROXO CATALASE= Negativo (CAT -) BACITRACINA: Resistente OPTOQUINA: Resistente CAMP: Negativo Bile Esculina= Positivo (+) NaCl= Negativo (-) A B C Prática 06- Resultado da cultura em meio ágar com Bile-Esculina Nota-se claramente o crescimento de colônias de cocos capazes de fermentar a esculina, gerando um pigmento chamado Esculetina, o qual é rico em íons ferrosos (Fe2+) gerando assim um precipitado de coloração escura Meio de Cultura: Ágar com Bile Esculina Princípio da Identificação (Enterococcus): GRAM= Positivo (G+)- ROXO CATALASE= Negativo (CAT -) BACITRACINA: Resistente OPTOQUINA: Resistente CAMP: Negativo Bile Esculina= Positivo (+) NaCl= Negativo (+) Detalhe dos cocos apresentando coloração escura devido ao precipitado rico em Fe2+ Prática 07- Isolamento e Caracterização de Bastonetes Gram-negativos • Objetivos: Identificar as bactérias da família Enterobacteriaceae • Procedimento Experimental Testes bioquímicos 1. Oxidação e Fermentação de Carboidratos (teste OF) 2. Fermentação de Lactose 3. Presença de Citocromo Oxidase 4. Teste com ágar TSI (Tríplice Açúcar-Ferro) 5. Motilidade (teste SIM) 6. Formaçãode ácido Sulfídrico 7. Fermentação de Indol 8. Fermentação de Uréia 9. Fermentação de Aminoácido (Fenilalanina) 10. Descarboxilação de Aminoácidos (Arginina, Lisina, Ornitina) Tabela de Leitura das provas Bioquímicas Tabela de Leitura das provas Bioquímicas Teste OF (Oxidação e Fermentação): Este teste se baseia na capacidade das bactérias em fermentar ou oxidar determinado carboidrato (glicose, lactose, sacarose etc) Tubo Aberto (oxidação) Tubo fechado (fermentação) No caso da imagem ao lado, obtém a seguinte leitura: Tubo fechado (tampa branca)= AMARELO (positivo (+) para fermentador) Tubo aberto (tampa preta c/ óleo mineral)= VERDE (não oxidador) Outros possíveis resultados (OF) (conforme a amostra) Tubo Fechado (FERMENTAÇÃO) AMARELO= Positivo (fermentador) VERDE= Negativo (Não fermentador) TUBO ABERTO (OXIDAÇÃO) AMARELO= Positivo (oxidador) VERDE= NEGATIVO (Não oxidador) AMARELO Resultados da Prática 07 Óleo mineral= Fase mais clara (indicador de tubo aberto) Resultado= Bactéria negativa para oxidação e positiva para fermentação Teste OF (Oxidação e Fermentação): Este teste se baseia na capacidade das bactérias em fermentar ou oxidar determinado carboidrato (glicose, lactose, sacarose etc) Tubo Aberto (oxidação) Tubo fechado (fermentação) Outros resultados (OF) Tubo Fechado (FERMENTAÇÃO) AMARELO= Positivo (fermentador) VERDE= Negativo (Não fermentador) TUBO ABERTO (OXIDAÇÃO) AMARELO= Positivo (oxidador) VERDE= NEGATIVO (Não oxidador) Resultados da Prática 07 Óleo mineral= Fase mais clara (indicador de tubo aberto que é para o teste de oxidação) Resultado= Bactéria positiva para ambos os testes de fermentação e oxidação Teste de Fermentação do Citrato (ágar Citrato de Simmons ): Este teste se baseia na capacidade das bactérias em metabolizar o citrato. No meio de cultura há um indicador ácido-base, o azul de bromotimol. Resultados da prova de CITRATO (mudança de coloração do indicador) Positivo= AZUL Negativo= VERDE Resultados da Prática 07 Teste de Fermentação da Uréia (ágar Uréia de Christensen ): Este teste se baseia na capacidade das bactérias em metabolizar a uréia . No meio de cultura é adicionado um indicador ácido-base, o vermelho de fenol. Resultados da prova de Uréia (mudança de coloração do indicador) Positivo= VERMELHO Negativo= Resultados da Prática 07 AMARELO Teste de Fermentação do INDOL (ágar SIM): Este teste se baseia na capacidade das bactérias em metabolizar o indol (um intermediário derivado do aminoácido triptofano) Resultados da prova do INDOL Positivo= ANEL Vermelho Negativo= incolor Resultados da Prática 07 OBS..: Acho que é essa a imagem (acabei não anotando direito o que é esse “4”... Mas, na dúvida o resultado descrito acima foi retirado daquela tabela “anel vermelho”= positivo para a metabolização do INDOL (sim, a vida tem dessas... Kkkkkkk) Incolor (ou ausência de anel)= negativo p/ INDOL Teste de Motilidade (ágar SIM): Este teste se baseia na capacidade das bactérias em ser móveis (ex Proteus sp) ou imóveis (ver exemplo) Resultados da prova de Uréia Positivo= crescimento difuso (móvel) Negativo= crescimento linear (imóvel) Resultados da Prática 07 Crescimento bacteriano difuso, evidenciado pela turvação não reta (se forçar o olho parece um tornado) Apesar de quase não dá pra ver (para falar a verdade não dá pra ver direito), o crescimento bacteriano é linear, característico de bactérias imóveis Tabela de Leitura do TESTE de TSI Indicador ácido-base (vermelho de fenol) Ácido= Amarelo (fermentação positiva) ALCALINO= Vermelho (fermentação negativa) O ágar TSI utiliza um indicador ácido-base, o vermelho de fenol que muda sua coloração conforme ocorre fermentação dos carboidratos. É importante lembrar que a fermentação gera produtos de natureza ácida ( piruvato, acetato, lactato etc) ÁPICE (indica fermentação ou não da lactose) BASE (fermentação ou não da glicose) Ácido= Amarelo (fermentação positiva) Dicas para Leitura Teste de TSI (ágar Tríplice Açúcar-Ferro): Este teste se baseia na capacidade das bactérias em metabolizar carboidratos e formar gases como CO2 e sulfetos (H2S) gerando uma coloração escura Resultados da prova do TSI (imagem “A” ao lado) Negativo= TUDO VERMELHO (não fermenta Glicose nem Lactose) Ausência de espaço= Não gera Gás Ausência de coloração escura= não produz H2S Outros Resultados Possíveis para TSI Negativo = Vermelho (não fermenta) Positivo= Amarelo Presença de Esp aço= Formação de Gás (CO2) Produto Escuro= Formação de H2S Resultados da Prática 07 AMARELO (fermenta) Presença de espaço= formação de gás (CO2) Tudo Amarelo= fermentador de Glicose e Lactose Obs: Infelizmente não tirei foto do produto escuro de H2S (mas, é bem característico é quase preto) A Tudo Amarelo Teste de TSI (ágar Tríplice Açúcar-Ferro): Este teste se baseia na capacidade das bactérias em metabolizar carboidratos e formar gases como CO2 e sulfetos (H2S) gerando uma coloração escura. Outros Resultados Possíveis para TSI Negativo= Vermelho Positivo= Amarelo Presença de Esp aço= Formação de Gás (CO2) Produto Escuro= Formação de H2S Resultados da Prática 07 AMARELO Obs: Infelizmente não tirei foto do produto escuro de H2S (mas, é bem característico é quase preto) Ápice vermelho: não fermenta lactose Base amarela: fermentador de Glicose Ausência de Espaço= Não forma gás CO2 Ausência de produto escuro= Não gera H2S Teste de Descarboxilação de Aminoácidos (C. Descarboxilase de Moeller) : Este teste se baseia na capacidade das bactérias em descarboxilar aminoácidos. ARGININA (ARG) POSITIVO= ROXO NEGATIVO= AMARELO Resultados da Prática 07 AMARELO Teste de Descarboxilação de Aminoácidos (C. Descarboxilase de Moeller) : Este teste se baseia na capacidade das bactérias em descarboxilar aminoácidos. Ornitina (ORN) POSITIVO= ROXO NEGATIVO= AMARELO Resultados da Prática 07 AMARELO Teste de Descarboxilação de Aminoácidos (C. Descarboxilase de Moeller) : Este teste se baseia na capacidade das bactérias em descarboxilar aminoácidos. LISINA (LIS ou L ) POSITIVO= ROXO NEGATIVO= AMARELO Resultados da Prática 07 AMARELO ou essa cor estranhada aí do lado Ambas amostras de bactérias são negativas para descarboxilação da LISINA ( a cor violeta do positivo é bem característica permitindo ver se fosse o caso de um resultado positivo) Teste de Fenilalanina (Ágar Fenilalanina): Este teste se baseia na capacidade das bactérias em metabolizar a Fenilalanina, na presença de Cloreto de Ferro III (FeCl3) Fenilalanina (Phe ou P) POSITIVO= VERDE NEGATIVO= AMARELO Resultados da Prática 07 Essa cor estranha aí do lado Resumindo a prática 07... • Para identificar as bactérias da família Enterobacteriaceae, utiliza-se muitos testes bioquímicos descritos anteriomente, com base em enzimas que as bactérias apresentam, podendo assim diferenciar os gêneros que compõem essa grande família de bactérias • Finalmente a leitura dos testes segue mais ou menos o padrão: Exemplo de Identificação da SHIGELLA sonei (conforme a tabela) Glic|SAC|LAC|H2S|Motilidade|Indol|Citrato|Ureia|Fen|Lis| Arg | Orn + - - - + - - - - - + + OBS: Dica para a prova prática: Quando fizerem a prática, tirem fotoda tabela contendo as espécies, assim dá pra treinar a leitura mais facilmente daquela tabela Prática 08- Antibiograma: Testes de sensibilidade a antimicrobianos • Objetivos: verificar a sensibilidade das espécies bacterianas aos diversos antibióticos (agentes antimicrobiano) • Procedimento Experimental: medida do diâmetro do halo de inibição de crescimento bacteriano (método de Kirby-Bauer) Prática 08- Antibiograma: Testes de sensibilidade a antimicrobianos Exemplo: 25mm= sensível Exemplo: 3mm= resistente Disco central contendo o antibiótico Obs: Na imagem ao lado, vê que houve fusão dos halos de inibição, portanto, há um erro de medida associado, se possível escolher outro halo para medir A tabela ao lado, mostra o diâmetro mínimo de cada halo para diferentes antibióticos. Conforme o diâmetro do halo de inibição, uma bactéria pode ser sensível ou resistente ao antibiótico Esta tabela será enviada separadamente, por conta de não caber no slide Prática 09- Coloração pelo Método de Ziehl-Neelsen • Objetivos: realizar a identificação das espécies de bacilos álcool-ácido resistente (BAAR), gênero Mycobacterium através de um método de coloração específico • Procedimento Experimental: Esta coloração se baseia na característica da parede das bactérias do gêneros Mycobacterium, sendo muito espessa e composta por lipídeos, principalmente por ÁCIDO MICÓLICO. Em virtude dessa característica, a coloração de GRAM, não é eficiente na identificação destas bactérias, pois, o cristal violeta não consegue penetrar eficientemente a célula bacteriana. Prática 09- Coloração pelo Método de Ziehl-Neelsen Princípio do Método de Coloração (ETAPAS): 1- Adição da Fucsina de Ziehl (Fucsina associada com fenol)= coloração inicialmente rósea 2- Calor (exposição à chama do Bico de Bunsen)= Contribui para a penetração do corante, ao destruir parcialmente a parede lipídica 3- Adição de Álcool 4- Adição de Ácido 5- Adição de Azul de Metileno: coloração azul Reagentes que DESCOLOREM as outras células bacterianas, exceto às Micobactérias (por isso, elas são chamadas de álcool-ácido resistentes) Prática 09- Coloração pelo Método de Ziehl-Neelsen Observa-se os bacilos Mycobacterium tuberculosis (bactérias em forma de bastonetes) coradas em violeta ou róseo pelo método de Ziehl- Neelsen Em azul, observa-se a coloração de fundo Prática 10- Cultivo e Morfologia dos Fungos • Objetivos: realizar a identificação dos gêneros de diversos fungos, utilizando princípios de observação microscópica e macroscópica Aspectos Macroscópicos: Cor, textura Aspectos Microscópicos: formato das estruturas reprodutivas (conídeos ou esporangiósporos), presença de septos nas hifas, pgimentação. Prática 10- Cultivo e Morfologia dos Fungos • Identificação Macroscópica dos fungos: permite identificar, por exemplo, a diferença entre fungos filamentosos (bolores) e leveduras Aspecto algodonoso de fungo filamentoso, além da pigmentação característica Aspecto mucóide das leveduras, além, da semelhança com a cultura de bactérias Prática 10- Cultivo e Morfologia dos Fungos • Identificação Microscópica dos fungos: permite identificar o formato de conídeos (estrutura reprodutiva de vários fungos) Macroconídeos do gênero Alternaria: fungo demáceo (devido a produção de melanina de coloração marrom) Hifas septadas Conídeos do penicillium: aspecto que lembra um “leque”- Observam-se as fiálides (esses traços) que sustentam os microconídeos (“bolinhas na ponta”) Microconídeo Fiálide Conidióforo Lâmina 1: Penicilium Tá muito ruim de ver, mas, acredite, lembra um “leque”... Obs.: Hialino significa que o fungo não produz o pigmento e portanto, cora-se em azul pela ação do Lactofenol (azul de algodão) Lâmina 1: Penicilium Observam no campo microscópico um fungo com hifas septadas, hialinas. Notam-se que os microconídeos estão se sendo sustentados por estruturas em formato de vaso, denominadas fiálides. Estes elementos permitem identificar o gênero Penicillium Conídeos do Penicillium: aspecto que lembra um “leque”- Observam-se as fiálides (esses traços) que sustentam os microconídeos (“bolinhas na ponta”) Microconídeo Fiálide Conidióforo Conidióforo Caracterização dos conídeos do Acremonium : Observam-se os conídeos aglomerados em um uma estrutura arredondada Lâmina 2: Acremonium Observam no campo microscópico um fungo com hifas septadas, hialinas. Notam-se que os microconídeos estão aglomerados em uma estrutura arredondada, como se fosse encapsulada Conídeos do Acremonium: aspecto que lembra um “porrete”- Observam-se que os microconídeos estão aglomerados em uma grande “bola”. Microconídeo Conidióforo Tá muito ruim de ver, mas, acredite, lembra um “porrete” Lâmina 2: Acremonium Conídeos do Acremonium: aspecto que lembra um “porrete”- Observam-se que os microconídeos estão aglomerados em uma grande “bola”. Microconídeo Conidióforo Notar o formato de “raquete” dos macroconídeos do gênero Alternaria, bem como na pigmentação marrom. Conídeos do Alternaria: São Macroconídeos, que lembram uma “raquete”, corados em marrom pela ação da melanina produzida, por isso, estes fungos são ditos demáceos Macroconídeo Conidióforo Lâmina 3: Alternaria Conídeos do Alternaria: São Macroconídeos, que lembram uma “raquete”, corados em marrom pela ação da melanina produzida, por isso, estes fungos são ditos demáceos Conidióforo Lâmina 3: Alternaria Observa-se no campo microscópico a presença de macroconídeos em formato de “raquete”. As hifas que constituem este fungo são septadas e demáceas, coradas em marrom pela melanina. Macroconídeo Notar o tamanho comprido das hifas que constituem este fungo. Conídeos do Fusarium: apresentam formato de vaso (fiálide) . Os conidióforos são longos Fiálide Conidióforo Lâmina 4: Fusarium Conídeos do Fusarium: apresentam formato de vaso (fiálide) . Os conidióforos são longos Fiálide Conidióforo Lâmina 4: Fusarium Apresenta hifas hialinas, septadas e compridas. Os conídeos apresentam em forma de fiálides. Notar a ponta afilada dos macroconídeos. Conídeos do Microsporum: apresentam extremidade pontuda, se assemelhando à um fuso. Lâmina 5: Microsporum Macroconídeo Conídeos do Microsporum: apresentam extremidade pontuda, se assemelhando à um fuso. Lâmina 5: Microsporum Apresenta hifas hialinas, septadas e compridas. Os macroconídeos apresentam extremidade afilada , semelhante à um fuso. Macroconídeo Esporangiósporo do Rhizopus: organizam-se dentro de uma estrutura arredondada semelhante à um “guarda chuva”, denominada columela Lâmina 6: Rhizopus Apresenta hifas demáceas, não septadas (cenocíticas). Os esporangiósporo se aglomeram na extremidade do conidióforo em uma estrutura arredonda e membranosa denominada columela. Conídeos do Rhizopus: organizam-se em uma estrutura arredondada semelhante à um “guarda chuva”, denominada columela Lâmina 6: Rhizopus Apresenta hifas demáceas, não septadas (cenocíticas). Os conídeos se aglomeram na extremidade do conidióforo em uma estrutura arredonda, denominada columela. Columela Conidióforo Esporangiósporo do Rhizopus: organizam-se dentro de uma estrutura arredondada semelhante à um “guarda chuva”, denominada columela Columela (esporângio) Esporangióforo Lâmina 6: Rhizopus Reproduçãosexuada= zygomicota Reprodução assexuada: esporangiósporo Notar a organização dos conídeos em uma estrutura em forma de “cabeça” Lâmina 7: Aspergilus Apresenta hifas hialinas, septadas. Os conídeos estão organizados em uma estrutura arredondada em forma de “cabeça”. Estes conídeos são sustentados por fiálides Conídeos do Aspergilus: organizam-se dentro de uma estrutura arredondada em formato de “cabeça”. Os conídeos são sustentados por fiálides que formam a “cabeça”. Lâmina 7: Aspergilus Lâmina 8: Cryptococcus Fungo dimórfico, isto é, apresenta tanto a forma filamentosa quanto a forma levedura. Quando corado com a tinta de Nanquim, observa-se o destaque para a cápsula, a qual é observada como um halo claro ao redor da célula leveduriforme do fungo Obs: A foto ao lado está muito ruim, mas, é única que eu tenho no momento... Lâmina 8: Cryptococcus Notar o halo claro ao redor da célula leveduriforme. Lâmina 8: Cryptococcus Notar o halo claro ao redor da célula leveduriforme. Lâmina 09: Trichophyton Observam-se no campo microscópico hifas hialinas, septadas, com microconídeos dispostos perpendicularmente em relação ao conidóforo. Conidióforo Microconídeo Lâmina 09: Trichophyton Observam-se no campo microscópico hifas hialinas, septadas, com microconídeos dispostos perpendicularmente em relação ao conidóforo. Conidióforo Microconídeo Lâmina 10: Candida Observam-se no campo microscópico células hialinas, arrendadas característica de Candida Lâmina 10: Candida Observam-se no campo microscópico células hialinas, arrendadas característica de Candida. Sim! Parece artefato, mas, acredite são células de leveduras! Lâmina 10: Candida Observam-se no campo microscópico células hialinas, arrendadas característica de Candida Detalhe para a formação do tubo germinativo (indício para a suspeita de Candida albicans ,confirmando o gênero Candida) Apesar de parecer sacanagem kkkkkk, a imagem ao lado, mostra formação de pseudo-hifa Notar a organização dos conídeos em forma de “orelhas do Mikey mouse” Lâmina 11: Paracoccidioides Observam-se no campo microscópico um fungo dimórfico, na sua forma de levedura, contendo os microconídeos em brotamentos múltiplos. As células apresentam-se hialinas Microconídeos com formato de “orelha do Mickey Mouse”. Lâmina 11: Paracoccidioides Observam-se no campo microscópico um fungo dimórfico, na sua forma de levedura, contendo os microconídeos em brotamentos múltiplos. As células apresentam-se hialinas Microconídeos com formato de “orelha do Mickey Mouse”. Macroconídeos do gênero Curvularia apresentam formato de bumerangue. Lâmina 12: Curvalaria Observam-se no campo microscópico um fungo com hifas septadas, demáceo (produtor de melanina). Os macroconídeos apresentam-se em forma de bumerangue. Macroconídeos do gênero Curvalaria apresentam formato de bumerangue. Lâmina 12: Curvularia Observam-se no campo microscópico um fungo com hifas septadas, demáceo (produtor de melanina). Os macroconídeos apresentam- se em forma de bumerangue. Macroconídeos do gênero Curvularia apresentam formato de bumerangue. Lâmina 13: Histoplasma Observam-se no campo microscópico um fungo dimórfico, isto é, apresenta tanto a forma de levedura quanto a forma filamentosa. Notam-se as células na forma de leveduras com aspecto hialino Lâmina 13: Histoplasma Observam-se no campo microscópico um fungo dimórfico, isto é, apresenta tanto a forma de levedura quanto a forma filamentosa. Notam-se as células na forma de leveduras com aspecto hialino As formas das células leveduriformes do gênero Histoplasma apresenta uma espécie de “anel”. Lâmina 12: Curvularia Observam-se no campo microscópico um fungo com hifas septadas, demáceo (produtor de melatina). Os macroconídeos apresentam- se em forma de bumerangue. O gênero Scytalidium apresenta hifas hialinas, compostas por muitas células desarticuladas (atroconídeos). Lâmina 14: Scytalidium Observa-se no campo microscópico um fungo com hifas septadas, hialinas com células desarticuladas. A organização desarticulada das células que compõe as hifas do gênero de Scytalidium lembra um “colar de contas” Lâmina 14: Scytalidium Observa-se no campo microscópico um fungo com hifas septadas, hialinas com células desarticuladas. Estas células desarticuladas são os artroconídeos, isto é, conídeos originados pelo processo de fragmentação da hifa A organização desarticulada das células que compõe as hifas do gênero de Scytalidium lembra um “colar de contas” Marcha Analítica para Identificação de Cocos mais comuns 1-Staphyloccus aureus 2-Staphylococcus epidermidis 3-Staphylococcus saprophyticus 4-Streptococcus pneumoniae 5-Streptococcus grupo D 6-Streptococcus pyogenes 7-Streptococcus agalactiae 8-Enterococcus 9-Neisseria meningitidis 10-Neisseria gonorrhoeae Cocos (G+ e G-) Coloração de GRAM GRAM + 1-Staphyloccus aureus 2-Staphylococcus epidermidis 3-Staphylococcus saprophyticus 4-Streptococcus pneumoniae 5-Streptococcus grupo D 6-Streptococcus pyogenes 7-Streptococcus agalactiae 8-Enterococcus GRAM - 9-Neisseria meningitidis 10-Neisseria gonorrhoeae GRAM + (ROXO) GRAM – (ROSA) Cocos (G+) GRAM + 1-Staphyloccus aureus 2-Staphylococcus epidermidis 3-Staphylococcus saprophyticus 4-Streptococcus pneumoniae 5-Streptococcus grupo D 6-Streptococcus pyogenes 7-Streptococcus agalactiae 8-Enterococcus Teste de Catalase Catalase + Catalase - Catalase - 4-Streptococcus pneumoniae 5-Streptococcus grupo D 6-Streptococcus pyogenes 7-Streptococcus agalactiae 8-Enterococcus Catalase + 1-Staphyloccus aureus 2-Staphylococcus epidermidis 3-Staphylococcus saprophyticus Obs.: O teste de Catalase identifica o gênero Staphylococcus dos demais gêneros Cocos (G+ e Catalase +) Teste de Coagulase Coagulase + Coagulase - GRAM +, Catalase + e Coagulase - 2-Staphylococcus epidermidis 3-Staphylococcus saprophyticus GRAM + e Catalase + 1-Staphyloccus aureus 2-Staphylococcus epidermidis 3-Staphylococcus saprophyticus Obs.: O teste de coagulase identifica a espécie Staphylococcus aureus das demais espécies GRAM + e Catalase + e Coagulase + 1-Staphyloccus aureus Para a confirmação do S.aureus= Teste de MANITOL= POSITIVO (S.aureus fermenta Manitol) Cocos (G+ , Catalase +, Coagulase -) Teste de NOVOBIOCINA Sensível Resistente GRAM +, Catalase + , Coagulase – e Resistente à NOVOBIOCINA 3-Staphylococcus saprophyticus Obs.: O teste de NOVOBIOCINA identifica a espécie Staphylococcus epidermidis como sensível e a espécie Staphylococcus saprophyticus como resistente GRAM + e Catalase + , Coagulase - e Sensível à NOVOBIOCINA 2-Staphylococcus epidermidis GRAM +, Catalase + e Coagulase - 2-Staphylococcus epidermidis 3-Staphylococcus saprophyticus Resumo dos Testes (Cocos G+ e Catalase +) 1- Coloração de GRAM: separa G+ e G- 2- CATALASE: Identifica o Gênero Staphyloccus 3- Coagulase: Identifica a espécie Staphyloccus aureus 4- NOVOBIOCINA: Identifica a espécie Staphyloccus epidermidis como sensível e a espécie Staphyloccus saprophyticus como resistente Catalase (formação de gás CO2) Coagulase (formação de coágulo) NOVOBIOCINA (resistência ou sensibilidade) Cocos (G+ e Catalase -) Testecom Optoquina Sensível Resistente Resistente à optoquina 5-Streptococcus grupo D 6-Streptococcus pyogenes 7-Streptococcus agalactiae 8-Enterococcus Sensível à Optoquina 4-Streptococcus pneumoniae Obs.: O teste de optoquina identifica a espécie Streptococcus pneumoniae dos demais gêneros Catalase - 4-Streptococcus pneumoniae 5-Streptococcus grupo D 6-Streptococcus pyogenes 7-Streptococcus agalactiae 8-Enterococcus Cocos (G+ ,Catalase -, Resistente à Optoquina) Teste com Bacitracina Sensível Resistente Resistente à Bacitracina 5-Streptococcus grupo D 7-Streptococcus agalactiae 8-Enterococcus Sensível à Bacitracina 4-Streptococcus pyogenes Para confirmar Streptococcus pyogenes = observar o padrão de β-hemólise Obs.: O teste de Bacitracina identifica a espécie Streptococcus pyogenes dos demais do gênero Streptococcus sp Resistente à optoquina 5-Streptococcus grupo D 6-Streptococcus pyogenes 7-Streptococcus agalactiae 8-Enterococcus Cocos (G+ ,Catalase -, Resistente à Optoquina, Resistente à Bacitracina) Teste CAMP CAMP + CAMP - CAMP - 5-Streptococcus grupo D 8-Enterococcus CAMP + 7-Streptococcus agalactiae Resistente à Bacitracina 5-Streptococcus grupo D 7-Streptococcus agalactiae 8-Enterococcus Cocos (G+ ,Catalase -, Resistente à Optoquina, Resistente à Bacitracina, CAMP -) Teste de Bile-esculina seguido de NaCl NaCl+ NaCl - NaCl - 5-Streptococcus grupo D NaCl+ 8-Enterococcus CAMP - 5-Streptococcus grupo D 8-Enterococcus Obs.: O teste de Bile Esculina, cora tanto o gênero Enterococcus quanto o grupo Streptococcus grupo D, separando-os dos outros grupos de cocos catalase negativos. O diferencial para Enterococcus é o crescimento em meio salgado (NaCl+) Resumo dos Testes para Cocos G+ e Catalase - 5- Optoquina: Identifica a espécie Streptococcus pneumoniae como sensível 6- Bacitracina: Identifica a espécie Streptococcus pyogenes como sensível 7- Teste CAMP: Identifica a espécie Streptococcus agalactiae (CAMP +) 8- Bile-Esculina isolada: Separa os grupos Enterococcus e o cocos do grupo Streptococcus D dos demais catalase – 9- Bile-Esculina seguida de NaCl: Identifica o gênero Enterococcus Optoquina Bacitracina (sensível) associado ao padrão β-hemolítico Teste CAMP Bile-esculina (isolado) Bile-esculina seguido do NaCl Cocos G- Fermentação de Carboidratos (Glicose e Maltose) GRAM - 9-Neisseria meningitidis 10-Neisseria gonorrhoeae Fermentação de Carboidrato Neisseria meningitidis Neisseria gonorrhoeae Glicose + + Maltose + - Sacarose - - Lactose - - Frutose - - Observação O uso da prova de Maltose permite diferenciar a espécie N.meningitis da N.gonorroehae
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