APOSTILA DE AULAS PRÁTICAS DE MICROBIOLOGIA ENFERMAGEM

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DISCIPLINA DE MICROBIOLOGIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AULAS PRÁTICAS 
 
 
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PROFESSORA ORGANIZADORA: ANA PAULA D. RAMOS 
 
ALUNAS COLABORADORAS: TAMARA LERNER MACHADO 
 ANA LUIZA BARCELOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Índice 
 
Capitulo 1 – Normas de Segurança no Trabalho do Laboratório de Microbiologia........4 
Capitulo 2 – Biossegurança e Riscos Biológicos............................................................5 
Capitulo 3 – Vidrarias de Laboratório..............................................................................8 
Capitulo 4 – Meios de Cultivo e Técnicas de Semeadura.............................................14 
Capitulo 5 – Microscopia...............................................................................................19 
Capitulo 6 – Técnica de Coloração de Gram................................................................21 
Capitulo 7 – Anti-sepsia das Mãos................................................................................23 
Capitulo 8 – Isolamento de Bactérias e Obtenção de Cultura Pura a partir do Ambiente 
.......................................................................................................................................25 
Capitulo 9 – Cocos Gram Positivos...............................................................................26 
Capitulo 10 – Bastonetes Gram Negativos...................................................................29 
Capitulo 11 – Isolamento de Fungos.............................................................................30 
 
 
 
 
 
 
 
 
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1. NORMAS DE SEGURANÇA NO TRABALHO NO 
LABORATÓRIO DE MICROBIOLOGIA 
 
As aulas práticas de Microbiologia têm como objetivo ensinar ao acadêmico os 
princípios gerais e métodos utilizados no estudo de microbiologia. Nestas aulas 
utilizaremos uma variedade de bactérias, sendo algumas patogênicas para o 
homem, portanto é essencial que as normas sejam seguidas, a fim de se evitar 
contaminações acidentais. 
NORMAS GERAIS: 
1. O uso do guarda-pó é obrigatório. 
2. Cabelos longos devem ser amarrados de forma a não interferir com reagentes 
e equipamentos. 
3. Limpar e desinfetar a superfície das bancadas antes e depois de cada aula 
prática. 
4. Lavar e sanificar as mãos ao iniciar a análise, ao sair do laboratório e sempre 
que for necessário. Se for portador de algum ferimento nas mãos, procurar 
não tocar no material. 
5. Identificar as amostras, bem como o material a ser utilizado antes de iniciar a 
análise. 
6. Utilizar exclusivamente material estéril para a análise. 
7. No caso de derramamento do material contaminado, proceder imediatamente 
à desinfecção e esterilização. O mesmo procedimento deverá ser repetido se 
ocorrer ferimentos ou cortes. 
8. Não comer, beber ou fumar no laboratório. 
9. Manter canetas, dedos e outros longe da boca. 
10. Não utilizar material de uso pessoal para limpar os objetos de trabalho. 
11. Avisar ao professor em caso de contaminação acidental. 
12. Depositar todo o material utilizado em recipiente adequado, jamais os 
deixando sobre a bancada. 
13. Flambar as alças, agulhas e pinças antes e após o uso. 
14. Os cultivos após a leitura devem ser esterilizados, portanto não colocá-los na 
estufa ou despejá-los na pia. 
15. Ao acender o Bico de Bunsen, verificar se não há vazamento de gás ou 
substâncias inflamáveis por perto. 
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16. Trabalhe sempre próximo ao fogo. 
 
OBS: A utilização do Bico de Bunsen é essencial, pois visa à diminuição de 
microrganismos no campo de trabalho através do calor. Para isso ele apresenta uma 
regulagem que torna possível selecionar o tipo de chama ideal para o trabalho. No 
caso da Microbiologia deve ser utilizada a chama azul porque esta atinge maior 
temperatura e não forma fuligem. É importante ressaltar que a chama apresenta 
diferentes zonas, e tal fato é importante para que o processo de Flambagem seja 
executado adequadamente, já que certas zonas da chama devem ser evitadas. As 
zonas da chama são: Zona Neutra (é uma zona fria e, portanto, não deve ser 
utilizada para Flambagem), Zona Redutora e Zona Oxidante (são zonas onde já 
ocorre a combustão e, portanto, já podem ser usadas para a Flambagem) (fig. 1). 
 
2. BIOSSEGURANÇA E RISCOS BIOLÓGICOS 
 
2.1. Biossegurança 
„‟Biossegurança é o conjunto de ações voltadas para a prevenção, minimização 
ou eliminação de riscos capazes de comprometer a saúde do homem, dos animais, 
das plantas, do ambiente ou a qualidade dos trabalhos desenvolvidos” (CTBio-
FIOCRUZ, 2003), inerentes às atividades de: 
 
 Pesquisa 
 Produção 
 Ensino 
 Desenvolvimento Tecnológico 
 Prestação de serviços 
 
 
 
 
 
2.2. Riscos biológicos 
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Risco biológico pode ser definido como um „‟agente de origem biológica que 
possui a capacidade de produzir efeitos detérios em humanos, tais como; toxinas, 
microorganismos e alérgenos derivados destes organismos. 
Os riscos biológicos são divididos em: 
NB 1 - Nível de segurança 1 
 Microorganismos suscetíveis de causar enfermidades no homem e em 
animais. 
O nível de segurança 1 representa um nível básico de contenção que se baseia 
nas práticas padrões de microbiologia sem uma indicação de barreiras primárias ou 
secundárias, como exceção de uma pia para a higienização das mãos. 
NB 2 – Nível de Segurança 2 
 Microorganismos capazes de causar enfermidades no homem e em animais. 
 O vírus da hepatite B, do HIV, Salmonela e Toxoplasma ssp. são exemplos de 
microorganismos designados para esse tipo de contenção. 
O nível de segurança 2 é adequado para qualquer trabalho que envolva sangue 
humano, líquidos corporais, tecidos ou linhas de células humanas primárias onde a 
presença de um agente infeccioso pode ser desconhecido. 
Barreiras primárias: 
 Escudos para borrifos, proteção facial, aventais e luvas devem ser utilizados 
de maneira adequada. 
 Cabine de segurança biológica. 
Barreiras secundárias: 
 Pias para a higienização das mãos e instalações para a descontaminação de 
lixo devem existir com o objetivo de reduzir a contaminação potencial do meio 
ambiente. 
NB 3 – Nível de Segurança 3 
 Microorganismos capazes de causar enfermidades graves no homem e em 
animais. 
 O Mycobacterium tuberculosis é um exemplo de microorganismo determinado 
para este nível 
 Os agentes primários causados aos trabalhadores que lidam com estes 
agentes incluem a auto-inoculação, a ingestão e a exposição aos aerossóis 
infecciosos. 
As barreiras secundárias desse nível incluem o acesso controlado ao laboratório 
e sistemas de ventilação que minimizam a liberação de aerossóis infecciosos do 
laboratório. 
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NB 4 – Nível se Segurança 4 
 Microorganismos capazes de causar enfermidades graves no homem e em 
animais representando grande risco para os trabalhadores da saúde , sendo 
alto o risco de transmissibilidade na comunidade. 
 Exemplos: vírus ebola, influenza mutante. 
O completo isolamento dos trabalhadores de laboratórios em relação aos 
materiais infecciosos aerossolizados, é realizado primariamente em cabines de 
segurança biológica Classe III ou com um macacão individual suprido com pressão 
de ar positivo. 
 
2.3. BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIOS DE PESQUISA 
Boas Práticas Laboratoriais (BPL): 
 Conhecimento 
 Educação 
 Bom senso 
 Responsabilidade 
 Comprometimento 
 Cobrança 
Procedimentos a serem seguidos para que sejam mantidas as BPL: 
 Descontaminar as superfícies de trabalho antes e após o uso. 
 O jaleco de trabalho deve permanecer sempre dentro do laboratório e ser 
higienizadocom frequência. 
 Ao transportar materiais líquidos ou semi-líquidos, acondicioná-los em 
recipiente fechado. 
 Organizar protocolos e materiais antes das tarefas 
 Evitar trabalhar sozinho (a) 
 Não atender telefone ou abrir portas usando luvas descartáveis 
 Não utilizar mais do que um equipamento em uma mesma tomada 
 Não cheirar nem provas qualquer produto químico 
 Quando for trabalhar, manter a bancada livre de cadernos, livros ou qualquer 
material que não faça parte da tarefa 
 Evitar que a chama permaneça acessa durante muito tempo dentro da cabine 
de segurança biológica 
 Nunca pipetar com a boca 
 Lavar as mãos antes e depois de trabalhar no laboratório 
 Evitar respingos, geração de aerossóis, derramamento e contaminações (ter 
protocolos de segurança para cada caso) 
 Limpeza e organização fora do horário de trabalho 
 Jamais manipular vidro quebrado direto com as mãos. Ao descartá-lo 
envolva-o em papel ou papelão de forma a evitar eventual acidente no ato da 
coleta de lixo. 
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3. VIDRARIAS DE LABORATÓRIO 
 
Em um laboratório de pesquisas existe uma grande quantidade de peças que 
denominamos de aparelhagem de laboratório. Cada uma destas peças tem um uso 
específico e é confeccionada de um determinado material. Uma grande quantidade 
delas é confeccionada em vidro. 
 
 As principais vidrarias utilizadas no laboratório são: 
 
 
 
 
 
 
 
 
ALMOFARIZ COM PISTILO 
 
 
Utilizado na trituração e pulverização de sólidos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
BALÃO DE FUNDO CHATO 
 
 
Utilizado como recipiente para conter líquidos ou soluções, 
 
ou mesmo, fazer reações com desprendimento de gases. 
 
Pode ser aquecido sobre o TRIPÉ com tela de AMIANTO. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
BALÃO DE FUNDO REDONDO 
 
 
Utilizado principalmente em sistemas de refluxo e evaporação 
 
a vácuo, acoplado a ROTAEVAPORADOR. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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BALÃO VOLUMÉTRICO 
 
 
Possui volume indefinido e é utilizado para o preparo de 
 
soluções em laboratório. 
 
 
 
 
 
 
 
 BECKER 
 
 
É de uso geral em laboratório. Serve para fazer reações entre 
 
 
soluções, dissolver sustâncias sólidas, efetuar reações de precipitação 
 
e aquecer líquidos. Pode ser aquecido sobre a TELA DE AMIANTO. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
BURETA 
 
 
Aparelho utilizado em análises volumétricas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CADINHO 
 
 
Peça geralmente de porcelana cuja utilidade é aquecer 
 
 
substâncias a seco e com grande intensidade, por isto 
 
 
pode ser levado diretamente ao BICO DE BUNSEN. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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CONDENSADOR 
 
 
Utilizado na destilação, tem como finalidade condensar 
 
vapores gerados pelo aquecimento de líquidos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DESSECADOR 
 
 
Usado para guardar substâncias em atmosfera com baixo índice 
 
de umidade. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ERLENMEYER 
 
 
Utilizado em titulações, aquecimento de líquidos e para 
 
 
dissolver substâncias e proceder as reações entre soluções. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FUNIL DE BUCHNER 
 
 
Utilizado em filtrações a vácuo. Pode ser usado com a função 
 
de FILTRO em conjunto com o KITASSATO. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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FUNIL DE SEPARAÇÃO 
 
 
Utilizado na separação de líquidos não miscíveis 
 
 
e na extração 
líquido/líquido. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FUNIL DE HASTE LONGA 
 
 
Utilizado na filtração e para retenção de 
partículas sólidas. Não deve ser aquecido. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
KITASSATO 
 
 
Utilizado em conjunto com o FUNIL DE BUCHNER 
 
em FILTRAÇÕES a vácuo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PIPETA VOLUMÉTRICA 
 
 
Utilizada para medir e transferir volume de líquidos. Não 
 
pode ser aquecida pois possui grande precisão de medida. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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PIPETA GRADUADA 
 
 
Utilizada para medir pequenos volumes. Mede 
 
 
volumes variáveis. Não pode ser aquecida 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PROVETA OU CILINDRO 
 
 
Serve para medir e transferir volume de líquidos. 
 
 
Não pode ser aquecida. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
TUBO DE ENSAIO 
 
 
Empregado para fazer reações em pequena escala, 
principalmente 
 
 
em testes de reação em geral. Pode ser aquecido com 
movimentos 
 
 
circulares e com cuidado, diretamente no BICO DE 
BUNSEN. 
 
 
 
VIDRO DE 
RELÓGIO 
 Peça de vidro de forma côncava é usada em análises 
e evaporações. Não pode ser aquecida diretamente. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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4. MEIOS DE CULTIVO E TÉCNICAS DE SEMEADURA 
 
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O estudo dos microrganismos está muitas vezes dependente da possibilidade 
de cultivar e manter microrganismos viáveis no laboratório, sob a forma de culturas 
puras. 
As necessidades nutricionais específicas dos microrganismos variam de 
espécie para espécie, sendo possível distinguir vários grupos nutricionais de 
microrganismos. Com o conhecimento dos nutrientes necessários ao crescimento 
dos microrganismos, é possível a formulação de meios de cultura que promovam o 
crescimento de um determinado microrganismo no laboratório. 
O isolamento de um determinado microrganismo em cultura pura a partir de 
uma população mista envolve, em geral, o uso de meios de cultura sólidos e o 
recurso a técnicas de isolamento de colônias, como seja pelo método de 
espalhamento em placa por estrias descontínuas. 
 
4.1. Meios de cultivo 
 
Os meios de cultivo, também chamados meios de cultura, são complexosque 
se destinam ao cultivo artificial de microrganismos. 
As técnicas de semeadura permitem que o cultivo destes microrganismos nos 
meios de cultura seja eficiente e que as seguintes finalidades sejam atingidas: 
 Crescimento bacteriano; 
 Isolamento bacteriano; 
 Estudo da morfologia colonial; 
 Pesquisa de patogenicidade; 
 Pesquisa das características bioquímicas. 
 
Os meios de cultivo devem conter as substâncias exigidas pelas bactérias para o 
seu crescimentoe multiplicação. Para que possam fazer a síntese de sua própria 
matéria nutritiva devem dispor de fontes de carbono (proteínas, açúcares), fontes de 
nitrogênio (peptonas) e fontes de energia. São também necessários alguns sais 
inorgânicos, vitaminas e outras substâncias favorecedoras do crescimento. 
 
4.2 Classificação dos meios de cultivo 
 
Quanto à consistência: 
Meios líquidos: são aqueles em que os nutrientes estão dissolvidos em uma solução 
aquosa. O crescimento bacteriano nesse meio muda seu aspecto, ou seja, o meio 
sofre uma turvação. O meio líquido é denominado “caldo”. 
 
Meios semi-sólidos: são aqueles que possuem na sua composição, além dos 
nutrientes, uma pequena porcentagem de um polissacarídeo proveniente de algas 
marinhas, chamado Agar. São geralmente utilizados em tubos e a partir desse tipo 
de cultura é possível observar a motilidade bacteriana. 
 
Meios sólidos: são aqueles que possuem uma porcentagem maior de Agar (cerca de 
15 g/litro de água destilada), além dos nutrientes. Podem ser dispostos em tubos ou 
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em Placas de Petri, dependendo da finalidade. Através do meio sólido em placas de 
Petri é possível, utilizando-se a técnica do esgotamento, conseguir o isolamento de 
colônias bacterianas e, portanto, é o meio ideal para que seja feito o estudo da 
morfologia colonial. Já a cultura em Agar inclinado fornece somente o crescimento 
bacteriano com a obtenção de uma biomassa de microrganismos. 
 
Quanto à função: 
Meios simples: possuem os componentes essenciais para o crescimento de 
microrganismos pouco exigentes. Ex: caldo simples. 
 
Meios de enriquecimento: são adicionadas ao meio simples substâncias 
enriquecedoras como sangue, soro, ovo, extrato de leveduras, etc. Ex: Agar sangue. 
 
Meios seletivos: aqueles que favorecem o desenvolvimento de determinados 
microrganismos em detrimento de outros, geralmente pela adição de substâncias 
inibidoras. Ex: Agar Salmonella-Shigella. 
 
Meios diferenciais: permitem o desenvolvimento de grupos de microrganismos com 
características relativamente definidas, o que permite diferenciar um grupo ou uma 
espécie de microrganismo. Ex: Agar MacConkey. 
 
Meios de manutenção: são aqueles destinados a manter a viabilidade de uma 
cultura bacteriana. Ex: Agar Nutriente. 
 
Quanto à natureza: 
Meios animados: são constituídos de células vivas, como animais de laboratório, 
tecidos vivos ou ovo embrionado. 
 
Meios inanimados: não possuem células vivas. Podem ser naturais ou sintéticos. 
Naturais são aqueles que possuem substâncias provenientes da natureza, e o 
sintético contém substâncias obtidas em laboratório. Ainda podemos obter meios de 
cultivo semi-sintéticos, que são resultantes da união dos dois anteriores. 
 
Os meios de cultivo são preparados e armazenados seguindo um rigoroso 
controle de qualidade, pois devem ser mantidas todas as suas propriedades 
nutricionais e garantida a esterilidade até o momento de sua utilização. 
 
 
 
4.3 TÉCNICAS DE SEMEADURA 
 
A escolha da técnica para o cultivo de microrganismos varia de acordo com o 
tipo de meio de cultura e a finalidade do cultivo, porém algumas regras devem ser 
seguidas nas inoculações: 
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A agulha e alça de níquel-cromo (também chamada de agulha e alça de 
platina) devem ser esterilizadas por flambagem antes e após qualquer cultivo. Tome 
cuidado de esfriá-las antes da coleta. 
Os recipientes devem sempre ser abertos próximos à chama do bico de 
Bunsen. 
Deve-se evitar ao máximo que as tampas dos tubos e placas fiquem sob a 
bancada durante o cultivo. 
Para garantir uma semeadura correta, deve-se evitar ao máximo perfurar ou 
rasgar o Agar, pois poderá ocorrer acúmulo de bactérias neste setor do meio além 
de alterar as condições de crescimento bacteriano. 
Meios de cultura destinam-se ao cultivo artificial das bactérias. Esses meios 
são substratos adequados ao crescimento, multiplicação e desenvolvimento de 
microorganismos fora de seu habitat natural. 
 
Material necessário: 
 Placa de Petri; 
 Erlenmeyer; 
 Balança; 
 Substâncias como: extrato de carne, peptona, extrato de levedura, agar-àgar e água 
destilada; 
 
Procedimento: 
1. Pesagem das substâncias: 
2. 10g de extrato de carne; 
3. 15g de peptona; 
4. 1g de extrato de levedura; 
5. 13g de Agar – Agar; 
6. 1000 mL de água destilada; 
7. adicionar essas substâncias em um Erlenmeyer, homogeneizar e completar com água; 
8. fechar o Erlenmeyer com uma “bucha”; 
9. colocar na autoclave a 121ºC por 20 minutos para sua esterilização; 
10. esterilizar as placas de Petri a 170ºC por 2 horas na estufa de esterilização; 
11. limpar a bancada para obter um ambiente livre de bactérias(contaminação) 
12. distribuir o meio em placas de Petri; 
13. armazenar as placas contendo o meio, embrulhados em plásticos e guardados na geladeira. 
 
 
 
Técnica I: MEIO LÍQUIDO 
 
1. Mergulhe a Alça de Platina esterilizada na cultura bacteriana que lhe é apresentada. 
2. Mergulhe a alça carregada de bactérias no tubo com o meio de cultivo e agite a alça. 
 
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Técnica II: MEIO SEMI-SÓLIDO 
 
1. Mergulhe a Agulha de níquel-cromo esterilizada na cultura bacteriana que lhe é fornecida. 
2. Faça uma “injeção” com a agulha carregada com bactérias no meio de cultivo semi-sólido. 
 
 
 
 
Técnica III: MEIO SÓLIDO (ÁGAR INCLINADO) 
 
1. Mergulhe a Alça de Platina esterilizada na cultura bacteriana que lhe é apresentada. 
2. Encoste levemente a alça na parte mais baixa do plano inclinado e suba fazendo estrias na 
superfície do ágar. 
 
Técnica IV: MEIO SÓLIDO (Placa de Petri) 
 
– Técnica do esgotamento 
 
 
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1. Divida a Placa de Petri em três partes, fazendo linhas com a caneta retroprogetor na parte de 
baixo da placa. 
2. Mergulhe a Alça de Platina esterilizada na cultura bacteriana que lhe é apresentada. 
3. Faça estrias em cada divisão, respeitando as linhas e utilizando da melhor forma possível 
toda a superfície da placa. 
 
-- Técnica das estrias descontínuas (para isolamento de colônias) 
1. Descarregar a alça (de uma cultura em caldo), em uma área da placa (1º), flambar e 
resfriar a alça. 
2. Fazer 3 estrias perpendiculares a 1º e repetir o procedimento acima. 
3. As últimas estrias (5º), não devem encostar-se a nenhuma das anteriores. 
 
 
 
 
 
 
 
 
5. MICROSCOPIA 
 
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Manipulação de microscópio ótico 
O microscópio óptico composto ou microscópio de luz e um instrumento de 
precisão que permite a visualização de microrganismos. Ele se constitui, 
basicamente, de uma parte mecânica, que suporta e permite controlar um 
componente óptico que amplia as imagens. 
 
7.1 PARTE MECÂNICA: 
A parte mecânica de um microscópio óptico composto é representada pelo 
corpo ou braço do microscópio, que se encontra apoiado pela extremidade inferior 
em uma base metálica de tamanho e peso suficientes para assegurar o equilíbrio do 
aparelho. 
 
 
 
A parte mecânica é composta basicamente por: 
 
I. Pé ou base: serve de apoio dos restantes componentes do microscópio. 
II. Coluna ou Braço: fixo a base, serve de suporte a outros elementos. 
III. Mesa ou Platina: onde se fixa a preparação a observar; tem uma janela por 
onde passam os raios luminosos e também parafusos dentados (charriot) que 
permitem deslocar a preparação. 
IV. Tubo ou canhão: suporta a ocular na extremidade superior. 
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V. Revólver ou Óptico: peça giratória portadora de lentes objetivas de 
diferentes ampliações que podem ser de 20x, 40x e 100x. 
 
7.2 PARTE ÓPTICA: 
A parte óptica de luz constitui-se nas lentes e no sistema de iluminação. As 
lentes são separadas da seguinte forma: 
 
Na parte óptica temos: 
 
I. Condensador:conjunto de duas ou mais lentes convergentes que orientam e 
espalham regularmente a luz emitida pela fonte luminosa sobre o campo de 
visão do microscópio. 
II. Diafragma: é constituído por palhetas que podem ser aproximadas ou 
afastadas do centro através de uma alavanca ou parafuso, permitindo regular 
a intensidade da luz que incide no campo de visão do microscópio. 
III. Objetivas: permitem ampliar a imagem do objeto 10x, 40x, 50x, 90x ou 
100x.As objetivas de 10x, 40x e 50x são designadas objetivas secas, pois 
entre a preparação e a objetiva existe somente ar.As objetivas de imersão, 
uma vez que, para utilizá-las, é necessário colocar uma gota de óleo de 
imersão entre elas e a preparação, o qual, por ter um índice de refração 
semelhante ao do vidro, evita o desvio do feixe luminoso para fora da objetiva. 
IV. Oculares: sistema de lentes que permitem ampliar a imagem real fornecida 
pela objetiva, formando uma imagem virtual que se situa a aproximadamente 
25 cm dos olhos do observador. As oculares mais utilizadas são as de 
ampliação 10x, mas nos microscópios binoculares também existem oculares 
de 12,5, 8x e 6x. 
V. Fonte luminosa: a mais utilizada atualmente e a luz artificial, fornecida por 
uma lâmpada de tungstênio ou de halogênio, incluída no aparelho juntamente 
com um interruptor com reostato, que permite regular a intensidade da luz 
emitida. 
 
7.3 AUMENTO DO MICROSCÓPIO: 
O aumento final da preparação é dado pelo produto entre o valor da objetiva e 
o valor da ocular. Chama-se poder de resolução de uma objetiva a capacidade de 
ver nitidamente o menor espaço compreendido entre dois pontos. 
 
7.4 FOCALIZAÇÃO: 
I. Colocar a objetiva desejada; 
II. Acender a fonte de luz acoplada; 
III. Posicionar o condensador o mais próximo possível da platina; 
IV. Verificar se o diafragma está completamente aberto; 
V. Colocar em foco a objetiva de menor aumento; 
VI. Fixar a preparação a ser examinada na platina com as presilhas; 
VII. Observar o campo microscópio; 
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VIII. Para observar a preparação com objetiva de imersão, colocar uma gota de 
óleo de imersão sobre a lâmina e girar o revólver para colocar a objetiva de 
imersão em foco; 
IX. Olhando pelo lado, fazer descer o canhão com parafuso macrométrico, até 
que a lente frontal da objetiva fique encostada no óleo. Não se deve focalizar 
enquanto se olha pela ocular e se baixa a objetiva. 
X. Olhando pela ocular, mover o parafuso macrométrico delicadamente ate 
conseguir focalizar de forma grosseira a preparação; 
XI. Mover o parafuso micrométrico ate conseguir uma boa focalização; 
XII. Para mudar de campo microscópico, mover o Charriotem um ou outro 
sentido, e movimentar a lâmina somente depois de focalizada. 
 
7.5 MATERIAL NECESSÁRIO: 
1. Microscópio óptico composto; 
2. Óleo de imersão; 
3. Papel absorvente para limpar as lentes. 
 
7.6 CUIDADOS COM O MICROSCÓPIO APÓS O USO: 
I. Distanciar a objetiva da lâmina, usando o parafuso macrométrico; 
II. Retirar a lâmina da platina; 
III. Limpar todas as lentes com papel absorvente macio; 
IV. Remover o óleo de imersão da objetiva de imersão com papel absorvente; 
V. Desligar o sistema de iluminação; 
VI. Recobrir o aparelho com a respectiva capa. 
 
 
 
6. TÉCNICA DE COLORAÇÃO DE GRAM 
 
A parede celular de bactérias Gram-positivas difere das bactérias Gram-
negativas pela presença de uma espessa camada de peptidoglicano e pela ausência 
de uma membrana externa. Esta diferença de constituição da parede celular é a 
base da coloração de Gram, uma técnica primordial no diagnóstico microbiológico, 
visto que através dela se definem características morfológicas e tintoriais da bactéria 
em pesquisa. 
A coloração de Gram consiste em tratar bactérias sucessivamente com cristal 
violeta, lugol, álcool-acetona e fuccina (ou safranina). O cristal violeta e o lugol 
formam um complexo denominado iodopararosanilina, o qual confere coloração roxa 
tanto nas bactérias Gram-positivas, quanto nas Gram-negativas. Com a adição de 
álcool-acetona, as bactérias Gram-negativas liberam o complexo formado, pois a 
camada de peptidoglicano é de pequena espessura, enquanto que as Gram-
positivas retêm o complexo, permanecendo roxas. A adição de fucsina (ou safranina) 
não altera a cor das Gram-positivas, mas confere a cor avermelhada as bactérias 
Gram-negativas, que foram descoloridas pelo álcool-acetona. 
 
8.1 MATERIAL E MÉTODOS: 
22 
 
- Tubos com culturas bacterianas (turvos) 
- Lâminas de microscopia 
- Alça bacteriológica 
- Estufa bacteriológica a 37ºC 
- Bateria de coloração de GRAM 
 
Esfregaço da cultura bacteriana líquida: 
I. Flambe uma alça, deixe esfriar, mantendo-a próxima a chama. 
II. Retire uma amostra da cultura com a alça e deposite no centro da lâmina. 
III. Espalhe o material com a alça em movimento circular, obtendo um esfregaço de forma oval, 
uniforme e fino. 
IV. Fixe o esfregaço, passando a lâmina na chama do bico de Bunsen, como se cortando a 
chama, repetindo este procedimento 3 vezes, para que o material fique bem aderido. 
 
V. Adição de Corantes: 
VI. Coloque a lâmina com o esfregaço sobre um suporte. 
VII. Cubra a lâmina com cristal violeta (Gram I) e deixe agir por 1 minuto. 
VIII. Lave a lâmina em jato fraco de água corrente, do lado contrário ao esfregaço. 
IX. Cubra a lâmina com lugol (Gram II), deixe agir por 1 minuto e depois lave novamente a 
lâmina. 
X. Cubra a lâmina com a solução de álcool-acetona (Gram III), verifique a descoloração que 
deve ocorrer em cerca de 20 segundos. 
XI. Cubra a lâmina com fucsina (Gram IV), deixe agir por 30 segundos, e, novamente lave a 
lâmina. 
XII. Seque inicialmente o lado da lâmina oposto ao esfregaço, com papel toalha, e a seguir seque 
o restante da lâmina na chama do bico de Bunsen (como se estivesse “cortando” a chama). 
XIII. Leve a lâmina ao microscópio e observe em objetiva de imersão. (Não esqueça de colocar 
uma gota de óleo para imersão sobre o esfregaço) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Para ajudar você a fixar o conteúdo, foram elaborados alguns exercícios a 
respeito desta aula. Responda-os e entregue ao seu professor de laboratório. 
 
a. Faça um desenho esquemático do que foi visualizado no microscópio, 
mostrando a morfologia bacteriana e a reação tintorial. 
 
23 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fale sobre o fundamento da técnica de Gram. 
 
7. ANTI-SEPSIA DAS MÃOS 
 
Algumas definições importantes: 
 
ESTERILIZAÇÃO: Processo que visa a destruição total de todas as formas de vida 
de um material ou ambiente, através de métodos físicos ou químicos. 
DESINFECÇÃO: Consiste na destruição, remoção ou redução dos microrganismos 
presentes em material inanimado. Visa eliminar a potencialidade infecciosa do 
objeto, superfície ou local. 
ASSEPSIA: Procedimentos que visam evitar o retorno da contaminação a um objeto, 
superfície ou local. 
ANTI-SEPSIA: Desinfecção de tecidos vivos, como pele e mucosas. Pode ser feita, 
por exemplo, através do Clorexidina. 
LIMPEZA: Remoção de sujidades que indispensavelmente antecede os 
procedimentos de desinfecção ou esterilização. 
 
 
Objetivo da aula: Verificar a eficiência da lavagem correta das mãos, com o uso de 
antissépticos, visando à diminuição máxima da microbiota das mãos. 
 
MATERIAL: 
 Placa de Petri com Ágar nutriente 
 Bico de Bunsen 
 Estufa bacteriológica 37°C 
 Álcool 70% 
 Detergente 
 Álcool iodado 
24 
 
 
MÉTODO: 
 Dividir a placa de Petri, contendo Ágar nutriente, em 4 partes iguais. Utilizar para isso a 
caneta de retroprojetor, fazendo a divisão na parte de baixo da placa. 
 Identificar cada quadrante com os respectivos títulos: Controle (C), Mão Suja (MS), 
Detergente (Det) e Álcool 70% (A) e/ou Álcool Iodado (AI). Devemser preparadas 2 placas 
seguindo o esquema abaixo. 
 
 
 
 
 
1. No quadrante identificado como “Mão Suja” o aluno deve encostar o dedo (sem lavar) no 
ágar por 1 minuto. 
2. A seguir o mesmo aluno deve lavar as mãos com detergente, secá-las levemente e encostar o 
mesmo dedo, no quadrante do ágar identificado como “Detergente”, por 1 minuto. 
3. O mesmo aluno deve então lavar as mãos com álcool, secá-las e encostar o mesmo dedo no 
quadrante do ágar identificado como “Álcool” por 1 minuto. O mesmo procedimento deve 
ser realizado na segunda placa, por outro aluno. Ao invés do álcool 70%, deve-se usar o 
“Álcool Iodado” para fazer a anti-sepsia. 
4. OBS: Não permitir que nada se encoste ao quadrante identificado como “Controle”. 
5. A placa deve ser levada para incubação em estufa a 36°C, por 18-24hs. 
6. Fazer a leitura das placas. Realizar a coloração de GRAM para 2 colônias fenotipicamente 
diferentes, de cada placa, crescidas no quadrante MS. Anotar os resultados na tabela em 
anexo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 CRESCIMENTO BACTERIANO 
- + ++ +++ ++++ 
Placa I 
Controle 
Mão Suja 
25 
 
Detergente 
Álcool 70% 
Placa II 
Controle 
Mão Suja 
Detergente 
Álcool Iodado 
 
Como interpreta os resultados obtidos? 
Qual a importância da anti-sepsia das mãos na profissão que você escolheu? 
 
 
8. ISOLAMENTO DE BACTÉRIAS E OBTENÇÃO DE CULTURA 
PURA A PARTIR DO AMBIENTE 
 
Nesta aula iremos coletar material do ambiente (maçanetas, bancadas, 
interruptores, bebedouros de água, etc...) com um swab umedecido e semearemos 
as amostras desta coleta em meios de cultivo bacteriano. 
 
MATERIAL NECESSÁRIO: 
 Swabs estéreis 
 Placa de Petri com Agar nutritivo; 
 Tubos com água destilada estéril 
 Alças bacteriológicas para inoculação; 
 Bico de Bunsen. 
 Estufa bacteriológica a 37°C 
 Tubos com caldo BHI, para a cultura pura posterior 
Métodos 
1. Identificar a placa com a origem do material. 
2. O swab deve ser aberto e umedecido na água estéril, perto da chama do Bico de Bunsen. 
3. Fazer a coleta da amostra com o swab o mais rápido possível, para não haver contaminações. 
De volta na área asséptica da chama, descarregar o conteúdo do swab em uma área na 
placa, por estrias descontínuas. 
4. As próximas estrias devem ser feitas com a alça de inoculação. 
5. Esterilize e resfrie a alça antes e depois de cada grupo de estrias descontínuas. 
 
26 
 
6. Incube a placa em estufa a 37°C por 18-24hs. 
7. Após a obtenção das colônias de microrganismos, deve-se efetuar a anotação das 
características morfológicas da(s) colônia(s) selecionada(s), tais como: forma, tamanho, cor, 
elevação e bordas. 
8. Escolher uma das colônias e semear em um tubo com caldo BHI. Incubar em estufa a 37°C 
por 18-24hs. Assim obtém-se uma cultura pura, onde somente um tipo de bactéria está 
presente. 
 
9. COCOS GRAM-POSITIVOS 
 
9.1 OBJETIVOS 
1. Isolamento de bactérias das vias aéreas superiores. 
2. Identificação bioquímica através da interpretação do metabolismo microbiano. 
 
 
9.2 MATERIAL DE COLHEITA 
 Secreções, líquidos biológicos e outros. 
A colheita do material deve ser realizada com o máximo de assepsia: swab de 
nasofaringe, fezes, urina. Em se tratando de sangue, este deverá ser colhido com 
heparina, ou ser desfibrinado, nunca utilizar citrato de sódio, pois o sódio inibe G+, 
principalmente em pH próximo a 6. 
 
9.3 FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA 
Identificação de bactérias de importância médica. 
 
COCOS GRAM POSITIVOS ANAERÓBIOS FACULTATIVOS 
 
I. Staphylococcus 
Este gênero, membro da família Micrococcaceae, é constituído de várias 
espécies, sendo as de maior interesse para a saúde; Staphylococcus aureus (S. 
aureus) e S. saprophyticcus. São microorganismos esféricos, imóveis, gram 
positivos, que crescem em agrupamentos semelhantes a cachos de uva, devido aos 
seus arranjos irregulares. São membros normais da microbiota anfibiôntica da pele e 
membranas mucosas de mamíferos e aves, sendo encontrados principalmente na 
mucosa da nasofaringe. 
Causam diferentes doenças supurativas tais como: furúnculo, impetigo, 
osteomielite, abcessos de tecidos, pneumonia, meningite, artrite purulenta, etc. 
Algumas amostras (S. aureus) produzem uma “enterotoxina” que provoca um quadro 
agudo de intoxicação alimentar, enquanto outros (S. aureus e S. saprophyticcus) 
causam infecções do trato urinário. 
 
Espécies de importância na saúde: 
27 
 
S. aureus (coagulase +): Agente piogênico comum em diferentes espécies animais. 
Recebe esse nome, pois pigmentos carotenóides na membrana celular podem 
conferir coloração “áurea” (latim – aureus) às colônias. 
OBS: Coagulase + são os Staphylococcus com potencial patogênico. Estes crescem 
melhor em condições de restrição de ferro, se comparados aos coagulase -, com 
menor potencial patogênico. 
S. epidermidis (coagulase -): Encontrado na pele e em algumas membranas 
mucosas. Raramente é patogênico. 
S. saprophyticcus (coagulase -): Propensão peculiar para causar infecções em 
mulheres jovens, sexualmente ativas, enquanto que S. epidermidis e algumas 
espécies de Enterococcus estão mais freqüentemente associadas a infecções 
urinárias em pacientes hospitalizados. 
 
 CARACTERÍSTICAS DO CRESCIMENTO: 
São bactérias anaeróbias facultativas, de fácil crescimento. Crescem dentro 
de 12hs em meio de Agar Simples, Agar Sangue e Chapman. Suas colônias são 
redondas, lisas, elevadas, opacas, de coloração amarelo-dourado a branco e com 
mais de 1mm de diâmetro no Agar. Crescem em presença de altas concentrações 
de NaCl, sendo este um fator de estimulação da produção da enzima coagulase. 
São inibidos pela presença de corantes dos tipos Azul de Metileno e Violeta de 
Genciana. 
 
As UFCs fermentadoras do manitol apresentam-se com coloração amarela 
após 24 – 48 horas de incubação a 37ºC. Após o crescimento de colônias típicas 
faremos a coloração de Gram para observarmos a presença de cocos Gram + 
dispostos em grupos (cachos) ou isolados. 
Diferenciamos o gênero Staphylococcus do gênero Streptococcus através da 
prova da catalase. A diferenciação das espécies do gênero se dá através das provas 
bioquímicas: de fermentação do manitol, da coagulase, da DNAse, da sensibilidade 
a novobiocina e da redução de nitratos. 
 
 
PROVAS BIOQUÍMICAS: 
 
Prova da Catalase: 
 
A catalase é uma enzima responsável pela neutralização de formas tóxicas do 
oxigênio ao microorganismo (peróxidos e superóxidos). Na prova, é utilizado o 
peróxido de hidrogênio (H2O2 a 30%). Se o microorganismo produzir catalase, o 
H2O2 (água oxigenada) será degradado em H2O e ½ O2 (oxigênio molecular). A 
reação é observada através do desprendimento de bolhas gasosas (O2) da cultura. 
Na ausência da catalase, não há decomposição do peróxido. 
A prova pode ser realizada com o microorganismo obtido em qualquer meio 
de cultura, exceto meios com sangue, pois este possui catalase, levando a 
resultados falso-positivos 
. 
Fermentação do Manitol: 
28 
 
O manitol é um açúcar que alguns microorganismos são capazes de utilizar 
como fonte de energia, a través da fermentação. A prova se baseia na alteração do 
pH do meio, graças à produção de ácidos durante o processo de fermentação. Essa 
mudança de pH pode ser observada pela viragem de cor do meio devido à presença 
do indicador de pH Vermelho de Fenol. A prova pode ser realizada em meios de 
cultura líquidos ou sólidos. Após a semeadura, o meio deve ser incubado a 37ºC por 
18 – 24 horas. 
 
Interpretação: 
 Positivo: meio amarelo Negativo: não há alteração da cor do meio. 
 
 
Prova da coagulase: 
 A coagulase estafilocócica se apresenta em duas formas: coagulase ligada e 
coagulase livre.A coagulaseligada, presente na parede da célula bacteriana, 
converte o fibrinogênio em fibrina diretamente, sem o envolvimento dos fatores de 
coagulação, e pode ser detectado em teste direto em lâmina, utilizando-se da 
suspensão de Staphylococcus acrescida de 2 gotas de plasma citratado, fazendo 
movimentos circulares e observando-se a formação de coágulo no tempo de 1-2 
minutos. Pode-se tornar mais sensível o teste em tubo, por este detectar tanto a 
coagulase livre quanto a ligada, sendo a prova de escolha. A coagulase livre é 
produzida e liberada pelo microorganismo, reagindo com o fator de coagulação do 
plasma, o CRF, formando uma substância semelhante, mas não idêntica, à 
trombina, que converte fibrinogênio em fibrina. Para o teste, utiliza-se plasma 
citratado humano ou de coelho, estéril, diluído em solução salina na proporção de 
1:5. A reação ocorre volume a volume a 37ºC. 
Estudos recentes demonstraram que a produção da enzima coagulase se 
intensifica quando o microorganismo é crescido em meio contendo alta concentração 
de NaCl. Desta forma, aconselha-se a utilização de colônias para a prova, crescidas 
em Agar Manitol Salgado contendo NaCl e Vermelho de Fenol. Este procedimento 
aumentaria a sensibilidade do teste. 
A prova consiste da semeadura de uma alçada do microorganismo em estudo 
em tubo contendo o plasma diluído e incubação a 37ºC. A menor coagulação é 
considerada positiva. Devem ser feitas leituras periódicas a cada 2 horas, por até 24 
horas, pois algumas espécies produzem fibrinogênio, que dissolve o coágulo 
formado. 
Aconselha-se também utilizar sempre um teste positivo com uma amostra de S. 
aureus. 
 
 
Prova da DNAse: 
Alguns microorganismos são capazes de utilizar o DNA presente no meio 
como fonte de energia, através da produção da enzima DNAse. No meio com DNA 
deve ser feita uma estria simples (reta) ou um spot (ponto de semeadura) central 
com o microorganismo em estudo. Incubar a 37ºC por 24 horas e adicionar ao meio 
HCl 1N e aguardar a turvação do meio. Lembrando que o DNA é material protéico e 
que o HCl, como ácido, tem poder desnaturante sobre as proteínas, a turvação do 
meio é apenas a precipitação do DNA desnaturado. Se a bactéria produzir DNAse, 
todo o DNA ao seu redor terá sido degradado, então ao adicionar o HCL não haverá 
29 
 
turvação nesta área. Portanto, se houver um halo claro ao redor do crescimento 
bacteriano, o resultado é positivo. 
 
Sensibilidade a Novobiocina: 
Semear o microorganismo suspeito em placa de Agar simples ou Mueller 
Hinton com swab, para obtenção de crescimento confluente, e adicionar o disco de 
novobiocina (5g/ml). Incubar a 37ºC por 24 horas. As bactérias resistentes não 
apresentarão halo de inibição, enquanto as sensíveis sim. 
 
 
10. BASTONETES GRAM NEGATIVOS 
Um importante fator na contaminação cruzada é o grau de higiene pessoal. 
Este fator pode ser determinante e influenciar a transmissão de bactérias 
patogênicas. 
Nesta aula prática iremos coletar e semear amostras bacterianas colhidas nos 
tecidos abaixo das unhas (sub-ungueais), com o intuito de cultivar coliformes fecais. 
 
MATERIAL NECESSÁRIO: 
 Palitos de dente esterilizados 
 Tubos com caldo BHI (Brain Heart Infusion) 
 Bico de Bunsen 
 Estufa bacteriológica A 37° C. 
1. Assepticamente abrir o tubo onde se encontram os palitos estéreis, servir-se de um palito. 
2. Coletar o material passando o palito abaixo das unhas (com cuidado para não lastimar o 
tecido). Introduzir o palito no tubo com caldo nutriente (BHI). Incubar por 18-24hs em estufa 
a 37°C. 
Na próxima aula: 
1. Identificar todo o material que vai ser utilizado. 
2. Proceder à semeadura por estrias descontínuas em uma placa com Agar MacConckey. 
Identificar e incubar. 
3. Proceder à semeadura em um tubo de Caldo Lactose, com tubo de Durhan invertido, para 
isolamento de Escherichia coli, e incubar a 44,5°C por 24-48hs. 
4. Após este período, fazer a semeadura a partir do cultivo em Caldo Lactose, e por estrias 
descontínuas, em placas de EMB (Eosina Metileno Blue). Incubar por 18-24hs em estufa a 
37°C. 
5. Na próxima aula realizar um esfregaço com bactérias de uma das colônias suspeitas de E. coli 
(colônias negras com brilho esverdeado), corar pelo GRAM e observá-las ao microscópio. 
 
10. ISOLAMENTO DE FUNGOS 
30 
 
 O isolamento de fungos pode ser feito diretamente a partir de algum substrato 
ou de um compartimento ambiental (ar, água, solo), utilizando vidraria (tubos de 
ensaio, placas de petri) e instrumentos (estiletes, pinças, agulhas) esterilizados, com 
a manipulação em uma zona de segurança próximo a uma chama e/ou em uma 
câmara de fluxo laminar. Para que ocorra o isolamento dos fungos, é necessário 
oferecer condições propícias para o desenvolvimento dos mesmos. O isolamento 
pode ser realizado a partir de câmaras úmidas (recipiente semi-fechado com fonte 
de umidade (ex. placas de petri forradas com papel filtro embebido com água 
destilada estéril) ou a partir de um meio de cultura sólido ou líquido, semi-sintético ou 
sintético (ex. tubos de ensaio ou placas de petri contendo meio de cultura). 
 
Protocolos da técnica: 
 
Diluição de solo: 
 
1. Identificar as placas de Petri (data, nome do grupo) 
2. Retirar o capuchão de um tubo de ensaio esterilizado com 9 ml de água destilada 
3. Flambar a abertura do tubo de ensaio 
4. Colocar 1 g de solo no tubo de ensaio com uma espátula 
5. Repetir o passo 3 
6. Fechar o tubo de ensaio com o capuchão 
7. Agitar o tubo de ensaio para homogeneizar a solução de solo 
8. Identificar o tubo de ensaio, marcando 1:10 
9. Retirar 1 ml da solução de solo do primeiro tubo 
10. Verter este 1 ml de solução de solo do primeiro tubo em um segundo tubo (1:10) 
11. Repetir os passos 3, 6 e 7 (obs.: a cada nova diluição os valores são diluídos 10x: tubo 2, 
1:100; tubo 3, 1:1000; etc.) 
12. Levantar a tampa até um ângulo máximo de 45° 
13. Verter 1ml do primeiro tubo de ensaio na placa de Petri 
14. Espalhar o líquido, fazendo movimentos circulares com a placa de Petri 
15. Tampar imediatamente a placa de Petri 
16. Flambar as bordas da placa de Petri 
17. Repetir os passos 12 a 17 para todos os tubos 
 
Exposição de placas de Petri com meio de cultura sólido, ao ar: 
 
1. Selecionar 3 placas de Petri com meio de cultura 
2. Identificar cada placa de Petri, marcando um I (ambiente interno) em todas e os números 
5', 10' e 15' em cada uma delas (e também com data, nome da técnica, nome do grupo) 
3. Repetir os passos 1 e 2 para outras 3 placas, substituindo o I por um E (ambiente 
externo) 
4. No ambiente interno (sala de aula), abrir simultaneamente as tampas das 3 placas 
(marcadas com I), deixando as tampas viradas para baixo sobre uma superfície 
5. Tampar a placa marcada com 5' após 5 min, a de 10' após 10 min e a de 15' após 15 min 
6. Repetir os passos 4 e 5 em um ambiente externo (área verde) com as placas marcadas 
com E 
7. Incubar as placas à 25°C por 5 dias. 
8. Observar os resultados. 
 
 
31 
 
12 . ELABORAÇÃO DOS RELATÓRIOS DE AULAS PRÁTICAS 
 
A elaboração dos relatórios é parte integrante das atividades desenvolvidas nas aulas práticas. 
Constitui um dos parâmetros utilizados como avaliação da disciplina e para tanto, os mesmo 
são corrigidos e pontuados. 
 
Objetivos do relatório de aula prática: 
1. Unir informações recebidas em aulas teóricas e em aulas práticas, possibilitando dessa 
forma um melhor aprendizado sobre o assunto; 
2. Desenvolver o raciocínio de tal forma que você possa olhar o que está acontecendo, 
procurar entender o que esta vendo, e assim aliar informações que façam com que exista uma 
melhor assimilação e entendimento do conteúdo estudado; 
3. Procurar aliar afeito observado com mecanismo de ação; 
4. Desenvolver uma vivência de laboratórioque possibilite aos interessados, treinar 
habilidades necessárias para melhor desempenho no trabalho clínico; 
5. Elaboração de texto, de tal forma, que qualquer pessoa possa reproduzir o experimento 
realizando a mesma técnica. 
6. Aprender a redigir um relatório científico. 
 
Dicas importantes para redigir o relatório de aulas práticas. 
Observações gerais: 
- O tempo verbal deve ser padronizado num texto. Uma vez passado, sempre passado... 
- tente usar a terceira pessoa e evitar “no nosso experimento”, “meus resultados” “pipetamos” 
etc.... preferir “no experimento realizado.....” , “os resultados obtidos....” 
- Defina os itens do seu relatório com clareza. Agrupe assuntos semelhantes e separe assuntos 
não relacionados. Use subitens para organizar melhor os assuntos; 
- Sempre procure numerar os itens para facilitar o acompanhamento da hierarquia dos itens 
(se a hierarquia for importante, evite marcadores); 
- Use termos técnicos; 
- Respeite a grafia corretas de nomes científicos; 
- Padronize a formatação: tamanhos e tipos de letras, tanto no texto quanto nos títulos; 
procure usar parágrafos alinhados pelas duas margens (esquerda e direita); mantenha sempre a 
mesma quantidade de espaços entre parágrafos e títulos, etc; 
- Não enfeite demais seu relatório. Ele é um texto técnico e deve ter aspecto profissional. 
Deve ter uma capa com: Nome da Instituição, nome da disciplina, nome do professor da 
disciplina, data, título da prática (ou práticas), integrantes do 
grupo e turma. 
 
ROTEIRO PARA ELABORAÇÃO DE RELATÓRIO DE AULA PRÁTICA 
 Os relatórios deverão ser elaborados de acordo com as seguintes normas: 
 
1. Introdução 
Dois ou mais parágrafos rápidos para contextualizar o assunto de que tratou a prática e 
do qual tratará o relatório. Não é propriamente um resumo, mas uma introdução ao assunto. 
Apenas informações relevantes ao trabalho devem ser apresentadas! De preferência utilizar 
livros-texto como referências teóricas na introdução. Não se esquecer de definir os parágrafos 
necessários. 
2. Objetivo 
32 
 
- Descrição do objetivo da prática. Pode haver mais de um objetivo, um mais geral e outro(s) 
específicos(s). 
- Normalmente os objetivos são apresentados como ações “obter”, “extrair”, “observar”, 
“analisar”, “caracterizar”, etc. 
3.Material e Métodos 
- Descrição do Material (é material mesmo e não materiais) e dos procedimentos (que são os 
Métodos) utilizados na aula. 
- Pode estar subdividido em itens como: “Material”, “Reagentes e soluções”, “Material”, 
“Equipamentos”, etc. 
- O tempo verbal utilizado no Material e Métodos pode ser o passado (o que foi feito) ou o 
infinitivo(“ressuspender”, “pipetar”, “adicionar”, etc). A descrição deve ser sempre no 
impessoal (ex.: “Foi adiconado” ou “adicionou-se” ao invés de “Eu adicionei” ou 
Adicionamos”). 
4.Resultados e Discussão 
- Podem estar agrupados em um único item ou não. Em itens separados, os Resultados são 
primeiro descritos e depois, no item de Discussão, são analisados. 
- A apresentação dos resultados é uma das partes mais difíceis do relatório, pois você deve 
descrever os resultados obtidos sem incluir necessariamente a interpretação desses resultados. 
Normalmente os resultados são apresentados em figuras, esquemas, tabelas, gráficos etc... que 
apresentam legendas próprias. 
- A descrição do que está na figura deve ser apresentada de forma descritiva no texto. Cada 
grupo realizou seu próprio procedimento segundo as orientações descritas em material e 
métodos (é lá que a descrição do procedimento deve ficar). 
- Você deve considerar que a pessoa que está lendo o relatório não conhece o assunto, não fez 
o procedimento e não tem a menor idéia do que está sendo apresentado nos resultados. O 
segredo é ser o mais direto e sintético possível, sem omitir nenhum tipo de informação que 
ajude a compreensão dos resultados (QUE CORRESPONDEM A PARTE MAIS 
IMPORTANTE DO RELATÓRIO). 
- O objetivo da discussão dos resultados é mostrar se estes foram os esperados ou não, se 
atenderam ao objetivo inicial do trabalho ou não, se trouxeram novas informações ao que já se 
conhecia ou não, se são suficientes para definir o assunto de que tratam ou se há necessidade 
de trabalhos complementares e quais são eles. 
- Em um relatório de aula prática, a discussão deve ser relacionada aos problemas encontrados 
durante a realização da prática e aos seus possíveis reflexos nos resultados, assim como as 
providências para minimizar esses problemas. 
5. Conclusão 
A conclusão do relatório diz respeito diretamente ao seu objetivo. Em suma este item deve 
descrever se o objetivo foi alcançado ou não. 
6. Bibliografia 
Toda a bibliografia consultada e utilizada na Introdução deverá ser citada de acordo com as 
normas da ABNT (Associação Brasileira de Normas Técnicas).