Cicatrização Óssea

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS 
ESCOLA DE VETERINÁRIA E ZOOTECNIA 
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL 
 
Disciplina: SEMINÁRIOS APLICADOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRINCÍPIOS DA CICATRIZAÇÃO ÓSSEA 
(Revisão de literatura) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Késia Sousa Santos 
Orientador (a): Neusa Margarida Paulo 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Goiânia 
2011 
II 
 
KÉSIA SOUSA SANTOS 
 
 
PRINCÍPIOS DA CICATRIZAÇÃO ÓSSEA 
(Revisão de literatura) 
 
 
Seminário apresentado junto à Disciplina 
Seminários Aplicados do Programa de Pós-
Graduação em Ciência Animal da Escola de 
Veterinária e Zootecnia da Universidade 
Federal de Goiás. 
Nível: Mestrado 
 
 
Área de Concentração: 
Patologia, Clínica e Cirurgia Animal 
 
Linha de Pesquisa: 
Técnicas Cirúrgicas e Anestésicas, Patologia Clínica 
Cirúrgica e Cirurgia Experimental 
 
 
 
Orientador (a): 
Profª. Drª. Neusa Margarida Paulo EVZ/UFG 
Comitê de Orientação: 
Profª. Drª. Liliana Borges de Menezes IPTSP/UFG 
Prof. Dr. Adilson Donizeti Damasceno EVZ/UFG 
 
 
Goiânia 
2011 
III 
 
SUMÁRIO 
 
1 INTRODUÇÃO ............................................................................... 1 
2 REVISÃO DE LITERATURA.......................................................... 4 
2.1 O tecido ósseo ........................................................................... 4 
2.1.1 Composição química do osso ................................................... 4 
2.1.2 Anatomia óssea ........................................................................ 4 
2.1.3 Vascularização óssea ............................................................... 6 
2.1.4 Histologia óssea ....................................................................... 7 
2.1.5 Células do tecido ósseo ........................................................... 8 
2.2 Cicatrização óssea .................................................................. 10 
2.2.1 Consolidação indireta da fratura ............................................. 10 
2.2.1.1 A resposta inflamatória aguda ............................................. 11 
2.2.1.2 O papel da superfamília do fator de crescimento 
transformador beta (TGF-β) na cicatrização da fratura ................... 13 
2.2.1.3 Recrutamento de células tronco mesenquimais (MSCs) ..... 16 
2.2.1.4 A formação de um calo ósseo cartilaginoso e periosteal ..... 17 
2.2.1.5 Revascularização e neoangiogênese no local a fratura ...... 18 
2.2.1.6. Mineralização e reabsorção do calo cartilaginoso .............. 21 
2.2.1.7 Remodelação óssea ............................................................ 22 
2.2.2 Consolidação direta da fratura ................................................ 24 
2.2.2.1 Cicatrização por contato ...................................................... 24 
2.2.2.2 Cicatrização por lacunas ..................................................... 25 
2.2.3 Distração osteogênica ............................................................ 26 
3 CONSIDERAÇÕES FINAIS ......................................................... 28 
REFERÊNCIAS ............................................................................... 29 
 
 
IV 
 
LISTAS DE FIGURAS 
 
Figura 1 Estrutura anatômica de um osso longo evidenciando a diáfise ao 
longo do eixo médio do osso; enquanto a epífise, uma área mais 
larga em cada uma das extremidades ósseas; a metáfise, ponto 
de encontro entre a epífise e a diáfise, e periósteo uma camada 
fibrosa que recobre a superfície externa do osso que não é 
recoberto por cartilagem articular e o endósteo uma camada 
fibrosa que reveste as cavidades internas dos 
ossos............................................................................................5 
Figura 2 Suprimento sanguíneo para: A - osso normal. B - osso imaturo. 
C - osso fraturado (suprimento sanguíneo extra ósseo) e D - 
osso em cicatrização....................................................................7 
Figura 3 Fotomicrografia demonstrando os componentes do Sistema 
Haversiano...................................................................................8 
Figura 4 Tipos de células ósseas...............................................................9 
Figura 5 As etapas de reparo da fratura...................................................11 
Figura 6 Esquema simplificado do processo de remodelação 
óssea..........................................................................................23 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
V 
 
LISTA DE ABREVIATURAS 
 
BMPs Proteínas ósseas morfogenéticas 
GDFs Fator de crescimento e diferenciação 
IL Interleucinas 
MCSF Fator estimulante de colônias de macrófagos 
MSCs Células tronco mesenquimais 
OPG Osteoprotegerina 
PDGF Fator de crescimento derivado de plaquetas 
RANKL Receptor ativador do núcleo do fator Kappa B ligante 
SDF-1 Fator – 1 de células derivadas do estroma 
TGF-β Fator de crescimento transformador beta 
TNF-α Fator de necrose tumoral alfa 
VEGF Fator de crescimento vascular endotelial 
1 INTRODUÇÃO 
 
A cicatrização óssea é um processo biológico complexo que segue 
padrões específicos de regeneração e envolve alterações na expressão de 
milhares de genes. Embora haja muitos estudos para se compreender 
totalmente o processo de regeneração óssea, sobretudo os eventos 
anatômicos e bioquímicos ainda vêm sendo estudados de forma mais 
detalhada. Estes estudos têm proporcionado uma compreensão geral de como 
ocorre a consolidação da fratura (MARSELL & EINHORN, 2011). 
O osso tem capacidade para reparação e regeneração em reposta a 
uma lesão ou tratamento cirúrgico. Ambos os processos envolvem uma 
complexa integração de células, fatores de crescimento e matriz extracelular. O 
processo de reparação consiste em restaurar a continuidade dos tecidos 
lesados, sem necessariamente aumentar o volume ósseo. Já a regeneração é 
um processo que envolve a diferenciação de novas células e a formação de um 
novo tecido ósseo que resulta em um aumento do volume total de novos 
tecidos esqueléticos (AL-AQL et al., 2008). O processo de regeneração óssea 
pode ocorrer também por meio do uso de procedimentos cirúrgicos como a 
distração osteogênica (TAY et al., 1998). 
A consolidação de uma fratura é um processo que envolve uma 
sequência de etapas que são iniciadas em reposta a uma lesão, resultando 
eventualmente no reparo e restauração da função (AL-AQL et al., 2008). 
Os processos biológicos são controlados por mecanismos 
moleculares complexos que envolvem fatores locais e sistêmicos, que 
interagem com muitos tipos de células, recrutados para a lesão acidental ou 
cirúrgica dos tecidos adjacentes e para a circulação (AL-AQL et al., 2008). 
A consolidação do osso pode ocorrer de uma forma direta ou 
indireta, que consiste tanto na formação óssea intramembranosa ou 
endocondral. O processo de cicatrização indireta é mais comum, uma vez que 
a cicatrização direta requer redução anatômica e uma estabilização do foco de 
fratura, que na maioria das vezes é obtida por redução aberta e fixação interna. 
No entanto, quando tais condições são alcançadas, a cicatrização direta 
2 
 
permite uma regeneração anatômica do osso lamelar e dos sistemas de 
Havers, sem a necessidade da etapa de remodelação (MARSELL & EINHORN, 
2011). 
A formação óssea endocondral ocorre geralmente na parte externa 
ao periósteo, em regiões que são imediatamente adjacentes ao local da fratura 
e, mecanicamente menos estáveis. Já a ossificação intramembranosa ocorre 
na parte interna ao periósteonas bordas proximal e distal do calo, onde 
formam um calo duro (DIMITRIOU et al., 2005). Essa transição de calo rígido 
ao redor do foco de fratura é que fornece uma estabilização inicial e 
recuperação da função biomecânica (GERSTENFELD et al., 2006). 
Durante cada uma dessas fases os processos biológicos são 
regulados por moléculas de sinalização que podem ser categorizados em três 
grupos: (1) citocinas pro-inflamatórias, (2) membros da super família do fator de 
crescimento transformador-beta (TGF-β), e (3) fatores angiogênicos. Cada um 
desses grupos de citocinas e outras proteínas têm atividades biológicas que 
promovem sobreposição dos processos biológicos e interações entre os 
diferentes tipos de células. Como por exemplo, as células-tronco mesenquimais 
se diferenciam em células mais especializadas que promovem efeito em cada 
uma das outras atividades (PENG et al., 2005). 
Durante as últimas décadas, os estudos sobre a cicatrização da 
fratura evoluíram rapidamente. É sabido que o osso é um dos poucos tecidos 
que podem cicatrizar sem que haja a formação de uma cicatriz fibrosa. Assim, 
o processo de desenvolvimento e reorganização da fratura pode ser 
considerado uma forma de regeneração óssea. No entanto, apesar da 
capacidade regenerativa do tecido ósseo, esse processo às vezes falha e as 
fraturas podem cicatrizar em posições anatômicas desfavoráveis, ter um atraso 
no tempo de cicatrização, ou até mesmo desenvolver uma pseudoartrose ou 
não união óssea (MARSHELL & EINHORN, 2010). 
A fim de evitar falhas no processo de cicatrização das fraturas, 
vários estudos em humanos e modelos animais têm fornecido informações 
sobre as etapas que regulam o processo biológico da cicatrização das fraturas, 
além de promoverem orientação para novas pesquisas (EINHORN, 2005). 
O uso de modelos animais tornou possível investigar a cicatrização 
das fraturas sobre várias perspectivas como a histológica, bioquímica e 
3 
 
biomecânica e tem sido, portanto, uma ferramenta importante na compreensão 
do processo de cicatrização óssea (BONNARENS & EINHORN, 1984). 
O objetivo desta revisão é caracterizar os eventos celulares que 
contribuem para o processo de cicatrização e descrever as complexas vias de 
sinalização das moléculas envolvidas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4 
 
2 REVISÃO DE LITERATURA 
 
 
2.1 O tecido ósseo 
 
 
2.1.1 Composição química do osso 
 
O osso é constituído basicamente por dois componentes: orgânicos 
e inorgânicos. A porção orgânica é formada por células (osteoblastos, 
osteócitos e osteoclastos), fibras colágenas e substância base (proteoglicanos 
e glicoproteínas). A parcela orgânica da matriz óssea é secretada 
principalmente pelos osteoblastos. O principal componente inorgânico é o 
fosfato de cálcio, responsável por dois terços do peso ósseo. O fosfato de 
cálcio interage com o hidróxido de cálcio transformando-se em hidroxiapatita. 
Conforme ocorre a formação dos cristais de hidroxiapatita, outros materiais 
inorgânicos como o carbonato de cálcio, sódio, magnésio e fluoreto vão se 
incorporando a ele (CONSTANTINESCU, 2002). 
 
 
2.1.2 Anatomia óssea 
 
No desenvolvimento dos ossos longos, chamamos o corpo do osso 
de diáfise e a extremidade de epífise. A diáfise é formada por medula óssea 
circundada por osso compacto, que constitui uma densa barreira protetora. 
Geralmente mais larga que a diáfise, a epífise é formada principalmente de 
osso esponjoso, o qual é constituído por uma trama de ossos trabeculares e 
medula óssea amarela ou vermelha, bem como uma fina e externa camada de 
osso compacto (Figura 1). Nos ossos em crescimento, o ponto de união da 
diáfise com a epífise é denominado metáfise. Nesta junção, existe uma placa 
de crescimento formada por cartilagem hialina, chamada de placa epifiseal ou 
fise de crescimento. Quando o processo de desenvolvimento é finalizado, a 
placa epifiseal é substituída pela linha epifiseal (MARIEB, 2003). 
 
5 
 
 
Figura 1 – Estrutura anatômica de um osso longo evidenciando a 
diáfise ao longo do eixo médio do osso; enquanto a 
epífise, uma área mais larga em cada uma das 
extremidades ósseas; a metáfise, ponto de encontro 
entre a epífise e a diáfise, e periósteo uma camada 
fibrosa que recobre a superfície externa do osso que 
não é recoberto por cartilagem articular e o endósteo 
uma camada fibrosa que reveste as cavidades 
internas dos ossos. Fonte: adaptado de AKERS e 
DENBOW (2008). 
 
A superfície articular é constituída por uma fina camada de 
cartilagem hialina, a qual recobre a epífise dos dois ossos que mantém contato. 
A superfície externa do osso não coberta por cartilagem articular será envolta 
por periósteo, que é constituído por membrana conjuntiva densa irregular e 
unido à base óssea pelas fibras de Sharpey, oriundas das fibras presentes na 
matriz óssea. O periósteo contém fibras nervosas, vasos linfáticos e 
6 
 
sanguíneos responsáveis pelo suprimento ósseo. A superfície interna do osso 
é recoberta pelo endósteo, o qual envolve a cavidade medular dos ossos 
longos e as trabéculas dos ossos esponjosos (MARIEB, 2003). 
 
 
2.1.3 Vascularização óssea 
 
A fisiologia óssea interna, bem como os processos de cicatrização 
da fratura, dependem de um suporte sanguíneo adequado. Em ossos longos 
íntegros, a circulação consiste de suprimento aferente da artéria nutriente 
principal, artérias metafiseais proximal e distal e artérias periosteais que 
penetram no osso em áreas de forte ligação fascial (Figura 2). O fluxo 
sanguíneo segue do canal medular para o periósteo, ou seja, em direção 
centrífuga e a pressão medular, possivelmente, restringirá o fluxo sanguíneo 
periosteal para o terço externo do córtex. Em animais imaturos, encontramos 
inúmeras artérias em sentido longitudinal, que penetram no osso de formação 
recente, sobre a superfície periosteal. A metáfise e a epífise recebem suporte 
sanguíneo separadamente e não se comunicam através da fise cartilaginosa. A 
porção da circulação responsável pela nutrição da zona celular da reserva 
cartilaginosa e células fiseais em crescimento é o suprimento sanguíneo da 
epífise. A interrupção do aporte sanguíneo dessa porção resulta na morte das 
células em crescimento e suspensão da função fiseal. Entretanto, as células 
que participam da ossificação endocondral são supridas a partir das artérias 
metafiseais (FOSSUM, 2005). 
 
7 
 
 
Figura 2 – Suprimento sanguíneo para: A - 
osso normal. B - osso imaturo. C - 
osso fraturado (suprimento 
sanguíneo extra ósseo) e D - osso 
em cicatrização. Fonte: FOSSUM 
(2005). 
 
 
2.1.4 Histologia óssea 
 
A unidade estrutural do osso compacto é denominada ósteon ou 
Sistema Haversiano. (Figura 3). Cada ósteon aparece como uma unidade 
cilíndrica lamelar de matriz óssea que envolve os canais de Havers. O sistema 
Haversiano corre paralelo ao eixo longo do osso e carrega pequenas artérias e 
veias. O canal de Volkmann se dispõe perpendicularmente ao eixo longo do 
osso, e está ligado à circulação sanguínea e aos nervos do periósteo através 
do canal de Havers. Os canais de Havers e de Volkmann conectam a cavidade 
8 
 
medular óssea à circulação por intermédio dos vasos sanguíneos, formando 
caminhos para que as células sanguíneas possam atingir a circulação (AKERS 
e DENBOW, 2008). 
 
 
 
Figura 3 – Fotomicrografia demonstrando os 
componentes do Sistema 
Haversiano. Fonte: TIMOTHY, 2004. 
 
 
2.1.5 Células do tecido ósseo 
 
Encontramos no ossoquatro principais tipos celulares (Figura 4): os 
osteoblastos, osteócitos, osteoclastos e as células osteoprogenitoras (ANDIA et 
al., 2006; AKERS e DENBOW, 2008). 
 
9 
 
 
Figura 4 – Tipos de células ósseas. Fonte: TORMENA (2009). 
 
Osteoblastos são células secretoras de matriz óssea extracelular, 
além de colágeno e substâncias que constituem o osso não mineralizado. 
Durante a formação óssea, os osteoblastos secretam a matriz óssea. Porém, 
os osteoblastos mantém contato com outra via de conexões que contém junção 
comunicante. Conforme a matriz endurece, os osteoblastos amadurecem e 
tornam-se osteócitos ((ANDIA et al., 2006; AKERS e DENBOW, 2008). 
Os osteócitos são células ósseas maduras de maior população, com 
formato de aranha, encontradas em pequenas cavidades das junções 
lamelares chamadas de lacunas. Somente um osteócito é encontrado por 
lacuna e essas células não podem se dividir. Numerosos processos alongam-
se de cada osteócito para dentro dos canalículos, passando rapidamente pela 
matriz de mineralização e se conectando a uma lacuna adjacente. Então, há 
uma rede de comunicação entre o canalículo e a lacuna, fazendo com que o 
processo ocorra em todo o osso mineralizado. O canalículo é importante 
porque é dele que provem a rota pela qual o processo de um osteócito pode se 
contactar aos outros adjacentes. Portanto, todos os osteócitos são capazes de 
se comunicar entre si, carregando informações e nutrientes. Os osteócitos 
podem sintetizar ou absorver a matriz óssea e, caso sejam destruídos, a 
reabsorção da matriz óssea ocorre devido à atividade do osteoclasto, que é 
sucedida pela reparação ou remodelação através da atividade osteoblástica 
((ANDIA et al., 2006; AKERS e DENBOW, 2008). 
Os osteoclastos são células multinucleadas gigantes envolvidas na 
reabsorção do osso e, portanto, estão presentes em áreas onde o osso está 
sendo removido. O osso também contém um pequeno número de células 
10 
 
mesenquimais conhecidas como células osteoprogenitoras, que estão 
localizadas na camada celular do periósteo, no endósteo e na linha vascular de 
passagem da matriz medular. São dessas células que se originam os 
osteoblastos e, portanto, são importantes para a reparação das fraturas 
((ANDIA et al., 2006; AKERS e DENBOW, 2008). 
 
 
2.2 Cicatrização óssea 
 
 
2.2.1 Consolidação indireta da fratura 
 
A consolidação indireta ou secundária é a forma mais comum de 
cicatrização das faturas, e consiste de uma cicatrização óssea endocondral e 
intramembranosa (GERSTENFELD et al., 2006). É caracterizada pela 
formação de um calo intermediário antes da formação do calo ósseo. Não 
exige redução anatômica e estabilização do foco de fratura. Pelo contrário, o 
foco de fratura é reforçado por micro movimentos. No entanto, muito 
movimento e/ou carga pode resultar em um atraso na cicatrização, ou até 
mesmo uma não união óssea (GREEN et al., 2005). A cicatrização óssea 
indireta ocorre normalmente no tratamento não cirúrgico de fraturas, e em 
determinados tratamentos cirúrgicos em que ocorrem alguns movimentos no 
local da fratura, como a fixação intramedular, fixação externa ou fixação interna 
de fraturas cominutivas complicadas (PAPE et al., 2002; PERREN, 2002). 
O processo de reparo em si é composto por quatro fases (Figura 5) 
que se sobrepõem. Inicialmente há uma fase de resposta inflamatória imediata 
que leva ao recrutamento de células-tronco mesenquimais e subsequente 
diferenciação em condrócitos que produzem cartilagens e osteoblastos, que 
formam o osso. Depois é produzida uma matriz cartilaginosa, que mineraliza, e 
ocorre uma transição para osso, com iniciativa da reabsorção da cartilagem 
mineralizada. A formação do osso primário é seguida por remodelação, em que 
o calo ósseo inicial é modificado por formação e reabsorção óssea secundária 
para restaurar a estrutura anatômica que suporta cargas mecânicas 
(GERSTENFELD et al., 2003a). 
11 
 
O reparo da fratura relembra o desenvolvimento embrionário normal 
com a participação coordenada de vários tipos de células provenientes do 
córtex, periósteo, tecidos moles circundantes e medula óssea (FERGUNSON 
et al., 1999; GERSTENFELD et al., 2003a). 
 
 
Figura 5 - As etapas de reparo da fratura. Fonte: adaptado de CARANO 
&FILVAROFF (2003). 
 
 
2.2.1.1 A resposta inflamatória aguda 
 
Imediatamente após o trauma, ocorre a formação de um hematoma 
que é constituído por células do sangue periférico e intramedulares, bem como 
células da medula óssea. A lesão inicia uma resposta inflamatória que é 
necessária para o processo de cicatrização. A resposta inflamatória faz com 
que o hematoma coagule entre e ao redor das extremidades da fratura, e 
dentro da medula formando um modelo para a formação do calo ósseo 
(GERSTENFELD et al., 2003b). 
Embora se tenha conhecimento de que uma expressão prolongada e 
crônica de citocinas inflamatórias tem um efeito negativo no osso, nas 
articulações e em presença de materiais implantados, uma secreção rápida e 
bem regulada de moléculas pró-inflamatórias após uma lesão aguda é 
fundamental para a regeneração do tecido (GERSTENFELD et al., 2003b). A 
resposta inflamatória aguda atinge seu pico nas primeiras 24 horas e se 
completa após sete dias, embora as moléculas pró-inflamatórias mais tarde 
12 
 
continuem desempenhando um papel importante no final da regeneração (CHO 
et al., 2002). 
A resposta pró-inflamatória inicial envolve a secreção do fator de 
necrose tumoral-α (TNF-α), interleucina (IL), IL-1, IL-6, IL-11 e IL-18, por 
macrófagos, células inflamatórias e células de origem mesenquimais 
(GERSTENFELD et al., 2003b). Esses fatores recrutam células inflamatórias, 
aumentam a síntese da matriz extracelular e estimulam a angiogênese (SFEIR 
et al. 2005). O pico de concentração dessas citocinas pode ser observado com 
24 horas e retornam aos valores normais dentro de 72 horas após o trauma 
(CHO et al., 2002; GERSTENFELD et al., 2003b). Durante este período de 
tempo o TNF-α é expresso por macrófagos e outras células inflamatórias, e 
acredita-se que esse efeito seja mediado pela indução de sinais inflamatórios 
secundários e atua como um agente quimiotático para recrutar células 
necessárias (KON et al., 2001). 
Além de estimular a função dos osteoclastos, o TNF-α promove o 
recrutamento de células-tronco mesenquimais e induz a apoptose de 
condrócitos hipertróficos durante a formação óssea endocondral. Atrasos ou 
ausência da reabsorção da cartilagem mineralizada, consequentemente, 
impede a formação óssea. Em situações em que o TNF-α se expressa de 
forma mais abundante, como na cicatrização de diabéticos, ocorre uma 
remoção prematura da cartilagem que está associado a uma deficiência na 
cicatrização e formação óssea (KAYAL et al., 2007). 
O TNF-α também tem sido expresso in vitro para induzir 
diferenciação osteogênica de células tronco mesenquimais (MSCs) (CHO et al., 
2006). Estes efeitos são mediados pela ativação de dois receptores TNFR1 e 
TNFR2 que são ambos expressos pelos osteoblastos e osteoclastos. No 
entanto, o TNFR1 sempre é expresso no osso enquanto que o TNFR2 é 
expresso somente após uma lesão, sugerindo um papel mais específico na 
regeneração óssea (KON et al., 2001; BALGA, 2006). 
A expressão de IL-1 e IL-6 aumentam novamente em associação 
com a remodelação durante a formação óssea secundária, enquanto que a 
expressão de TNF-α aumenta em associação com a reabsorção da cartilagem 
mineralizada no final da fase endocondral de reparo da fratura 
(GERSTENFELD et al., 2003c). 
13 
 
Entre as diferentes interleucinas, acredita-se que a IL-1 e IL-6 sejamas mais importantes na cicatrização óssea. A expressão da IL-1 se sobrepõe a 
do TNF-α no modo bifásico. É produzida por macrófagos na fase aguda da 
inflamação e induz a produção de IL-6 nos osteoblastos, promove a produção 
do calo cartilaginoso primário, e também promove angiogênese no local da 
injúria pela ativação de um dos seus dois receptores, IL-1RI ou IL-1RII (KON et 
al., 2001; SFEIR et al., 2005; LEE & LORENZO, 2006). A IL-6 por outro lado, é 
produzida somente durante a fase aguda, estimulando a angiogênese, a 
produção do fator de crescimento vascular endotelial (VEGF) e a diferenciação 
de osteoblastos e osteoclastos (YANG et al., 2007). 
A expressão do receptor ativador do núcleo do fator Kappa B ligante 
(RANKL) e osteoprogesterina (OPG), dois membros da superfamília TNF-α, 
bem como o macrófago fator estimulante de colônias (MCSF), são fatores 
reguladores essenciais na osteoclastogênese, aumentando logo após a fase 
inicial da lesão, bem como durante o período de reabsorção da cartilagem 
mineralizada. Durante a fase de formação óssea secundária e remodelação 
óssea, RANK, OPG e MCSF apresentam níveis de expressão diminuídos em 
comparação aos observados durante a reabsorção da cartilagem 
(GERSTENFELD et al., 2003c). 
 
 
2.2.1.2 O papel da superfamília do fator de crescimento transformador beta 
(TGF-β) na cicatrização da fratura 
 
A superfamília do fator de crescimento transformador beta (TGF-β) 
consiste em um grande número de diferentes fatores de crescimento e 
diferenciação que incluem as proteínas ósseas morfogenéticas (BMPs), fator 
de crescimento transformador beta (TGF-β), fator de crescimento e 
diferenciação (GDFs), ativinas, inibinas e a substância inibidora Mulleriana 
(CHO et al., 2002). 
Membros específicos desta família, como as BMPs (2-8), GDF (1, 5, 
8 e 10) e TGF-β1-3 promovem vários estágios de ossificação endocondral e 
intramembranosa durante a cicatrização da fratura (CHO et al., 2002). 
 
14 
 
 
a) Proteínas ósseas morfogenéticas 
 
Durante o reparo da fratura, são produzidas BMPs por células 
mesenquimais, osteoblastos e condrócitos. As diversas BMPs funcionam 
independentemente ou em colaboração umas com as outras, bem como com 
outros membros da superfamília TGF-β, para desencadear uma cascata de 
eventos que promovem a formação de cartilagem e osso. Os processos 
celulares estimulados incluem quimiotaxia, proliferação e diferenciação de 
células mesenquimais, angiogênese e síntese da matriz extracelular (SAKOU, 
1998; REDDI, 2001). 
Apesar das diversas BMPs estarem estruturalmente e 
funcionalmente relacionadas, elas exibem diferentes padrões de expressão nos 
diferentes estágios da consolidação da fratura, com base nos experimentos 
realizados em animais. Em estudos com murinos a consolidação da fratura, 
mostrou níveis máximos da expressão de RNAm de BMP-2 dentro de 24 horas 
após a lesão, sugerindo que este desempenha seu papel no início do reparo. 
Em coesão com estes achados, estudos recentes mostram que a BMP-2 é 
necessária para a reparação óssea pós-natal e está geneticamente associada 
com a manutenção da massa óssea normal. Ao contrário, a BMP-2 
aparentemente não é necessária para a formação embriológica dos ossos 
(TSUJI et al., 2006; XIONG et al., 2006). Outros estudos in vitro examinam a 
diferenciação do estroma das células-tronco da médula e mostram que a BMP-
2 controla a expressão de vários outras BMPs e quando sua atividade é 
bloqueada, os estromas de células troncos da medula não conseguem se 
diferenciar em osteoblastos (EDGAR et al., 2007). 
AS BMP -3, BMP -4, BMP -7 e BMP -8 se expressam por um 
limitado período durante a cicatrização da fratura (14 a 21 dias), quando a 
reabsorção da cartilagem calcificada e o recrutamento osteoblástico são 
ativados, e ocorre a formação óssea. BMP-5 e BMP -6 e outros membros da 
superfamília do TGF-β são expressos de três a 21 dias durante a fratura em 
camundongos, sugerindo que eles têm um efeito regulador em ambas as 
ossificações intramembranosa e endocondral (CHO et al., 2002). 
15 
 
Tem sido proposto que a BMP-2, BMP -6 e BMP -9 podem ser os 
indutores mais potentes da diferenciação de células mesenquimais para 
osteoblastos, enquanto as BMPs restantes promovem a maturação dos 
osteoblastos comprometidos (CHENG et al., 2003). Os antagonistas de BMPs 
também desempenham um papel importante na reparação da fratura. 
YOSHIMURA et al. (2001) afirmaram que a expressão de noggin bloqueia 
BMP-2, BMP-4 e BMP -7, e é modulada durante a consolidação da fratura. O 
padrão da expressão de noggin é semelhante a de BMP-4, sugerindo que o 
equilíbrio noggin/BMP-4 poderia ser um fator importante na regulação da 
formação de calos durante a cicatrização da fratura. Isto é apoiado por 
descobertas que, na ausência de noggin, há excesso de osso e formação de 
cartilagem durante o desenvolvimento, indicando que o noggin desempenha 
um papel importante na limitação da formação destes tecidos (BRUNET et al., 
1998). 
 
 
b) Fator de crescimento transformador beta 
 
Todas as três isoformas (TGF-β1, TGF-β2 e TGF-β3), deste grupo 
de proteínas estão envolvidas no reparo da fratura. Elas são produzidas por 
degranulação plaquetária após a lesão inicial, o que sugere o seu envolvimento 
com o início da formação de calos (BOLANDER, 1992; BOSTROM, 1998). 
Certas proteínas também são produzidas pelos osteoblastos e condrócitos em 
fases posteriores, o que aumenta a proliferação destas células, bem como a de 
células mesenquimais e pré-osteoblastos (LIEBERMAN et al., 2002). 
Acredita-se que o TGF-β exerça uma papel importante na 
condrogênese e formação endocondral (BARNES et al, 1999). Ele também 
induz a expressão de proteínas da matriz extracelular (SANDBERG et al., 
1993). Em ratos, expressão de TGF-β2 e TGF-β3 atinge seu pico sete dias 
após a fratura, quando a expressão de colágeno tipo II se eleva, e parece estar 
associada a formação de cartilagem. A expressão de TGF-β1 permanece 
constante durante todo o processo de cicatrização da fratura. Isto sugere que o 
TGF-β2 e TGF-β3 pode desempenhar o papel mais importante durante o 
16 
 
processo de cicatrização da fratura, uma vez que o pico de expressão ocorre 
durante a fase crítica da condrogênese (CHO et al., 2002). 
 
 
2.2.1.3 Recrutamento de células tronco mesenquimais (MSCs) 
 
Para o osso se regenerar, células-tronco mesenquimais específicas 
devem ser recrutadas, proliferar, e se diferenciar em células osteogênicas. O 
local exato de onde essas células vêm não é totalmente esclarecido. A maioria 
dos dados indica que estas MSCs são derivadas da medula óssea e de tecidos 
moles adjacentes, pesquisas recentes demostram que o processo de 
recrutamento e circulação das MSCs para o local da injúria possa ser de 
grande importância para uma cicatrização ideal (GRANERO-MOLTO et al., 
2009; KITAORI et al., 2009). Inicialmente sugeriu-se que a proteína óssea 
morfogenética-2 (BMP-2) tem um importante papel neste recrutamento, mas 
outros dados demonstram que este não é o caso (BAIS et al. 2009). De fato, a 
BMP-2 é essencial para a reparação óssea (TSUJI et al., 2006), mas outras 
BMPs, tais como a BMP-7 podem desempenhar um papel mais importante no 
recrutamento de células progenitoras (BAIS et al. 2009) 
Sugere-se que o fator-1 de células derivadas do estroma (SDF-1) e 
proteína-G acoplado ao receptor CXCR-4 formam um eixo (SDF-1/CXCR-4) 
que é um regulador chave de recrutamento específico das MSCs para o local 
do trauma (MA et al., 2005; GRANERO-MOLTO et al. 2009; KITAORI et al., 
2009). Estes estudos mostram que a expressão de SDF-1 está aumentada no 
localda fratura, especialmente no periósteo presente nas bordas da fratura. Os 
mesmos autores também demonstram que a SDF-1 tem um papel específico 
no recrutamento de CXCR-4 expressando MSCs para o local da fratura durante 
a fase de cicatrização endocondral (KITAORI et al., 2009). A importância deste 
eixo foi verificada durante um tratamento utilizando um antagonista anti-SDF-1 
ou uma manipulação genética de SDF-1-4 e CXCR que demonstrou ser 
prejudicial para a consolidação da fratura (GRANERO-MOLTO et al., 2009; 
KITAORI et al., 2009). 
 
 
17 
 
2.2.1.4 A formação do calo ósseo cartilaginoso e periosteal 
 
Embora a consolidação da fratura consista de uma ossificação 
intramembranosa e endocondral, ocorre a formação de um calo cartilaginoso, 
que posteriormente sofre mineralização, reabsorção e é então substituído por 
osso que é a característica principal deste processo. Após a formação do 
hematoma primário, é formado um tecido de granulação rico em fibrina (RAHN, 
2002). Dentro desses tecidos, ocorre a formação endocondral entre as 
extremidades da fratura e o periósteo. Essas regiões são mecanicamente 
menos estáveis e o tecido cartilaginoso forma um calo que promove maior 
estabilidade na região local da fratura (DIMITRIOU et al., 2005). 
Em modelos animais (ratos, coelhos e camundongos) o pico de 
formação de calos moles ocorre em 7-9 dias após o trauma, com um aumento 
de procolágeno tipo II e de marcadores nucleares de proteoglicanos de 
proteínas extracelulares (EINHORN, 1998). Ao mesmo tempo, ocorre uma 
resposta subperiosteal de ossificação intramembranosa diretamente adjacente 
às extremidades distais da fratura, formando um calo duro. A transição do calo 
duro para o centro da fratura, fornece uma estrutura semi-rígida que permite a 
sustentação do peso (GERSTENFELD et al., 2006). 
A formação dos calos é dependente do recrutamento de MSCs dos 
tecidos moles adjacentes, córtex, periósteo e medula óssea, bem como da 
mobilização sistêmica de células-tronco hematopoiéticas. Uma vez recrutadas, 
uma cascata molecular produz matriz de colágeno tipo I e de colágeno tipo II e 
sinaliza a participação de várias moléculas de peptídeos. Neste processo os 
integrantes da família do TGF-β têm se mostrado de grande importância. O 
TGF-β2, TGF-β3 e GDF-5 estão envolvidos na condrogênese e na ossificação 
endocondral, enquanto que sugere-se que a BMP-5 e BMP-6 pode induzir 
proliferação celular na ossificação intramembranosa do periósteo local (CHO et 
al., 2002; MARSELL & EINHORN, 2009). Além disso, como mencionado acima, 
a BMP-2 tem se mostrado crucial no início do processo de cicatrização, como 
observado em camundongos com mutações inativadoras de BMP-2 que não 
são capazes de formar calos, impedindo a cicatrização das fraturas com 
sucesso (TSUJI et al., 2006). 
 
18 
 
 
2.2.1.5 Revascularização e neoangiogênese no foco da fratura 
 
A consolidação das fraturas requer um suprimento sanguíneo e a 
revascularização é essencial para o sucesso da reparação óssea 
(KERAMARIS et al., 2008). Na cicatrização da fratura endocondral, isso não 
envolve apenas as vias angiogênicas, mas também a apoptose de condrócitos 
e a degradação cartilaginosa, bem como a remoção de células e matrizes 
extracelulares que são necessárias para permitir que ocorra o crescimento de 
vasos sanguíneos no local do reparo (AI- AQL et al., 2008). 
Uma vez que este padrão estrutural é alcançado, o processo de 
vascularização é regulado principalmente por duas vias moleculares, uma via 
angiopoietina-dependente e uma via de fator de crescimento vascular 
endotelial (VEGF)-dependente (TSIRIDIS et al., 2007). 
As angiopoietinas, principalmente a angiopoietina-1 e angiopoietina-
2 são proteínas vasculares morfogenéticas. O papel da angiopoietina no reparo 
da fratura não é tão bem compreendido como na via VEGF. Sua expressão é 
induzida no início do processo de cicatrização, sugerindo que promova um 
crescimento vascular inicial dos vasos existentes no periósteo e estão 
associadas à formação de vasos de maior calibre e ao desenvolvimento de 
ramos colaterais a partir dos vasos existentes (LEHMANN et al., 2005). 
No entanto, a via VEGF é considerada a chave reguladora da 
regeneração vascular. Tem sido mostrado que tanto os osteoblastos quanto os 
condrócitos hipertróficos expressam altos níveis de VEGF, promovendo a 
invasão de vasos sanguíneos e a transformação de uma matriz cartilaginosa 
avascular em um tecido ósseo vascular (KERAMARIS et al., 2008). 
O VEGF promove a vasculogênese, agregação e proliferação de 
células endoteliais e células tronco mesenquimais em um plexo vascular, e a 
angiogênese, que é o crescimento de novos vasos a partir de outros já 
existentes (KANCZLER & OREFFO, 2008). Assim, o VEGF desempenha um 
papel crucial na neoangiogênese e revascularização do local da fratura. Sua 
importância nestes processos é ainda sustentada por observações, em que a 
adição de VEGF em excesso promove uma excelente cicatrização da fratura, 
enquanto que os bloqueios dos receptores do VEGF inibem o crescimento 
19 
 
vascular e promovem atrasos ou impedem o processo regenerativo (AI- AQL et 
al., 2008; KERAMARIS et al., 2008). Vários outros fatores como as interações 
sinérgicas das BMPs com VEGF e o estímulo mecânico também podem ter 
efeitos pró-angiogênicos contribuindo para melhorar as atividades angiogênicas 
de forma VEGFR2-dependente (AI- AQL et al., 2008; KANCZLER & OREFFO, 
2008). 
Pesquisas comparando o perfil da expressão dos reguladores de 
angiogênese demostraram que os fatores expressos mais prevalentes ao longo 
do processo de cicatrização óssea foram angiopoietina-2, fator derivado do 
pigmento endotelial, pleiotrofina, Tie1, e o inibidor de crescimento vascular 
endotelial (GERSTENFELD et al., 2003c). 
Os membros da família VEGF detectáveis durante a consolidação da 
fratura são o VEGF-D, VEGF-A e VEGF-C. Eles são expressos ao longo da 
fase condrogênica da cicatrização, atingindo níveis máximos de expressão 
durante as fases finais de calcificação dos tecidos cartilaginosos, no momento 
em que se inicia a reabsorção. A relação entre a expressão de alguns fatores 
angiogênicos e citocinas pró-inflamatórias tem sido mostrado em camundongos 
sem receptores de TNF. A ausência de receptores de sinalização TNF diminui 
a expressão de angiopoietinas, metaloproteinases e do inibidor de crescimento 
vascular endotelial durante a cicatrização da fratura. No entanto, a expressão 
de membros da família VEGF que promovem diretamente a formação de novos 
vasos não é inibida. Os resultados deste estudo sugerem que, depois da 
injuria, os vasos existentes são primeiramente dissociados em um pool de 
células endoteliais não divisíveis através da ação da angiopoietina-2 e do 
inibidor de crescimento vascular endotelial, este último limitando a proliferação 
(AL-AQL et al., 2008). 
No momento em que a reabsorção da cartilagem e a remodelação 
óssea são iniciadas, há um aumento dos níveis de VEGF, que estimulam 
células deste grupo de progenitores e promovem a participação destas células 
endoteliais na neoangiogênese. Estes resultados sugerem que a sinalização do 
TNF-α por condrócitos controla a vascularização da cartilagem através da 
regulação da angiopoietina e do fator inibidor de crescimento vascular 
endotelial, que desempenham as funções de contrabalancear a supressão da 
20 
 
indução do crescimento e a apoptose de células endoteliais (AL-AQL et al., 
2008). 
Apesar da menor relação, o terceiro membro da família do sistema 
de sinalização angiogênico é o fator de crescimento derivado de plaquetas 
(PDGF). O PDGF um grupo de fatores que pertencemestruturalmente a uma 
maior família, que incluem o VEGF e o fator de crescimento plaquetário 
(HELDIN & WESTERMARK, 1999). Os PDGFs são secretados a partir de 
grânulos alfa de plaquetas, bem como de células endoteliais, de células 
vasculares do musculo liso e de macrófagos (MEYER-INGOLD & EICHNER, 
1995). Existem diversas formas de PDGF (PDGF-A-B-C- e –D), que formam 
hetero e homodímeros que são biologicamente ativos. As formas de PDGF 
encontrados em plaquetas humanas PDFG-AA, PDFG-AB e PDGF-BB se 
ligam a receptores PDGF alfa e beta. As células-alvo do PDGF são células 
mesenquimais que incluem principalmente fibroblastos dérmicos e células 
musculares lisas. Estes tipos de células expressam maior nível de receptores 
PDGF-β (HELDIN & WESTERMARK, 1999). 
A ação do PDGF depende de células-alvo, do estímulo de células 
em proliferação, quimiotaxia, sobrevivência e mobilização de cálcio das 
reservas intracelulares (DILIBERTO et al., 1992). Os PDGFs também têm um 
papel na remodelação do tecido conjuntivo através da estimulação da 
colagenase (BAUER et al., 1985). De acordo com esses achados, o PDGF-BB 
tem sido efetivamente utilizado com um agente terapêutico para melhorar a 
cicatrização cutânea (PIERCE et al., 1988; PIERCE et al., 1989). 
Sugere-se que o PDGF seja um fator essencial na remodelação 
óssea por mostrar uma melhor migração e proliferação de osteoblastos e uma 
melhor secreção de osteoclastos (KUBOTA et al., 2002). Os resultados da 
administração sistêmica de PDGF em ratas ovariectomizadas demonstrou um 
aumento da força e da densidade óssea (MITLAK et al., 1996). O PDGF 
aumenta a formação de uma matriz mineralizante in vitro (HSIEH e GRAVES, 
1998) e aumenta a formação óssea na regeneração periodontal in vivo 
(SARMENT et al., 1994). O PDGF exógeno aumenta a densidade do calo e a 
formação óssea associada com a consolidação de osteotomias (NASH et al., 
1994). O PDGF pode ser detectado no calo tecidual obtido a partir da 
cicatrização de fraturas durante a formação óssea (ANDREW et al., 1995). 
21 
 
Para FUJII et al. (1999) o PDGF é um componente essencial na consolidação 
normal de fraturas em modelos animais. Ao contrário, o PDGF em associação 
com a expressão de TGF-β, fator-β de crescimento fibroblástico, BMP-2 e 
BMP-14 está ausente em fraturas que não cicatrizam corretamente 
(BROWNLOW et al., 2001). 
 
 
2.2.1.6. Mineralização e reabsorção do calo cartilaginoso 
 
Para que a regeneração óssea progrida, o calo mole principal 
precisa ser reabsorvido e substituído por um calo ósseo. Esta etapa da 
consolidação da fratura, em certo ponto, lembra o desenvolvimento ósseo 
embriológico com uma combinação de proliferação e diferenciação celular, com 
aumento do volume celular e aumento da deposição de matriz (BREUR et al., 
1991). 
A ligação entre a regeneração óssea e o desenvolvimento ósseo foi 
reforçada por um recente entendimento do papel da família de moléculas Wnt, 
que é de grande importância na embriologia e também mostrou ter um 
importante papel na cicatrização óssea. Acredita-se que família Wnt regula a 
diferenciação de MSCs pluripotentes em linhagem osteoblástica, e em estágios 
mais avançados de desenvolvimento regula de forma positiva a formação 
óssea osteoblástica (CHEN & ALMAN, 2009). 
O calo de fratura prolifera condrócitos, e os mesmos se tornam 
hipertróficos e a matriz extracelular torna-se calcificada. O processo de 
cicatrização ativado principalmente pelo macrófago fator estimulante de 
colônias (M-CSF), receptor ativador do núcleo do fator kappa B ligante 
(RANKL), osteoprotegerina (OPG), e TNF-α inicia a reabsorção desta 
cartilagem mineralizada (BARNES et al., 1999; GERSTENFELD et al., 2003b). 
Durante este processo M-CSF, RANKL e OPG também ajudam a recrutar 
células ósseas e osteoclastos para formar o osso esponjoso. O TNF-α ainda 
promove o recrutamento de MSCs com potencial osteogênico , mas seu papel 
mais importante é iniciar a apoptose de condrócitos (GERSTENFELD et al., 
2003b). 
22 
 
O mecanismo de calcificação envolve o papel da mitocôndria, que 
contém grânulos de cálcio, criando hipóxia no local da fratura. Depois de 
preparar o citoplasma, os condrócitos do calo da fratura e os grânulos de cálcio 
são transportados para a matriz extracelular onde se precipitam com o fosfato e 
iniciam a formação de depósitos minerais. Esses depósitos de cálcio e fosfato 
se agrupam e formam cristais de apatita (KETENJIAN & ARSENIS, 1975). 
O pico de formação do calo rígido é atingido geralmente em 14 dias 
em modelos animais, conforme definido pela histomorfometria de tecido 
mineralizado, mas também pela mensuração de marcadores de matriz 
extracelular, como o colágeno tipo I, osteocalcina, fosfatase alcalina e 
osteonectina (EINHORN, 1998). Com o tempo o calo rígido e a cartilagem 
calcificada são substituídos por osso esponjoso e se torna mais sólido e 
mecanicamente rígido (GERSTENFELD et al., 2006). 
 
 
2.2.1.7 Remodelação óssea 
 
Embora o calo rígido seja uma estrutura que proporcione uma 
estabilidade biomecânica, ele não restaura completamente as propriedades 
biomecânicas do osso normal. Para alcançar isso, o processo de cicatrização 
da fratura inicia uma segunda fase de reabsorção, desta vez para remodelar o 
calo rígido em uma estrutura de osso lamelar com uma cavidade central 
medular (GERSTENFELD et al., 2003b). Esta fase é bioquimicamente ativada 
por IL-1 e TNF- α, que mostram altos níveis de expressão durante esta fase, 
em oposição à maioria dos integrantes da família TGF-β, que diminuem sua 
expressão neste momento (AI- AQL et al., 2008; MOUNTZIARIS & MIKOS, 
2008). Contudo, algumas BMPs como BMP-2 também estão aparentemente 
envolvidas nesta fase com níveis de expressão razoavelmente altos 
(MARSELL & EINHORN, 2009). 
O processo de remodelação é realizado por um difícil equilíbrio de 
reabsorção do calo pelos osteoclastos, e deposição de osso lamelar pelos 
osteoblastos (Figura 6). Embora o processo tenha início em torno de três a 
quatro semanas em modelos animais e humanos, a remodelação pode levar 
anos para ser completada e alcançar uma estrutura óssea totalmente 
23 
 
regenerada. O processo pode ocorrer mais rapidamente em animais e 
pacientes jovens (WENDEBERG, 1961). 
A remodelação óssea tem demostrado ser o resultado da produção 
de polaridade elétrica criada quando a pressão é aplicada em um ambiente 
cristalino (BASSETT, 1971). Isto é alcançado quando o carregamento axial de 
ossos longos ocorre, gerando uma superfície convexa eletropositiva, e uma 
superfície côncava eletronegativa, ativando a superfície osteoclástica e 
osteoblástica, respectivamente. O calo externo é então gradualmente 
substituído por uma estrutura de osso lamelar, enquanto que a remodelação do 
calo interno restabelece a característica de cavidade medular de um osso 
diafisário (BASSETT, 1971). 
 
Figura 6 – Esquema simplificado do processo de remodelação óssea. 
Fonte: TORMENA (2009). 
 
 
Para que a remodelação óssea seja bem sucedida, um adequado 
suprimento sanguíneo e um aumento da estabilidade mecânica são decisivos 
(CARANO & FILVAROFF, 2003). Isto é claramente demonstrado nos casos em 
que esses fatores decisivos não são atingidos, resultando no desenvolvimento 
de uma fibrose atrófica, ou não união óssea. No entanto, nos casos em que se 
tem uma boa vascularização, mas há uma fixação instável, o processo de 
cicatrização evolui para a formação de um calo cartilaginoso, que resulta em 
uma não união hipertrófica ou uma pseudoartrose (GREEN et al., 2005). 
 
 
 
 
24 
 
2.2.2 Consolidação direta da fratura 
 
A consolidação diretanão ocorre comumente no processo natural de 
cicatrização óssea. É caracterizada pela cicatrização do local da fratura sem a 
formação de um calo periosteal ou endosteal. Isto ocorre quando uma 
restauração anatômica dos fragmentos da fratura é alcançada e a fixação 
rígida é fornecida resultando em uma diminuição substancial da tensão 
interfragmentária. Portanto, este tipo de consolidação é frequentemente o 
objetivo principal alcançado após uma redução aberta e uma cirurgia de fixação 
interna. Quando esses requisitos são alcançados, a cicatrização óssea direta 
pode ocorrer por remodelação direta do osso lamelar, canais de Havers e 
vasos sanguíneos (RAHN, 2002). 
A redução precisa e rígida fixação parece eliminar os sinais 
biológicos que são conhecidos por atrair células osteoprogenitoras de tecidos 
moles adjacentes que contribuem para a formação do calo na cicatrização 
indireta (O’SULLIVAN et al., 1989; RAHN, 2002). 
A cicatrização direta pode ocorrer por meio da cicatrização por 
contato ou cicatrização por lacunas, dependendo da proximidade das 
extremidades da fratura. Na cicatrização por contato, a união óssea e a 
remodelação ocorrem simultaneamente, enquanto que na cicatrização por 
lacunas essas etapas são sequenciais. De acordo com a espécie, normalmente 
leva de meses a alguns anos, antes que a cicatrização completa seja 
alcançada (RAHN, 2002). 
 
 
2.2.2.1 Cicatrização por contato 
 
A cicatrização por contato ocorre em todas as áreas onde o defeito 
entre as extremidades do osso é menor que 0,01mm e a tensão 
interfragmentar é menos do que 2% (SHAPIRO, 1988). Sob essas condições, 
cortes em cone são formados nas extremidades dos osteons o mais próximo 
do local da fratura (HULSE & HYMAN, 1993). As pontas dos cortes em cone 
consistem em osteoclastos que cruzam a linha de fratura, gerando cavidades 
longitudinais a uma velocidade de 50-100µm/dia. Estas cavidades são 
25 
 
posteriormente preenchidas por ossos produzidos pelos osteoblastos que 
residem na parte posterior dos cortes de cone. Isto resulta, simultaneamente, 
em união óssea e restauração do sistema de Havers formados na direção axial 
(KADERLY, 1991; RAHN, 2002). 
O restabelecimento do sistema de Havers permite a penetração de 
vasos sanguíneos que transportam precursores osteoblásticos (GREENBAUM 
& KANAT, 1993; EINHORN, 1998). A transição dos osteons maduros para uma 
remodelação direta em osso lamelar resulta em uma cicatrização de fratura 
sem a formação de um calo periosteal. O novo osso lamelar é alinhado 
paralelamente ao eixo longo do osso, e é menos denso do que o córtex intacto, 
durante os primeiros meses (RAHN, 2002). 
 
 
2.2.2.2 Cicatrização por lacunas 
 
A cicatrização por lacuna difere da cicatrização por contato, pelo fato 
de que a união óssea e a remodelação de Havers não ocorrem 
simultaneamente. Esse processo de cicatrização ocorre quando a redução 
anatômica e as condições estáveis das extremidades da fratura são 
alcançadas, e desde que a distância entre as extremidades seja menor que 
800µm e 1mm, e a tensão interfragmentar menor que 2% (KADERLY, 1991). 
Neste processo o local da fratura é preenchido principalmente por 
osso lamelar orientado perpendicularmente ao longo do eixo do osso, exigindo 
uma reconstrução osteonal secundária, ao contrário do processo de 
cicatrização por contato (SCHENK & HUNZIKER, 1994). 
A estrutura óssea primária é, então, gradualmente substituída por 
osteons longitudinais revascularizados carreando células osteoprogenitoras 
que se diferenciam em osteoblastos e produzem osso lamelar em cada 
superfície do osso. Este osso lamelar, no entanto, se estabelece 
perpendicularmente abaixo do eixo longitudinal e é mecanicamente fraco 
(SHAPIRO, 1988). 
A remodelação de Harvers ocorre aproximadamente entre três a oito 
semanas, após o qual uma remodelação secundária se inicia, lembrando a que 
ocorre com o processo de cicatrização por contato com cortes de cones. 
26 
 
Embora não seja tão extenso como a remodelação endocondral, essa fase é 
necessária para restaurar as propriedades anatômicas e biomecânicas do osso 
(SHAPIRO, 1988). 
 
 
2.2.3 Distração osteogênica 
 
A distração osteogênica é um procedimento cirúrgico controlado que 
inicia um processo de regeneração e utiliza esforço mecânico para melhorar a 
resposta biológica dos tecidos lesados e formar um novo osso. Este modelo 
cirúrgico é utilizado para unir defeitos como fraturas que não cicatrizam, para 
tratar doenças como a osteomielite, em que o ocorre uma destruição do tecido 
ósseo, para aumentar o osso alveolar ao redor dos dentes perdidos e para 
corrigir deformidades esqueléticas congênitas onde há uma deficiência na 
estrutura do esqueleto original (TAY et al., 1998). 
A distração osteogênica (DO), no entanto, é um processo de 
regeneração óssea no qual a osteotomia seguida por distração gradual produz 
duas superfícies de osso vascularizadas, a partir do qual um novo osso é 
formado. Primeiramente descrita por CODIVILLA (1905) para o tratamento de 
membros com diferenças de comprimento. A partir do trabalho de ILIZAROV 
(1989) tornou-se um método utilizado para melhorar a regeneração óssea na 
clinica ortopédica e cirurgia oral/maxillofacial (ARONSON, 1994). 
Três modos de ossificação ocorrem durante a DO. Embora a 
ossificação endocondral ocorra durante o estágio inicial da DO, a formação 
óssea intramembranosa é o mecanismo de ossificação predominante, 
principalmente nos estágios posteriores. Têm-se sugerido ocorrer uma terceira 
forma de ossificação chamada de “formação óssea transcondroíde”. Durante a 
ossificação transcondroíde, o osso condroíde é formado diretamente por 
células como os condrócitos, com transição gradual de tecido fibroso para 
osso. A cartilagem que se forma durante a DO é geralmente observada no 
periósteo, mas não entre as extremidades do córtex dentro das lacunas de 
distrações (YASUI et al., 1997; CHOI et al., 2002). 
A distração osteogênica pode ser dividida em três tempos e fases 
dinâmicas: latência, distração e consolidação. A fase de latência permite que 
27 
 
ocorra uma resposta inicial no local do trauma. Ela começa imediatamente 
após a criação da osteotomia e se estende até o início ativo da distração. Os 
eventos realizados no local do trauma durante esta fase são basicamente os 
mesmos das fases iniciais de reparo da fratura. No entanto, até que a fase de 
distração seja iniciada, o processo de resposta inflamatória primária já foi 
concluído. Durante a fase de distração, forças de tensão são aplicadas aos 
calos com um ritmo e frequência específica. À medida que o calo é estendido, 
uma zona fibrosa central, chamada de interzona fibrosa (FIZ), se forma. Esta é 
rica em células como os condrócitos, fibroblastos e células ovais, que são 
morfologicamente intermediárias entre fibroblastos e condrócitos 
(VAUHKONEN et al., 1990; ARONSON, 1994; SATO et al., 1998). 
 A diferenciação dos osteoblastos na interzona fibrosa deposita 
osteoíde ao longo dos feixes de colágenos. Eles subsequentemente sofrem 
cristalização mineral paralela aos feixes de colágeno, formando uma zona 
chamada de “zona de formação de microcoluna” (MCF). Entre a interzona 
fibrosa e a microcoluna de formação, é observada uma zona de alta 
proliferação de células, chamada de “matriz principal” ou “frente de 
mineralização”. Uma vez que o comprimento do osso desejado é alcançado, a 
distração cessa, marcando o início da fase de consolidação, onde osso e uma 
extensa quantidade de osteoíde sofrem mineralização e eventual remodelação 
(ARONSON et al., 1990). 
Acredita-se que a regeneração óssea durante a distraçãoosteogênica ocorra em resposta a uma tensão mecânica aplicada ao calo 
durante a cicatrização. O mecanismo exato pelo qual a tensão estimula a 
formação óssea permanece incerto. Tem sido sugerido que os tecidos vivos 
tornam-se metabolicamente ativados por tração lenta e constante, um 
fenômeno chamado “mecano-transdução”, caracterizado pela estimulação 
proliferativa e de funções celulares biossintéticas (ILIZAROV, 1989). 
Apesar de a distração regenerar os tecidos do osso por um processo 
muito diferente do de reparo da fratura, os sinais moleculares que conduzem o 
processo regenerativo são similares e incluem citocinas pró-inflamatórias, o 
fator de crescimento transformador da superfamília beta e os fatores 
angiogênicos (AL-AQL et al., 2008). 
 
28 
 
3 CONSIDERAÇÕES FINAIS 
 
Existem vários caminhos pelo qual ocorre a cicatrização óssea, mas 
o diferencial deste processo de consolidação é que ela ocorre sem a formação 
de uma cicatriz fibrosa. Desta forma, o processo de cicatrização da fratura 
pode ser designado como uma forma de regeneração tecidual. 
A fim de alcançar a regeneração completa de um osso totalmente 
funcional, deve ocorrer uma inter-relação anatômica, biomecânica e bioquímica 
de maneira bem sincronizada durante todo o processo de cicatrização. 
Esta revisão descreveu os componentes essenciais do processo de 
consolidação da fratura, mas, no entanto, outros mecanismos também podem 
ser observados por ter um papel importante na regeneração óssea: como a 
ações da metaloproteinases, o envolvimento de vários sistemas endócrinos 
que afetam a homeostase cálcio e fosfato, e o sistema hematopoiético e sua 
regulação de células-tronco mesenquimais progenitoras, que são cruciais para 
a regeneração óssea e vascular. 
Embora os dados atualmente disponíveis forneçam um retrato 
detalhado das vias biológicas através do qual o osso é regenerado, ainda há 
muito a ser compreendido e muitas questões ainda permanecem. Espera-se 
que com o desenvolvimento de novas tecnologias de imagens e sistemas 
avançados para a análise molecular essas perguntas possam ser respondidas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
29 
 
REFERÊNCIAS 
 
1. AKERS, R. M.; DENBOW, D. M. Bones and Skeletal System. Anatomy 
& Physiology of Domestic Animals. Iowa: Blackwell Publishing, 2008, 
p.131-168. 
2. AL-AQL, Z. S.; ALAGL, A. S.; GRAVES, D. T.; GERSTENFELD, L. C.; 
EINHORN, T. A. Molecular mechanisms controlling bone formation 
during fracture healing and distraction. Journal of Dental Research, 
Washington, v.87, n.2, p.107-118, 2008. 
3. ANDIA, D. C.; CERRI, P. S.; SPOLIDORIO, L. C. Tecido ósseo: 
aspectos morfológicos e histofisiológicos. Revista de Odontologia da 
UNESP, Araraquara, v.35, n.2, p.191-198, 2006. 
4. ANDREW, J. G.; HOYLAND, J. A.; FREEMONT, A. J.; MARSH D. R. 
Platelet-derived growth factor expression in normally healing human 
fractures. Bone, Elmsford, v.16, n.4, p.455-460, 1995. 
5. ARONSON, J.; GOOD, B.; STEWART, C.; HARRISON, B.; HARP, J. 
Preliminary studies of mineralization during distraction osteogenesis. 
Clinical Orthopaedics and Related Research, New York, v.250, p.43-
49, 1990. 
6. ARONSON, J.B. Experimental and clinical experience with distraction 
osteogenesis. The Cleft Palate-craniofacial Journal, Pittsburgh, v.31, 
n.6, p.473-482, 1994. 
7. BAIS, M. V.; WIGNER, N.; YOUNG, M.; TOHOLKA, R.; GRAVES, D. T.; 
MORGAN, E. F.; GERSTENFELD, L. C.; EINHORN, T. A. BMP2 is 
essential for post natal osteogenesis but not for recruitment of 
osteogenic stem cells. Bone, Elmsford, v.45, n.2, p.254-266, 2009. 
8. BALGA, R.; WETTERWALD, A.; PORTENIER, J.; DOLDER, S.; 
MUELLER, C.; HOSFSTETTER, W. Tumor necrosis factor-alpha: 
alternative role as an inhibitor of osteoclast formation in vitro, Bone, 
Elmsford, v.39, n.2, p.325-335, 2006. 
9. BARNES, G. L.; KOSTENUIK, P. J.; GERSTENFELD, L. C.; EINHORN, 
T. A. Growth factor regulation of fracture repair. Journal of Bone and 
Mineral Research, Washington, v.14, n.1, p.1805-1815, 1999. 
30 
 
10. BASSET, C. A.L. Biophysical principles affecting bone structure. In: 
BOURNE, G. H. Biochemistry and physiology of bone. 2ed. 
Academic: New York, 1971, p.341-376. 
11. BAUER, E. A.; COOPER, T. W.; HUANG, J. S.; ALTMAN, J.; DEUEL, T. 
F. Stimulation of in vitro human skin collagenase expression by platelet-
derived growth factor. Proceedings of the National Academy of 
Sciences of the United States of America, Washington, v.84, n.12, 
p.4132-4136, 1985. 
12. BOLANDER, M. E.; Regulation of fracture repair by growth factors. 
Proceedings of the Society Experimental Biology and Medicine, 
Malden, v.200, n.2, p.165-170, 1992. 
13. BONNARENS, F.; EINHORN, T. A.; Production of a standard closed 
fracture in laboratory animal bone. Journal of Ortophaedic Research, 
New York, v.2, n.1, p.97-101, 1984. 
14. BOSTROM, M. P. Expression of bone morphogenetic proteins in fracture 
healing. Clinical Orthopaedics and Related Research, Philadelphia, 
v.355, p.S116-123, 1998. 
15. BREUER, B. A.; VANENKEVORT, B. A.; FARNUM, C. E.; Linear 
relationship between the volume of hypertrophic chondrocytes and the 
rate of longitudinal bone growth plates. Journal of Ortophaedic 
Research, New York, v.9, n.3, p.348-359, 1991. 
16. BROWNLOW, H. C.; REED, A.; SIMPSON, A. H.; Growth factor 
expression during the development of atrophic non-union. Injury, Bristol, 
v.32, n.7, p.519-524, 2001. 
17. BRUNET, L. J.; McMAHON, J. A.; McMAHON, A, P.; HARLAND, R. M. 
Noggin, cartilage morphogenesis, and joint formation in the mammalian 
skeleton. Science Magazine, Washington, v.280, n.5368, p.1455-1457, 
1998. 
18. CARANO, R. A. D.; FILVAROFF, E. H. Angiogenesis and bone repair. 
Drug Discovery Today, Kidlington, v.8, n.21, 2003. 
19. CHEN, Y.; ALMAN, B. A. Wnt pathway, an essential role in bone 
regeneration, Journal of Cellular Biochemistry, New York, v.106, n.3, 
p.353-362, 2009. 
31 
 
20. CHENG, H.; JIANG, W.; PHILIPS, F. M.; HAYDON, R. C.; PENG, Y.; 
ZHOU, L.; LUU, H. H.; AN, N.; BREYER, B.; VANICHAKAM, P.; 
SZATKOWSKI, J. P.; PARK, J. Y.; HE, T. C. Osteogenic activity of the 
fourteen types of human bone morphogenetic proteins (BMPs). The 
Journal of Bone and Joint Surgery. American volume. Boston, v.85-
A, n,8, p.1544- 1552, 2003. 
21. CHO, H. H.; KYOUNG, K. M.; SEO, M. J.; KIM, Y. J.; BAE, Y. C.; JUNG, 
J. S. Overexpression of CXCR4 increases migration and proliferation of 
human adipose tissue cells, Stem Cells Development, Larchmont, v.15, 
n.6, p.853-864, 2006. 
22. CHO, T. J.; GERSTENFELD, L. C.; EINHORN, T. A. Differential temporal 
expression of members of the transforming growth factor beta 
superfamily during murine fracture healing. Journal of Bone and 
Mineral Research, Washington, v.17, n.3, p.513-520, 2002. 
23. CHOI, I. H.; CHUNG, C. Y.; CHO, T. J.; YOO, W. J. Angiogenesis and 
mineralization during distraction osteogenesis. Journal of Korean 
Medical Science, Seoul Korea, v.17, n.4, p.435-447, 2002. 
24. CODIVILLA, A. On the means of lengthening in the lower limbs. 
American Journal of Orthopedic Surgery, Boston, v.2, p.353-369, 
1905. 
25. CONSTANTINEUSCU, G. M. Clinical Anatomy for Small Animal 
Practitioners. 1. ed. Iowa: Blackwell Publishing, 2002, 381p. 
26. DILIBERTO, P. A.; GORDON, G. W.; YU, C. L.; EARP, H. S.; HERMAN, 
B. Platelet-derived growth factor (PDGF) alpha receptor activation 
modulates the calcium mobilizing activity of the PDGF beta receptor in 
Balb/C3t3 fibroblast. The Journal Biological Chemistry, Baltimore, 
v.267, n.17, p.11888-11897, 1992. 
27. DIMITRIOU, R.; TSIRIDIS, E.; GIANNOUDIS, P. V. Current concepts ofmolecular aspects of bone healing. Injury, Bristol, v.36, p.1392-1404, 
2005. 
28. EDGAR, C. M.; CHAKRAVARTHY, V.; BARNES, G.; KAKAR, S.; 
GERSTENFELD, L. C.; EINHORN, T. A. Autogenous regulation of a 
network of bone morphogenetic proteins (BMPs) mediates the 
32 
 
osteogenetic differentiation in murine marrow stromal cells. Bone, 
Elmsford, v.40, n.5, p.1389-1398, 2007. 
29. EINHORN, T. A. The cell and molecular biology of fracture healing. 
Clinical Orthopaedics and Related Research, New York, v.355, p.S7-
S21, 1998. 
30. EINHORN, T. A. The science of fracture healing. Journal of Orthopaedic 
Trauma, Washington, v.19, n.10, p.S4-S6, 2005. 
31. FERGUNSON, C.; ALPERN, E.; MICLAU, T.; HELMS, J. A. Does adult 
fracture repair recapitulate embryonic skeletal formation? Mechanisms 
Development, Limerick, v.87, p.57-66, 1999. 
32. FOSSUM, T. W. Cirurgia de Pequenos Animais. 2. Ed. São Paulo: 
Rocca, 2005, 1390p. 
33. FUJI, H.; KITAZAWA, R.; MAEDA, S.; MIZUNO, K.; KITAZAWA, S. 
Expression of platelet-derived growth factor proteins and their receptor 
alpha and beta mRNAs during fracture healing in the normal mouse. 
Histochemistry and Cell Biology, Germany, v.112, n.2, p.131-138, 
1999. 
34. GERSTENFELD, L. C.; ALKHIARY, Y. M.; KRALL, E. A.; NICHOLLS, F. 
H.; STAPLETON, S. N.; FITCH, J. L. Three-dimensional reconstruction 
of fracture callus morphogenesis. Journal of Histochemistry and 
Cytochemistry, Baltimore, v.54, p.1215-1228, 2006. 
35. GERSTENFELD, L. C.; CHO, T. J.; KON, T.; AIZAWA, T.; TSAY, A.; 
FITCH, J.; BARNES, G. L.; GRAVES, D. T.; EINHORN, T. A. Impaired 
fracture healing in the absence of TNF-alpha signaling: the role of TNF-
alpha in endochondral cartilage resorption. Journal of Bone Mineral 
Research: The Official Journal of the American Society for Bone 
and Mineral Research, New York, v.18, n.9, p.1584-1592, 2003c. 
36. GERSTENFELD, L. C.; CULLINANE, D. M.; BARNES, G. L. Fracture 
healing as a post-natal developmental process: molecular, spatial, and 
temporal aspects of its regulation. Journal of Cellular Biochemistry, 
New York, v.88, n.5, p.873-884, 2003b. 
37. GERSTENFELD, L. C.; CULLINANE, D. M.; BARNES, G. L.; GRAVES, 
D. T.; EINHORN, T. A. Fracture healing as a post-natal developmental 
33 
 
process: molecular, spatial and temporal aspects of its regulations. 
Journal of Cellular Biochemistry, New York, v.88, p.873-884, 2003a. 
38. GRANERO-MOLTO, F.; WEIS, J. A.; MIGA, M. I.; LANDIS, B.; O´REAR, 
L.; LONGOBARDI, L.; JANSEN, E. D.; MORTLOCK, D. P.; SPAGNOLI, 
A. Regenerative effects of transplanted mesenchymal stem cells in 
fracture healing. Stem Cells, Basels, v.27, n.8, p.1887-1898, 2009. 
39. GREEEN, E.; LUBAHN, J. D.; EVANS, J. Risks factors treatment, and 
outcomes associated with nonunion of the midshaft humerus fracture. 
Journal of Surgical Orthopaedic Advances, Towson, v.14, n.2, p.64-
72, 2005. 
40. GREENBAUM, M. A.; KANAT, I. O. Current concepts in bone healing. 
Review of the literature. Journal of the American Podiatric Medical 
Association, Washington, v.83, n.3, p.123-129, 1993. 
41. HELDIN, C. H.; WESTERMARK, B. Mechanism of action and in vivo role 
of platelet derived growth factor. Physiological Reviews, Bethesda, 
v.79, n.4, p.1283-1316, 1999. 
42. HSIEH, S, C.; GRAVES, D. T. Pulse application of platelet-derived 
growth factor enhances of a mineralizing matrix while continuos 
application is inhibitory. Journal of Cellular Biochemistry, New York, 
v.69, n.2, p.169-180, 1998. 
43. HULSE, D.; HYMAN, B. Fracture biology and biomechanics. In: 
SLATTER, D. Textbook of small animal surgery. WB Saunders: 
Philadelphia, 1993, p.1595-1603. 
44. ILIZAROV, G. A. The tension-stress effect on the genesis and growth of 
tissues. Part I. The influence of stability of fixation and soft-tissue 
preservation. Clinical Orthopaedics and Related Research, 
Philadelphia, v.238, p.249-281, 1989. 
45. KADERLY, R. E. Primary bone healing. Seminars in Veterinary 
Medicine Surgery (Small Animal), New York, v.6, n.1, p.21-25, 1991. 
46. KANCZLER, J. M.; OREFFO, R. O. Osteogenesis and angiogenesis: the 
potential for engineering bone. European Cells & Materials, Scotland, 
v.15, p.100-114, 2008. 
47. KAYAL, R. A.; TSATSAS, D.; BAUER, M. A.; ALLEN, B.; AL-SEBAEI, M. 
O. KAKAR, S.; LEONE, C. W.; MORGAN, E. F.; GERSTENFELD, L. C.; 
34 
 
EINHORN, T. A.; GRAVES, D. T. Diminished bone formation during 
diabetic fracture healing is related to the premature resorption of 
cartilage associated with increased osteoclast activity. Journal of Bone 
Mineral Research: The Official Journal of the American Society for 
Bone and Mineral Research, New York, v.22, n.4, p.560-568, 2007. 
48. KERAMARIS, N. C.; CALORI, G. M.; NIKOLAOU, V. S. Fracture 
vascularity and bone healing: a systematic review of the role of VEGF. 
Injury, Bristol, v.39, n.2, p.S45-S57, 2008. 
49. KETENJIAN, A. Y.; ARSENIS, C. Morphological and biochemical studies 
during differential and calcification on of fracture callus cartilage. Clinical 
Orthopaedics and Related Research, New York, v.107, p.266-273, 
1975. 
50. KITAORI, T.; ITO, H.; SCHWARZ, E. M.; TSUTSUMI, R.; YOSHITOMI, 
H.; OISHI, S.; NAKANO, M.; FUJII, N.; NAGASAWA, T.; NAKAMURA, T. 
Stromal cell-derived factor 1/CXCR4-signaling is critical for the 
recruitment of mesenchymal stem cells to the fracture site during skeletal 
repair in a mouse model. Arthritis Rheumatism, Hoboken, v.60, n.3, 
p.813-823, 2009. 
51. KON, T.; CHO, T. J.; AIZAWA, T. YAMAZAKI, M.; NOOH, N.; GRAVES, 
D.; GERSTENFELD, L. C.; EINHORN, T. A. Expression of 
osteoprotegerin, receptor activator of NF-kappaB ligand (osteoprotegerin 
ligand) and related pro inflammatory cytokines during fracture healing. 
Journal of Bone Mineral Research: The Official Journal of the 
American Society for Bone and Mineral Research, New York, v.16, 
n.6, p.1004-1014, 2001. 
52. KUBOTA, K.; SAKIKAWA, C.; KATSUMATA, M.; NAKAMURA, T.; 
WAKABAYASHI, K. Platelet-derived growth factor BB secreted from 
osteoclasts acts as an osteoblastogenesis inhibitory factor. Journal of 
Bone and Mineral Research, Washington, v.17, p.257-265, 2002. 
53. LEE, S. K.; LORENZO, J. Cytokines regulating osteoclast formation and 
function. Current Opinion in Rheumatology, Philadelphia, v.18, n.4, 
p.411-418, 2006. 
54. LEHMANN, W.; EDGAR, C. M. WANG, K. Tumor necrosis factor alpha 
(TNF-alpha) coordinately regulates the expression of specific matrix 
35 
 
metalloproteinases (MMPs) and angiogenic factors during fracture 
healing, Bone, Elmsford, v.36, n.2, p.300-310, 2005. 
55. LIEBERMAN, J. R.; DALUISKI, A.; EINHORN, T. A. The role of growth 
factors in the repair of bone. Biology and Clinical applications. The 
Journal of Bone and Joint Surgery. American volume, Boston, v. 84-
A, n.6, p.1032-1044, 2002. 
56. MA, J.; GE, J.; ZHANG, S.; SUN, A.; SHEN, J.; CHEN, L.; WANG, K.; 
ZOU, Y. Time course of myocardial stromal cell-derived factor 1 
expression and beneficial effects of intravenously administered bone 
marrow stem cells in rats with experimental myocardial infarction. Basic 
Research in Cardiology, Darmstadt, v.100, n.3, p.217-223, 2005 
57. MARIEB, E. N. Human & Physiology. 6. ed. San Francisco: Benjamin 
Cummings, 2003, 1237p. 
58. MARSELL, R.; EINHORN, T. A. Emerging bone healing therapies. 
Journal of Ortophaedic Trauma, New York, v.24, n.1, p.S4-S8, 2010. 
59. MARSELL, R.; EINHORN, T. A. The biology of fracture healing. Injury, 
Bristol, v.42, n.6, p.551-555, jun. 2011. 
60. MARSELL, R.; EINHORN, T. A. The role of endogenous bone 
morphogenetic proteins in normal skeletal repair. Injury, Bristol, v.40, 
n.3, p.S4-S7, 2009. 
61.MEYER-INGOLD, W.; EICHNER, W. Platelet-derived growth factor. Cell 
Biology International, London, v.19, .5, p.389-398, 1995. 
62. MITLAK, B. H.; FINKELMAN, R. D.; HILL, E. L.; LI, J.; MARTIN, B.; 
SMITH, T. The effect of systemically administered PDGF-BB on the 
rodent skeleton. Journal of Bone and Mineral Research, Washington, 
v.11, p.238-247, 1996. 
63. MOUNTZIARIS, P. M.; MIKOS, A. G.; Modulation of the inflammatory 
response for enhaced bone tissue regeneration. Tissue Engineering. 
Part B, Reviews, New Rochelle, v.14, n.2, p.179-186, 2008. 
64. NASH, T. J.; HOWLETT, C. R.; MARTIN, C.; STEELE, J.; JOHNSON, K. 
A.; HICKLIN, D. J. Effect of platelet-derived growth factor on tibial 
osteotomies in rabbits. Bone, Elmsford, v.15, n.2, p.203-208, 1994. 
36 
 
65. O’SULLIVAN, M. E.; CHAO, E. Y. S.; KELLY, P. J. The effects of fixation 
on fracture healing. Clinical Orthopaedics and Related Research, 
Philadelphia, v.241, p.24-35, 1989. 
66. PAPE, H. C.; GIANNOUDIS, P. V.; GRIMME, K. VAN GRIENSVEN, M.; 
KRETTEK, C. Effects of intramedullary femoral fracture fixation: what is 
the impact of experimental studies in regards to the clinical knowledge?, 
Shock, Philadelphia, v.18, n.4, p.291-300, 2002. 
67. PENG, H.; USAS, A.; OLSHANSKI, A.; HO, A. M.; GEARHART, B.; 
COOPER, G. M. VEGF improves, whereas sFlt1 inhibits, BMP2-induced 
bone formation and bone healing through modulation of angiogenesis. 
Journal of Bone and Mineral Research, Washington, v.20, p.2017-
2027, 2005. 
68. PERREN, S. M.; Evolution of the internal fixation of long bone fractures. 
The scientific basis of biological internal fixation: choosing a new balance 
between stability and biology, The Journal of Bone and Joint Surgery. 
British volume, London, v.84, n.8, p.1093-1110, 2002. 
69. PIERCE, G. F.; MUSTOE, T. A.; LINGELBACH, J.; MASAKOWSKI, V. 
R.; GRIFFIN, G. L.; SENIOR, R. M.; DEUEL, T. F. Platelet-derived 
growth factor and transforming growth factor-beta enhance tissue repair 
activities by unique mechanisms. The Journal of Cell Biology, New 
York, v.109, n.1, p.429-440, 1989. 
70. PIERCE, G. F.; MUSTOE, T. A.; SENIOR, R. M.; REED, J. GRIFFIN, G. 
L. THOMASON, A.; DEUEL, T. F. In vivo incisional wound healing 
augmented by platelet-derived growth factor and recombinant c-sis gene 
homodimeric proteins. The Journal of Experimental Medicine, New 
York, v.167, n.3, p.974-987, 1988. 
71. RAHN, B. A. Bone healing: histological and physiologic concepts. In: 
FACKELMAN, G. E. Bone in clinical orthopedics. Thieme: Stuttgart, 
2002, p.287-326. 
72. REDDI, A. H.; Bone morphogenetic proteins: from basic science to 
clinical applications. The Journal of Bone and Joint Surgery. 
American volume. Boston, v.83-A, p.S1-S6, 2001. 
73. SAKOU, T. Bone morphogenetic proteins: from basic studies to clinical 
approaches. Bone, Elmsford, v.22, n.6, p.591-603, 1998. 
37 
 
74. SANDBERG, M. N.; ARO, H. T.; VUORIO, E. I. Gene expression during 
bone repair. Clinical Orthopaedics and Related Research, New York, 
v.289, p.292-312, 1993. 
75. SARMENT, D. P.; COOKE, J. W.; MILLER, S. E.; JIN, Q.; McQUIRE, M. 
K.; KAO, R. T.; McCLAIN, P. K.; LYNCH, S. E.; GIANNOBILE, W. V. 
Effect of rhPDGF-BB on bone turnover during periodontal repair. Journal 
of Clinical Periodontology, v.33, n.2, p.135-140, 2006. 
76. SATO, M.; YASUI, N.; NAKASE, T.; KAWAHATA, H.; SUGIMOTO, M.; 
HIROTA, S. Expression of bone matrix proteins mRNA during distraction 
osteogenesis Journal of Bone and Mineral Research, Washington, 
v.13, p.1221-1231, 1998. 
77. SCHENK, R. K.; HUNZIKER, E. B. Histological and ultrastructural 
features of fracture healing. In: BRIGHTON, C. T.; FRIEDLANDER G. E.; 
LANE, J. M. Bone formation and repair. American Academy of 
Orthopedic Surgeons:Rosemont, 1994. P.117-145. 
78. SFEIR, C.; HO, L.; DOLL, B. A.; AZARI, K.; HOLLINGER, J. O. Fracture 
Repair. In: LIEBERMAN, J. R.; FRIEDLAENDER, G. E. Bone 
Regeneration and Repair. NJ: Humana Press, 2005, p.21-44. 
79. SHAPIRO, F. Cortical bone repair. The relationship of the lacunar-
canalicular system and intercelular gap junctions to the repair process. 
The Journal of Bone and Joint Surgery. American volume. Boston, 
v.70, n.7, p.1067-1081, 1988. 
80. TAY, B. K.; LE, A. X.; GOULD, S. E.; HELMS, J. A. Histochemical and 
molecular analyses of distraction osteogenesis in a mouse model. 
Journal of Ortophaedic Research, New York, v.16, p.636-642, 1998. 
81. TIMOTHY, M. Biology of bone repair. Powepoint presentation, 2004. 
Disponível em: http://www.qpowerpoint.com/Biology-of-Bone-Repair--
PPT.html. Acesso em: 15 set. 2011. 
82. TORMENA, F. V. Um modelo de remodelamento ósseo utilizando 
potenciais termodinâmicos generalizados. 2009. 183f. Tese 
(Doutorado em Engenharia-PPGMNE) – Setor de Tecnologia, 
Universidade Federal do Paraná, Curitiba. 
38 
 
83. TSIRIDIS, E.; UPADHYAY, N.; GIANNOUDIS, P. Molecular aspects of 
fracture healing: which are the important molecules? Injury, Bristol, v.38, 
n.1, 2007. 
84. TSUJI, K.; BANDYOPADHYAY, A.; HARFE, B. D.; COX, K.; KAKAR, S.; 
GERSTENFELD, L.; EINHORN, T.; TABIN, C. J.; ROSEN, V. BMP2 
activity, although dispensable for bone formation, is required for the 
initiation of fracture healing. Nature Genetics, New York, v.38, N.12, 
p.1424-1429, 2006. 
85. VAUHKONEN, M.; PELTONEN, J.; KARAHARJU, E.; AALTO, K.; 
ALITALO, I.; Collagen synthesis and mineralization in the early phase of 
distraction bone healing. Bone and Mineral, Amsterdam, v.10, n.3, 
p.171-181, 1990. 
86. WENDEBERG, B. Mineral metabolism of fracture of the tibia in man 
studied with external counting of Sr85. Acta Orthopaedica 
Scandinavica. Supplement, copenhagen, v.52, p.1-79, 1961. 
87. XIONG, D. H.; SHEN, H.; ZHAO, L. J.; XIAO, P.; YANG, T. L. GUO, Y. 
F.; LIU, Y. J.; RECKER, R. R.; DENG, H. W. Robust and comprehensive 
analysis of 20 osteoporosis candidate genes by very high-density single-
nucleotide polymorphism screen among 405 white nuclear families 
identified significant association and gene-gene interaction. Journal of 
Bone and Mineral Research, Washington, v.21, n.11, p.1678-1695, 
2006. 
88. YANG, X.; RICCIARDI, B. F.; HERNANDEZ-SORIA, A.; SHI, Y.; 
CAMACHO, N. P.; BOSTROM, M. P. G. Callus mineralization and 
maturation are delayed during fracture healing in interleukin-6 knouckout 
mice. Bone, Elmsford, v.41, n.6, p.928-936, 2007. 
89. YASUI, N.; SATO, M.; OCHI, T.; KIMURA, T.; KAWAHATA, H.; 
KITAMURA, Y.; NOMURA, S. Three modes of ossification during 
distraction osteogenesis in the rat. The Journal of Bone and Joint 
Surgery. British volume, London, v.79, n.5, p.824-830, 1997. 
90. YOSHIMURA, Y.; NOMURA, S.; KAWASAKI, S.; TSUTSUMIMOTO, T.; 
SHIMIZU, T.; TAKAOKA, K. Colocalization of noggin and bone 
morphogenetic protein-4 during fracture healing. Journal of Bone and 
Mineral Research, Washington, v.16, n.5, p.876-884, 2001.