Tecnicas para EPF

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Exame parasitológico de fezes (EPF) 
Técnicas sanguíneas 
Colheita e preservação de amostras biológicas 
A maioria dos parasitas intestinais é diagnosticada pelo exame das fezes, 
embora outros materiais, como urina, escarro, secreções urogenitais, aspirados, 
tecidos, conteúdo duodenal e espécimes obtidos por biópsia possam ser utilizados 
para a identificação de certas espécies. 
Os estágios usuais de diagnóstico são os ovos e as larvas de helmintos e os 
trofozoítas, cistos e oocistos de protozoários. Na realidade, uma identificação 
segura e correta de um parasita depende de critérios morfológicos, os quais estão 
sujeitos a uma colheita bem-feita. e a uma boa preservação dos espécimes fecais. 
Não pode ser esquecido que um material fecal inadequadamente colhido, velho 
ou mal preservado, será de pequeno valor para o diagnóstico. Os espécimes 
submetidos ao exame em condições ótimas deverão ser coletados recentemente, 
sem contaminação, e convenientemente preservados 
Colheita e preservação de 
amostras biológicas 
O bolo fecal normal é composto quase que exclusivamente de fezes, mas em certas 
situações uma porção do bolo pode ser constituída de sangue e muco, ou ter 
considerável quantidade de tecido morto. 
Neste caso, essas porções da massa fecal evidenciam uma infecção parasitária, 
quando não obstante, o exame das fezes pode fornecer um resultado negativo. 
 Adultos de Ascaris lumbricoides, Enterobius vermicularis, proglotes de Taenia e 
de Dipylidium caninum podem ser encontrados no bolo fecal, sem que a presença de 
ovos seja identificada. Por esta razão o exame macroscópico deve sempre preceder o 
exame microscópico. 
 Todas as amostras devem ser transportadas com cuidado desde que esses 
espécimes representam uma fonte em potencial de infecção (bactérias, vírus, fungos e 
parasitas) 
Colheita e preservação de amostras biológicas 
Frequentemente fragmentos de alimentos, células vegetais, 
grãos de pólen, leucócitos, células de tecido animal e outros 
artefatos presentes nas fezes podem assemelhar-se a certas espécies 
de parasitas, mas um cuidadoso exame revelará características que 
determinarão o diagnóstico do parasita 
Colheita e preservação de amostras biológicas 
Procedimentos 
1. Receber as fezes em recipiente adequado. 
2. As amostras devem ser correta e completamente identificadas com: o nome do 
paciente; idade, número de identificação do laboratório; hora da colheita e hora da 
chegada da amostra ao laboratório. 
As instruções, sobre a coleta de fezes devem ser claras e passadas ao paciente. É 
importante verificar se o paciente as entendeu, pois é na coleta adequada que se inicia a 
qualidade do exame parasitológico. 
3. Para um trabalho rotineiro em Parasitologia é recomendável que se realize três 
exames parasitológicos em dias alternados. 
4. Todos os parasitas observados devem ser relatados pelo nome científico, incluindo 
gênero e espécie, quando possível, e o estágio que estão. Determinados elementos 
celulares (GV, GB ou outras células), fungos ou cristais de Charcot-Leyden devem ser 
assinalados de modo semiquantitativo como: poucos cristais, moderados ou muitos. 
Também, deverão constar os métodos executados e a consistência das fezes 
5. Fezes líquidas devem ser examinadas dentro de 30 minutos; 
semissólidas dentro de 1 hora e formadas dentro de 24 horas. Se o exame 
for realizado depois de 24 horas a amostra deve ser mantida em 
conservadores tais como: formol a 10%, álcool polivinílico (PVA); o MIF 
conservador muito difundido composto de mertiolato ou mercurocromo, 
iodo e formol e o SAF que é um fixador usado para conservar cistos e 
trofozoítos. 
 
A proporção utilizada é de três partes de qualquer um dos conservadores para 
uma parte de fezes. Essa mistura deve ser bem homogeneizada. 
 
* O formol e o MIF preservam ovos, cistos e trofozoítos para exames a fresco; 
PVA e o SAF preservam trofozoítos para coloração permanente. 
Procedimentos 
Fezes Emitidas Espontaneamente 
 
A detecção e a identificação dos parasitas intestinais estão em 
relação direta com a qualidade da amostra entregue ao laboratório. 
 Na colheita dos espécimes fecais, vários fatores devem ser 
considerados: tipo do recipiente, volume, idade da amostra, as 
drogas e os compostos químicos que podem interferir na 
realização do exame. 
 O paciente deve receber instruções impressas para facilitar a 
colheita das fezes. 
Cada amostra deverá apresentar no mínimo as seguintes 
informações: 
• nome do paciente, 
• número de identificação, 
• nome do médico, data e horário da colheita, a qual deverá ser 
acompanhada de uma requisição médica, indicando o 
procedimento laboratorial a ser seguido. 
 
O recipiente deve ser limpo e seco, com boca larga, de 
capacidade aproximada de 250 ml, para que possa receber uma 
amostra significativa e que tenha vedação hermética, para 
impedir o derrame, permitindo a preservação da umidade. 
Fezes Emitidas Espontaneamente 
As fezes devem ser colhidas diretamente no frasco, ou em urinol, ou, ainda, 
em jornal ou em papel limpo, e transferidas diretamente para o recipiente. 
O pote deve estar livre de antissépticos, de agentes germicidas, de gotas de 
óleo e de urina, para evitar a destruição das formas vegetativas. 
 As fezes excretadas no solo não devem ser usadas, pois larvas de vida livre e 
outros contaminantes provenientes do solo poderiam confundir o diagnóstico. 
Fezes obtidas de privadas (latrinas) não podem ser aproveitadas, não somente 
devido ao risco de contaminação, mas porque a água e a urina poderiam destruir 
as formas trofozoiíticas 
Para permitir exames macro e microscópico satisfatórios todo o bolo fecal 
deve ser enviado ao laboratório; 
Fezes Emitidas Espontaneamente 
As fezes pastosas ou mucosas são indicadas para a preparação de esfregaços 
corados e as porções formadas são empregadas nas técnicas de concentração. 
Os espécimes fecais nunca devem ser incubados (37°C) ou congelados antes do 
exame. Certos medicamentos e produtos químicos podem tornar a amostra 
insatisfatória para a análise ou para a pesquisa dos protozoários intestinais. 
Entre estes, citam-se os antidiarréicos, os antibióticos. os antiácidos, derivados de 
bismuto e do bário, a vaselina e os óleos minerais. 
A pesquisa parasitológica deve ser realizada, antes do paciente ser submetido a um 
exame radiológico, com a administração do contraste sulfato de bário. As amostras 
excretadas que contenham bário ou bismuto são inaceitáveis para o exame, visto que 
partículas desses produtos podem interferir no exame pelo excesso de substâncias, 
cristalinas, as quais podem destruir os trofozoítas devido à sua ação abrasiva. A coleta 
deve ser retardada por um período de 7 a 10 dias. 
 
Fezes Emitidas Espontaneamente 
Os antibióticos, como tetraciclina, afetam a flora intestinal normal e 
frequentemente causam diminuição ou ausência temporária dos organismos nas 
fezes, visto que esses parasitas se alimentam de bactérias intestinais, e um 
diagnóstico seguro não é possível antes de 2 a 3 semanas. 
O número de amostras necessárias para a identificação de parasitas intestinais 
varia de acordo com a qualidade do espécime, com a análise que será realizada e 
com a gravidade da infecção. 
Os recipientes com amostras fecais, recebidos de pacientes 
imunocomprometidos (sindrome da imunodeficiência adquirida - SIDA) deverão ser 
protegidos por um invólucro de plástico e identificados com etiqueta vermelha ou 
HIV positivo 
Fezes Emitidas Espontaneamente 
Amostras Múltiplas 
A possibilidade de encontrar organismos aumenta pelo exame de amostras 
múltiplas,em razão: (a) da intermitência da passagem de certos parasitas a partir do 
hospedeiro; (b) da distribuição não uniforme dos ovos dos helmintos; (c) dos 
estágios dos protozoários; (d) das limitações das técnicas de diagnóstico. Em uma 
única passagem normal são revelados somente de um terço à metade das espécies 
presentes na massa fecal. 
Em geral os nematóides como A. lumbricoides, ancilostomideos 
e Trichuris trichiura emitem ovos com certa continuidade, os quais podem ser 
detectados diariamente nas fezes. Em outras espécies de parasitas, especialmente 
nos protozoários, a emissão dos estágios é irregular. 
 O número de cistos de E. histolytica que passam junto com as fezes apresenta 
oscilações diárias, e com picos cíclicos que ocorrem entre 7 e 10 dias. 
 Os cistos de G. Iamblia apresentam intermitência de passagem com intervalos que 
variam de 2 a 3 dias para 7, 8 ou mais dias. A produção de ovos também é irregular 
em certos helmintos, particularmente no gênero Schistosoma. 
 As proglotes das espécies de Taenia passam com interrupções, sendo preferível 
obter as proglotes em intervalos de 2 a 3 dias. Não existe uma uniformidade de 
conduta relacionada com o número de amostras que devam ser colhidas. Como a 
maioria dos estágios de diagnóstico não aparece no material fecal em número 
constante todos os dias, a colheita das fezes em dias alternados propiciará uma 
porcentagem maior de resultados positivos. 
Amostras Múltiplas 
Um procedimento aconselhável é colher, em dias separados, uma série de três 
espécimes em não mais de 10 dias ou uma série de seis amostras, em dias alternados, 
dentro de 14 dias. Fezes emitidas espontaneamente apresentam uma probabilidade maior 
de conter cistos, os quais podem ser identificados com maior confiabilidade do que os 
trofozoítas. 
O número de amostras necessárias para a demonstração de parasitas intestinais varia 
de acordo com: a qualidade dos espécimes submetidos ao estudo; a exatidão das análises 
realizadas; e a gravidade da infecção. Alguns autores recomendam, no mínimo, a colheita 
de três amostras antes de iniciar o tratamento, duas obtidas através de evacuações normais 
e a terceira depois da administração de um laxante (Sawitz & Faust, 1942). 
Após o tratamento, deverão ser colhidas três amostras. Um novo exame deverá ser 
realizado 3 a 4 semanas após o tratamento dos pacientes que receberam medicação para 
protozoários. Nos casos de infecções por helmintos o controle se efetuará 1 a 2 semanas 
após o tratamento, enquanto que, para as tênias, um novo exame será necessário após 5 a 6 
semanas 
Fezes Emitidas Através de Laxantes 
Em alguns casos, fezes liquefeitas, obtidas pela administração de laxantes, são 
necessárias para estabelecer e confirmar os diagnósticos de amebíase, giardiase e 
estrongiloidose. O uso de laxantes (requer solicitação médica) é indicado nos casos 
em que uma série de exames for negativa. 
São recomendados laxantes salinos como o fosfato de sódio e o sulfato de sódio 
tamponado, porque causam menos danos morfológicos aos parasitas. Não são indicados 
os óleos minerais, os compostos de bismuto e de magnésio, pois os glóbulos de óleo 
interferem no exame, os restos de cristais de bismuto e de magnésio podem obscurecer 
os organismos, ou afetar a aparência dos trofozoítas. Todas as fezes induzidas por 
purgativos devem ser totalmente colhidas e levadas imediatamente ao laboratório. 
Caso este procedimento não possa ser obedecido, uma fração do material deverá ser 
preservada com o fixador álcool polivinílico (fixador APV). A prática do uso de 
purgativos é indicada para clínicas e hospitais, onde teoricamente os espécimes fecais 
são recebidos pelo laboratório imediatamente após a colheita. 
Estabilidade das Amostras 
O tempo de colheita das amostras fecais influi de maneira direta na 
identificação dos parasitas. Desde que os trofozoítas de protozoários não se 
multiplicam ou se encistam fora do corpo humano, eles morrem e se degeneram 
depois da passagem. 
O tempo de exame recomendado para os espécimes líquidos é de 30 minutos, 
enquanto que as amostras pastosas devem ser examinadas dentro de uma hora após a 
evacuação; não sendo possível observar esta orientação, o material deverá ser 
preservado. 
Os limites de tempo não são críticos quando se trata de amostras sólidas, 
podendo ser estudadas dentro de 24 horas após a passagem. Neste caso, uma 
porção do espécime pode ser preservada e outra refrigerada. 
Quando os critérios indicados para a colheita e exame das amostras fecais não 
puderem ser observados, o laboratório deverá solicitar uma amostra adicional 
Para preservar a morfologia dos protozoários e prevenir um continuo 
desenvolvimento de alguns ovos e larvas de helmintos, as amostras fecais que 
não forem entregues ao laboratório imediatamente após a passagem deverão 
ser fixadas. 
A preservação dos espécimes poderá ser temporária pela refrigeração (3-
5ºC) em recipientes hermeticamente fechados para evitar o dessecamento. 
Nessas temperaturas os ovos, as larvas e os cistos mantêm-se viáveis durante 
vários dias, e as larvas de S.. stercoralis e dos ancilostomideos poderão sofrer 
alterações morfológicas. 
Preservação 
Soluções de Formaldeído 
A solução de formaldeido (formalina) é usada para a fixação dos estágios de diagnóstico de 
protozoários e helmintos. Duas concentrações são recomendadas: 5% para a fixação de cistos 
de protozoários e 10% para ovos e larvas de helmintos. 
Na rotina, a solução a 5% é preferida à solução a 10%, porque os cistos e os ovos 
de Hymenolepis nana, Hymenolepis diminuta e larvas de S. stercoralis poderão ser distorcidos 
e/ou alterados. Os ovos de A. lumbricoides e algumas vezes ovos de T. trichiura continuam o seu 
desenvolvimento nas concentrações de 5%, não havendo interferência na identificação dessas 
espécies. 
 A solução de formaldeído a quente (600C) pode também ser usada para espécimes que 
contenham ovos, desde que a fixação a frio não impede o desenvolvimento embrionário de 
muitos ovos, os quais tomam-se infectivos e permanecem viáveis por longos períodos. 
A formalina não é recomendada para a fixação de trofozoítas. A solução de formaldeido 
neutra é mais eficaz na manutenção das características morfológicas, especialmente na fixação 
de cistos. Por esta razão é indicada a solução de formaldeido tamponada com fosfato de sódio. 
 
Preservação da Amostra 
 
Misturar uma porção de fezes em três volumes de solução de formaldeído A 
solução aquosa de formaldeído permite somente o exame a fresco, não sendo 
indicada para a preparação de esfregaços corados para a identificação de 
protozoários intestinais. Certos protozoários e helmintos apresentam problemas à 
fixação; entre eles estão os cistos de E. histolytica ovos de H. nana e larvas 
rabdiformes de S. stercoralis. Os outros parasitas são facilmente fixados e 
permanecem por longos períodos em ótimas condições para análise. 
 
Observação: O formaldeído comercial apresenta a concentração de 37-40% de 
solução de HCHO, embora para a diluição consideram-se 100% 
Fixador de Schaudinn 
O fixador de Schaudinn (1903) é frequentemente usado na preservação de fezes 
frescas ou amostras da superfície da mucosa intestinal. Esta solução fixadora é 
usada para a preparação de esfregaços permanentes corados para a 
demonstração de protozoários intestinais. O grande problema do fixador de 
Schaudinn é a presença do cloreto de mercúrio-II na sua fórmula, substância tóxica 
ao homem e ao meio ambiente. 
Os frascos deverão ser etiquetados como VENENO. O cloreto de mercúrio-II 
(HgCl2) pode ser substituído pelo sulfato de cobre (CuSO4.5H2O) na formulação,também quando é usado na preparação do fixador álcool polivinilico (fixador APV). 
O APV se dissolve mais rapidamente do que no convencional fixador de Schaudinn. 
Preparação das Soluções 
 1.Solução Aquosa Saturada de Cloreto de Mercúrio-II 
Cloreto de mercúrio-II 110 g 
Água destilada-deionizada 1.000 ml 
Dissolver o HgC12 em água quente. Aquecer em banho de água até a completa dissolução do sal. 
Deixar esfriar e filtrar a solução. Estocar em recipiente de vidro com tampa esmerilhada 
2.Solução Estoque 
Solução aquosa de cloreto de mercúrio-II 600 ml 
Álcool etílico a 95% 300 ml 
Glicerina 15 ml 
3.Solução Fixadora1(Adicionar o ácido acético glacial, imediatamente, antes do uso.) 
Solução estoque 100 ml 
Ácido acético glacial 5 ml 
Preservação da Amostra 
 
Esfregaços estirados devem ser preparados com as amostras fecais frescas. 
Após a preparação, mergulhar as lâminas durante 30 minutos no fixador. 
Terminada. a fixação, os esfregaços estão prontos para serem corados, montados 
e examinados. 
 
Observação: Os esfregaços fixados pelo Schaudinn apresentam excelentes 
resultados de coloração quando corados pela hematoxilina férrica, segundo 
Heidenhain, ou pelo tricrômio. Fixador de Schaudinn Modificado (Horen, 1981) 
Fixador Álcool Polivinilico (Fixador APV) 
Brooke & Goldman (1949) desenvolveram a solução fixadora álcool polivinilico (fixador 
APV). O álcool polivinilico é uma resina solúvel em água que é incorporada ao fixador de 
Schaudinn. 
Quando fezes e o fixador APV são misturados e estirados sobre uma lâmina de microscopia, o 
pó APV age como um adesivo para o material fecal. A adesão é devida aos componentes da resina e 
a fixação ao líquido de Schaudinn. A solução fixadora APV é indicada para cistos e trofozoítas, 
os quais são conservados de meses a anos. 
A grande vantagem do uso do fixador APV está na preparação de esfregaços permanentemente 
corados, sem que os organismos sejam danificados, como nas técnicas de concentração 
(sedimentação) que poderão ser realizadas a partir de fezes preservadas. A solução fixadora APV é 
estável por 6 meses a 1 ano, quando conservada em frasco hermeticamente fechado. O frasco 
deverá conter uma etiqueta com a data de validade e a identificação do fixador como VENENO. 
O APV é fabricado por diferentes produtores 2, mas os graus de hidrólise e a baixa ou média 
viscosidade são importantes para a preparação da solução fixadora. 
Fixador de Schaudinn 93,5 ml 
Ácido acético glacial 5,0 ml 
Glicerina 1,5 ml 
APV,pó 5,0 g 
Fixador de Schaudinn 125,0 ml 
Ácido acético glacial 10,0 ml 
Glicerina 3,0 ml 
Álcool etílico a 95% 62,5 ml 
APV,pó 10,0 g 
Reagentes 
 
2. Álcool etílico a 95% (C2H6O) (V/V) 
3. Ácido acético glacial (C2H4O2) 
4. Glicerina (C3H8O3) 
5. Álcool polivinilico (APV), pó 
 
Preparação das Soluções 
1.Fixador APV (Burrows, 1965) 
2. Fixador APV (Brooke & Goldman, 1949 
3. Preparação da Solução Fixadora APV 
1. Misturar em um béquer os componentes líquidos. 
2. Adicionar lentamente, sem agitação, o pó APV. 
3. Deixar a mistura em repouso de 18 a 24 horas para permitir que o pó APV seja embebido 
pelos líquidos. Cobrir o béquer com uma tampa de placa de Petri ou com papel alumínio. 
4. Após, aquecer a solução lentamente até 75ºC. Quando a temperatura for atingida, 
remover o béquer do aquecimento e agitar a mistura até uma completa homogeneização. 
Uma solução viscosa clara e levemente esbranquiçada é obtida em 30 segundos. 
5. Estocar o fixador APV em frasco de plástico com tampa de rosca ou em um frasco de 
vidro com tampa esmerilhada. 
Observação: Pequenas quantidades do fixador APV podem ser mantidas em frasco conta-
gotas para a rotina diária. 
Preservação da Amostra 
Para obter todas as vantagens do APV como fixador, as amostras fecais 
devem ser vigorosamente misturadas com a solução fixadora imediatamente após 
a passagem, antes que os organismos alterem as suas características 
morfológicas. Usar aproximadamente três partes do fixador para uma parte de 
fezes. 
O material fecal pode ser misturado com o fixador APV em lâminas de 
microscopia para a preparação de esfregaços ou em frascos. A preparação e 
fixação direta em esfregaços é indicada quando a quantidade de material é 
pequena e/ou quando os trofozoítas são identificados em esfregaços salinos, 
havendo a necessidade de uma coloração permanente para a confirmação final do 
diagnóstico. 
A preservação do material fecal em frascos é aconselhada para a rotina diária, 
quando o laboratório recebe uma quantidade satisfatória de fezes. 
 
1. Preservação Direta em Esfregaços 
Colocar três gotas do fixador APV em uma lâmina de microscopia e 
emulsificar uma gota de fezes com o fixador. 
Preparar um esfregaço fino, estirando a mistura sobre um terço da 
superfície da lâmina e, após, colocá-la na posição horizontal para secar à 
temperatura ambiente ou na estufa a 37 º C. 
Os esfregaços secos permanecem viáveis para a coloração durante meses. 
Melhores resultados são obtidos quando a coloração é realizada dentro de um 
período de 2 meses após a preparação dos esfregaços. 
A solução do fixador APV não é recomendada para espécimes de pacientes 
com SIDA. Os oocistos de coccídios preservados com o fixador APV não 
apresentam bons resultados quando corados pelos métodos derivados da 
fucsina fenicada. 
2. Preservação em Frascos 
Uma parte da amostra é vigorosamente misturada em um frasco com 
três ou mais partes do fixador APV. O método de preservação em frascos é 
um excelente procedimento para enviar material fecal preservado para um 
laboratório central de referência ou com propósitos de ensino e/ou de 
treinamento. 
Observação: Os esfregaços fixados pelo fixador APV apresentam 
excelentes resultados de coloração quando corados pela hematoxilina 
férrica, segundo Heidenhain, ou pelo tricrômio 
Solução Mertilolato-Iodo-Formaldeido, (MIF) 
O corante-fixador mertiolato-iodo-formaldeido (MIF). Este método permite obter ao 
mesmo tempo a preservação e a coloração de quase todos os estágios dos protozoários, de 
ovos e larvas de helmintos que se encontram nas fezes. Este procedimento possibilita também 
um exame direto a fresco imediato do material fecal ou depois de várias semanas, sem a 
necessidade de outra coloração. 
Entretanto. com frequência, esta conduta não apresenta bons resultados no diagnóstico de 
todos os protozoários intestinais, sendo necessária a preparação de outros esfregaços para uma 
coloração permanente. Este processo de fixação apresenta certas desvantagens, como a 
precipitação do iodo da solução conservadora. 
O corante-fixador MIF é composto por duas soluções estoques mantidas separadamente em 
frascos âmbar e misturadas imediatamente antes do uso. Este método é indicado para o exame do 
sedimento resultante da centrifugação do material fecal preservado pelo MIF apresenta melhores 
resultados do que o exame direto a fresco com o MIF na pesquisa de protozoários e ovos de 
helmintos intestinais. 
Glicerina 2 ml 
Formaldeido 37-40% 10 ml 
Tintura de mertiolato, 1:1.000 3 80 ml 
Água destilada-deionizada 100 ml 
Reagentes 
 
1. Formaldeido 37-40% (HCHO) 
2. Tintura de mertiolato (Timerasol), nº 99, 1: 1.000, Lilly 
3. Glicerina (C3H8O3) 
4. Iodeto de potássio, forma cristalina (KI) 
S. lodo, forma cristalina (I2) 
 
Preparação das Soluções 
 1. Solução I (Solução Estoque MF, Estável) 
lodo, cristais 5g 
Iodeto de potássio 10 g 
Água destilada-deionizada 100 ml 
 
 
 
 
 2. Solução II (Solução de Iodo de Lugol) 
 
 
 
 
 
 
*O iodeto de potássio é dissolvido em água e o iodo é adicionadolentamente com agitação 
até a sua completa dissolução. Filtrar e manter a solução em frasco âmbar. 
 
 
Preservação da Amostra 
Misturar 9,4 ml da Solução I com 0,6 ml da Solução II, imediatamente 
antes do uso, pois o iodo pode causar uma densa precipitação, impedindo uma 
boa coloração dos protozoários. Misturar, vigorosamente, uma parte de fezes 
frescas, para duas a três partes da solução MIF. Para examinar, colher uma gota 
do líquido junto ao sedimento ou na fase intermediária. 
 
Observação: A solução conservadora MIF é instável; é recomendado 
preservar as fezes na Solução I (MF) e adicionar a Solução II ao sedimento, no 
momento do exame. Coutinho (1956) substituiu o mertiolato na Solução I por 
igual volume de mercurocromo a 0,2%. 
Fixador Acetato de Sódio – Ácido Acético-Formaldeido (SAF) 
A solução fixadora SAF, originalmente descrita por Junod (1972) e desenvolvida por 
Yang & Scholten (1977), é o resultado de uma pesquisa intensa para obtenção de uma 
técnica de utilidade ampla, com bom rendimento ao diagnóstico de trofozoítas e cistos 
de protozoários e ovos de helmintos, através de esfregaços permanentes e de 
preparações concentradas a fresco. 
O fixador SAF é uma combinação de formaldeído com o acetato de sódio, o qual age 
como tampão. Esta combinação é estável e não é tóxica, assegurando uma excelente 
fixação dos organismos com a manutenção de suas características morfológicas. A grande 
vantagem dessa solução preservadora é não possuir na sua fórmula o cloreto de mercúrio-
II . Quando o sedimento é usado para a preparação de esfregaços permanentes, a albumina 
fixadora de Mayer e/ou o soro de cavalo inativado (56ºC por 30 min) são indicados como 
adesivos do material à lâmina de microscopia. As lâminas depois de secas podem ser 
fixadas em álcool a 70% . 
Acetato de sódio 1,5 g 
Ácido acético glacial 2,0 ml 
Formaldeído 37-40% 4,0 ml 
Água destilada-deionizada 92,5 ml 
Reagentes 
 
1. Acetato de sódio (C2H3O2Na.3H2O) 
2. Ácido acético glacial (C2H4O2) 
3. Formaldeído 37-40% (HCHO) 
 
Preparação do Fixador 
1.Fixador Acetato de Sódío-Ácido Acético 
Formaldeído (SAF) 
Preservação da Amostra 
Misturar uma parte da amostra com três partes do fixador. O sedimento é usado para a 
preparação de esfregaços permanentes. 
Observação: Os esfregaços fixados pelo SAF apresentam excelentes resultados de coloração 
quando corados pela hematoxilina férrica, segundo Heidenhain. 
 
De acordo com algumas características tanto das amostras como dos fixadores, podemos 
sugerir uma classificação de utilização conforme o seguinte: 
1. Formol 10%: é utilizada para fixar ovos e larvas, cistos e oocistos. Não deve ser utilizada 
quando for realizar técnicas de coloração permanente. 
2. MIF (Mercúrio – Iodo – Formol): fixador mais utilizado para exame direto e de 
concentração por já promover a coloração dos organismos. Não é recomendado quando for 
realizar coloração permanente do material. 
3. PVA (Álcool de Polivinila): resina plástica combinada com Schaudinn, que possibilita 
excelente adesão das fezes na lâmina. Útil para processar fezes líquidas. O corante de 
escolha neste caso para realizar coloração permanente é o Tricromo. 
4. SAF (Acetato de Sódio – Ácido acético – Formalina): pode ser usado para métodos de 
concentração e esfregaços de coloração permanente. 
 
Fixador de Schaudinn: pode ser realizada a fixação assim que a amostra chegar ao laboratório. 
Não deixar o esfregaço secar antes de imergir no fixador. 
A maioria dos parasitas intestinais é diagnosticada pelo exame das 
fezes. Entretanto, certos enteroparasitas podem ocasionalmente 
localizar-se em diferentes órgãos, como no fígado, nos pulmões, na 
mucosa intestinal e nos tecidos. 
 Outras amostras, como urina. escarro, secreções urogenitais, 
raspados anais, aspirados de abscessos, conteúdo duodenal, ou 
material de retossigmoidoscopia, favorecem com frequência o 
diagnóstico de vários parasitas. 
Outras Amostras 
Urina 
 
O exame do sedimento urinário é indicado para o diagnóstico de infecções 
causadas pelo Trichomonas vaginalis, Schistosoma haematobium e de certas 
filárias. O diagnóstico do T. vaginalis é realizado na urina recente, de preferência 
na primeira micção matinal. 
 Os ovos de S. haematobium são detectados com maior frequência na urina 
colhida após o meio-dia do que nas primeiras porções matinais. Nas amostras com 
sangue e pus, os ovos são observados com maior intensidade. 
 Sendo a passagem dos ovos do esquistossoma intermitente, as colheitas das 
amostras deverão ser realizadas durante 3 dias consecutivos. A ocorrência de 
microfilárias na urina, como a da Onchocerca volvulus, tem aumentado em 
frequência na África. 
Escarro 
No escarro podem ser encontrados estágios de larvas de A. lumbricoides, S. stercoralis e de 
ancilostomideos, ovos de Paragonimus westermani, escólex deEchinococcus granulosus, protozoários 
como E. histolytica, Entamoeba gingivalis, Trichomonas tenax, C. parvum e o organismo parasita P. 
carinii. Os trofozoiítas da E. gingivalis, comensal da cavidade bucal, devem ser corretamente 
diferenciados da E. histolytica. A E. gingivalis pode fagocitar leucócitos polimorfonucleares, enquanto 
que a E. histolytica apresenta hemácias no citoplasma. 
O escarro é usualmente examinado através de preparações diretas a fresco com solução salina 
isotônica. (0, 15 M) ou com solução de iodo. O escarro mucoso ou espesso deve ser centrifugado com 
igual quantidade de hidróxido de sódio a 3% e o sedimento examinado pelo exame direto a fresco. 
Este procedimento não é indicado para a pesquisa de E. histolytica ou de T. tenax. As amostras 
não deverão ser concentradas antes da preparação dos esfregaços a fresco. O escarro pode ser fixado 
com formaldeido a 10% para a conservação de ovos e larvas de helmintos ou com o fixador APV para 
a pesquisa de protozoários em esfregaços permanentes corados. 
Secreção Urogenital 
O T. vaginalis é diagnosticado na secreção urogenital do homem e da mulher. No homem 
devem ser examinados, também, o material uretral, o sêmen, o sedimento centrifugado da 
urina matinal, a secreção prostática. e o material subprepucial. Na mulher, o matenal é 
usualmente colhido na vagina e, quando houver sinais clínicos, deverão ser examinadas a 
uretra, as grandes glândulas vestibulares e as parauretrais Métodos e Técnicas para a 
Identificação de Trichomonas vaginalis). 
 
Swabs Anais 
Os vermes adultos de E. vermicularis vivem no ceco, cólon, apêndice e na região anal. A 
maioria dos autores afirma que as fêmeas grávidas não realizam ovoposição. Os ovos são 
libertados pelo rompimento (ação mecânica) ou dessecação do parasita. Faust & Russell 
(1964) relataram que os ovos são detectados nas fezes em não mais de 5% dos indivíduos 
infectados. 
Aspirados de Abscessos 
O exame do material de aspirados de abscessos para o diagnóstico das infecções parasitárias é 
de extrema importância, quando os métodos de rotina não são suficientemente sensíveis para 
estabelecer um diagnóstico final. 
O exame do material aspirado de abscessos pulmonares pode demonstrar a presença 
de P. carinii e de E. histolytica, e os abscessos hepáticos podem revelar a presença de E. 
histolytica. 
A aspiração do liquido hidático deverá ser realizada somente no momento da cirurgia para a 
extirpação do cisto (hidátide). 
O material de gânglios linfáticos, baço, fígado medula óssea, liquido cefalorraquidiano e 
úlceras cutâneas pode ser examinado para diagnosticar a tripanossomose americana ou doença de 
Chagas (Trypanosoma cruzi); tripanossomose africana (T. brucei); leishmaniose visceral ou 
calazar (complexoLeishmania donovani); leishmaniose tegumentar americana (complexo L. 
braziliensis); leishmaniose cutânea (complexo L. mexicana) e meningoencefalite amebiana 
primária (Naegleria fowleri. 
Conteúdo Duodenal 
 
A colheita e o exame do conteúdo duodenal são uma forma de recuperar e 
diagnosticar larvas de S. stercoralis, ovos de Clonorchi sinensis, Opisthorchis 
viverrini ou Fasciola hepática e protozoários como G. lamblia, Isospora bellí, C. 
parvum. Esse procedimento revela com frequência aqueles organismos quando o 
exame parasitológico das fezes é negativo 
 
Estudos comparativos de várias técnicas usadas para o diagnóstico da giardose 
mostraram que o exame do fluido duodenal é mais seguro do que o exame das 
fezes no diagnóstico dessas infecções. 
Material de Retossigmoidoscopia 
 
O material obtido pela retossigmoidoscopia trouxe a oportunidade de 
diagnosticar e monitorar o curso da amebíase e da esquistossomose mansônica. 
Quando o exame das fezes é negativo para casos suspeitos de amebíase, as 
amostras poderão ser obtidas do intestino pela retossigmoidoscopia. Todo paciente, 
antes de ser submetido a essa conduta, deverá realizar no mínimo três exames de 
fezes para a confirmação do diagnóstico. 
As principais vantagens da biópsia da mucosa retal para o diagnóstico da 
esquistossomose mansônica são: 
 (a) maior sensibilidade do método; 
 (b) capacidade de determinar a viabilidade dos ovos pela observação dos 
movimentos das larvas; 
(c) verificação rápida do efeito da quimioterapia. 
 
As amostras devem ser analisadas macroscópica e microscopicamente. A análise 
macroscópica permite detectar as características do material assim como a presença de 
parasitos adultos: Áscaris, Oxiúrios e anéis de Taenia. Além disto, permite a 
observação de fezes muco-sanguinolentas (disenteria catarral) dos amebianos ou as 
fezes amareladas espumosas ou gordurosas de alguns indivíduos com giardíase. 
O exame microscópico direto ou a fresco, entre lâmina e lamínula, pode ser 
realizado com solução fisiológica, lugol ou MAT (Azul de Metileno Tamponado) 
basicamente para evidenciar formas vegetativas (trofozoítos) móveis, apesar de 
também poder demonstrar a presença de cistos, ovos e até larvas caso estes sejam 
muito numerosos. Outro aspecto importante é a observação de elementos anormais 
como cristais, leucócitos e hemácias no exame direto. 
EXAME DIRETO 
1. Observar a consistência da amostra. 
Fezes moles ou líquidas sugerem a possível presença de trofozoítos de 
protozoários intestinais. Cistos de protozoários são encontrados com mais frequência 
em fezes formadas. Ovos e larvas de helmintos podem ser encontrados tanto em fezes 
líquidas quanto em fezes formadas. 
 
2. Examinar a superfície da amostra para observar a presença de proglotes de tênias, 
ancilostomídeos ou oxiúros adultos, por exemplo. 
 Examinar a amostra fecal com auxílio de um palito (sorvete) para verificar a 
presença de outros helmintos adultos. 
EXAME MACROSCÓPICO 
Procedimentos 
3. Examinar as fezes quanto à presença de sangue e/ou muco. 
 
a) sangue fresco (vermelho vivo) indica hemorragia aguda no trato intestinal. 
b) muco sanguinolento sugere ulcerações e uma porção desse material deve, 
de preferência, ser examinada, ao microscópio, para a procura de trofozoítos. 
c) Os vermes adultos, quando encontrados, devem ser imediatamente 
examinados e identificados. 
As tênias são identificadas especificamente pelo exame das proglotes 
grávidas. As proglotes devem ser fixadas em formol a 10% e depois 
clarificadas por imersão em glicerina ou solução de lactofenol (1:1). 
Procedimentos 
Permite a visualização de trofozoítos, cistos e oocistos de protozoários e de ovos e 
larvas de helmintos. 
É recomendável, como rotina, o emprego de 03 procedimentos distintos 
a) exame direto a fresco, para observação dos movimentos do trofozoítos, 
b) técnicas de concentração de parasitas 
c) um esfregaço de fezes com coloração permanente 
O exame pode ser quantitativo ou qualitativo. Os métodos quantitativos são 
aqueles nos quais se faz contagem de ovos para avaliação da carga parasitária. O mais 
conhecido é o de Stoll, mas, o mais empregado atualmente é o de Kato-Katz. 
Os métodos qualitativos são os mais utilizados para a demonstração da presença das 
formas parasitárias. Frequentemente o número das formas parasitárias é pequeno, assim 
é necessário recorrer a processos de enriquecimento dessas formas para concentrá-las. 
EXAME MICROSCÓPICO 
As colorações permanentes são necessárias para 
diferenciar ou demonstrar algumas espécies de 
protozoários, identificação de cistos quando seu 
reconhecimento apresenta dúvidas em material fresco e 
identificação de trofozoítos de amebas ou flagelados. 
 
COLORAÇÕES PERMANENTES 
Hematoxilina Férrica Modificada 
 Este método é mais usado quando se pretende diagnosticar a amebíase em pacientes portadores de 
síndromes diarréicas ou disentéricas, ou quando as fezes são obtidas após a aplicação de purgativo salino ou 
enema. A coloração deve ser feita preferencialmente nos primeiros 20 minutos após a evacuação. Na 
impossibilidade disto, conservar o material no fixador de Schaudinn, refrigerado. 
 1. Centrifugue o material fixado a 1500 – 2000 rpm durante 2 minutos e faça uma lâmina em esfregaço não 
muito espesso. Caso o material seja fresco, faça a lâmina e deixe fixando em Schaudinn por no mínimo 1 hora. 
 2. Transfira a lâmina para uma solução de Álcool iodado 70% por 5 minutos para remover os cristais de cloreto 
de mercúrio (a solução de álcool iodado é feita adicionando-se algumas 2ml tintura de iodo 2% a 98 ml de álcool 
70%). 
 3. Passe a lâmina em álcool 95% por 5 minutos. 
 4. Passe a lâmina em álcool 70% por 5 minutos. 
 5. Transfira a lâmina para uma jarra de Koplin e permita que água corrente flua delicadamente pela lâmina por 
aproximadamente 10 minutos. 
 6. Coloque a lâmina na solução de trabalho da coloração de Hematoxilina Férrica por 4 a 5 minutos. 
 7. Transfira para jarra de Koplin e lave com água por 10 minutos. 
 8. Passe novamente pelo álcool 70% por 5 minutos. 
 9. Passe novamente pelo álcool 90% por 5 minutos. 
10. Passe a lâmina em álcool absoluto por 5 minutos. 
11. Passe a lâmina em xilol por 10 minutos. 
12.Cubra a lâmina com resina sintética ou bálsamo do Canadá diluídos e com lamínula, e deixe secar para 
leitura microscópica. 
Durante o processo de coloração, a lâmina não deve secar em nenhum momento. O bálsamo deve ser 
aplicado enquanto a lâmina ainda está úmida com xilol. 
Solução de trabalho de Hematoxilina Férrica 
 
Misturar cuidadosamente 15 ml da solução 1 e 15 ml da 
solução 2. Esta solução é válida por uma semana. 
 
1) Hematoxilina 10 g em 1000 ml de álcool absoluto. 
Esta solução é válida por uma semana. Conservar em 
frasco âmbar. 
 
2) Sulfato de Amônio Ferroso .................. 10 g 
Sulfato férrico de Amônio ................... 10 g 
Ácido clorídrico concentrado .............. 10 ml 
Água Destilada .................................... 1000 ml 
 
Esta solução é válida por aproximadamente 6 meses 
LUGOL 
 
Os cistos de protozoários e as larvas de helmintos 
necessitam ser corados para uma correta identificação na 
microscopia. 
Para essa finalidade utilizamos a solução de lugol, cuja 
fórmula é a seguinte: 
 
 
Iodo 2 g 
Iodeto de potássio 4g 
Água destilada 100 mL 
Metodo de Safranina modificada (Kinyuon) 
 
Este método é também usado para a coloração de oocistos de Cryptosporidium parvum, Isospora 
belli e Qclospora cayetanensis. Os oocistosse coram em vermelho-alaranjado, sobre um fundo azul ou 
verde, sendo que os oocistos de Cycl. cayetanensis coram-se uniformemente, o que não acontece nas 
colorações derivadas do Ziehl-Neelsen. 
 
1. Preparar um esfregaço delgado com parte do material obtido após concentração (método de MIFC, 
com centrifugação por oito a dez minutos, ou método de Sheather). 
2. Deixar secar a temperatura ambiente. 
3. Mergulhar as lâminas em uma solução aquosa de safranina a 1% e aquecer no forno de microondas, 
com potência total (650W), por 30 segundos. 
4. Lavar em água corrente por 30 segundos. 
5. Mergulhar as lâminas em solução aquosa de azul de metileno a 1% ou em solução aquosa de verde 
malaquita, por um minuto. 
6. Lavar em água corrente por 30 segundos e secar. 
7. Montar com resina sintética. 
Diferentes espécies de elementos microscópicos encontrados em secreções e 
excreções do homem são erroneamente identificadas e confundidas com parasitas 
humanos. Esses pseudoparasitas apresentam características semelhantes às dos 
parasitas como também aos seus estágios de desenvolvimento, embora não sejam 
parasitas ou parasitem o hospedeiro em consideração. 
Muitos objetos, como pequenas células intestinais, fragmentos de carne e de 
vegetais ingeridos como alimento e pólen contaminando os alimentos, podem 
assemelhar-se morfologicamente aos ovos de parasitas humanos nas fezes. Ácaros e 
seus ovos são frequentemente encontrados nas fezes humanas. Eles podem ser 
diferenciados dos ovos dos parasitas por suas diferentes formas, superfície irregular de 
casca, ou pela estrutura semelhante à casca, e pelo conteúdo que difere das células dos 
ovos segmentados e não segmentados. 
Artefatos que Podem Ser Confundidos 
com Organismos Parasitas 
O esfregaço de sangue pode ser realizado de duas maneiras: esfregaço em camada 
delgada ou gota espessa. No esfregaço de camada delgada a distorção do parasita é 
mínima (vantagem), mas há a desvantagem de ter que examinar muitos campos para se 
encontrar parasitas, quando estes estão em pequeno número. 
Na gota espessa apesar da distorção das formas parasitárias serem maior, a 
probabilidade de detecção de parasitas aumenta porque a quantidade de sangue a ser 
examinada é cerca de três ou quatro vezes maior do que o esfregaço e a área examinada 
(1cm2) menor. Esfregaços de sangue ou gota espessa, com sangue capilar, devem ser feitos 
com gota de fluxo espontâneo e não contaminado com álcool. 
Estas técnicas são utilizadas para a pesquisa e o diagnóstico dos parasitas da malária, 
tripanossomos, microfilárias, babésias e Leishmania chagasi. 
ESFREGAÇOS DE SANGUE E 
COLORAÇÃO DE PARASITAS DO 
SANGUE. 
Os derivados do Romanowsky são os mais utilizados. 
 Destes os mais comuns são o Giemsa e o Leishman. 
 Giemsa (solução estoque) 
 Leishman 
O corante de Leishman é uma mistura de azul de metileno e eosina, pode ser 
adquirido no comércio e é um pó. 
Corantes 
Para a confecção de esfregaço (em camada delgada e gota espessa) 
devem-se utilizar lâminas de vidro limpas e desengorduradas 
 
Esfregaço em camada delgada 
 
Uma pequena gota de sangue é colocada próximo de uma extremidade da lâmina; 
com auxílio de outra lâmina (segurar por cima com a mão direita), em ângulo de 30º, 
colocada adiante da gota, o sangue vai se espalhar pela superfície de contato das 
duas lâminas. Com suavidade e rapidez deslizar esta segunda lâmina para frente de 
modo a espalhar o sangue até o fim da lâmina. Deixar secar ao ar. Fixar e corar. 
Preparação do esfregaço 
Esfregaço em gota espessa 
 
Colher 2 a 3 gotas de sangue em uma lâmina. Utilizando o canto de outra 
lâmina, espalhar o sangue numa camada circular com 15 mm de diâmetro. Deixar 
secar ao ar por uma noite. Colocar a lâmina com a gota espessa num recipiente 
com água para a desemoglobinização (lise) das hemácias. Com a ruptura das 
hemácias a cor vermelha da hemoglobina desaparece da mancha de sangue e dá 
lugar a uma área esbranquiçada. Retirar a lâmina com cuidado e deixar secar. 
Fixar e corar. 
Existem vários fixadores disponíveis, porém o mais utilizado é o álcool metílico. 
Para a fixação deve-se cobrir a lâmina com álcool metílico (PA) e deixar fixando por um 
minuto. Em seguida cobrir o esfregaço com corante Giemsa diluído, deixando-o agir por 30’ 
minutos. Escorrer o corante e lavar em água corrente; deixar secar e examinar em microscópio. 
Se o corante utilizado for o de Leishman proceder da seguinte maneira: cobrir o esfregaço com 
sete ou oito gotas de corante; deixar o corante agir durante 15 segundos (no máximo), em seguida 
adicionar 15 gotas de água; com auxílio de uma pipeta homogeneizar (soprando o corante) a 
mistura. Deixar corar por 20 minutos, escorrer o corante, lavar em água corrente, deixar secar e 
examinar em microscópio. 
O esfregaço corado pelo Leishman não necessita de fixação prévia pelo álcool metílico, pois 
este já faz parte da fórmula do corante. As lâminas coradas por este método não são tão boas e 
duráveis quanto pelo método de Giemsa, no entanto, é uma técnica muito utilizada devido à rapidez 
e facilidade de execução. 
Fixação do material e coloração 
Todos os parasitos encontrados no EPF deverão ser relatados, sejam eles 
patogênicos ou não. Deverão ser cautelosos e como precisão das formas 
parasitárias observadas (ovo, larva, cisto, trofozoíto, oocisto, verme adulto) e o 
nome científico do parasito, incluindo o gênero e espécie, sempre que possível. 
Também deverá constar o(s) método(s) executado(s) e a consistência das 
fezes, tendo em vista que os métodos rotineiramente empregados não permitem 
o encontro de trofozoítos de protozoários em fezes diarréicas. Observações 
sobre o numero de amostras colhidas devem ser relatadas. 
Apresentação dos resultados EPF 
Referências 
http://www.bibliomed.com.br/bibliomed/bmbooks/clinica/livro1/cap/cap01.htm 
 
DE CARLI, G. A. Parasitologia clínica: seleção de métodos e técnicas de laboratório 
para o diagnóstico das parasitoses humanas. 2ª ed. São Paulo: Aheneu, 2007. 
 
NEVES, D. P. Parasitologia Humana. 9º e 10º ed - São Paulo: Atheneu, 1998 e 2000 
 
CHIEFFI, P. P. Parasitoses intestinais: diagnóstico e tratamento. São Paulo: Lemos 
Editorial, 2001. 
 
TIERNEY, L.M.; MCPHEE, S. J. & PAPADAKIS, M. A. Diagnóstico & Tratamento. São 
Paulo: Atheneu Editora São Paulo Ltda, 2004.