Prática Microbiologia Completo

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Resumo Microbiologia 
Práticas realizadas ao longo da 
Disciplina 
Prática 01- Presença de 
Microorganimos no Ambiente 
• Objetivo: Comprovar a capacidade de ubiquidade dos 
microorganimos, isto é, a capacidade de estarem presentes em todos 
os lugares. 
• Materiais utilizados: Bico de Bunsen, Placa de Petri, Swab, Tubo 
contendo solução salina, lâmina de microscopia, alça de platina 
• Meios de Cultura: ágar BHI, ágar Sabouraud, ágar Sangue 
• Procedimento Experimental: O experimento consistiu em cultivar 4 
placas diferentes para a verificar o crescimento de microorganimos. A 
placa 1 continha um meio de cultura composto por ágar Sangue. A 
placa número 2 e 3 continha o meio de cultura formado por ágar BHI e 
a placa “S” continha o meio de cultura formado por água Sabouraud. 
A placa 1 foi exposta à tosse de um voluntário, durante 1 minuto 
A placa número 2 foi exposta ao ambiente da maçaneta do laboratório 
• As placas 3 e “S” foram pareadas e expostas ao bebedouro. 
Prática 01- Resultados da Placa 01 
 
Observa-se ao lado, o crescimento de 
diversas colônias de bactérias, 
evidenciadas por cores diferentes e 
aspectos diferentes 
Meio de Cultura Sólido: Ágar Sangue 
Propriedades do Meio de Cultura: Meio de 
cultura muito nutritivo e adequado para o 
crescimento de microorganismos exigentes, 
denominados microorganismos fastidiosos 
Exemplo de 3 colônias de diferentes 
espécies de microorganismos 
diferenciadas pela coloração 
Prática 01- Resultados da Placa 03 
 
Observa-se ao lado, o crescimento de 
diversas colônias de bactérias, 
evidenciadas por cores diferentes. 
Pode-se observar cerca de 5 colônias 
de diferentes espécies de 
microorganimos 
Meio de Cultura Sólido: Ágar BHI (Brain Heart 
Infusion ou Ágar com extrato de Coração e Cérebro) 
Propriedades do Meio de Cultura: Meio de cultura 
com quantidades normais de nutrientes, não sendo 
seletivo para nenhuma espécie específica. 
Prática 01- Resultados da Placa “S” 
 
Observou-se o crescimento de colônias com 
aspecto felpudo, característico da maioria 
dos fungos. Além disso, observou-se 
colorações escuras, além de um colônia com 
notáveis filamentos, ressaltando assim a 
presença de fungos. 
Meio de Cultura Sólido: Ágar Sabouraud 
Propriedades do Meio de Cultura: O Sabouraud 
Dextrose Agar (Ágar dextrose Sabouraud) é um meio 
não seletivo para cultura e manutenção de fungos 
Não dá pra ver direito, mas, acredite 
na prática era possível o aspecto 
“felpudo” parecendo tecido de 
sofá... 
Há alguns filamentos (além do aspecto 
felpudo) , o que indica o crescimento 
preferencial de fungos 
Prática 02- Coloração de GRAM 
• Objetivo: Diferenciar bactérias Gram Positivas 
(G+) e Gram negativas (G-) 
• Materiais: Bico de Bunsen, alça de Platina, 
lâminas de Microscopia, lâmínula, microscópio 
óptico, óleo de imersão 
• Reagentes de GRAM: (Cristal Violeta, Lugol, 
Álcool Etílico Absoluto, Fucsina) 
• Procedimento Experimental: 
Prática 02- Coloração de GRAM 
• Princípio do Método de GRAM (etapas): 
1- Adição do Cristal Violeta (ou violeta de 
Genciana) 
2- Adição do Lugol (Iodeto de Potássio KI(2%) + 
Iodo 1%) 
3- Descoloração com Álcool etílico 
4- Lavagem com água destilada 
5- Adição da Fucsina 
 
Prática 02-Resultado da Coloração de GRAM 
Foi observado que determinadas bactérias coraram-se em ROXO, pela ação do cristal violeta. Outras 
bactérias foram coradas em ROSA pela ação da Fucsina. A razão deste comportamento de coloração se deve 
à constituição diferente da parede celular das bactérias. As bactérias coradas em roxo (ditas GRAM 
positivas) apresentam uma camada espessa de peptídeoglicano formado por ácidos lipoteicóicos que 
conferem a capacidade da célula reter o cristal violeta e corar em roxo. Já as bactérias corada em rosa 
(denominadas GRAM negativas) apresentam uma camada mais delgada de peptídeoglicano composta 
principalmente por Lipopolissacarídeos, os quais não permitem a retenção do Cristal violeta e 
consequentemente permite que a célula seja descorada pela ação do álcool e assim coram-se pela ação da 
fucsina como corante de fundo. 
Prática 03- Coleta e Semeadura de 
Amostras Biológicas 
• Objetivo: Conhecer técnicas utilizadas para coleta 
de amostras clínicas da orofaringe e em quais 
meios de cultura essas devem ser semeadas. 
• Materiais: Bico de Bunsen, alça de Platina, 
lâminas de Microscopia, lamínula, microscópio 
óptico, óleo de imersão 
• Meios de Cultura: ágar Sangue ,ágar MacConkey, 
ágar CLED, 
• Procedimento Experimental: 
Prática 03- Resultados da Placa de Agar 
Sangue 
 
Observou-se o crescimento de colônias 
com duas características principais. O 
primeiro tipo de colônia, não 
apresentou padrão de formação de um 
halo claro ao redor da colônia. Este tipo 
é característico de bactérias γ–
hemolíticas, isto é, bactérias que não 
causam hemólise. O outro padrão 
observado foi o das bactérias 
causadoras de hemólise completa, 
apresentando a formação de um halo 
claro ao redor da colônia, sendo 
característico de bactérias ditas β-
hemolíticas 
Meio de Cultura Sólido: Ágar Sangue 
Propriedades do Meio de Cultura: Meio 
muito nutritivo, ideal para crescimento 
de microorganismos fastidiosos. Presença de um halo claro ao redor da 
colônia é um elemento que confirma 
que se trata de uma bactérias do grupo 
de β–hemolíticas. 
Ausência do halo claro ao 
redor da colônia é 
confirma que se trata de 
uma bactérias do grupo de 
γ–hemolíticas. 
Prática 03- Resultados da Placa de Agar 
Sangue 
 
Ainda em continuação da observação da 
placa anterior, nota-se que algumas 
colônias de bactérias apresentaram com 
um halo escuro, de caráter intermediário 
entre as y-hemolíticas e as β-hemolíticas. 
Estas bactérias são caracterizadas como α–
hemolíticas, isto é, são capazes de causar 
uma hemólise parcial. 
Meio de Cultura Sólido: Ágar Sangue 
Propriedades do Meio de Cultura: Meio 
muito nutritivo, ideal para crescimento 
de microorganismos fastidiosos. Nota-se uma colônia com halo escuro, 
com aspecto intermediário entre as β-
hemolíticas e as y-hemolíticas, 
caracterizando assim o grupo das α-
hemolíticas 
Presença de um halo claro 
das bactérias do grupo de 
β–hemolíticas. Utilizar 
como comparação para o 
outro grupo, o α-
hemolítico. 
Prática 03- Resultados da Biplaca de Agar CLED e 
ágar MacConkey 
 
Observa-se o crescimento de colônias de bactérias 
do gênero Klebisiella sp no ágar MacConkey, sendo 
evidenciado pela produção de muco ao redor da 
colônia. No ágar CLED observa-se o crescimento de 
???? 
Meio de Cultura Sólido: Ágar CLED (amarelo) + Ágar MacConkey (rosa) 
Propriedades do Meio de Cultura: Ágar CLED (Cistina Lactose Deficiente em eletrólitos) é seletivo para 
inibir o crescimento de Proteus sp, no entanto, não é seletivo para outros organismos, podendo crescer 
fungos e bactérias. Indicador utilizado no meio é o azul de bromotimol. 
Ágar MacConkey é um meio seletivo para o crescimento de Bactérias G+ ( gram positivas). O meio é útil 
para diferenciar os microorganismos fermentadores e não fermentadores de lactose. Os fermentadores de 
lactose possuem a capacidade de virar indicador permanece róseo , enquanto os não-fermentadores 
viram o meio para a coloração amarela. O indicador utilizado neste meio é o vermelho neutro, e o inibidor 
de bactérias G+ é o cristal violeta. 
Detalhe do muco ao redor da 
colônia, característica do gênero 
Klebisiella no ágar MacConkey 
Prática 04- Ação de Antissépticos 
sobre a microbiota das mãos. 
• Objetivo: Comparar a eficácia da ação de antissépticos na redução 
do número de microorganismos presentes para evitar a transmissão 
de doenças. 
• Materiais: Bico de Bunsen, Placa de Petri, gaze estéril,sabão 
comum, álcool 70% e Clorexidina 
• Meio de Cultura: Ágar Mueller Hinton (meio adequado para 
verificar a ação de substâncias que interferem no crescimento 
microbiano) 
• Procedimento Experimental: Foi feita a divisão da placa em 3 
partes. No terço 1 foi pressionado o dedo na superfície do ágar, 
sem qualquer tratamento prévio. No terço 2 foi feito o mesmo 
procedimento anterior com a diferença da lavagem prévia do dedo 
com sabão comum. No último terço foi feita a lavagem do dedo 
com Clorexidina, um agente antisséptico. 
Prática 04- Ação de Antissépticos 
sobre a microbiota das mãos. 
Terço Agente Antisséptico Resultado 
1 Nenhum Crescimento livre 
2 Sabão comum Crescimento moderado 
3 Clorexidina Não houve crescimento 
Prática 05- Bacterioscopia 
• Objetivo: Reconhecer as diferentes formas, 
arranjos, e comportamento tintorial de 
algumas espécie bacterianas. 
• Materiais: Lâminas contendo bactérias 
coradas, microscópio óptico e óleo de 
imersão. 
Detalhe da organização em forma de 
“colar de pérolas” (estreptococos) 
Lâmina 01- Estreptococos 
Coloração de GRAM: G+ (ROXO) 
Exemplo: Streptococcus pyogenes 
(faringite) 
 
Observam-se vários cocos organizados 
em fileiras retilíneas, assemelhando-
se a um colar de pérolas. A coloração 
roxa permite identificar que se tratam 
de bactérias Gram-positivas. 
Detalhe da organização em forma 
de “cachos de uva” (estafilococos) 
Lâmina 02- Estafilococos 
Coloração de GRAM: G+ (ROXO) 
Exemplo: Staphylococcus aureus 
(infecções cutâneas) 
 
Observam-se vários cocos dispersos e 
organizados em montes, semelhante 
as cachos de uva (estafilo). A 
coloração roxa permite identificar que 
se tratam de bactérias Gram-positivas. 
Detalhe da organização em duplas 
de cocos (diplococos) 
Lâmina 03- Neisseria 
Coloração de GRAM: G- (ROSA) 
Exemplo: Neisseria Gonorrohoeae 
(Gonorréia) 
 
Observa-se vários cocos organizados 
em pares, no interior células 
polimorfonucleares (PMN). A 
coloração rósea permite identificar 
que se tratam de bactérias Gram 
Negativas. 
Detalhe da organização livre dos 
bastonetes (bacilos) 
Lâmina 04- BACILOS 
Coloração de GRAM: G- (ROSA) 
Exemplo: Escherichia coli (na maioria 
das vezes é microbiota residente) 
 
Observam-se vários bastonetes 
dispersos, sem apresentarem em 
duplas ou em fila. A coloração rósea 
permite identificar que são bacilos 
Gram negativos 
Detalhe da organização livre dos 
bastonetes (bacilos) 
Lâmina 05- BACILOS 
Coloração de GRAM: G+ (ROXO) 
Exemplo: Bacillus cereus (intoxicação 
alimentar) 
 
Observam-se vários bastonetes 
dispersos, sem apresentarem em 
duplas ou em fila. A coloração 
arroxeada é característica de bactérias 
Gram positivas 
Detalhe da organização filamentos 
espiralados (espiroqueta) 
Obs: A coloração de Fontana-Tribondeau é 
indicada para corar bactérias que se organizam 
em espiroqueta 
Lâmina 06- Espiroqueta 
Coloração: Fontana-Tribondeau (sal 
de prata associado com ácido acético) 
Exemplo: Treponema pallidum (sífilis) 
 
Observam-se vários filamentos enrolados, 
semelhante aos dendritos de neurônios ou 
“fio de telefone enrolado”, apresentando 
coloração escura, devido à impregnação 
com sais de prata 
Detalhe da célula polimorfonuclear (PMN) 
corada intensamente em rosa . 
Observam-se também (forçando o olho...kkkk) um 
halo claro ao redor dos estreptococos. Este 
halo (circulado) trata-se de um fator de 
virulência denominado CÁPSULA 
polissacarídica, pouco corada. 
Lâmina 07- Estreptococos encapsulados 
Coloração de GRAM: G+ (ROXO) 
Exemplo: Streptococcus pneumoniae 
(pneumonia) 
Observam-se vários cocos dispostos em 
linearmente. Embora pareçam diplococos, estes 
cocos estão organizados em estreptococos. 
Notar a cápsula polissacarídica pouco corada, 
sendo um importante fator de virulência 
Apesar do aspecto 
de diplococos, 
acredite, são 
estreptococos 
corados em ROXO 
(Sim, a vida tem dessas 
coisas... Kkkk) 
Detalhe das tétrades coradas em roxo pelo cristal 
violeta. 
Para “diferenciar” uma tétrade de um diplococo, 
observar o “tamanho maior e mais amontoado” 
Lâmina 08- Cocos em tétrades 
Coloração de GRAM: G+ (ROXO) 
Exemplo: ??? 
Observam-se vários cocos dispersos 
organizados em pequenos amontados retos 
com aspecto de “tijolos”. A coloração 
arroxeada permite identificar que são cocos 
Gram positivos. 
Apesar do aspecto 
de diplococos 
acredite, são 
TETRÁDES corados 
em ROXO 
(Sim, a vida tem dessas 
coisas de novo... Kkkk) 
Lâmina 09- Bactérias 
associadas com Leveduras 
Coloração de GRAM: G+ 
(ROXO) 
Exemplo: ??? 
Lazo mandou lembranças...Kkkkk 
Observam-se dois tipos 
celulares básicos. Várias 
células grandes com coloração 
escura intensa, as quais se 
tratam de leveduras. Enquanto 
observam-se também 
pequenas células coradas em 
roxo, as quais são os cocos 
Detalhe dos “pequenos” cocos 
ao redor das “GRANDES” 
leveduras 
Lâmina 10- Bacilos (forma 
vegetativa e esporulada) 
Coloração de GRAM: G- (ROSA) 
Exemplo: Clostridium tetani 
(tétano) 
Observam-se bacilos com duas 
características. Vários deles 
apresentam-se com citoplasma 
intensamente corado, evidenciando 
assim a célula bacteriana na forma 
vegetativa. Há também células cujo 
citoplasma se encontra corado 
fracamente com um pequeno 
núcleo corado intensamente, 
caracterizando assim a forma 
esporulada 
Célula na forma esporulada 
(no microscópio é possível 
ver melhor) 
Célula na 
forma 
vegetativa 
Lâmina 11- Leveduras 
Exemplo:Sacharomyces cerevisiae 
Observam grandes células, com formato de 
pequenas amêndoas e cor escura intensa. 
Trata-se de fungos, pois, são seres cujas células 
são muito maiores do que células bacterianas. 
 
Prática 06- Isolamento e Caracterização de 
Cocos Gram-Positivos 
• Objetivos: Estudar uma amostra de Coco Gram Positivo 
e através dos testes bioquímicos identificá-lo de acordo 
com sua espécie. 
• Observar as hemólises formadas nas diferentes 
espécies do gênero Streptococcus 
• Materiais: Bico de Bunsen, alça de platina, swab, 
• Meio de Cultura: Ágar Sangue, ágar NaCl, agar Bile-
esculina, 
• Reagentes: Peróxido de Hidrogênio (H202), bateria de 
Gram 
• Procedimento Experimental 
1. Coloração de GRAM 
Prática 06- Isolamento e Caracterização de 
Cocos Gram-Positivos 
• Procedimento Experimental 
2. Provas Bioquímicas 
1. Prova de Catalase 
2. Prova de Novobiocina 
3. Prova de Manitol 
4. Prova de Optoquina 
5. Prova de Bacitracina 
6. Teste de CAMP 
7. Prova de Bile-esculina e NaCl 6,5% 
Prática 06- Resultado do Teste de Catalase 
 
Observa-se ao lado, o desprendimento de bolhas de 
gases, provenientes da decomposição do Peróxido 
de Hidrogênio (H2O2) pela ação da enzima catalase. 
Segundo a reação: 
 
 
Com isso, é possível afirmar que se trata de um 
microrganismo CATALASE POSTIVO (+) 
Liberação de gás oxigênio evidenciado 
pelas bolhas = CATALASE POSITIVO 
H2O2(aq) H2O(l) + O2(g) 
Catalase 
Obs: A prova de Catalase serve para diferenciar o 
gênero Staphylococcus ( catalase +) dos outros gêneros 
Streptococcus e Enterococcus (catalase -) 
 
Princípio de Identificação (Staphylococcus sp) 
GRAM: Positivo (G+)- ROXO 
CATALASE: Positivo (CAT +) 
Prática 06- Resultado do Teste de Coagulase 
O teste de coagulase se baseia na presença desta 
enzima, a Coagulase, capaz de formar coágulos para 
proteger o organismo da ação do sistema imune, em 
especial do sistema complemento. 
Observe que NÃO há formação de precipitado ou coágulo 
Notar o aspecto HOMOGÊNEO com uma única fase => 
COAGULASE (-) NEGATIVO 
+ : Positivo para S. epidermidis ou S. saprophyticus 
 
Obs: A prova de Coagulase servepara diferenciar o gênero Staphylococcus aureus ( coagulase +) das 
outras espécies de Staphylococcus epidermidis e Staphylococcus saprophyticus (coagulase -) 
 
Princípio de Identificação (Staphylococcus aureus) 
GRAM: Positivo (G+)- ROXO 
CATALASE: Positivo (CAT +) 
Observe que HÁ formação de coágulo 
Notar o aspecto HETEROGÊNEO com 2 fases visíveis => 
COAGULASE (+) POSITIVO 
+ : Positivo para Staphycolococcus aureus 
Prática 06- Resultado do Teste de 
NOVOBIOCINA 
 
Observa-se ao lado, um halo claro ao 
redor do disco contendo o antibiótico. 
Isto se deve à difusão radial do 
antibiótico, capaz de inibir o crescimento 
de microorganismos que sejam sensíveis 
à ação da Novobiocina. 
 
Esta prova permite identificar que se 
trata de microorganismos do gênero 
Streptococcus epidermidis , uma vez que 
estes são sensíveis à novobiocina 
Halo de Inibição do Crescimento= 
Sensível à Novobiocina 
Meio de Cultura: Mueller Hinton 
Obs: Observe o crescimento das colônias longe do 
raio de ação do antimicrobiano 
 
Princípio da Identificação (Streptococcus 
epidermidis): 
GRAM= Positivo (G+)- ROXO 
CATALASE= Negativo (CAT -) 
NOVOBIOCINA= SENSÍVEL 
Disco contendo antimicrobiano 
NOVOBIOCINA 
Prática 06- Resultado do Teste de 
NOVOBIOCINA 
 
Observa-se o crescimento normal das 
colônias de microorganimos, mesmo ao 
redor do disco de antibiótico. Isto se deve 
resistência à ação da Novobiocina por 
parte do microorganismo. 
 
Esta prova permite identificar que se 
trata de microorganismos do gênero 
Streptococcus saprophyticus , uma vez 
que estes são resistentes à novobiocina 
AUSÊNCIA de Halo de Inibição do 
Crescimento= Resistente à 
Novobiocina 
Meio de Cultura: Mueller Hinton 
 
Princípio da Identificação (Streptococcus 
saprophyticus): 
GRAM= Positivo (G+)- ROXO 
CATALASE= Negativo (CAT -) 
NOVOBIOCINA= RESISTENTE 
Disco contendo antimicrobiano 
NOVOBIOCINA 
Prática 06- Resultado do Teste de MANITOL 
Observa-se como resultado do meio, a 
mudança de coloração do meio de vermelho-
róseo para amarelo característico da espécie 
de Staphylococcus aureus, o qual produz um 
pigmento de coloração dourada (áurea) 
 
Meio de Cultura: Manitol Salgado contendo 
vermelho de fenol como indicador 
 
Princípio da Identificação : o meio de 
cultura contém um indicador de ácido-
base que muda coloração conforme o 
pH do meio. 
 
Pigmento amarelo= ÁCIDO 
(FERMENTADOR DE MANITOL) 
+ (positivo) p/ Staphylococcus 
aureus 
Pigmento róseo= NEUTRO 
(não fermentador de Manitol 
nem de Proteína) 
Pigmento alaranjado= ALCALINO (não 
fermentador de Manitol, mas, 
fermentador de PROTEÍNA) 
+ (Positivo) para outros 
Staphycolococcus NÃO aureus 
Prática 06- Resultado do Teste de CAMP 
 
Esta prova permite identificar que se trata de 
microorganismos do gênero Streptococcus 
agalactiae 
ALARGAMENTO da zona de Β-
HEMÓLISE do S.aureus= “seta 
completa” = Streptococcus agalactiae 
Meio de Cultura: Ágar Sangue 
 
Princípio da Identificação : Streptococcus agalactiae 
GRAM= Positivo (G+)- ROXO 
CATALASE= Negativo (CAT -) 
BACITRACINA= Resistente 
MANUTENÇÃO da 
zona de Β-HEMÓLISE 
do S.aureus= “não 
forma seta” = 
Streptococcus NÃO 
agalactiae 
Prática 06- Resultado do Teste de CAMP 
 
Esta prova permite identificar que se trata de 
microorganismos do gênero Streptococcus 
agalactiae 
Alargamento da zona de Β-HEMÓLISE 
do S.aureus= “seta completa” = 
Streptococcus agalactiae 
Meio de Cultura: Ágar ??? 
 
Princípio da Identificação : Streptococcus agalactiae 
GRAM= Positivo (G+)- ROXO 
CATALASE= Negativo (CAT -) 
BACITRACINA= Resistente 
zona de Β-HEMÓLISE 
do S.aureus 
Prática 06- Resultado do Teste de 
Optoquina 
 
Observa-se o crescimento normal das 
colônias de microorganimos, no entanto, 
ao redor do disco de antibiótico, observa-
se claramente a inibição deste 
crescimento, resultante da sensibilidade 
do microorganismos frente à ação da 
Optoquina 
 
Esta prova permite identificar que se 
trata de microorganismos do gênero 
Streptococcus pneumoniae 
PRESENÇA de Halo de Inibição do 
Crescimento (forçando um pouco dá pra 
ver...kkkk)= Sensível à OPTOQUINA 
Meio de Cultura: Ágar Sangue 
 
Princípio da Identificação (Streptococcus 
pneumoniae): 
GRAM= Positivo (G+)- ROXO 
CATALASE= Negativo (CAT -) 
OPTOQUINA= SENSÍVEL 
Disco contendo antimicrobiano 
Optoquina 
Prática 06- Resultado do Teste de 
Bacitracina 
 
Observa-se o crescimento normal das 
colônias de microorganimos, no entanto, 
ao redor do disco de antibiótico, observa-
se claramente a inibição deste 
crescimento, resultante da sensibilidade 
do microorganismos frente à ação da 
Bacitracina. 
 
Esta prova permite identificar que se 
trata de microorganismos do gênero 
Streptococcus pyogenes 
PRESENÇA de Halo de Inibição do 
Crescimento= Sensível à Bacitracina 
Meio de Cultura: Ágar Sangue 
 
Princípio da Identificação (Streptococcus 
pyogenes): 
GRAM= Positivo (G+)- ROXO 
CATALASE= Negativo (CAT -) 
BACITRACINA= SENSÍVEL 
Disco contendo antimicrobiano 
BACITRACINA 
Prática 06- Resultado do Teste de Bile-
esculina 
Amostras A e C (escuras) são positivas 
para o teste de Bile-Esculina (houve 
crescimento) e a amostra B (amarela) é 
negativa para a Bile-Esculina (não houve 
crescimento) 
Este teste confirma a presença de 
Streptococcus sp do grupo D e de 
Enterococcus sp como positivos para Bile-
esculina, apesar disso, não é capaz de 
diferenciar as duas espécies 
 
 
Princípio da Identificação (Estreptococos do grupo D de Lancefield 
ou Enterococcus): 
GRAM= Positivo (G+)- ROXO 
CATALASE= Negativo (CAT -) 
BACITRACINA: Resistente 
OPTOQUINA: Resistente 
CAMP: Negativo 
Bile Esculina= Positivo (+) 
A B C 
Prática 06- Resultado do Teste de NaCl 
A amostra “A” apresenta coloração 
róseo-violeta indicando que não houve 
crescimento do microorganismo em “ágar 
salgado”, confirmando assim a presença 
de Streptococcus sp do grupo D de 
Lancefield, uma vez que esta espécie é 
incapaz de crescer em meio cuja 
cocentração de NaCl se encontre 
próxima de 6,5%. 
 Amostra “C” apresenta coloração 
amarela indicando que houve 
crescimento microbiano, portanto, pode 
confirmar a espécie Enterococcus sp, já 
que esta é capaz de crescer em meio 
salgado. 
Amostra “B” serve de controle negativo, 
uma vez que não foi inoculado nenhum 
microorganismo. 
Meio de Cultura: Ágar Salgado 
Princípio da Identificação (Streptococcus sp do 
Grupo D de Lancefield ): 
GRAM= Positivo (G+)- ROXO 
CATALASE= Negativo (CAT -) 
BACITRACINA: Resistente 
OPTOQUINA: Resistente 
CAMP: Negativo 
Bile Esculina= Positivo (+) 
NaCl= Negativo (-) 
A B C 
Prática 06- Resultado da cultura em meio 
ágar com Bile-Esculina 
Nota-se claramente o crescimento de 
colônias de cocos capazes de fermentar a 
esculina, gerando um pigmento chamado 
Esculetina, o qual é rico em íons ferrosos 
(Fe2+) gerando assim um precipitado de 
coloração escura 
 
Meio de Cultura: Ágar com Bile Esculina 
 
Princípio da Identificação (Enterococcus): 
GRAM= Positivo (G+)- ROXO 
CATALASE= Negativo (CAT -) 
BACITRACINA: Resistente 
OPTOQUINA: Resistente 
CAMP: Negativo 
Bile Esculina= Positivo (+) 
NaCl= Negativo (+) 
Detalhe dos cocos apresentando coloração 
escura devido ao precipitado rico em Fe2+ 
Prática 07- Isolamento e Caracterização de 
Bastonetes Gram-negativos 
• Objetivos: Identificar as bactérias da família 
Enterobacteriaceae 
• Procedimento Experimental 
Testes bioquímicos 
1. Oxidação e Fermentação de Carboidratos (teste OF) 
2. Fermentação de Lactose 
3. Presença de Citocromo Oxidase 
4. Teste com ágar TSI (Tríplice Açúcar-Ferro) 
5. Motilidade (teste SIM) 
6. Formaçãode ácido Sulfídrico 
7. Fermentação de Indol 
8. Fermentação de Uréia 
9. Fermentação de Aminoácido (Fenilalanina) 
10. Descarboxilação de Aminoácidos (Arginina, Lisina, Ornitina) 
Tabela de Leitura das provas Bioquímicas 
Tabela de Leitura das provas Bioquímicas 
Teste OF (Oxidação e Fermentação): Este teste se baseia 
na capacidade das bactérias em fermentar ou oxidar 
determinado carboidrato (glicose, lactose, sacarose etc) 
Tubo Aberto (oxidação) 
Tubo fechado (fermentação) 
 
No caso da imagem ao lado, obtém a seguinte leitura: 
Tubo fechado (tampa branca)= AMARELO (positivo 
(+) para fermentador) 
Tubo aberto (tampa preta c/ óleo mineral)= VERDE 
(não oxidador) 
 
Outros possíveis resultados (OF) (conforme a amostra) 
Tubo Fechado (FERMENTAÇÃO) 
AMARELO= Positivo (fermentador) 
VERDE= Negativo (Não fermentador) 
 
TUBO ABERTO (OXIDAÇÃO) 
AMARELO= Positivo (oxidador) 
VERDE= NEGATIVO (Não oxidador) 
AMARELO 
Resultados da Prática 07 
Óleo 
mineral= 
Fase mais 
clara 
(indicador de 
tubo aberto) 
Resultado= Bactéria negativa para oxidação 
e positiva para fermentação 
Teste OF (Oxidação e Fermentação): Este teste se 
baseia na capacidade das bactérias em fermentar 
ou oxidar determinado carboidrato (glicose, 
lactose, sacarose etc) 
Tubo Aberto (oxidação) 
Tubo fechado (fermentação) 
 
Outros resultados (OF) 
Tubo Fechado (FERMENTAÇÃO) 
AMARELO= Positivo (fermentador) 
VERDE= Negativo (Não fermentador) 
 
TUBO ABERTO (OXIDAÇÃO) 
AMARELO= Positivo (oxidador) 
VERDE= NEGATIVO (Não oxidador) 
 
 
Resultados da Prática 07 
Óleo 
mineral= 
Fase mais 
clara 
(indicador de 
tubo aberto 
que é para o 
teste de 
oxidação) 
Resultado= Bactéria positiva para ambos os 
testes de fermentação e oxidação 
Teste de Fermentação do Citrato (ágar Citrato de Simmons ): 
Este teste se baseia na capacidade das bactérias em 
metabolizar o citrato. No meio de cultura há um indicador 
ácido-base, o azul de bromotimol. 
Resultados da prova de CITRATO (mudança de coloração do 
indicador) 
Positivo= AZUL 
Negativo= VERDE 
Resultados da Prática 07 
Teste de Fermentação da Uréia (ágar Uréia de Christensen ): 
Este teste se baseia na capacidade das bactérias em 
metabolizar a uréia . No meio de cultura é adicionado um 
indicador ácido-base, o vermelho de fenol. 
Resultados da prova de Uréia (mudança de coloração do 
indicador) 
Positivo= VERMELHO 
Negativo= 
Resultados da Prática 07 
AMARELO 
Teste de Fermentação do INDOL (ágar SIM): Este 
teste se baseia na capacidade das bactérias em 
metabolizar o indol (um intermediário derivado do 
aminoácido triptofano) 
Resultados da prova do INDOL 
Positivo= ANEL Vermelho 
Negativo= incolor 
Resultados da Prática 07 
OBS..: Acho que é essa a imagem (acabei não anotando direito o que é esse “4”... Mas, 
na dúvida o resultado descrito acima foi retirado daquela tabela 
“anel vermelho”= positivo para a 
metabolização do INDOL (sim, a vida tem 
dessas... Kkkkkkk) 
Incolor (ou ausência de anel)= negativo p/ INDOL 
Teste de Motilidade (ágar SIM): Este teste se 
baseia na capacidade das bactérias em ser móveis 
(ex Proteus sp) ou imóveis (ver exemplo) 
Resultados da prova de Uréia 
Positivo= crescimento difuso (móvel) 
Negativo= crescimento linear (imóvel) 
Resultados da Prática 07 
Crescimento bacteriano difuso, evidenciado 
pela turvação não reta (se forçar o olho 
parece um tornado) 
Apesar de quase não dá pra ver (para falar a verdade não 
dá pra ver direito), o crescimento bacteriano é linear, 
característico de bactérias imóveis 
Tabela de Leitura do TESTE de TSI 
Indicador ácido-base (vermelho de fenol) 
Ácido= Amarelo (fermentação positiva) 
 
ALCALINO= Vermelho (fermentação negativa) 
O ágar TSI utiliza um indicador 
ácido-base, o vermelho de 
fenol que muda sua coloração 
conforme ocorre fermentação 
dos carboidratos. 
É importante lembrar que a 
fermentação gera produtos de 
natureza ácida ( piruvato, 
acetato, lactato etc) 
ÁPICE (indica 
fermentação 
ou não da 
lactose) 
BASE 
(fermentação ou 
não da glicose) 
Ácido= Amarelo (fermentação positiva) 
Dicas para Leitura 
Teste de TSI (ágar Tríplice Açúcar-Ferro): Este teste se baseia 
na capacidade das bactérias em metabolizar carboidratos e 
formar gases como CO2 e sulfetos (H2S) gerando uma 
coloração escura 
Resultados da prova do TSI (imagem “A” ao lado) 
Negativo= TUDO VERMELHO (não fermenta Glicose nem 
Lactose) 
Ausência de espaço= Não gera Gás 
Ausência de coloração escura= não produz H2S 
 
Outros Resultados Possíveis para TSI 
Negativo = Vermelho (não fermenta) 
 
Positivo= Amarelo 
Presença de Esp aço= Formação de Gás (CO2) 
Produto Escuro= Formação de H2S 
Resultados da Prática 07 
AMARELO (fermenta) 
Presença de espaço= formação de gás (CO2) 
Tudo Amarelo= fermentador de Glicose e Lactose 
Obs: Infelizmente não tirei foto 
do produto escuro de H2S (mas, 
é bem característico é quase 
preto) 
A 
Tudo Amarelo 
Teste de TSI (ágar Tríplice Açúcar-Ferro): Este teste se 
baseia na capacidade das bactérias em metabolizar 
carboidratos e formar gases como CO2 e sulfetos (H2S) 
gerando uma coloração escura. 
 
Outros Resultados Possíveis para TSI 
Negativo= Vermelho 
Positivo= Amarelo 
Presença de Esp aço= Formação de Gás (CO2) 
Produto Escuro= Formação de H2S 
 
 
Resultados da Prática 07 
AMARELO 
Obs: Infelizmente não tirei foto 
do produto escuro de H2S (mas, 
é bem característico é quase 
preto) 
Ápice 
vermelho: 
não fermenta 
lactose 
Base amarela: 
fermentador de 
Glicose 
Ausência de Espaço= Não forma gás CO2 
Ausência de produto escuro= Não gera H2S 
Teste de Descarboxilação de Aminoácidos (C. 
Descarboxilase de Moeller) : Este teste se baseia na 
capacidade das bactérias em descarboxilar aminoácidos. 
 
ARGININA (ARG) 
 
POSITIVO= ROXO 
NEGATIVO= AMARELO 
 
Resultados da Prática 07 
AMARELO 
Teste de Descarboxilação de Aminoácidos (C. 
Descarboxilase de Moeller) : Este teste se baseia na 
capacidade das bactérias em descarboxilar aminoácidos. 
 
Ornitina (ORN) 
 
POSITIVO= ROXO 
NEGATIVO= AMARELO 
 
Resultados da Prática 07 
AMARELO 
Teste de Descarboxilação de Aminoácidos (C. 
Descarboxilase de Moeller) : Este teste se baseia na 
capacidade das bactérias em descarboxilar aminoácidos. 
 
LISINA (LIS ou L ) 
 
POSITIVO= ROXO 
NEGATIVO= AMARELO 
 
Resultados da Prática 07 
AMARELO ou essa cor estranhada aí do lado 
Ambas amostras de bactérias são negativas para descarboxilação da LISINA ( a cor violeta do 
positivo é bem característica permitindo ver se fosse o caso de um resultado positivo) 
Teste de Fenilalanina (Ágar Fenilalanina): Este teste se 
baseia na capacidade das bactérias em metabolizar a 
Fenilalanina, na presença de Cloreto de Ferro III (FeCl3) 
 
Fenilalanina (Phe ou P) 
 
POSITIVO= VERDE 
NEGATIVO= AMARELO 
 
Resultados da Prática 07 
Essa cor estranha aí do lado 
Resumindo a prática 07... 
• Para identificar as bactérias da família 
Enterobacteriaceae, utiliza-se muitos testes 
bioquímicos descritos anteriomente, com base em 
enzimas que as bactérias apresentam, podendo 
assim diferenciar os gêneros que compõem essa 
grande família de bactérias 
• Finalmente a leitura dos testes segue mais ou menos o 
padrão: 
 Exemplo de Identificação da SHIGELLA sonei (conforme a tabela) 
Glic|SAC|LAC|H2S|Motilidade|Indol|Citrato|Ureia|Fen|Lis| Arg | Orn 
 + - - - + - - - - - + + 
OBS: Dica para a prova prática: Quando fizerem a prática, tirem fotoda tabela contendo as 
espécies, assim dá pra treinar a leitura mais facilmente daquela tabela 
Prática 08- Antibiograma: Testes de 
sensibilidade a antimicrobianos 
• Objetivos: verificar a sensibilidade das 
espécies bacterianas aos diversos antibióticos 
(agentes antimicrobiano) 
• Procedimento Experimental: medida do 
diâmetro do halo de inibição de crescimento 
bacteriano (método de Kirby-Bauer) 
Prática 08- Antibiograma: Testes de 
sensibilidade a antimicrobianos 
Exemplo: 25mm= sensível 
Exemplo: 3mm= resistente 
Disco central contendo 
o antibiótico 
Obs: Na imagem ao lado, vê que houve 
fusão dos halos de inibição, portanto, há 
um erro de medida associado, se possível 
escolher outro halo para medir 
A tabela ao lado, 
mostra o diâmetro 
mínimo de cada halo 
para diferentes 
antibióticos. 
Conforme o diâmetro 
do halo de inibição, 
uma bactéria pode 
ser sensível ou 
resistente ao 
antibiótico 
Esta tabela será 
enviada 
separadamente, por 
conta de não caber 
no slide 
Prática 09- Coloração pelo Método de 
Ziehl-Neelsen 
• Objetivos: realizar a identificação das espécies de 
bacilos álcool-ácido resistente (BAAR), gênero 
Mycobacterium através de um método de coloração 
específico 
• Procedimento Experimental: Esta coloração se baseia 
na característica da parede das bactérias do gêneros 
Mycobacterium, sendo muito espessa e composta por 
lipídeos, principalmente por ÁCIDO MICÓLICO. Em 
virtude dessa característica, a coloração de GRAM, não 
é eficiente na identificação destas bactérias, pois, o 
cristal violeta não consegue penetrar eficientemente a 
célula bacteriana. 
Prática 09- Coloração pelo Método de 
Ziehl-Neelsen 
Princípio do Método de Coloração (ETAPAS): 
1- Adição da Fucsina de Ziehl (Fucsina associada com 
fenol)= coloração inicialmente rósea 
2- Calor (exposição à chama do Bico de Bunsen)= 
Contribui para a penetração do corante, ao destruir 
parcialmente a parede lipídica 
3- Adição de Álcool 
4- Adição de Ácido 
5- Adição de Azul de Metileno: coloração azul 
Reagentes que DESCOLOREM as outras células 
bacterianas, exceto às Micobactérias (por isso, 
elas são chamadas de álcool-ácido resistentes) 
Prática 09- Coloração pelo Método de 
Ziehl-Neelsen 
Observa-se os bacilos 
Mycobacterium 
tuberculosis (bactérias 
em forma de 
bastonetes) coradas em 
violeta ou róseo pelo 
método de Ziehl-
Neelsen 
Em azul, observa-se a 
coloração de fundo 
Prática 10- Cultivo e Morfologia dos 
Fungos 
• Objetivos: realizar a identificação dos gêneros 
de diversos fungos, utilizando princípios de 
observação microscópica e macroscópica 
Aspectos Macroscópicos: Cor, textura 
Aspectos Microscópicos: formato das estruturas 
reprodutivas (conídeos ou esporangiósporos), presença de 
septos nas hifas, pgimentação. 
Prática 10- Cultivo e Morfologia dos 
Fungos 
• Identificação Macroscópica dos fungos: permite 
identificar, por exemplo, a diferença entre fungos 
filamentosos (bolores) e leveduras 
Aspecto algodonoso de fungo filamentoso, 
além da pigmentação característica 
Aspecto mucóide das leveduras, além, da 
semelhança com a cultura de bactérias 
Prática 10- Cultivo e Morfologia dos 
Fungos 
• Identificação Microscópica dos fungos: permite 
identificar o formato de conídeos (estrutura 
reprodutiva de vários fungos) 
Macroconídeos do gênero 
Alternaria: fungo demáceo 
(devido a produção de 
melanina de coloração 
marrom) 
Hifas septadas 
Conídeos do penicillium: 
aspecto que lembra um 
“leque”- Observam-se as 
fiálides (esses traços) que 
sustentam os microconídeos 
(“bolinhas na ponta”) 
Microconídeo 
Fiálide 
Conidióforo 
Lâmina 1: Penicilium 
 
Tá muito ruim de 
ver, mas, 
acredite, lembra 
um “leque”... 
Obs.: Hialino significa que o fungo não produz o pigmento e portanto, 
cora-se em azul pela ação do Lactofenol (azul de algodão) 
Lâmina 1: Penicilium 
Observam no campo microscópico um 
fungo com hifas septadas, hialinas. 
Notam-se que os microconídeos estão 
se sendo sustentados por estruturas em 
formato de vaso, denominadas fiálides. 
Estes elementos permitem identificar o 
gênero Penicillium 
Conídeos do Penicillium: 
aspecto que lembra um 
“leque”- Observam-se as 
fiálides (esses traços) que 
sustentam os microconídeos 
(“bolinhas na ponta”) 
Microconídeo 
Fiálide 
Conidióforo 
Conidióforo 
Caracterização dos conídeos do 
Acremonium : 
Observam-se os conídeos 
aglomerados em um uma 
estrutura arredondada 
Lâmina 2: Acremonium 
Observam no campo microscópico um 
fungo com hifas septadas, hialinas. 
Notam-se que os microconídeos estão 
aglomerados em uma estrutura 
arredondada, como se fosse encapsulada 
Conídeos do Acremonium: 
aspecto que lembra um 
“porrete”- Observam-se que 
os microconídeos estão 
aglomerados em uma grande 
“bola”. 
Microconídeo 
Conidióforo 
Tá muito ruim de 
ver, mas, 
acredite, lembra 
um “porrete” 
Lâmina 2: Acremonium 
Conídeos do Acremonium: 
aspecto que lembra um 
“porrete”- Observam-se que 
os microconídeos estão 
aglomerados em uma grande 
“bola”. 
Microconídeo 
Conidióforo 
Notar o formato de “raquete” dos 
macroconídeos do gênero Alternaria, bem 
como na pigmentação marrom. 
Conídeos do Alternaria: São 
Macroconídeos, que lembram 
uma “raquete”, corados em 
marrom pela ação da 
melanina produzida, por isso, 
estes fungos são ditos 
demáceos 
Macroconídeo 
Conidióforo 
Lâmina 3: Alternaria 
 
Conídeos do Alternaria: São 
Macroconídeos, que lembram uma 
“raquete”, corados em marrom pela 
ação da melanina produzida, por 
isso, estes fungos são ditos 
demáceos 
Conidióforo 
Lâmina 3: Alternaria 
Observa-se no campo microscópico a presença 
de macroconídeos em formato de “raquete”. As 
hifas que constituem este fungo são septadas e 
demáceas, coradas em marrom pela melanina. 
Macroconídeo 
Notar o tamanho comprido das hifas que 
constituem este fungo. 
Conídeos do Fusarium: 
apresentam formato de vaso 
(fiálide) . Os conidióforos são 
longos 
Fiálide 
Conidióforo 
Lâmina 4: Fusarium 
 
Conídeos do Fusarium: 
apresentam formato de vaso 
(fiálide) . Os conidióforos são 
longos 
Fiálide 
Conidióforo 
Lâmina 4: Fusarium 
Apresenta hifas hialinas, septadas e 
compridas. Os conídeos apresentam 
em forma de fiálides. 
Notar a ponta afilada dos macroconídeos. 
Conídeos do Microsporum: 
apresentam extremidade 
pontuda, se assemelhando à 
um fuso. 
Lâmina 5: Microsporum 
Macroconídeo 
Conídeos do Microsporum: 
apresentam extremidade 
pontuda, se assemelhando à 
um fuso. 
Lâmina 5: Microsporum 
Apresenta hifas hialinas, septadas e compridas. 
Os macroconídeos apresentam extremidade 
afilada , semelhante à um fuso. 
Macroconídeo 
Esporangiósporo do Rhizopus: 
organizam-se dentro de uma 
estrutura arredondada 
semelhante à um “guarda 
chuva”, denominada columela 
Lâmina 6: Rhizopus 
Apresenta hifas demáceas, não 
septadas (cenocíticas). Os 
esporangiósporo se aglomeram na 
extremidade do conidióforo em uma 
estrutura arredonda e membranosa 
denominada columela. 
Conídeos do Rhizopus: 
organizam-se em uma 
estrutura arredondada 
semelhante à um “guarda 
chuva”, denominada columela 
Lâmina 6: Rhizopus 
Apresenta hifas demáceas, não 
septadas (cenocíticas). Os 
conídeos se aglomeram na 
extremidade do conidióforo em 
uma estrutura arredonda, 
denominada columela. 
Columela 
Conidióforo 
Esporangiósporo do Rhizopus: 
organizam-se dentro de uma 
estrutura arredondada 
semelhante à um “guarda 
chuva”, denominada columela 
Columela 
(esporângio) 
Esporangióforo 
Lâmina 6: Rhizopus 
Reproduçãosexuada= zygomicota 
Reprodução assexuada: esporangiósporo 
Notar a organização dos conídeos em uma 
estrutura em forma de “cabeça” 
Lâmina 7: Aspergilus 
Apresenta hifas 
hialinas, septadas. Os 
conídeos estão 
organizados em uma 
estrutura 
arredondada em 
forma de “cabeça”. 
Estes conídeos são 
sustentados por 
fiálides 
Conídeos do Aspergilus: organizam-se dentro 
de uma estrutura arredondada em formato de 
“cabeça”. Os conídeos são sustentados por 
fiálides que formam a “cabeça”. 
Lâmina 7: Aspergilus 
Lâmina 8: Cryptococcus 
Fungo dimórfico, isto é, 
apresenta tanto a forma 
filamentosa quanto a forma 
levedura. Quando corado com 
a tinta de Nanquim, observa-se 
o destaque para a cápsula, a 
qual é observada como um 
halo claro ao redor da célula 
leveduriforme do fungo 
Obs: A foto ao lado está muito 
ruim, mas, é única que eu 
tenho no momento... 
Lâmina 8: Cryptococcus 
Notar o halo claro ao 
redor da célula 
leveduriforme. 
Lâmina 8: Cryptococcus 
Notar o halo claro ao 
redor da célula 
leveduriforme. 
Lâmina 09: 
Trichophyton 
Observam-se no campo 
microscópico hifas 
hialinas, septadas, com 
microconídeos 
dispostos 
perpendicularmente em 
relação ao conidóforo. 
Conidióforo 
Microconídeo 
Lâmina 09: 
Trichophyton 
Observam-se no campo 
microscópico hifas 
hialinas, septadas, com 
microconídeos 
dispostos 
perpendicularmente em 
relação ao conidóforo. 
Conidióforo 
Microconídeo 
Lâmina 10: Candida 
Observam-se no campo microscópico células hialinas, arrendadas característica de Candida 
Lâmina 10: Candida 
Observam-se no campo 
microscópico células hialinas, 
arrendadas característica de 
Candida. 
Sim! Parece artefato, mas, 
acredite são células de 
leveduras! 
Lâmina 10: Candida 
Observam-se no campo 
microscópico células 
hialinas, arrendadas 
característica de Candida 
Detalhe para a formação do 
tubo germinativo (indício para a 
suspeita de Candida albicans 
,confirmando o gênero Candida) 
Apesar de parecer 
sacanagem kkkkkk, a 
imagem ao lado, 
mostra formação 
de pseudo-hifa 
Notar a organização dos conídeos em 
forma de “orelhas do Mikey mouse” 
Lâmina 11: Paracoccidioides 
Observam-se no campo 
microscópico um fungo dimórfico, 
na sua forma de levedura, 
contendo os microconídeos em 
brotamentos múltiplos. As células 
apresentam-se hialinas 
Microconídeos com formato de 
“orelha do Mickey Mouse”. 
Lâmina 11: Paracoccidioides 
Observam-se no campo 
microscópico um fungo dimórfico, 
na sua forma de levedura, 
contendo os microconídeos em 
brotamentos múltiplos. As células 
apresentam-se hialinas 
 
Microconídeos com formato de 
“orelha do Mickey Mouse”. 
Macroconídeos do gênero 
Curvularia apresentam 
formato de bumerangue. 
Lâmina 12: Curvalaria 
Observam-se no campo microscópico um 
fungo com hifas septadas, demáceo 
(produtor de melanina). Os 
macroconídeos apresentam-se em forma 
de bumerangue. 
Macroconídeos do gênero 
Curvalaria apresentam 
formato de bumerangue. 
Lâmina 12: Curvularia 
Observam-se no campo 
microscópico um fungo com 
hifas septadas, demáceo 
(produtor de melanina). Os 
macroconídeos apresentam-
se em forma de bumerangue. 
Macroconídeos 
do gênero 
Curvularia 
apresentam 
formato de 
bumerangue. 
Lâmina 13: Histoplasma 
Observam-se no campo microscópico 
um fungo dimórfico, isto é, apresenta 
tanto a forma de levedura quanto a 
forma filamentosa. Notam-se as células 
na forma de leveduras com aspecto 
hialino 
Lâmina 13: Histoplasma 
Observam-se no campo microscópico 
um fungo dimórfico, isto é, apresenta 
tanto a forma de levedura quanto a 
forma filamentosa. Notam-se as células 
na forma de leveduras com aspecto 
hialino 
As formas das células 
leveduriformes do gênero 
Histoplasma apresenta uma 
espécie de “anel”. 
Lâmina 12: Curvularia 
Observam-se no campo 
microscópico um fungo com 
hifas septadas, demáceo 
(produtor de melatina). Os 
macroconídeos apresentam-
se em forma de bumerangue. 
O gênero 
Scytalidium 
apresenta hifas 
hialinas, 
compostas por 
muitas células 
desarticuladas 
(atroconídeos). 
Lâmina 14: Scytalidium 
Observa-se no campo 
microscópico um fungo com 
hifas septadas, hialinas com 
células desarticuladas. 
A organização desarticulada 
das células que compõe as 
hifas do gênero de Scytalidium 
lembra um “colar de contas” 
Lâmina 14: Scytalidium 
Observa-se no campo 
microscópico um fungo com 
hifas septadas, hialinas com 
células desarticuladas. Estas 
células desarticuladas são 
os artroconídeos, isto é, 
conídeos originados pelo 
processo de fragmentação 
da hifa 
A organização desarticulada 
das células que compõe as 
hifas do gênero de Scytalidium 
lembra um “colar de contas” 
Marcha Analítica para Identificação 
de Cocos mais comuns 
1-Staphyloccus aureus 
2-Staphylococcus epidermidis 
3-Staphylococcus saprophyticus 
4-Streptococcus pneumoniae 
5-Streptococcus grupo D 
6-Streptococcus pyogenes 
7-Streptococcus agalactiae 
8-Enterococcus 
9-Neisseria meningitidis 
10-Neisseria gonorrhoeae 
Cocos (G+ e G-) 
Coloração de GRAM 
GRAM + 
1-Staphyloccus aureus 
2-Staphylococcus epidermidis 
3-Staphylococcus saprophyticus 
4-Streptococcus pneumoniae 
5-Streptococcus grupo D 
6-Streptococcus pyogenes 
7-Streptococcus agalactiae 
8-Enterococcus 
GRAM - 
9-Neisseria meningitidis 
10-Neisseria gonorrhoeae 
 
GRAM + 
(ROXO) 
 
 
 
 
 
GRAM – 
(ROSA) 
Cocos (G+) 
GRAM + 
1-Staphyloccus aureus 
2-Staphylococcus epidermidis 
3-Staphylococcus saprophyticus 
4-Streptococcus pneumoniae 
5-Streptococcus grupo D 
6-Streptococcus pyogenes 
7-Streptococcus agalactiae 
8-Enterococcus 
Teste de Catalase 
Catalase + 
 
 
 
 
 
 
 
Catalase - 
Catalase - 
4-Streptococcus pneumoniae 
5-Streptococcus grupo D 
6-Streptococcus pyogenes 
7-Streptococcus agalactiae 
8-Enterococcus 
Catalase + 
1-Staphyloccus aureus 
2-Staphylococcus epidermidis 
3-Staphylococcus saprophyticus 
 
 
Obs.: O teste de Catalase identifica o gênero Staphylococcus dos demais gêneros 
Cocos (G+ e Catalase +) 
Teste de Coagulase 
Coagulase + 
 
 
 
 
 
 
 
Coagulase - 
 GRAM +, Catalase + e Coagulase - 
2-Staphylococcus epidermidis 
3-Staphylococcus saprophyticus 
GRAM + e Catalase + 
1-Staphyloccus aureus 
2-Staphylococcus epidermidis 
3-Staphylococcus saprophyticus 
 
 
Obs.: O teste de coagulase identifica a espécie Staphylococcus aureus das demais 
espécies 
GRAM + e Catalase + e Coagulase + 
1-Staphyloccus aureus 
 
Para a confirmação do S.aureus= 
Teste de MANITOL= POSITIVO 
(S.aureus fermenta Manitol) 
Cocos (G+ , Catalase +, Coagulase -) 
Teste de 
NOVOBIOCINA 
Sensível 
 
 
 
 
 
 
 
Resistente 
 GRAM +, Catalase + , Coagulase – e 
Resistente à NOVOBIOCINA 
3-Staphylococcus saprophyticus 
Obs.: O teste de NOVOBIOCINA identifica a espécie Staphylococcus epidermidis 
como sensível e a espécie Staphylococcus saprophyticus como resistente 
GRAM + e Catalase + , Coagulase - e 
Sensível à NOVOBIOCINA 
2-Staphylococcus epidermidis 
 GRAM +, Catalase + e Coagulase - 
2-Staphylococcus epidermidis 
3-Staphylococcus saprophyticus 
Resumo dos Testes (Cocos G+ e Catalase +) 
1- Coloração de GRAM: separa G+ e G- 
2- CATALASE: Identifica o Gênero Staphyloccus 
3- Coagulase: Identifica a espécie Staphyloccus aureus 
4- NOVOBIOCINA: Identifica a espécie Staphyloccus epidermidis como sensível e a espécie 
Staphyloccus saprophyticus como resistente 
Catalase (formação 
de gás CO2) 
Coagulase 
(formação de 
coágulo) 
NOVOBIOCINA (resistência ou sensibilidade) 
Cocos (G+ e Catalase -) 
Testecom 
Optoquina 
Sensível 
 
 
 
 
 
 
 
Resistente 
Resistente à optoquina 
5-Streptococcus grupo D 
6-Streptococcus pyogenes 
7-Streptococcus agalactiae 
8-Enterococcus 
Sensível à Optoquina 
4-Streptococcus pneumoniae 
 
 
Obs.: O teste de optoquina identifica a espécie Streptococcus pneumoniae dos 
demais gêneros 
Catalase - 
4-Streptococcus pneumoniae 
5-Streptococcus grupo D 
6-Streptococcus pyogenes 
7-Streptococcus agalactiae 
8-Enterococcus 
Cocos (G+ ,Catalase -, Resistente à 
Optoquina) 
Teste com 
Bacitracina 
Sensível 
 
 
 
 
 
 
 
Resistente 
Resistente à Bacitracina 
5-Streptococcus grupo D 
7-Streptococcus agalactiae 
8-Enterococcus 
Sensível à Bacitracina 
4-Streptococcus pyogenes 
 
Para confirmar Streptococcus pyogenes 
= observar o padrão de β-hemólise 
 
 
Obs.: O teste de Bacitracina identifica a espécie Streptococcus pyogenes dos 
demais do gênero Streptococcus sp 
Resistente à optoquina 
5-Streptococcus grupo D 
6-Streptococcus pyogenes 
7-Streptococcus agalactiae 
8-Enterococcus 
Cocos (G+ ,Catalase -, Resistente à Optoquina, 
Resistente à Bacitracina) 
Teste CAMP 
CAMP + 
 
 
 
 
 
 
 
CAMP - 
CAMP - 
5-Streptococcus grupo D 
8-Enterococcus 
CAMP + 
7-Streptococcus agalactiae 
 
Resistente à Bacitracina 
5-Streptococcus grupo D 
7-Streptococcus agalactiae 
8-Enterococcus 
Cocos (G+ ,Catalase -, Resistente à Optoquina, 
Resistente à Bacitracina, CAMP -) 
Teste de Bile-esculina 
seguido de NaCl 
NaCl+ 
 
 
 
 
 
 
 
NaCl - 
NaCl - 
5-Streptococcus grupo D 
NaCl+ 
8-Enterococcus 
 
CAMP - 
5-Streptococcus grupo D 
8-Enterococcus 
Obs.: O teste de Bile Esculina, cora tanto o gênero Enterococcus quanto o grupo 
Streptococcus grupo D, separando-os dos outros grupos de cocos catalase 
negativos. 
O diferencial para Enterococcus é o crescimento em meio salgado (NaCl+) 
Resumo dos Testes para Cocos G+ e Catalase - 
5- Optoquina: Identifica a espécie Streptococcus pneumoniae como sensível 
6- Bacitracina: Identifica a espécie Streptococcus pyogenes como sensível 
7- Teste CAMP: Identifica a espécie Streptococcus agalactiae (CAMP +) 
8- Bile-Esculina isolada: Separa os grupos Enterococcus e o cocos do grupo Streptococcus D 
dos demais catalase – 
9- Bile-Esculina seguida de NaCl: Identifica o gênero Enterococcus 
Optoquina Bacitracina (sensível) 
associado ao padrão 
β-hemolítico 
Teste CAMP 
Bile-esculina (isolado) 
Bile-esculina seguido 
do NaCl 
Cocos G- 
Fermentação de 
Carboidratos 
(Glicose e Maltose) 
GRAM - 
9-Neisseria meningitidis 
10-Neisseria gonorrhoeae 
 
 Fermentação de 
Carboidrato 
Neisseria 
meningitidis 
Neisseria 
gonorrhoeae 
Glicose + + 
Maltose + - 
Sacarose - - 
Lactose - - 
Frutose - - 
Observação 
O uso da prova de 
Maltose permite 
diferenciar a 
espécie 
N.meningitis da 
N.gonorroehae