imunodifusatildeo-em-gel-de-agar-idga

Prévia do material em texto

FESURV – UNIVERSIDADE DE RIO VERDE 
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
TRANSFERÊNCIA DE EMBRIÕES IN VIVO EM TEMPO FIXO (TETF) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ALEXANDRE PROTO CONTE 
Orientadora: Profª. Drª. VIVIAN ALONSO 
 
 
 
 
 
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado 
à Faculdade de Medicina Veterinária da 
Fesurv - Universidade de Rio Verde, como 
parte das exigências para obtenção do título 
de Médico Veterinário. 
 
 
 
 
 
RIO VERDE-GO 
2010
FESURV – UNIVERSIDADE DE RIO VERDE 
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
TRANSFERÊNCIA DE EMBRIÕES IN VIVO EM TEMPO FIXO (TETF) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ALEXANDRE PROTO CONTE 
Orientadora: Profª. Drª. VIVIAN ALONSO 
 
 
 
 
 
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado 
à Faculdade de Medicina Veterinária da 
Fesurv - Universidade de Rio Verde, como 
parte das exigências para obtenção do título 
de Médico Veterinário. 
 
 
 
 
 
RIO VERDE-GO 
2010
 
 
 
 
ALEXANDRE PROTO CONTE 
 
 
 
 
 
TRANSFERÊNCIA DE EMBRIÕES IN VIVO EM TEMPO FIXO (TETF) 
 
 
 
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado 
à Faculdade de Medicina Veterinária da 
Fesurv – Universidade de Rio Verde como 
parte das exigências para obtenção do título 
de Médico Veterinário. 
 
 
 
 
 
 
APROVADO EM: 15/06/2010. 
 
 
 
Profª. MSc. Amanda Carla Acipreste 
Galvão 
MSc. Paulo Vinícius da Costa Mendes 
 
 
 
 
 
 Profª. Drª. Vivian Alonso 
(Orientadora) 
 
 
 
 
 
DEDICATÓRIA 
 
Dedico este trabalho a minha mãe Neide Proto dos Santos por ter me proporcionado 
a oportunidade de realizar o meu maior sonho, ser Médico Veterinário. 
Ao meu avô Adésio Ferreira dos Santos que me ensinou a ser a pessoa quem sou 
hoje, minha avó Anelita Proto dos Santos que sempre me amou com todo seu amor e a meus 
queridos e amados avós Benedita Zanoni e Irio Conte (in memorian). 
Ao meu padrinho Ricardo Conte (in memorian), que apesar da distância sempre foi 
um exemplo para minha vida. 
A todos os meus familiares e amigos que sempre estiveram ao meu lado, me dando 
forças para seguir em frente nos momentos de dificuldades. 
Ao amor da minha vida, Taize Lúcia de Oliveira! 
Meus sinceros agradecimentos a todos! 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMENTOS 
 
Agradeço aos meus familiares por me proporcionarem a educação e caráter que 
tenho para seguir minha caminhada. 
A minha mãe Neide, meu pai Sergio e aos meus queridos avós Adésio, Anelita, 
Benedita e Irio (in memorian). 
A todos os meus professores que tiveram paciência, compreensão e dedicação para 
passar um pouco de seu conhecimento, nos dando base para nos tornarmos Médicos 
Veterinários. 
Ao Fernando Proto Leão e a Ana Mônica, que ao final das tardes, sempre tinham 
aquela cervejinha gelada para acabar com o estresse do dia a dia. 
Aos meus amigos de alojamento da Sucupira Fazenda Show 2010/1 durante meu 
estágio curricular, Osny (Delegado), José Felipe (Zé Mijão), Eleonora (Leo Locaaaa), Luiz 
Fernando (Mineiro), Raimundo Nonato (Coca 600), Rafael Kerkhoff (BT), Andrei Fidelis 
(meu Patrão), Heitor (Boca) e ao Oscar (Farofa e/ou Carcaça). 
Ao Dr. Ricardo Alamino Figueiredo, por me proporcionar a oportunidade de estágio 
na EMBRAPA. 
Ao Médico Veterinário Paulo Vinícius. 
A minha professora, coordenadora e orientadora Vivian Alonso. 
Ao meu calouro eterno Caio (Tatu). 
Ao quarteto fantástico, meus grandes amigos e irmãos Diego Neves Ribeiro, Juarez 
Furtado Lima e Pedro Ferreira Leão Neto e a todos os meus amigos de faculdade, vulgo Feios 
que não poderei escrever todos os nomes aqui porque a Vivian me disse que já tem muitos 
nomes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RESUMO 
 
CONTE, Alexandre Proto. Relatório de estágio curricular supervisionado obrigatório na 
área de reprodução animal. 2010. 46f. Monografia (Graduação em Medicina Veterinária) – 
Fesurv - Universidade de Rio Verde, Rio Verde, 20101. 
 
O presente relatório tem como objetivo descrever as atividades realizadas durante o Estágio 
Curricular Supervisionado em Medicina Veterinária realizado na Empresa Nacional de 
Pesquisa Agropecuária (EMBRAPA) – Campo Experimental Sucupira Assis Roberto de Bem 
(CES), localizado no Distrito Federal, cidade satélite Riacho Fundo II, na área de Reprodução 
Animal. Dentre as atividades desenvolvidas foi colocada em destaque a transferência de 
embrião in vivo em tempo fixo (TETF), onde a técnica tem como objetivo um maior 
aproveitamento de fêmeas doadoras, de alto valor genético e de um macho reprodutor, 
melhorando a dissipação de animais geneticamente melhorados além da preservação de 
animais em extinção. 
 
PALAVRAS-CHAVE 
 
Bovinos, biotecnologia, reprodução, hormônio(s). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1
 Banca Examinadora: Profª. Drª. Vivian Alonso (Orientadora); Profª. MSc. Amanda Carla Acipreste Galvão; 
MSc. Paulo Vinícius da Costa Mendes. 
 
 
 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
FIGURA 1 Estágios de desenvolvimento embrionário em bovinos.............................. 27 
FIGURA 2 Protocolo adotado para superovulação e sincronização de doadoras.......... 32 
FIGURA 3 Protocolo adotado para sincronização de receptoras.................................. 33 
FIGURA 4 Coleta de embriões utilizando-se sistema fechado...................................... 33 
FIGURA 5 Rastreamento dos embriões........................................................................ 35 
FIGURA 6 Palheta para transferência de embrião......................................................... 37 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE TABELAS 
 
TABELA1 Biotécnicas reprodutivas em fêmeas da espécie bovina e eqüina........................ 14 
TABELA 2 Biotécnicas reprodutivas em machos da espécie bovina e eqüina....................... 14 
TABELA 3 Procedimentos cirúrgicos e pós-cirúrgicos nas espécies suína, ovina e 
casqueamento de ovinos...................................................................................... 15 
TABELA 4 Protocolos de inseminação artificial em tempo fixo (IATF)............................... 15 
TABELA 5 Hormônios utilizados para a indução do cio e da ovulação................................. 19 
TABELA 6 Protocolo Ovsynch............................................................................................... 21 
TABELA 7 Classificação dos embriões segundo a qualidade................................................ 28 
TABELA 8 Classificação dos embriões segundo estágio de desenvolvimento...................... 28 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE ABREVIATURAS 
 
BBGA – Banco Brasileiro de Germoplasma Animal. 
BSA – Bovine Serum Albumin. 
Bi – Blastocisto inicial. 
Bl – Blastocisto. 
Bx – Blastocisto expandido. 
Bn – Blastocisto em eclosão. 
Be – Blastocisto eclodido. 
CES – Campo Experimental Sucupira. 
CT – Centro Treinamento. 
CENARGEN - Centro Nacional de Pesquisa de Recursos Genéticos e Biotecnologia. 
CL – Corpo Lúteo. 
D0 – Dia 0. 
D5 – Dia 5. 
D6 – Dia 6. 
D7 – Dia 7. 
D8 – Dia 8. 
D9 – Dia 9. 
D14 – Dia 14. 
D16 – Dia 16. 
EMBRAPA – Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária. 
EUA – Estados Unidos da América. 
eCG/PMSG - Gonadotrofina sérica da égua prenhe. 
FSH – Hormônio folículo estimulante. 
GnRH – Hormônio liberador de gonadotrofinas.IA – Inseminação artificial. 
IATF – Inseminação artificial em tempo fixo. 
IETS – International Embryo Transfer Society. 
LH – Hormônio luteinizante. 
Mo – Mórula. 
Mc – Mórula compacta. 
P4 – Progesterona. 
PGF2α – prostaglandina. 
PBS – phosphate-buffered saline. 
S.B.T.E – Sociedade Brasileira de Tecnologia de Embriões. 
SP – São Paulo. 
SOV – Superovulação. 
SFB – Soro fetal bovino. 
SVC – Soro de vaca em cio. 
TE – Transferência de embrião. 
US – Ultrassonografia e/ou Ultrasom. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SUMÁRIO 
 
1 INTRODUÇÃO.................................................................................................................. 12 
2 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS.................................................................................. 14 
3 REVISÃO DE LITERATURA: Transferência de embriões in vivo em tempo fixo 
(TETF)................................................................................................................................... 
 
16 
3.1 Histórico.......................................................................................................................... 16 
3.2 Vantagens e desvantagens da TE.................................................................................... 17 
3.3 Seleção de doadoras........................................................................................................ 17 
3.4 Seleção de receptoras...................................................................................................... 18 
3.5 Escolha do reprodutor/sêmen.......................................................................................... 19 
3.6 Sincronização do ciclo estral de receptoras..................................................................... 19 
3.6.1 Sincronização de cio com PGF2α................................................................................ 20 
3.6.2 Ovsynch........................................................................................................................ 21 
3.6.3 Sincronização de ovulação com GnRH, estrógeno, progesterona e eCG para TETF.. 21 
3.7 Superovulação de doadoras.......................................................................................... 22 
3.8 Inseminação das doadoras............................................................................................. 25 
3.9 Coleta de embriões........................................................................................................ 25 
3.9.1 Classificação embrionária.......................................................................................... 27 
3.10 Inovulação..................................................................................................................... 29 
4 RELATO DA ATIVIDADE E DISCUSSÃO: TRANSFERÊNCIA DE EMBRIÕES IN 
VIVO EM TEMPO FIXO (TETF)......................................................................................... 
 
31 
4.1 Seleção de doadoras........................................................................................................ 31 
4.2 Seleção de receptoras...................................................................................................... 31 
4.3 Superovulação e indução de ovulação múltipla.............................................................. 32 
4.4 Coleta de embriões.......................................................................................................... 33 
4.5 Manipulação dos embriões.............................................................................................. 34 
4.6 Exame e avaliação de embriões....................................................................................... 36 
4.7 Lavagem dos embriões utilizando meio Holding............................................................ 37 
 
13
4.8 Envase dos embriões....................................................................................................... 37 
4.9 Inovulação..................................................................................................................... 38 
5 CONCLUSÕES.................................................................................................................. 39 
REFERÊNCIAS.................................................................................................................... 40 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 INTRODUÇÃO 
 
O presente relatório tem como objetivo descrever as atividades desenvolvidas 
durante o estagio curricular supervisionado, onde sua primeira etapa foi realizada na 
EMBRAPA – Campo Experimental Sucupira Assis Roberto de Bem (CES), localizado no 
Distrito Federal, cidade satélite Riacho Fundo II, no período de 08 de março a 14 de maio de 
2010, perfazendo um total de 296 horas, sob a orientação da Médica Veterinária Vivian 
Alonso e supervisão do Médico Veterinário Ricardo Alamino Figueiredo. 
Faz parte da fazenda o Banco Brasileiro de Germoplasma Animal (BBGA) que 
possui cerca de 57 mil doses de sêmen e de embriões conservados em nitrogênio líquido, e 
cerca de 192 animais de diversas espécies como bovinos, bubalinos, ovinos, caprinos, suínos, 
asininos e eqüinos que estão alojados na fazenda devido ao risco de extinção, para 
preservação das espécies e como fonte de pesquisa. Desde 1983 foi feito um trabalho no 
sentido de identificar os núcleos de criação desses animais rústicos, onde as informações 
foram coletadas por meio de contato com criadores desses animais sobre o meio em que 
viveram e vivem. Muitos deles foram encontrados em lugares isolados. Os pesquisadores da 
EMBRAPA estão coletando sêmen e embriões desses animais para serem congelados e 
preservados para as gerações futuras. A biotecnologia neste caso é usada como uma 
ferramenta de preservação, ao contrário das outras linhas de pesquisas que visam 
principalmente, o melhoramento genético animal. 
A fazenda Sucupira, conta com dois laboratórios, sendo um de biotécnicas 
reprodutivas da fêmea, que conta com um Médico Veterinário responsável pela realização das 
atividades, da EMBRAPA – CENARGEN, o Centro de Treinamento (CT) que é o laboratório 
do macho onde são feitos experimentos relacionados ao macho como coleta, avaliação e 
criopreservação de sêmen, sendo este de responsabilidade de um Técnico em Laboratório, 
além dos alunos de mestrado, os quais desenvolvem projetos de pesquisa, estagiários de 
várias partes do país e funcionários terceirizados pela empresa Planalto Service, os quais 
realizam todas as atividades referentes ao manejo agrícola, zootécnico, veterinário e 
administrativo. Junto ao CT encontra-se o laboratório do BBGA. As instalações contam com 
três currais para manejo dos animais, sendo um próximo a cada laboratório de biotecnologia e 
 
13
outro para treinamento e manejo geral dos animais. Outra parte do CES é a caprinocultura, 
suinocultura e ovinocultura que se localizam na mesma área e contam com exemplares de 
animais dessas espécies objetivando a preservação de animais em extinção e projetos de 
pesquisa. 
Na fazenda encontram-se três clones bovinos sendo eles a Vitória da raça Simental 
que nasceu no dia 17 de março de 2001 com 50 quilos, gerada a partir da célula de um 
embrião que não nasceu (primeiro clone brasileiro), a vaca Lenda da raça Holandesa nascida 
em 4 de setembro de 2003, que representou mais um marco para a história da ciência no 
Brasil: o desenvolvimento do primeiro clone no Brasil a partir de um animal que já estava 
morto e Potira (in memorian) e Porã da raça Junqueira os últimos clones de sucesso da 
Embrapa Recursos Genéticos que podem representar uma chance de salvaçãopara a raça 
Junqueira, hoje praticamente extinta no Brasil. Os seus descendentes ficam em vitrines 
(piquetes). Na EMBRAPA foram produzidos também as éguas Branca e Neve que são as duas 
primeiras potras nascidas no Brasil pela técnica de bipartição de embriões. Elas são gêmeas 
idênticas geradas em úteros distintos, ou seja, foram desenvolvidas a partir de um único 
embrião, dividido em duas partes iguais, que foram transferidos para duas éguas receptoras, 
ou "mães de aluguel". "Branca" nasceu no dia 23 de dezembro de 2004 e "Neve" no dia 4 de 
janeiro de 2005. 
A escolha pela EMBRAPA-CENARGEN para realização do estágio curricular 
supervisionado foi devido à existência de alta biotecnologia da reprodução animal e a 
presença de profissionais qualificados. 
A segunda etapa do estágio foi realizada na Empresa Juarez Furtado de Lima e Cia 
afiliada a Lagoa da Serra LTDA, no período de 25 de maio a 14 de junho de 2010, perfazendo 
105 horas, em Rio Verde – GO. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS 
 
Atividades desenvolvidas e/ou acompanhadas durante a realização do Estágio 
Curricular Supervisionado em Medicina Veterinária, na área de reprodução animal voltada 
para a área de biotecnologia da reprodução e práticas de manejo em bovinos, eqüinos, 
caprinos, ovinos e suínos na EMBRAPA - Recursos genéticos e biotecnologia, no período de 
08 de março a 14 de maio de 2010, estão descritas nas tabelas 1, 2 e 3. 
 
TABELA 1 Biotécnicas reprodutivas em fêmeas da espécie bovina e eqüina. 
 
Atividades desenvolvidas Número % 
Coleta de ovários em abatedouro (número de ovários) 720 45,71 
Punção (aspiração) folicular em ovários de abatedouros 60 3,81 
Coleta de embriões bovinos por lavagem uterina (número de estruturas) 70 4,44 
Coleta de embriões por laparotomia (número de animais) 02 0,13 
Número de embriões coletados por laparotomia 16 1,02 
Transferência de embriões cirúrgica 02 0,13 
Classificação e manipulação de embriões 79 5,02 
Coleta de sêmen (bovino) utilizando vagina artificial 87 5,52 
Coleta de sêmen (bovino) utilizando eletroejaculador 19 1,21 
Inseminação Artificial 37 2,35 
Criopreservação de sêmen 73 4,63 
Coleta (D7) e re-coleta (D14) de embriões 30 1,91 
Superovulação (número de animais) 45 2,86 
Protocolo de Sincronização de Receptoras de Embriões 60 3,81 
Treinamento de inovulação de embriões em vacas/novilhas 51 3,24 
Treinamento com US do aparelho reprodutivo de fêmeas bovinas 93 5,90 
Treinamento com US do aparelho reprodutivo de fêmeas eqüinas 69 4,38 
Diagnóstico de gestação por palpação retal em éguas 27 1,71 
Avaliação de dinâmica folicular em éguas por US 35 2,22 
TOTAL 1575 100% 
 
TABELA 2 Biotécnicas reprodutivas em machos da espécie bovina e eqüina. 
 
Atividades desenvolvidas Número % 
Coleta de sêmen (bovino) utilizando vagina artificial 87 39,37 
Coleta de sêmen (bovino) utilizando eletroejaculador 19 8,60 
Criopreservação de sêmen 73 33,03 
Acompanhamento de monta natural por garanhão eqüino 42 19,00 
TOTAL 221 100 
 
15
TABELA 3 Procedimentos cirúrgicos e pós-cirúrgicos nas espécies suína, ovina e 
 casqueamento de ovinos. 
 
Atividades desenvolvidas Número % 
Casqueamento de ovinos (número de animais) 115 80,98 
Necropsia em suínos e jumentos 04 2,83 
Tratamento de linfadenite (ovinos) 15 10,56 
Tratamentos pós-cirúrgicos 08 5,63 
TOTAL 142 100 
 
Atividades desenvolvidas e/ou acompanhadas durante a realização do Estágio 
Curricular Supervisionado em Medicina Veterinária, na área de reprodução animal voltada 
para a área de biotecnologia da reprodução na Empresa Juarez Furtado de Lima e Cia. afiliada 
ao CRV Lagoa – Genética a toda prova, no período de 25 de maio a 14 de junho de 2010, 
estão descritas na tabela 4. 
 
TABELA 4 Protocolos de inseminação artificial em tempo fixo (IATF). 
 
Atividades desenvolvidas Número 
Inseminação Artificial em Tempo Fixo (IATF) 387 
TOTAL 387 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3 REVISÃO DE LITERATURA: Transferência de embriões in vivo em tempo fixo 
(TETF) 
 
3.1 Histórico 
 
De acordo com VAN DE VELDE et. al. (2000), a busca pelo maior aproveitamento 
dos gametas femininos impulsiona as pesquisas no âmbito das biotecnologias reprodutivas e 
procuram desenvolver sistemas cada vez mais eficientes objetivando uma maior produção e 
maior qualidade dos embriões. 
A primeira transferência de embriões foi realizada com êxito em coelhas, no ano de 
1890. Em bovinos, a primeira coleta de embriões se deu nos anos de 1930, só que, a primeira 
transferência de embrião (TE) realizada foi relatada por Willet et al., em 1951, citada por 
Hafez, 1988. Segundo BREVE (1988), sua exploração comercial foi intensificada no final dos 
anos 70 e começo dos 80. 
Para DE BEM et. al. (1995), nas últimas décadas a embriologia dos mamíferos 
apresentou um enorme progresso científico em especial na espécie bovina. Pesquisas nos 
campos celulares, moleculares e genéticos impulsionaram o desenvolvimento tecnológico da 
pecuária, principalmente na área de reprodução animal. Dentre as biotécnicas destaca-se a 
transferência de embriões como uma das mais modernas biotecnologias da reprodução 
empregadas a campo. 
De acordo com COSTA e SILVA (2004), a TE aliada à inseminação artificial (IA) 
possibilita ganhos genéticos em grande escala em programas de melhoramento animal, onde a 
seleção é mais rápida e precisa, diminuindo o intervalo entre gerações pela obtenção de várias 
crias de doadoras de alto valor genético comprovado. 
Para REICHENBACH et. al. (2002), a TE consiste na obtenção de embriões de uma 
fêmea doadora que posteriormente serão transferidos para fêmeas receptoras, que levarão a 
gestação a termo. Sua importância básica para a produção animal está na possibilidade de uma 
fêmea de alto valor genético (doadora) produzir um número de descendentes muito mais 
elevado ao que seria possível fisiologicamente durante sua vida reprodutiva. 
 
 
17
3.2 Vantagens e desvantagens da TE 
 
Para ANDRADE et. al. (2002), a TE oferece muitas vantagens para a seleção 
zootécnica, a qual terá reflexo sobre a produção animal, como: seleção de mães de touros para 
inseminação, melhor aproveitamento genético de doadoras e reprodutores (maior número de 
descendentes por animal), redução do intervalo entre gerações, aumento da velocidade do 
melhoramento, maior controle para problemas genéticos e sanitários, facilidade no transporte 
e armazenamento do material genético, maior número de novilhas para reposição de plantel 
sendo essas filhas de animais de elevado valor genético, melhor eficiência de programas de 
melhoramento animal, sexagem embrionária, segurança no teste de progênie e o transporte de 
embriões. 
Segundo FERNANDES (2001), obteve-se grandes avanços na transferência de 
embriões, mas ainda, a técnica é pouco difundida, devido ao custo relativamente elevado e 
pela variação nos resultados. 
De acordo com FONSECA et. al. (2001), em função do importante papel econômico 
e social dos rebanhos zebuínos na pecuária brasileira e do interesse nacional e internacional 
na aquisição e multiplicação de animais de elevado valor genético, o mercado de embriões 
ampliou-se bastante nos últimos anos. 
 
3.3 Seleção de doadoras 
 
Para REICHENBACH et. al. (2002), a seleção de doadoras é um dos pontos mais 
importantes no processo de transferência de embrião, onde deve-se utilizar animais que não 
apresentem patologias reprodutivas, que estejam ciclando normalmente, em bom estado 
nutricional e em boas condições de bem estar, pois em situações de estresse não respondem 
bem ao tratamento superovulatório. As novilhas púberes devem ser incluídas num programa 
de TE desde que tenham adquirido massa muscular próxima do seu pesoadulto e apresentem 
desenvolvimento corporal e fisiológico que permita resposta as estimulações hormonais e 
procedimentos necessários para coleta de embriões. Para ANDRADE et. al. (2002), apesar 
das novilhas mostrarem resposta satisfatória ao tratamento superovulatório, algumas vezes 
existe dificuldade de introduzir o cateter por via transcervical, o que pode comprometer a 
eficiência da TE em alguns casos, mesmo assim, a utilização de novilhas em programas de TE 
é estimulado porque reduz o intervalo entre gerações e acelera o melhoramento genético. 
 
18
De acordo com WILLIAMS (2001), a inclusão das doadoras num programa de TE 
nunca deve ser inferior aos 60 dias pós-parto e mesmo assim, deve ser precedida de rigorosa 
observação da regularidade de pelo menos dois ciclos estrais consecutivos. 
Para RUMPF et. al. (2003), o controle sanitário é de fundamental importância e as 
principais doenças que influenciam o sucesso da TE são: campilobacteriose, leptospirose, 
brucelose, tricomonose, leucose, rinotraqueíte infecciosa bovina, diarréia bovina a vírus, 
neosporose, parasitoses e outras consideradas exóticas de acordo com a legislação sanitária de 
cada país. 
 
3.4 Seleção de receptoras 
 
Para WILLIAMS (2001), as receptoras são de fundamental importância em um 
programa de TE, pois são elas que vão manter a gestação até o final. As fêmeas que 
apresentam atividade cíclica regular, as primíparas e pluríparas que tenham parido há mais de 
60 dias e que o puerpério tenha decorrido normalmente e que estejam livres de patologias ou 
anomalias do trato reprodutivo, podem ser selecionadas como receptoras. 
Para SCARPELLI (2003), o ideal é que sejam utilizadas fêmeas oriundas da mesma 
propriedade, pois se sabe o histórico reprodutivo de cada indivíduo, evitando assim a 
introdução de possíveis patologias dentro da propriedade. 
Segundo PALHANO (2008), deve-se optar por novilhas púberes, que tenham 
atingido peso adequado para conceber, ou vacas jovens. 
De acordo com ANDRADE et. al. (2002), apesar de não ser exigida uma avaliação 
zootécnica da receptora é fundamental que alguns critérios de seleção sejam estabelecidos, 
como: possuir tamanho compatível com a raça do embrião a ser transferido, o que garantirá 
gestação e parto normal, livre de auxílio obstétrico. 
Para VALENTIM e GOFERT (2005), a fêmea deve apresentar boa habilidade 
materna e rusticidade. 
Para REICHENBACH et. al. (2002), a escolha final de uma fêmea receptora deve 
ocorrer somente no dia da transferência do embrião, baseado nos sinais de estro após a 
sincronização e a avaliação do corpo lúteo presente. 
 
 
 
 
 
19
3.5 Escolha do reprodutor/sêmen 
 
De acordo com RUMPF et. al. (2003), para o sucesso de um programa de TE, deve-
se atentar para a seleção de uma fêmea considerada superior, a qual deverá ser coberta ou 
inseminada com sêmen de um touro de alto valor genético direcionados para características 
produtivas e reprodutivas, levando a combinação de genes que elevarão a qualidade da 
geração futura. O touro é um componente multiplicativo de fundamental importância no 
desempenho reprodutivo e produtivo. 
Segundo PALHANO (2008), em um programa de TE deve-se utilizar sêmen 
proveniente de touros que demonstrem os melhores pedigrees, que tenham alta fertilidade e 
que sejam melhoradores para as características fenotípicas e genotípicas em que as doadoras 
sejam mais fracas. 
 
3.6 Sincronização do ciclo estral de receptoras 
 
De acordo com PALHANO (2008), para aperfeiçoar os resultados da TE, deve-se 
sincronizar o estro das receptoras com as doadoras, para que as mesmas apresentem o mesmo 
estágio do ciclo estral. A sincronização é importante para que o útero da receptora esteja em 
condições adequadas e semelhantes em relação à doadora para que possa receber o embrião. 
É importante observar, em relação à sincronia da doadora com a receptora que os 
embriões apresentam uma pequena variação em seu estágio de desenvolvimento (24 – 36 
horas), tendo um grau de sincronia de 24 horas em média da doadora em relação à receptora, 
permitindo selecionar a receptora mais compatível com o estágio de desenvolvimento do 
embrião (TECNOPEC, 2006). 
De acordo com JAINUDEEN et. al. (2004), os principais hormônios utilizados para 
indução do cio e da ovulação estão descritos na tabela 4. 
 
TABELA 5 Hormônios utilizados para a indução do cio e da ovulação. 
 
Tipo de Hormônio Método de administração Atividade biológica 
Gonadotrofinas 
eCG ou PMSG Injeção única 
Mimetiza o FSH e estimula o 
crescimento folicular, meia vida 
longa 
FSH Injeção única/múltipla Estimula o crescimento folicular, 
meia-vida curta 
“...continua...” 
 
20
“Cont...” 
hCG Injeção única Mimetiza o LH e induz a 
ovulação 
Agonista do hormônio 
liberador de 
Gonadotrofinas 
 
aGnRH-buserilim Injeção única 
Induz à liberação de LH e FSH da 
hipófise anterior, recrutamento e 
seleção do novo folículo 
dominante 
Progestágenos 
Progesterona Injeções múltiplas 
Inibe a ovulação suprindo a 
secreção de LH; mimetiza a ação 
do CL 
Progestágenos sintéticos 
Oral, implante subcutâneo, 
dispositivo 
intravaginal/pessário 
Inibe a ovulação suprimindo a 
secreção de LH; mimetiza a ação 
do CL 
Estrógenos 
Conjugados estradiol Injeção, implante 
Induz regressão prematura do CL 
e intensifica a resposta aos 
progestágenos 
Prostaglandinas 
PGF2α ou análogos 
sintéticos Injeção 
Induz a regressão do CL durante 
fases responsivas 
Fonte: JAINUDEEN et. al., 2004. 
 
3.6.1 Sincronização de cio com PGF2α 
 
Para SARTORI et. al. (2002), entre os protocolos mais utilizados e eficientes para 
concentração de cio com PGF2α, consiste na aplicação de duas injeções de PGF2α com 11 a 
14 dias de intervalo em fêmeas que estejam ciclando normalmente, com posterior observação 
de cio após a segunda aplicação. Espera-se que a maioria das receptoras manifeste cio entre 
dois a quatro dias após a aplicação da PGF2α. Ocorre, no entanto, uma dispersão com estro 
ocorrido antes ou após esse estágio, onde alguns animais não apresentam sinais de cio. 
Segundo WENKOFF (1987), uma das principais vantagens desta técnica é a 
aceitável taxa de detecção de cio das receptoras, boas taxas de concepção e baixo custo com 
hormônios, tendo como principal desvantagem a necessidade de observação de cio, ser 
ineficiente em fêmeas anovulatórias (que não apresentem CL), não sincronizam fêmeas com 
CL jovem (< 6 dias), pois estes não respondem a PGF2α. 
 
 
 
 
21
3.6.2 Ovsynch 
 
Para PURSLEY et. al. (1995), o protocolo Ovsynch consiste na aplicação de duas 
doses de GnRH (D0 e D9) e uma dose de PGF2α (D7), como mostra a tabela 5, onde a 
administração de GnRH induz a liberação de FSH e LH. O LH liberado irá induzir a ovulação 
ou a luteinização de folículos presentes no ovário no momento do tratamento. Com a ovulação 
do folículo dominante, tem-se a liberação de FSH, iniciando uma nova onda folicular, num 
intervalo médio de dois dias. Com a administração de PGF2α sete dias após a primeira 
aplicação do GnRH, ocorre a indução da luteólise. Após, dois dias, aplica-se outra dose de 
GnRH com a intenção de induzir um pico de LH para promover a ovulação do folículo 
dominante, sincronizando a onda folicular. 
 
TABELA 6 Protocolo Ovsynch 
 
D0 D7 D9 
GnRH PGF2α GnRH 
 
Fonte: PURSLEY et. al. (1995). 
 
3.6.3 Sincronização de ovulação com GnRH, estrógeno, progesterona e eCG para TETF 
 
Para BRAGANÇA (2007), o GnRH controla a secreção de gonadotrofinas (FSH e 
LH). Sua freqüência e amplitude variam durante os estágios reprodutivos. Quando 
administrado em estágios aleatórios do ciclo estral, o GnRH determina a ovulação do folículo 
dominante com mais de 9 mm ou a sua atresia, e induz a emergênciade uma nova onda de 
crescimento folicular dentro de 2 a 3 dias em vacas e 1 a 2 dias em novilhas após o 
tratamento. 
Segundo MADUREIRA (2000), os implantes de progestágenos oferecem alta 
porcentagem de animais em estro, num período bastante curto. Se isto ocorre é porque o 
padrão folicular, no final do tratamento é bastante homogêneo entre os animais (doadoras e 
receptoras), o que possibilita a sincronização da ovulação mediante a aplicação de drogas que 
desencadeiam um pico pré-ovulatório de LH. 
Para MOREIRA (2002), o tratamento com estrógeno e progestágeno tem sido cada 
vez mais empregado em programas de sincronização do estro em bovinos. O tratamento 
consiste na inserção de um dispositivo contendo progestágeno e na administração de 
 
22
estrógeno no dia 0, para emergência de uma nova onda de crescimento folicular e prevenção 
de folículos persistentes, na administração de PGF2α no momento da retirada do dispositivo 
nos dias 7, 8 ou 9 para indução da luteólise, e subseqüente aplicação de reduzida dose de 
estradiol (0,5 a 1,0 mg) após 24 horas ou de GnRH após 48 a 54 h para a sincronização da 
ovulação. O estrógeno pode agir como um agente sincronizador da ovulação e induzir um 
pico de LH através de um feedback positivo ao GnRH. 
De acordo com HAFEZ (1995), tem sido utilizada para a sincronização da ovulação 
a gonadotrofina coriônica eqüina (eCG/PMSG). Esta gonadotrofina está circulante na égua 
prenhe entre 40º e o 130º dias da gestação e estimula o desenvolvimento de folículos 
ovarianos. Este possui ações biológicas de LH e FSH sendo dominantes as ações do FSH. O 
eCG/PMSG foi uma das primeiras gonadotrofinas disponíveis comercialmente sendo utilizada 
para induzir superovulação. Segundo MOREIRA (2002), a vantagem de utilizar o 
eCG/PMSG nos protocolos de sincronização, é que este hormônio é administrado no 
momento da remoção do implante de progestágenos, evitando assim um trabalho a mais de 
manipulação quando comparado a outros protocolos. 
 
3.7 Superovulação de doadoras 
 
Para RUMPF et. al. (2009), na produção in vivo de embriões é utilizada a técnica de 
SOV ou indução múltipla da ovulação. A superovulação (SOB) é um dos pontos principais na 
biotecnologia de embriões e o sucesso de um programa de produção de embriões está 
intimamente ligado ao número e a qualidade dos embriões produzidos e coletados de uma 
doadora. 
De acordo com RUMPF et. al. (2003), a principal meta do programa de transferência 
de embriões é a superovulação, obtendo-se um número alto e satisfatório de embriões viáveis 
por doadora, através do aumento do número de oocistos liberados após administração de 
hormônios exógenos, e posterior transferência dos embriões obtidos para o trato reprodutivo 
de receptoras levarem a gestação a termo. 
Para REICHENBACH et. al. (2002), nos bovinos o desenvolvimento folicular 
consiste de duas ou de três ondas de crescimento folicular, onde cada é onda formada por um 
grupo de folículos com diâmetro maior ou igual a 4mm. Destaca-se que a emergência da 
terceira onda folicular está associada a uma fase luteínica mais prolongada. O aproveitamento 
mais racional desses folículos que posteriormente se tornariam atrésicos pode ser obtido por 
meio da superovulação. A superovulação pode ser definida, portanto, como um método de 
 
23
estimular diversos folículos terciários desenvolverem até o estágio de pré-ovulação, com 
subseqüente ovulação. 
De acordo com BÓ (2002), o tratamento superovulatório deve ser realizado no 
começo de uma onda folicular, antes da seleção do folículo dominante, para obter-se a melhor 
resposta possível. 
Antes de iniciar o tratamento hormonal para induzir a superovulação é recomendável 
verificar a identificação correta da doadora e obter uma amostra de sangue para tipificação, 
necessária para uma posterior comprovação da descendência. Nesse sentido é necessário 
inseminar as doadoras somente com sêmen de touros comprovados (REICHENBACH et. al., 
2002). 
De acordo com MAPLETOFT et. al. (2002), em um protocolo de SOV, busca-se a 
estimulação de um maior número possível de folículos em uma mesma onda folicular, 
garantindo, pela aplicação de hormônios, o desenvolvimento e a ovulação dos folículos que 
foram recrutados. Então, é importante que a SOV seja iniciada antes da dominância folicular 
estar estabelecida. 
Segundo ALVAREZ et. al. (1998), dois fatores muito importantes agem na variação 
da resposta ovariana: tratamento com gonadotrofinas por protocolo e condição ovariana e 
tempo de tratamento com gonadotrofinas. 
Para JAINUDEEN et. al. (2004), injeções de FSH exógeno ou eCG são amplamente 
utilizadas em programas de ovulação múltipla para transferência de embriões, aumentando o 
fornecimento de embriões de animais de qualidade genética. Aplicações intramusculares de 
eCG ou FSH estimulam o crescimento de folículos adicionais. O hormônio mais utilizado 
atualmente para tratamentos superovulatórios em bovinos é o FSH. 
O hormônio FSH tem função essencial para o desenvolvimento dos folículos. A 
administração de FSH exógena induz a superovulação. Normalmente, encontram-se folículos 
em vários estágios de desenvolvimento nos ovários e diferentes estágios de evolução. Grupos 
consecutivos de folículos emergem, maturam e se degeneram e/ou ovulam. Atualmente o 
hormônio mais utilizado para estimulação do crescimento ovariano é o FSH. O FSH exógeno 
evita a atresia de folículos acima de 1,7mm (BÉNYEI & BARROS, 2000). 
Segundo BARROS et. al. (2008), resultados preliminares de estudos recentes em 
vacas da raça Nelore demonstraram a possibilidade do uso com êxito e até de um incremento 
na produção embrionária com a associação de FSH e eCG na SOV em relação à SOV 
somente com FSH, onde são administradas seis doses de FSH seguidas de duas aplicações de 
200 UI de eCG com 12 horas de intervalo. 
 
24
De acordo com JAINUDEEN et. al. (2004), injeções intramusculares de eCG ou FSH 
estimulam o crescimento de folículos adicionais, os quais ovulam espontaneamente sem a 
necessidade de LH ou hCG. Como a meia vida do FSH é mais curta do que o eCG, 
geralmente é necessário dividir a dose total e injetar com intervalos de 12 horas em 12 horas 
por três a quatro dias, para que os níveis séricos dessa gonadotrofina sejam mantidos para 
permitir a ação superovulatória desejada. 
Para VISINTIN et. al. (1999), animais de raças zebuínas são mais sensíveis aos 
medicamentos, ou seja, apresentam melhores respostas em menores concentrações em 
comparação com os das raças européias. Animais zebuínos possuem ovários, folículos e 
corpos lúteos menores, o que pode estar relacionado à exigência de menor concentração de 
FSH para a indução da superovulação. 
A maioria dos protocolos de superovulação empregando FSH indica oito aplicações 
de 12 em 12 horas por quatro dias em doses decrescentes por via intramuscular. No quarto dia 
do tratamento, necessita-se administrar PGF2α, visando regredir o corpo lúteo presente, sendo 
que as doadoras evidenciam estro, em média 48 a 72 horas após a aplicação. Nas doadoras 
sincronizadas com dispositivos intravaginais ou auriculares, os mesmos devem ser retirados 
no quarto dia do tratamento do FSH, sendo recomendada à aplicação de PGF2α ao mesmo 
tempo, para um melhor efeito de sincronização. Nesse caso as doadoras mostram sinais de 
estro em média 12 horas antes, ou seja, 36 a 60 horas após a retirada do implante e 
administração de PGF2α (REICHENBACH et. al., 2002). 
Para THATCHER et. al. (2001), o emprego de progestágenos em doses elevadas 
pode suprimir o suporte de LH para o folículo dominante, induzindo assim atresia do folículo. 
De acordo com BÉNYEI & BARROS (2000), o LH excessivo durante o tratamento 
de superovulação causa a ativação prematura dos oocistos. Em vacas superovuladas com 
FSH, a alta concentração de LH resultou em baixataxa de fecundação. 
Segundo DINIZ et. al. (1999), o tratamento superovulatório não promove o 
desenvolvimento folicular e sim fornece para aqueles folículos que normalmente se tornariam 
atrésicos, um meio hormonal adequado para que continuem o processo de crescimento e 
maturação, culminando com a ovulação. 
 
 
 
 
 
 
25
3.8 Inseminação das doadoras 
 
Não existem padrões de qualidade de sêmen para uso em TE, por isso em muitos 
programas com doadoras utiliza-se no mínimo duas doses por inseminação, a cada 12 horas 
(ASBIA, 2006). 
Segundo REICHENBACH et. al. (2002), as doadoras são inseminadas duas a três 
vezes em intervalos de aproximadamente 12 horas. Aquelas fêmeas que não expressarem os 
sinais de estro também devem ser inseminadas, preferencialmente, após 48 e 60 horas da 
aplicação de PGF2α ou 36 e 48 horas depois da retirada do dispositivo intravaginal ou 
implante auricular de P4. 
 
3.9 Coleta de embriões 
 
De acordo com PALHANO (2008), a coleta de embriões geralmente é realizada entre 
o 6° e o 8° dia após a IA e é realizada por três métodos diferentes: 
• Coleta cirúrgica; 
• Coleta semi-cirúrgica ou transvaginal; 
• Coleta não-cirúrgica ou transcervical; 
Os dois primeiros métodos não são mais utilizados a nível comercial, por 
apresentarem risco de contaminação e posterior ocorrência de aderências devido ao pós-
operatório (PALHANO, 2008). 
Segundo JAINUDEEN et. al. (2004), para muitas aplicações, as técnicas não-
cirúrgicas de colheita de embriões são desejáveis, uma vez que as técnicas cirúrgicas 
possivelmente levam à formação de aderências e, além disso, há um menor risco de vida e de 
saúde para a doadora quando se utiliza métodos não-cirúrgicos. 
De acordo com GAMBARINI (2004), antes da coleta, a resposta ovariana ao 
estímulo superovulatório deve ser avaliada por palpação retal através do auxílio de US, a 
coleta deve ser iniciada com a preparação da doadora, inicialmente com a limpeza do reto, 
posteriormente lavagem cuidadosa da região perineal com água e sabão neutro, em seguida 
realiza-se o bloqueio anestésico epidural com lidocaína a 2% de 3 à 6ml no 1° ou 2° espaço 
intervertebral das vértebras coccídeas com prévia tricotomia e anti-sepsia com álcool iodado. 
Em caso de animais muito nervosos, pode ser feito uma leve sedação com acepromazina. 
A coleta pelo método transcervical é realizada através de dois métodos (PALHANO, 
2008): 
 
26
• Sistema aberto: consiste na introdução do líquido através do cateter com 
auxilio de uma seringa que posteriormente será retirado pela mesma abertura através de 
massagem uterina e gravidade. 
• Sistema fechado: consiste na introdução de um cateter com duas vias, onde o 
líquido será introduzido por uma via e retirado por outra, ambos por gravidade. 
Para RUMPF et. al. (2003), a coleta propriamente dita consiste na perfusão uterina 
com PBS (phosphate-buffered saline), com adição de 1% de soro fetal bovino (SFB) ou soro 
de vaca em cio (SVC) em uma temperatura média de 37°C. O cateter é introduzido na vagina 
e atravessa a cérvix onde o balão é inflado com PBS ou ar no corpo do útero ou em um dos 
cornos uterinos. O líquido é introduzido por gravidade variando de 50 a 150ml, onde o 
volume irá variar devido ao tamanho do útero. Deve-se utilizar um volume total de 500 a 
1.000ml e a recuperação também será feita por gravidade. 
Segundo JAINUDEEN et. al. (2004), no método transcervical de coleta de embriões, 
feita com o catéter de Foley e com o mandril no seu interior é guiado através do cérvix por 
palpação retal, onde o cateter pode ser posicionado no corpo uterino ou em um dos cornos. De 
acordo com GAMBARINI (2004), após o posicionamento da sonda em um dos cornos, o 
balão é inflado injetando-se 10 a 20ml de ar, quantidade suficiente para fechar a abertura 
cervical e fixar a sonda. Por conseguinte, o mandril é retirado e inicia-se a coleta dos 
embriões através da lavagem uterina. Para REICHENBACH et. al. (2002), o meio de lavagem 
introduzido no corno uterino é recolhido através de um sistema composto por dois tubos de 
plástico flexíveis, sendo que um é o recipiente contendo o meio de coleta e o outro, um filtro 
para a obtenção dos embriões. Esse meio de coleta deve fluir por gravidade através do tubo 
acoplado ao recipiente, bem como através do cateter em direção ao corno uterino, sendo 
necessário que o recipiente seja posicionado cerca de um metro acima da garupa do animal. 
Após a lavagem dos cornos uterinos, o meio de coleta retorna através do outro tubo para o 
filtro acoplado nesse tubo retendo os embriões juntamente com o meio de lavagem. 
Segundo GAMBARINI (2004), após a lavagem, o balão é desinflado e a sonda é 
retirada. Ao término de cada coleta recomenda-se a aplicação de PGF2α para se evitar 
gestação indesejada. 
De acordo com SARTORI et. al. (2003), a taxa de coleta, ou seja, o número de 
embriões produzidos em relação ao número de CL presente é em média de 60%. 
 
 
 
 
27
3.9.1 Classificação embrionária 
 
Para PALHANO (2008), os embriões são avaliados e classificados através de exame 
morfológico que é realizado através do auxílio de uma lupa (no aumento de 50 a 100x), que 
segue padrões impostos pela IETS (International Embryo Transfer Society), como mostra a 
figura 2. Os embriões são classificados de acordo com grau de qualidade em: I (excelente ou 
bom), II (regular), III (pobre) e IV (degenerado ou não fecundado) e grau de desenvolvimento 
como: mórula (M), mórula compacta (Mc), blastocisto inicial (Bi), blastocisto (Bl), 
blastocisto expandido (Bx) e blastocisto eclodido (Bec). De acordo com BEM et. al. (1995), 
essa classificação é feita avaliando o grau de desenvolvimento do embrião no dia da coleta. 
 
 
Fonte: http://www.mcguido.vet.br 
FIGURA 1 - Estágios de desenvolvimento embrionário em bovinos, considerando-se os 
códigos recomendados pela Sociedade Internacional de Transferência de Embriões (IETS) 
(1998). Código 1: célula (dia 1) - Pró núcleos feminino e masculino (zigoto); Código 2: 2 
células (dia 2); Código 2: 4 células (dia 3); Código 3: Mórula inicial (dia 4-5) -13 a mais de 
32 blastômeros - até 16 células consegue-se boa separação mecânica; Código 4: Mórula (dia 
6); Código 5: Blastocisto inicial (dia 7): Código 6: Blastocisto (dia -7-8): Código 7: 
Blastocisto expandido (dia 8-9); Código 8: Blastocisto eclodido (dia 9); Código 9: Blastocisto 
eclodido/expandido (dia 9-10). 
 
28
Segundo MAPLETOFT e STOOKEY (1999), os embriões não devem ser mantidos 
em meio original de coleta por um tempo maior que o necessário, em média de 20 a 30 
minutos, pois, podem existir substâncias presentes no líquido de lavagem uterina, que podem 
inibir o desenvolvimento do embrião. 
Segundo REICHENBACH et. al. (2002), o rastreamento dos embriões deve ser feito 
com auxílio de uma micropipeta de vidro, onde os embriões encontrados vão sendo 
transferidos para placa de Petri com diâmetro de 3,5 cm contendo o PBS acrescido de 10 a 
20% de SFB ou Bovine Serum Albumin (BSA) (200 mg/50 ml de PBS), para posteriormente 
serem separados em viáveis e não viáveis. 
De acordo com RUMPF et. al. (2003), a avaliação morfológica dos embriões ou a 
classificação embrionária determina padrões morfológicos que avaliam a forma, porém não 
avalia a vitalidade do embrião, como está descrito nas tabelas 6 e 7. 
 
TABELA 7 Classificação dos embriões segundo a qualidade. 
 
Classificação Características morfológicas 
I (excelente ou 
bom) 
Embriões simétricos e esféricos, com blastômeros apresentando 
tamanho, coloração e densidade uniformes. Presença de poucas células 
de extrusão no espaço perivitelínico, com cerca de 85% do material 
celular intacto 
II (regular) 
Embriões apresentando irregularidades moderadas no formato ou 
tamanho, na cor e densidade dos blastômeros.No míniimo 50% do 
material celular devem estar intactos 
III (pobre) 
Grandes irregularidades no formato ou tamanho do embrião, com 
alterações evidentes na coloração e densidade dos blastômeros. No 
mínimo 25% do material celular devem estar intactos 
IV (degenerado ou 
não fecundado) 
Sem forma definida, com estágio de desenvolvimento pouco evidente e 
grande desorganização celular ou oócitos não fecundados. 
Fonte: Manual de transferência e Micromanipulação de embriões nas espécies Bovina e Eqüina. 
 
TABELA 8 Classificação dos embriões segundo estágio de desenvolvimento. 
 
Estágios Características morfológicas 
Mórula (M) Massa com no mínimo 16 células ocupando quase todo o espaço 
perivitelínico 
Mórula compacta 
(Mc) 
Massa compacta de blastômeros ocupando 60 a 70% do espaço 
perivitelínico 
Blastocisto inicial 
(Bi) 
Início da blastocele e da diferenciação entre trofoblasto e embrioblasto, 
com o zigoto ocupando 70 a 80% do espaço perivitelínico 
Blastocisto (Bl) Diferenciação entre trofoblasto e embrioblasto, embrioblasto 
compactado, blastocele proeminente, com o zigoto ocupando a 
totalidade do espaço perivitelínico 
“...continua...” 
 
29
“Cont...” 
Blastocisto 
expandido (Bx) 
 
O embrião aumenta 1,2 a 1,5 o seu diâmetro e a zona pelúcida diminui 
sua largura 1/3 
Blastocisto 
eclodido (Bec) 
O embrião inicia sua eclosão ou já está totalmente fora da zona pelúcida 
Fonte: IETS. 
 
Para GAMBARINI (2004), o filtro coletor deve ser lavado em jatos de PBS oriundo 
de uma agulha acoplada a uma seringa de 20ml até a tela filtrante ficar limpa e livre de muco. 
O conteúdo do filtro é transferido para uma placa de Petri com diâmetro de 12 cm. Para 
MAPLETOFT e STOOKEY (1999), deve-se usar um conjunto individual de placas e pipetas 
para manipulação dos embriões de cada doadora, prevenindo a mistura errônea e a 
contaminação dos embriões. A identificação criteriosa das placas e pipetas ajudará a manter 
esta individualização. 
Os embriões considerados viáveis são classificados de um a três e devem ser lavados 
dez vezes no meio de cultivo impedindo a transmissão de agentes infecciosos. Os banhos 
podem ser realizados em dez placas de Petri com diâmetro de 35 mm, ou em dez gotas 
colocadas em uma só placa ou em placas multi-cavas utilizando um micropipetador e pipetas 
de vidro descartáveis de 20µl, as quais devem ser substituídas entre cada lavagem do embrião 
(REICHENBACH et. al., 2002). 
De acordo com STRINGFELLOW (1999), existem alguns princípios essenciais para 
lavagem adequada dos embriões, como: lavar juntos apenas embriões de uma mesma doadora, 
lavar de uma só vez dez ou menos embriões, lavar somente embriões com zona pelúcida 
intacta, lavar apenas embriões isentos de material aderente, realizar no mínimo dez lavagens, 
utilizar uma nova micropipeta estéril cada vez que os embriões são passados de um banho 
para outro. 
 
3.10 Inovulação 
 
Segundo RUMPF et. al. (2003), inovulação consiste na deposição do embrião no 
útero de uma fêmea receptora, onde a inovulação transcervical deve seguir os seguintes 
passos: conter bem o animal, avaliação do ovário contendo CL, realizar anestesia epidural, 
introdução no corno uterino delicadamente, deposição do embrião o mais próximo da junção 
útero-tubárica. 
 
30
Para BEM et. al. (1995), para realização da transferência de embriões pelo método 
transcervical, utiliza-se um aplicador semelhante ao de IA, conhecido como inovulador, que 
será o instrumento utilizado para depositar o embrião em um dos cornos uterinos. Este 
método requer realização de anestesia epidural. Em ambas as técnicas, o embrião deve ser 
depositado no terço inicial do corno uterino, ipsilateral ao corpo lúteo. 
Para ser feita a transferência, o embrião precisa ser colocado no centro de uma 
palheta de 0,25 ml, mergulhado no meio de cultivo. O envasamento do embrião na palheta é 
feito de modo que fique uma coluna central contendo o embrião e que esta, encontra-se 
separada das colunas nas extremidades por duas colunas de ar. As palhetas devem ser 
identificadas para se evitar transtornos no momento da transferência. Devem ser transferidos 
para as receptoras somente embriões de graus um e três (REICHENBACH et. al., 2002). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4 RELATO DA ATIVIDADE E DISCUSSÃO: TRANSFERÊNCIA DE EMBRIÕES IN 
VIVO EM TEMPO FIXO (TETF) 
 
4.1 Seleção de doadoras 
 
A seleção de doadoras é de fundamental importância em um programa de TE e deve 
ser realizada baseando-se nos seguintes parâmetros: 
• Genéticos: acasalamentos devem ser feitos para que os produtos sejam melhorados; 
• Clínico-reprodutivos: idade de doadoras entre três e dez anos, bom desempenho 
reprodutivo, animais com fertilidade confirmada, cíclicas e ausência de patologias 
nos sistemas locomotor, digestivo, urinário, circulatório e reprodutivo como 
alterações uterinas, ovários e ovidutos, deve ser realizado rigoroso controle sanitário 
e escolha de touros geneticamente superiores para que seus produtos sejam melhores 
que seus progenitores. 
O teste de progênie tem sido um dos principais enfoques para escolha de 
reprodutores e matrizes para um programa de TE, onde são avaliadas características 
zootécnicas como peso ao nascer, peso a desmama, ganho de peso, rendimento de carcaça, 
habilidade materna e produção. 
 
4.2 Seleção de receptoras 
 
São de fundamental importância em um programa de TE, pois são as receptoras quem 
levarão a gestação até o final. Deve ser feita a seleção de fêmeas que apresentem bom estado 
de desenvolvimento corporal, porte compatível com doadoras, atividade cíclica regular, 
primíparas ou pluríparas que puerpério tenha ocorrido normalmente e a mais de 60 dias 
estejam livres de patologias ou anomalias do trato reprodutivo e que apresentem boa 
habilidade materna. 
 
 
 
 
32
4.3 Superovulação e indução de ovulação múltipla 
 
A SOV é uma das principais ferramentas na biotecnologia de embriões e o sucesso 
de um programa de TE está diretamente relacionado ao número e a qualidade dos embriões 
obtidos. 
Para BÓ et. al. (2006), os resultados com SOV tem muita variação, relacionado ao 
hormônio utilizado, sua dose, nutrição e a variação individual entre doadoras. Com uma 
mesma fêmea superovulada, não ocorre ovulações de todos os folículos ao mesmo tempo, 
onde há um intervalo de até 20 horas para ovulação de todos os folículos, por este motivo 
recomenda-se duas IA em uma mesma fêmea doadora, com intervalo de 12 horas. 
Segundo RUMPF et. al. (2003), dentre as gonadotrofinas mais utilizadas para 
estimulação de crescimento folicular, destacam-se o FSH o eCG. 
O protocolo adotado para superovulação e sincronização de doadoras consiste na 
administração de 120mg de FSH por doadora, onde no D0 será colocado implante de 
progesterona (P4) mais 2ml (2mg/animal) de benzoato de estradiol (Be) pela manhã, no D5 
administrar 4ml de FSH pela manhã e pela tarde, no D6 3ml de FSH pela manhã e pela tarde, 
no D7 2ml de FSH pela manhã e pela tarde e retirar o implante de P4 a tarde, no D8 1 ml de 
FSH pela manhã e pela tarde, no D9 2ml LH pela manhã e primeira inseminação artificial 
pela tarde, no D10 segunda inseminação artificial pela manhã. A coleta será realizada no D16, 
conforme mostra a figura 2. 
 
 
Fonte: Arquivo pessoal, 2010. 
FIGURA 2 – Protocolo adotado para superovulação e sincronização de doadoras. 
 
 
 O protocolo adotado para sincronização de receptoras consiste em colocar implante de 
progesterona (P4) mais 2ml (2mg/animal) de Be no D0 pela manhã, no D5 2ml de eCG com o 
objetivo de produzir um folículo maior e conseqüentemente um CL de melhor qualidade mais 
2ml de PGF2α pela manhãpara lisar o possível CL existente, no D8 retirar o implante pela 
manhã, no D9 1ml de Be pela manhã para induzir a ovulação do folículo existente, no D10 a 
receptora manifestará o cio. A coleta será realizada no D17, conforme mostra a figura 3. 
 
 
33
 
Fonte: Arquivo pessoal, 2010. 
FIGURA 3 – Protocolo adotado para sincronização de receptoras. 
 
4.4 Coleta de embriões 
 
Para coleta dos embriões será utilizado sistema fechado com sonda de 16, 18 ou 
20mm dependendo do porte da doadora. A sonda deve ultrapassar o cérvix onde será fixada 
no corpo do útero, o balão será inflado com ar ou PBS. O meio de lavagem uterina (PBS) será 
introduzido por gravidade em volumes variáveis de 50 a 150ml, relacionado ao tamanho do 
útero e tendo ao final um volume médio de 1.000ml. A recuperação do líquido também será 
feita por gravidade, com o auxilio do filtro de coleta, como mostra a figura 4. 
 
Fonte: Arquivo pessoal, 2010. 
FIGURA 4 – Coleta de embriões utilizando-se sistema fechado. 
 
Para se ter um maior aproveitamento na recuperação dos embriões deve-se atentar a 
alguns detalhes, como: 
• Contenção adequada da doadora; 
• Realizar anestesia epidural – 2 a 5ml de cloridrato de lidocaína a 2%; 
• Uso do expansor cervical; 
• Posicionamento correto do balão; 
• Regular preenchimento dos cornos por palpação; 
 
34
• No início da coleta, segurar a junção útero-tubárica entre os dedos e evitar que se 
encha muito os cornos, evitando assim, que os embriões sejam empurrados para a 
tuba e não possam ser recuperados; 
• Massagear bem os cornos uterinos; 
• Ter tranqüilidade e segurança na execução de todos os procedimentos; 
• Ter um bom auxiliar. 
Os materiais utilizados para coleta de embriões bovino são sonda acoplada ao 
mandril, sistema fechado em Y, filtro de coletor, cloridrato de lidocaína, seringas, agulhas, 
expansor cervical, álcool 70% e álcool iodado10% e seringa de 20/10ml. 
 
4.5 Manipulação dos embriões 
 
Para iniciar a manipulação dos embriões, antes deve-se preparar o ambiente e todo o 
material que será utilizado para realizar o procedimento de manipulação de embriões. 
Caso a realização do procedimento de coleta e transferência de embriões não seja 
realizado em um laboratório específico de TE, deve-se dispor de um espaço mais restrito, 
limpo, sem excesso de umidade, bem iluminado e ventilado. 
Para RUMPF et. al. (2003), a temperatura ideal para manipular os embriões antes da 
transferência é em torno de 20 a 30°C, evitando temperaturas extremas. A bancada deve estar 
bem limpa e deve ser desinfetada com álcool 70% ou utilizar tecido autoclavado ou papel 
toalha sobre a mesa. 
Os materiais que devem estar disponíveis para que seja realizada a manipulação dos 
embriões são: 
• Meios de manipulação (PBS e holding) de boa qualidade e estéril; 
• Filtros com poros de 0,22µ e de procedência conhecida; 
• Seringa (20ml) e agulhas novas ou esterilizadas (12x8mm); 
• Placas de Petri 100x20mm e 35x10mm (esterilizadas); 
• Álcool 70%; 
• Lamparina com álcool; 
• Isqueiro; 
• Pipetas de manipulação e bulbos; 
• Papel toalha; 
• Caneta para escrita em vidraria; 
 
35
• Fichas de anotações; 
O filtro contendo os embriões e meio de lavagem uterina deverá ser identificado com 
nome e/ou número da doadora e será lavado somente com PBS aquecido em média 35 a 37°C 
com uma seringa de 20ml acoplada a uma agulha, retirando-se todo o muco presente no filtro 
de coleta como mostra as figuras 7, 8 e 9 que será transferido para uma placa de Petri 
devidamente identificada (placa/tampa), para evitar que embriões de receptoras diferentes 
sejam misturados. A placa de Petri terá o fundo riscado com uma agulha, para facilitar no 
processo de rastreamento dos embriões com auxílio de uma micropipeta para localização dos 
embriões na placa aos quais serão imediatamente transferidos para uma placa de cinco/quatro 
poços contendo meio de manutenção holding, como mostra as figuras 10 e 11. O rastreamento 
dos embriões será feito utilizando um estereomicroscópio (lupa). 
Para GAMBARINI (2004), o filtro coletor deve ser lavado em jatos de PBS oriundo 
de uma agulha acoplada a uma seringa de 20ml até a tela filtrante ficar limpa e livre de muco. 
O conteúdo do filtro é transferido para uma placa de Petri com diâmetro de 12 cm. Para 
MAPLETOFT e STOOKEY (1999), deve-se usar um conjunto individual de placas e pipetas 
para manipulação dos embriões de cada doadora, prevenindo a mistura errônea e a 
contaminação dos embriões. A identificação criteriosa das placas e pipetas ajudará a manter 
esta individualização. 
 
 
 
 
 
Fonte: Arquivo pessoal, 2010. 
FIGURA 5 – Rastreamento dos embriões. 
 
 
 
36
4.6 Exame e avaliação de embriões 
 
Somente a prática e o trabalho diário com embriões que fornecerá ao técnico o 
discernimento da sua real qualidade. 
A classificação proposta pela Sociedade Brasileira de Tecnologia de Embriões 
(S.B.T.E) para julgamento dos embriões é dividida em sete categorias, sendo elas: 
1. Mo – Mórula: apresenta-se como uma massa de células com separação nítida entre os 
blastômeros ocupando a quase totalidade do espaço perivitelínico (EPV); 
2. Mc – Mórula compacta: os blastômeros estão agregados entre si, formando uma 
massa compacta e ocupam 60 a 70% do EPV; 
3. Bi – Blastocisto inicial: início da formação da blastocele e início da diferenciação 
entre trofoblasto e botão embrionário. O embrião ocupa 70 a 80% do EPV; 
4. Bl – blastocisto: no blastocisto existe uma evidente diferenciação entre células do 
trofoblasto e do botão embrionário. As células do botão embrionário estão 
compactadas, a blastocele é predominante e o embrião ocupa a totalidade do EPV; 
5. Bx – Blastocisto expandido: nesta fase do desenvolvimento, o embrião aumenta 1,2 a 
1,5 vezes o seu diâmetro, distendendo a zona pelúcida, a qual diminui em 1/3 em sua 
espessura. É bem evidente a pressão do líquido da blastocele que pressiona o 
trofoblasto contra a membrana pelúcida; 
6. Bn – blastocisto em eclosão: o embrião está iniciando o processo de saída da zona 
pelúcida; 
7. Be – blastocisto eclodido: o embrião está completamente livre da zona pelúcida e 
ainda é nítida a presença da blastocele; 
8. Estrutura não fecundada: sem nenhum contorno celular, somente pigmentado. 
Dentro dos padrões descritos e de acordo com sua integridade, os embriões recebem 
uma identificação, que segundo a S.B.T.E esta relacionado em cinco categorias: 
1. Embrião I (excelente): embrião esférico com blastômeros apresentando forma bem 
definida, cor e textura uniformes e nenhuma extrusão celular; 
2. Embrião II (bom): embrião com imperfeições sem importância, com pouca extrusão 
celular. Ocasionalmente há uma pequena distinção na forma e cor dos blastômeros 
e/ou presença de poucas vesículas; 
3. Embrião III (regular): embrião que apresenta alguns blastômeros com forma e cor 
heterogênea, porém coesos. Presença de células no EPV e blastocele com algumas 
vesículas; 
 
37
4. Embrião IV (pobre): embrião com forma e cor heterogênea entre vários blastômeros, 
confusa diferenciação celular, extrusão evidente com degeneração e grande número de 
vesículas; 
5. Dg – estrutura degenerada: estrutura que não apresenta uma forma definida, sendo 
impossível determinar o estágio de desenvolvimento. É evidente a desorganização 
celular; 
Segundo RUMPF et. al. (2003), embriões classificados como I, II e III são aptos para 
transferência e os resultados, expressos em porcentagem de números de gestação variam de 
30 a 60% e geralmente não diferem entre embriões classificados como excelentes e bons. 
 
4.7 Lavagem dos embriões utilizando meio Holding 
 
A lavagem dos embriões será realizada no laboratório, com o máximo de higiene 
onde serão realizados dez banhos nosembriões, sendo que durante os banhos na busca dos 
embriões retira-se meio da próxima gota para captação do embrião na gota anterior. 
Os embriões considerados viáveis são classificados de um a três e devem ser lavados 
dez vezes no meio de cultivo impedindo a transmissão de agentes infecciosos. Os banhos 
podem ser realizados em dez placas de Petri com diâmetro de 35 mm, ou em dez gotas 
colocadas em uma só placa ou em placas multi-cavas utilizando um micropipetador e pipetas 
de vidro descartáveis de 20µl, as quais devem ser substituídas entre cada lavagem do embrião 
(REICHENBACH et. al., 2002). 
 
4.8 Envase dos embriões 
 
Os embriões são envasados sob condições assépticas em palhetas de 0,25ml que, 
como mostra a figura 6. 
 
Fonte: Arquivo pessoal, 2010. 
FIGURA 6 – Palheta para transferência de embrião. 
 
Para ser feita a transferência, o embrião precisa ser colocado no centro de uma 
palheta de 0,25 ml, mergulhado no meio de cultivo. O envasamento do embrião na palheta é 
 
38
feito de modo que fique uma coluna central contendo o embrião e que esta, encontra-se 
separada das colunas nas extremidades por duas colunas de ar. As palhetas devem ser 
identificadas para se evitar transtornos no momento da transferência. Devem ser transferidos 
para as receptoras somente embriões de graus um e três (REICHENBACH et. al., 2002). 
 
4.9 Inovulação 
 
A inovulação é realizada pelo método transcervical com a deposição do embrião no 
terço final do corno uterino ipsilateral ao CL, com o auxílio de anestesia epidural baixa, 
usando de 2 a 5ml de Cloridrato de lidocaína 2%. As palhetas são montadas no aplicador 
usando-se “camisa sanitária” que revestirá o inovulador, evitando levar contaminações da 
vagina para o útero, onde a mesma será rompida antes de se transpor o primeiro anel cervical. 
Em seguida, a cérvix será atravessada e o embrião será depositado no corno uterino o mais 
cranial possível. 
Para BEM et. al. (1995), para realização da transferência de embriões pelo método 
transcervical, utiliza-se um aplicador semelhante ao de IA, conhecido como inovulador, que 
será o instrumento utilizado para depositar o embrião em um dos cornos uterinos. Este 
método requer realização de anestesia epidural. Em ambas as técnicas, o embrião deve ser 
depositado no terço inicial do corno uterino, ipsilateral ao corpo lúteo. 
 
 
 
 
 
 
5 CONCLUSÕES 
 
A EMBRAPA – Recursos Genéticos e Biotecnologias consta com tecnologias de 
primeiro mundo, fornecendo base para prática em biotecnologias da reprodução. A 
biotecnologia da reprodução é uma área da Medicina Veterinária em destaque no mercado, 
sendo considerada de grande status devido ao uso das tecnologias utilizadas para 
aprimoramento do rebanho e obtenção de animais de alto valor genético. 
O estudo realizado na EMBRAPA – Recursos Genéticos e Biotecnologias é uma área 
que fornece bases para obtenção de melhores resultados a campo, melhorando a produção dos 
produtores rurais. 
O estágio curricular na EMBRAPA – Recursos Genéticos e Biotecnologias foi de 
suma importância, proporcionando a prática e aperfeiçoamento da parte teórica, adquirida no 
período de graduação, bem como o estágio realizado na Empresa Juarez Furtado de Lima e 
Cia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
REFERÊNCIAS 
 
ALBUQUERQUE, F. T. Manipulação do ciclo estral em bovinos de corte: bases 
anatômicas fisiológicas e histológicas da reprodução da fêmea. Lavras (MG): UFL – 
Departamento de Medicina Veterinária, 2004. 
 
ALVAREZ, R.H.et al. Endocrine profiles and ovulation rate of cows superovulated with 
FSH following passive immunization against steroid free-bovine follicular fluid. Braz. J. 
Vet. Res. Anim. Sci. [on line]. 1998, vol.35, nº 6 [cited 15 November 2004], p. 00-00. 
Disponível em: <http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1413-
95961998000600007&Ing=en&nrm=iso>. Acesso em: 02 de maio 2010. 
 
ANDRADE, J. C. O.; OLIVEIRA, M. A. L.; LIMA, P. F. Use steroid hormone treatments 
prior to superovulation in Nelore donors. Animal Reproduction Science. Amsterdam, v.69, 
n.1-2, p.9-14, 2002. 
 
ANTONIOLLI, C. B. Desenvolvimento folicular, ondas foliculares e manipulação. 2002. 
15f. Seminário (Seminário apresentado na disciplina de Endocrinologia da Reprodução do 
Programa de Pós-graduação em Ciências Veterinárias) – Universidade Federal do Rio Grande 
do Sul, Porto Alegre. Disponível em: 
<http://www6.ufrgs.br/bioqu%EDmica/posgrad/endocrino/foliculos.pdf>. Acesso em: 9 de 
maio de 2010. 
 
ASBIA – ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE INSEMINAÇÃO ARTIFICIAL. [online]. 
Disponível em: <http://www.asbia.org.br/>. Acesso em: 02 de maio de 2010. 
 
BARROS, C. M. et al. Improvement of a superstimulatory protocol in Nelore cows: 
replaving the last two doses of pFSH by eCG. Reprod. Fertil. Dev., v. 20, p. 152, 2008. 
 
BEM de, A. R. et al. Manual sobre transferência e micromanipulação de embriões nas 
espécies bovina e eqüina. Brasília (DF): EMBRAPA-CENARGEN, 1995. 123p. 
 
BENYEI, B.; BARROS, C.C.W. Effect of superovulation on performance of bovine embryo 
donors imported from temperate zone to tropical climate during the first two years of 
adaptation. Arq. Bras. Med. Zootec., Aug. 2000, vol. 52, nº 4, p. 366-371. ISSN 0102-0935. 
 
 
43
BORGES, Á.M., TORRES, C.A.A., RUAS, J.R.M., ROCHA JÚNIOR, V.R., CARVALHO, 
G.R. Dinâmica folicular ovariana em novilhas mestiças Holandês-Zebu. Arq. Bras.Med.Vet. 
Zootec. , out. 2001, vol.53, nº5, p. 595-604. ISSN 01102-0935. 
 
BÓ, G.A. Sincronizacion Del desarrollo folicular y luteal in grupos de donantes y receptoras 
de embriones bovinos. In: II Curso de abordagem teórico-prática de novas técnicas de 
sincronização sem observação de cio em bovinos (IA e TE). Cornélio Procópio-PR. Anais, 
2002. 
 
BÓ, G. A.et al. The timing of ovulation and insemination schedules in superstimulated 
cattle. Theriogenology. v.65, p.89-101, 2006. 
 
BRAGANÇA, J.F.M. Estratégias hormonais de indução/sincronização de estro em 
novilhas de corte entre 12 e 14 meses de idade. 2007. Tese (doutorado) – Universidade 
Federal de Santa Maria, Santa Maria, 2007. Disponível em: 
<http://coralx.ufsm.br/ppgmv/jose_francisco_manta.pdf>. Acesso em: 29 de marco de 2010. 
 
BREVE. Historia de la industria de transferencia de embriones y de La Sociedad International 
de Transferencia de Embriones. In: Manual de La Sociedade International de 
Transferencia de Embrionaes. Rio de Janeiro: Centro Panamericano de Fiebre Aftosa. p. 3-
6, 1988. 
 
COSTA, P. A.; SILVA, F. M. Segurança sanitária em transferência de embriões: revisão 
bibliográfica. Revista Brasileira de Reprodução Animal. Belo Horizonte, 2004. v.28, n.5, 
p.253-258. 
 
DINIZ, E.G. et al. Eficiência de dois diferentes produtos hormonais na superovulação de 
vacas da raça Nelore. Revista Brasileira de Reprodução Animal v. 23, n.3, p. 319-20, 1999. 
 
DROST, D. V. M. M. Training Manual For Embryo Transfer in Cattle, Flórida: College 
of Veterinary Medicine, University of Flórida, 1995, 59 p. 
 
FERNANDES, P., TEIXERIA, A.B., CROCCI, A.J., BARROS, C.M., 2001. Timed artificial 
insemination in beef cattle using GnRH agonist, PGF2_ and estradiol benzoate (EB). 
Theriogenology 55, 1521–1532. 
 
FIGUEIREDO, N. M. M et al. Dinâmica folicular ovariana de vacas leiteiras no pós-parto 
após tratamentos com buserelina (GNRH) e clorprostenol (PGF2_). R. Bras.; Zootec. Viçosa. 
v. 29, n. 3, p. 725-731, 2000. 
 
 
44
FONSECA, J.F. et al. Superovulated zebu cows embryonic developmental stages. Arq. Bras. 
Med. Vet. Zootec., Dec. 2001, vol. 53, nº 6, p. 671-676. ISSN 0102-0935. 
 
GAMBARINI, M. L. M. Curso de transferência de embriões em bovinos. Goiânia:UFG, 
2004. 
 
GONÇALVES, P.B.D.;FIGUEIREDO, J.R.; FREITAS, V.J.F. Biotécnicas aplicadas à 
reprodução animal. São Paulo: Varela, 2002. 
 
HAFEZ, E.S.E. Reprodução Animal. 6ª. ed. São Paulo:SP, Editora Manole, 1995. p.582. 
 
HAFEZ, B.; HAFEZ, E. S. E. Reprodução Animal. 7ª. ed, Barueri, Manole, 2004, 513 p. 
 
JAINUDEEN, M. R. & HAFEZ, E.S.E. Cattle and buffalo. In: Reproduction in farm 
animals. 6th. Ed. Lea & Febiger , Philadelphia, 1993. 
 
JAINUDEEN, M.R.; WAHID, H.; HAFEZ, E.S.E.. Indução da Ovulação, Produção e 
Transferência de Embriões. In: Hafez, E.S.E; Hafez, B. Reprodução Animal, 7ªed. Barueri, 
Ed. Manole, 2004. p.413-419. 
 
MADUREIRA, E.H. Controle farmacológico do ciclo estral com o emprego de 
progesterona e progestágenos em bovinos. In: MADUREIRA E.H.; BARUSELLI, P.S. 
Controle farmacológico do ciclo estral em ruminantes, São Paulo, FUNVET, 2000, p.89-98. 
 
MAPLETOFT, R. J.; STOOKEY, J. M. Procedimentos sanitários gerais e considerações de 
bem estar associados com a produção in vivo de embriões. In: International Embryo 
Transfer Society. USA, abril, 1998. Trad. OLIVEIRA FILHO, E. B. Manual da Sociedade 
Internacional de Transferência de Embriões. Uberlândia: SBTE, 1999. Cap. 4, p.57-70. 
 
MAPLETOFT, R. J.; STEWARD, K. B.; ADAMS, G. P. Recent advances in the 
superovulation in cattle. Reprod. Nutr. Dev., v. 42, p. 601-611, 2002. 
 
McDONALD, L. E. Veterinary endocrinology and reproduction. 4th. Ed., Lea & Febiger, 
Philadelphia, 1989. 
 
MIES FILHO, A. Reprodução dos Animais e Inseminação Artificial, 4. ed. Porto Alegre, 
RS: Ed. Sulina, 1977, v. 1. 359 p. 
 
 
45
MORAES, J. C. F.; SOUZA, C. J. H.; GONSALVES, P. B. D. Controle do Estro e da 
Ovulação em Bovinos e Ovinos. In: GONSALVES, P. B. D.; FIGUEIREDO, J. R.; 
FREITAS, V. J. F. Biotécnicas Aplicadas à Reprodução Animal, São Paulo: Livraria 
Varela, 2001. cap. 3, p. 25-55. 
 
MOREIRA, R.J.C., Uso do protocolo Crestar® em tratamentos utilizando benzoato de 
estradiol, PGF2α, PMSG e GnRH para controle do ciclo estral e ovulação em vacas de 
corte. Piracicaba, São Paulo - Brasil, 2002. 62p. Dissertação de Mestrado. 
 
KOZICKI, F. L. Aspectos fisiológicos e patológicos do puerpério em bovinos. Arch. Vet. 
Sienc. v. 3, n. 1, p. 9-19, 1998. 
 
PALHANO, H. B. Reprodução em Bovinos: Fisiopatologia, Terapêutica, manejo e 
biotecnologia. 2 ed, Rio de Janeiro, L.F. LIVROS, 2008, p. 193-206. 
 
PURSLEY, J.R., MEE, M.O., WILTBANK, M.C., 1995. Synchronization of ovulation in 
dairy cows using PGF2α and GnRH. Theriogenology 44, 915–923. 
 
REICHENBACH, H. et al. Transferência e criopreservação de embriões bovinos. In: 
GONSALVES, P. B. D.; FIGUEIREDO, J. R.; FREITAS, V. J. F. Biotécnicas aplicadas à 
reprodução animal. São Paulo: Varela, 2002. cap.8, p.127-177. 
 
RUMPF, R. et al. Manual de transferência e micromanipulação de embriões nas espécies 
bovina e eqüina. Brasília: Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia, 2003. p. 74-77. 
 
SARTORI, R.; ROSA, G. J. M.; WILTBANK, M. C. Ovarian structures and circulating 
steroids in heifers and lactating cows in Summer na lactating na dry cows in winter. J. 
Dairy. Sci., v. 85, p.2813-2822, 2002. 
 
SARTORI, R. et al. Improvement in recovery of embryos/ova using a shallow uterine 
horn flushing technique in superovulated Holstein heifers. Theriogenology, v. 60, p. 1319-
1330, 2003. 
 
SCARPELLI, L.C. Sincronização do ciclo estral em bovinos. São Paulo: Pharmacia Saúde 
Animal, 2003. 14p. [Apostila] 
 
STRINGFELLOW, D. A. Recomendações para o manuseio sanitário de embriões obtidos in 
vivo. In: International Embryo Transfer Society. USA, abril, 1998. Trad. OLIVEIRA 
FILHO, E. B. Manual da Sociedade Internacional de Transferência de Embriões. 
Uberlândia:SBTE, 1999. Cap. 6, p.83-88. 
 
46
THATCHER, W. W et al. Uterine-conceptus interactions and reproductive failure in cattle. 
Theriogenology. v. 56, p. 1435-1450, 2001. 
 
VAN DE VELDE, H. et al. Embryo implantaio affter biopsy o fone or two cells from clevage-
stage embryos with a view to preimplantation genetic diagnosis. Prenatal Diagnosis. Vol. 20, 
Issue 13, p 1030 – 1037, 2000. 
 
VALENTIM, R.; GOFERT, L. Conceitos sobre sincronização de receptoras. 06, fev, 2004. 
Disponível em: <http://www.beefpoint.com.br/ >. Acesso em: 13/04/2010. 
 
VISINTIN, J.A. et al. Superovulação de novilhas da raça Nelore com diferentes doses de 
FSH/LH e congelação de embriões pelo método one-step com etilenoglicol. Braz. J. Vet. 
Res. Anim. Sci. [online]. 1999, vol.36, nº 5 [citado 13 de Novembro 2004], p.00-00. 
Disponível em: http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0100-
879X2003001100006&lng=pt&nrm=iso. Acesso em: 02 de maio de 2010. 
 
WENKOFF, M. S. The management of drug-induced manipulation of the estrous cycle in 
normal cows and heifers. Can. Vet. J., v.28, p.366-373, 1987. 
 
WILLIAMS, G. L. Implicações de amamentação e manejo de cria na eficiência reprodutiva 
futura de vacas de corte. V Curso novos enfoques na produção e reprodução de bovinos. 
Uberlândia, 2001. p.65.