Microalgas no Ensino de Biologia

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“As Microalgas no Ensino da Biologia” 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Formadores: João Carlos Martins e José Cancela Costa 
 
 
 
 
2009 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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MICROALGAS 
 
 Tradicionalmente, o ensino das ciências colocava ênfase na instrução formal de um corpo de conhecimentos bem 
definido, suportado por uma lógica de “transmissão cultural” (Almeida, 2001). Este tipo de ensino baseava-se num 
ensino verbalista assente quase exclusivamente na exposição oral dos conteúdos programáticos pelo professor. Hoje, 
com os novos curricula de ciências, pretende-se uma abordagem holística da ciência, num quadro de referência 
construtivista e consequentemente a necessária (re) conceptualização do trabalho prático e a reavaliação do seu papel na 
educação em ciências (Veríssimo & Ribeiro, 2001). 
 Importa clarificar o que se entende por Trabalho Prático (TP), Trabalho Laboratorial (TL), Trabalho de Campo 
(TC) e Trabalho Experimental (TE) no ensino das ciências (para revisão ver Dourado, 2001 e Leite, 2001). 
 “Trabalho Prático” é o conceito mais geral e inclui todas as actividades que exigem a participação activa do 
aluno (no domínio psicomotor, cognitivo e afectivo). O âmbito do trabalho prático é muito alargado, deve ser entendido 
como um conceito abrangente que engloba actividades de natureza diversa, que vão desde as que se concretizam com 
recurso a papel e lápis, àquelas que exigem um laboratório ou uma saída de campo. 
 O trabalho prático em Biologia, é um óptimo veículo para a sistematização e aprofundamento da literacia 
biológica, pois permite uma vasta aquisição de conhecimentos, reforça as capacidades de abstracção, de 
experimentação, de trabalho em equipa, de ponderação e sentido de responsabilidade. O trabalho prático deve pois 
contribuir para a aquisição e desenvolvimento de atitudes e comportamentos responsáveis face ao meio ambiente, 
baseando-se no contacto directo dos alunos com a natureza e nas actividades de descoberta e compreensão “in situ” da 
diversidade e complexidade do meio ambiente, partindo do pressuposto de que é importante descobrir e compreender 
para poder respeitar e preservar (Freitas, 2001). 
 “Trabalho Laboratorial” inclui actividades que envolvem a utilização de materiais de laboratório (mais ou menos 
convencionais) e que podem ser realizados no laboratório ou mesmo numa sala de aula normal, desde que não sejam 
imprescindíveis condições especiais de segurança (Alvarez et al., 2004). 
 O “Trabalho de Campo” é realizado ao ar livre, onde, geralmente, os acontecimentos e interacções biológicas 
ocorrem naturalmente. No entender de Ribeiro & Veríssimo (2000), o trabalho de campo aparece como um espaço 
privilegiado para a compreensão e interpretação da realidade, assumindo-se como uma aproximação do “universo 
escolar” à vida real e facilitando a aquisição, pelos alunos, de conteúdos e conceitos em Biologia que, na sala de aula, 
não passariam de abstracções estéreis e distantes da realidade como “ecossistema”, “habitat”, “factores abióticos e 
bióticos”, “sucessão ecológica”, “população”, “adaptação”, “biodiversidade morfológica e funcional”. 
 O “Trabalho Experimental” inclui actividades que envolvem controlo e manipulação de variáveis e que podem 
ser laboratoriais, de campo ou outro tipo de actividades práticas. É possível sintetizar os objectivos tradicionalmente 
atribuídos às actividades experimentais em quatro domínios principais, relativos a: 1) uma melhor compreensão dos 
aspectos teóricos; 2) factores motivacionais; 3) desenvolvimento de capacidades e técnicas experimentais; 4) 
aprendizagem da abordagem científica. 
 Com a implementação do trabalho experimental (prático, de campo e laboratorial) pretende-se também acabar 
com “… o trabalho prático que realmente se realiza no ensino actual das ciências são experiências tipo “receita” para 
aprender sobre as ciências, para confirmar factos e teorias mediante a obtenção dos resultados correctos, em vez de se 
realizarem investigações mais amplas…” (Pedrosa & Dourado, 2000). Este trabalho experimental foi muitas vezes 
confundido com práticas laboratoriais, com evidentes prejuízos, pois estas práticas laboratoriais promovem somente o 
 
 
 
 
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desenvolvimento de competências manipulativas, de observação e comprovação de teorias, não dando importância a 
outros aspectos muito relevantes, como a contextualização e articulação teóricas, proposta de hipóteses e de ensaios, 
análise de dados e formulação de conclusões (Pedrosa & Dourado, 2000). As práticas laboratoriais do modo como eram 
habitualmente desenvolvidos também não promoviam a organização de dados, a apresentação e discussão dos 
resultados, omitindo aspectos fundamentais como a identificação e discussão de erros e a promoção da aprendizagem 
pelo aprender fazendo. Estas actividades também não despertavam o gosto pelas actividades ao ar livre e pelo estudo 
“in situ” do ambiente natural e dos factores que o afectam. 
 O ensino em Ciências deve ter implícitos vários objectivos gerais dos quais destaco: a aquisição de 
conhecimentos científicos fundamentais para a compreensão do Mundo em que vivemos; o estímulo da curiosidade e 
do interesse pela Ciência; o desenvolvimento da capacidade de utilização desse saber na vida quotidiana através da 
resolução de problemas concretos. Deve ainda ter objectivos mais específicos como sejam: promover a compreensão 
dos fenómenos e suas leis, numa perspectiva de estruturação do real; desenvolver capacidades que levem à observação 
crítica e à formulação de hipóteses de trabalho passíveis de serem testadas; generalizar o uso de instrumentos 
científicos, utilizando técnicas de operação correctas, a par da observação das normas de segurança; promover a 
realização de experiências, incrementando capacidades para saber analisar e extrair a informação relevante a partir dos 
dados obtidos; desenvolver a capacidade de análise crítica dos resultados obtidos, nomeadamente no que diz respeito à 
incerteza das medidas realizadas, e a outras causas, capaz de levar a concepções mais elaboradas ou à reformulação de 
hipóteses; desenvolver capacidades de aplicação do conhecimento científico a problemas não familiares; sistematizar 
ideias; organizar, planificar e conceptualizar experiências adequadas à resolução de novos problemas; promover a 
comunicação com os outros e o trabalho em grupo. 
 Neste conjunto de objectivos está pressuposto, por um lado, que o trabalho experimental promove o interesse e a 
motivação dos alunos pelas aulas de ciências e uma maior compreensão dos conteúdos científicos e, por outro lado, que 
os alunos, ao realizarem o trabalho experimental de uma maneira científica, aprendem a agir como um cientista e a 
adquirir a abordagem científica. Por último, reconhece-se que o trabalho do cientista requer “fazer experiências” e que, 
para o poder fazer com sucesso, são necessárias determinadas capacidades científicas. 
 
Saída de campo 
Ficha Informativa 
 “ Todos os seres vivos, incluindo o Homem, fazem parte do mais complexo dos puzzles, elos de uma cadeia que os 
interliga a dezenas de outras vidas e a milhares de particularidades do comportamento da matéria. (...) Tudo está sempre 
a adaptar-se, a especializar-se ao longo de gerações na exploração de um dado recurso, a extinguir-se, a invadir áreas 
vizinhas, a revelar coincidências, a fluir e a refluir sobre um tabuleiro onde o xadrez que se joga é infinito. Mas o jogo 
pode tornar-se finito se nada se fizer para contrariar alguns lances feitos pelo Homem. “ 
 
Ecossistemas– estrutura e funcionamento 
 
 Estudar a organização e o funcionamento de uma biocenose significa não só analisar a estrutura e a dinâmica de 
centenas de populações de cada espécie, mas, também, as suas interacções. Assim, procuram definir-se os factores que 
determinam a sua abundância, como por exemplo a natalidade, a mortalidade e a migração, e, simultaneamente, 
procura-se caracterizar o seu habitat e o seu papel funcional na comunidade, isto é, o nicho ecológico. 
 
 
 
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 A Ecologia, enquanto ciência que estuda os seres vivos nas suas relações entre si e com o meio ambiente, tem como 
objecto o estudo dos ecossistemas. 
 Um ecossistema abrange todas as comunidades de organismos num determinado ambiente, todos os componentes 
não vivos aí presentes e a energia que passa através do sistema. Não existe limite de tamanho na definição de um 
ecossistema. Ele pode ser um pinhal, um lago, um muro abandonado, um aquário, um terrário, etc. O maior ecossistema 
terrestre é a própria biosfera. 
 Os ecossistemas apresentam dois componentes fundamentais: o biótopo e a biocenose, ou comunidade biótica. O 
biótopo inclui todas as características físicas e químicas do ambiente, como a temperatura, humidade, composição do 
solo, salinidade, pH, etc. A comunidade biótica ou biocenose é constituída por populações de diferentes espécies de 
seres vivos, que coexistem num determinado ambiente. 
 
Características do Meio Aquático de Água Doce 
 O habitat de água doce inclui dois tipos principais: o habitat lótico ou de água corrente (por exemplo, um rio ou um 
riacho) e o habitat de água lêntico ou de água parada (por exemplo, lagos e lagoas). Associado a estes dois tipos de 
habitats surge ainda o conceito de zona ribeirinha que, de acordo com a convenção de Ramsar, é a zona que constitui 
ecossistema de fronteira entre os meios terrestre e aquático, englobando os cursos de água permanentes e temporários, 
os deltas de rios e os leitos de cheia. 
 A superfície ocupada pelo habitat de água doce é relativamente pequena, mas a sua importância para o Homem é 
enorme, visto representar a fonte de água mais apropriada e barata para fins domésticos e industriais, constituir um 
veículo para a eliminação de desperdícios e desempenhar um papel-chave no ciclo hidrológico. É essa sua importância 
para o Homem que leva a que tantos problemas existam actualmente no que diz respeito a poluição, escassez de água e 
diminuição da biodiversidade associada a este tipo de habitat. 
 
Classificação dos Seres Vivos de Água Doce 
 As classificações mais usuais são taxonómicas e procuram reunir os organismos segundo afinidades 
fundamentalmente de natureza morfológica existindo chaves de identificação específicas para os diferentes grupos. Mas 
podemos usar ainda outro tipo de classificações que assentam sobretudo em bases ecológicas. É o caso das 
classificações com base no nicho ecológico, nos hábitos de vida ou nas subdivisões do habitat. 
Nas classificações com base no nicho ecológico, interessa saber qual a posição ocupada pelos organismos nas cadeias 
alimentares: se são produtores, consumidores ou decompositores. 
 Nas classificações com base nos hábitos de vida, os seres vivos podem ser integrados nos seguintes grupos: 
 a) Bentos: organismos fixos, assentes ou que vivem nos sedimentos do fundo; 
 b) Perifíton: organismos fixos ou aderentes à superfície de caules e folhas de plantas superiores ou a quaisquer 
outras superfícies que se destaquem dos fundos; 
 c) Plâncton: organismos flutuantes cujas deslocações são essencialmente dependentes das correntes; 
 d) Nécton: organismos nadadores; 
 e) Nêuston: organismos que permanecem ou nadam à superfície da água. 
Finalmente nas classificações com base nas subdivisões do habitat, os seres vivos classificam-se consoante essas 
subdivisões. Assim, nas lagoas e lagos podem considerar-se as seguintes três subdivisões: 
 a) Zona Litoral - zona de água superficial, com penetração de luz até ao fundo; 
 b) Zona Limnética - zona de água, para além da zona litoral, até à profundidade de penetração efectiva da luz; 
 
 
 
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c) Zona Profunda - zona do fundo e de água, abaixo do nível de penetração da luz. 
 
A Natureza das Comunidades Lóticas 
 
 As diferenças entre cursos de água e lagoas dizem respeito a três condições: a corrente constitui um importante 
factor de controlo e limitante nos cursos de água; o intercâmbio terra-água é relativamente maior nos cursos de água; a 
tensão de oxigénio é geralmente mais uniforme nos cursos de água e a estratificação térmica e química não existe ou é 
insignificante. 
 Os cursos de água possuem, em geral, dois habitats principais: os rápidos e os remansos. Dentro destas duas 
categorias, o tipo de fundo tem muita importância na determinação da natureza das comunidades e na densidade 
populacional dos seus dominantes. 
 A corrente constitui o principal factor limitante nos rápidos, mas o fundo duro pode oferecer superfícies adequadas 
para a fixação de plantas e animais. O fundo movediço das zonas de remanso limita, geralmente, os organismos 
bentónicos mais pequenos às formas de tipo escavador. 
 Os invertebrados bentónicos são geralmente mais abundantes nas comunidades dos rápidos, enquanto que o nécton e 
as formas escavadoras são mais abundantes nas comunidades dos remansos. Os peixes estabelecem uma ligação entre 
ambas, procurando alimento nas primeiras e refúgio nas segundas. 
 O plâncton pode estar presente nos cursos de água, mas a sua importância é, aqui, incomparavelmente menor do que 
nos ecossistemas dos lagos, e a sua multiplicação limita-se às zonas dos cursos de água com corrente fraca e aos 
grandes rios. 
 O fitoplâncton é a base dos ecossistemas aquáticos, pois é por meio da fotossíntese realizada pelas microalgas que a 
energia entra na cadeia alimentar. Um dos grupos mais abundantes são as diatomáceas, de morfologia muito variada e 
podendo formar colónias. 
 
A Natureza das Comunidades Lênticas 
 A diferença entre lagoas e lagos não apresenta um limite definido, mas podem indicar-se algumas diferenças para 
além do tamanho. Assim, nos lagos, as zonas limnéticas e profunda são bastante extensas em comparação com a zona 
litoral, verificando-se o inverso nas lagoas. Nos lagos, a zona limnética e respectivo fitoplâncton constitui a principal 
região produtora, enquanto nas lagoas é a zona litoral que desempenha esse papel. A circulação da água nas lagoas é tal 
que a estratificação da temperatura ou do oxigénio, quando existente, é de importância mínima; os lagos da zona 
temperada, pelo contrário, apresentam geralmente uma estratificação nítida em certas estações. 
 
a) Zona Litoral 
 Os produtores da zona litoral pertencem a dois tipos principais: plantas com raízes e fitoplâncton (constituído por 
algas). As plantas com raízes dispõem-se concentricamente nesta zona e, dum modo geral, podem considerar-se três 
zonas, à medida que aumenta a profundidade: 1- Zona de vegetação emergente; 2- Zona de vegetação com folhas 
flutuantes; 3- Zona de vegetação submersa. 
 As algas compreendem numerosas espécies de diatomáceas, algas verdes, euglenófitas, etc. 
 Em termos de fauna é nesta zona que se encontra uma maior variedade de animais. Os cinco hábitos de vida 
anteriormente referidos estão aqui presentes, bem como todos os filos que têm representantes na água doce. 
 
 
 
 
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b) Zona Limnética 
 O fitoplâncton desta zona compreende diatomáceas, algas verdes, cianobactérias, dinoflagelados e outros 
fitoflagelados. 
 O zooplâncton é pouco abundante em espécies, mas rico em número de indivíduos, com realce para os copépodes, 
cladóceros e rotíferos. 
 O néctoné formado essencialmente por peixes. 
 
c) Zona Profunda 
 Dada a ausência de luz, os organismos da zona profunda estão dependentes das outras duas zonas relativamente aos 
alimentos básicos. A sua variedade não é grande, tendo como principais constituintes bactérias, fungos, larvas, 
anelídeos e pequenos lamelibrânquios. 
 Todos os animais desta zona estão adaptados a suportar períodos de baixa concentração de oxigénio. 
 
 Zonas Ribeirinhas 
 Estas zonas assumem grande importância no contexto da biodiversidade, uma vez que muitos organismos que nela 
vivem se encontram adaptados a habitats aquáticos e semi-aquáticos, estando dependentes destes para a sua 
sobrevivência. 
 À medida que abandonamos o troço superior dos rios os fenómenos erosivos perdem importância, passando a 
predominar o transporte e deposição dos materiais erodidos. No leito e nas margens começam a surgir plantas como os 
ranúnculos aquáticos, que também contribuem para diminuir a força das águas e reter sedimentos. Quando a força da 
água se torna ainda menor, a matéria orgânica e os sedimentos arrastados levam à formação de vasas que vão 
possibilitar o desenvolvimento de várias plantas ribeirinhas como os juncos, as espadanas, as tabúas, os caniços e várias 
gramíneas. 
 Mais afastados do leito e aproveitando os materiais depositados pelas inundações, encontramos árvores 
características como os choupos, os salgueiros, os ulmeiros e os freixos. Estes, juntamente com a vegetação 
anteriormente descrita, constituem a mata ribeirinha. 
 Muitas das plantas que encontramos nas zonas ribeirinhas são únicas e, pela sua especificidade, são extremamente 
vulneráveis pelo que algumas estão sob estatuto de protecção. 
 Esta riqueza vegetal ribeirinha possibilita o desenvolvimento de uma fauna variada, tanto na água como nas suas 
margens. No que se refere aos invertebrados, podem referir-se os gastrópodes, os bivalves de água doce e o grupo mais 
abundante que é, sem dúvida, o dos insectos. Os anfíbios estão também bem representados visto dependerem dos 
ambientes terrestre e aquático (na fase reprodutora e juvenil são aquáticos e na fase adulta são preferencialmente 
terrestres). Outro grupo bem representado é o dos répteis, sendo de realçar o lagarto-de-água, as cobras-de-água e os 
cágados. 
 De entre o grupo das aves podemos dar como exemplos as garças, a cegonha, o guarda -rios, o rouxinol-dos-caniços, 
os patos, os galeirões, as galinhas-de-água e tantas outras espécies que utilizam estas zonas como local de alimentação, 
de nidificação ou simplesmente de refúgio. Para finalizar, uma breve referência aos mamíferos associados às matas 
ribeirinhas: espécies como a toupeira-de-água, a rata-de-água e a lontra vivem junto às margens dos rios, outras ainda 
utilizam estes locais para caçar ou beber (raposas, ginetas, javalis). 
 
 
 
 
 
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Aspectos Gerais Sobre Algas 
 
 As algas são organismos ancestrais extremamente diversos e abundantes que podem ser encontrados em, 
virtualmente, todos os ecossistemas da biosfera. O seu tamanho varia desde pequenas espécies unicelulares, com 1 
micrómetro de diâmetro, até grandes macroalgas marinhas que podem atingir mais de 50 metros de comprimento. 
Durante milhões de anos as algas têm exercido efeitos profundos no nosso planeta e no seu biótopo. São organismos 
predominantemente aquáticos, fotossintéticos, autotróficos, estruturalmente menos complexos do que as plantas 
terrestres. 
 São organismos ubiquistas, podendo ser encontradas algas não só em leitos de rios, lagos e oceanos, mas também em 
construções, rochas terrestres, troncos de árvores, neve permanente, debaixo da superfície de gelo da Antárctida e do 
Árctico, e até em sedimentos de fontes termais. Alguns animais terrestres, superfícies de plantas e solos ricos, 
especialmente nas regiões húmidas tropicais, suportam o crescimento de algas. 
 No habitat aquático, tanto de água doce como marinho, as algas utilizam superfícies de rochas e de plantas e 
sedimentos como areia ou lodo para se fixarem e constituem o que de um modo genérico se designa por perifíton. As 
comunidades flutuantes de algas formam o fitoplâncton que se divide em euplâncton (plâncton verdadeiro, comunidade 
permanente na água); pseudoplâncton (espécies que acidentalmente são apanhadas por correntes e inseridas nesse 
habitat) e neuston (comunidade de microorganismos que se desenvolve na interface água-ar). 
 
Ficha de campo 
Qualidades naturais da água e sua alteração 
 Nos leitos dos rios, lagoas, lagos, etc. ou em suspensão nas águas, vivem milhares e milhares de seres microscópicos. 
Estes seres não só alteram as composições químicas dessas águas como servem de alimento a outros seres. Muitos 
destes organismos são indispensáveis à vida aquática já que, contendo clorofila, desdobram ou sintetizam compostos 
orgânicos carbonados e funcionam como produtores primários nestes ecossistemas aquáticos. 
 O tipo e localização dos organismos que se desenvolvem nas águas dependem de vários factores físicos, químicos e 
biológicos que caracterizam o meio, como a temperatura, a luminosidade, o teor em sais minerais e orgânicos, a 
concentração de gases dissolvidos, em especial o oxigénio indispensável à respiração, e ainda do estado de movimento 
ou estagnação das águas. Da conjugação dos factores referidos depende, portanto, a criação do ambiente adequado a 
este ou àquele tipo de fauna ou flora. Se por qualquer elemento químico estranho morre uma dada planta aquática ou 
um conjunto de organismos produtores, quebra-se a cadeia alimentar, desaparecendo toda ou parte da fauna e flora 
restante e resultando, em consequência, a morte do curso de água ou do lago poluído. 
Recolha de amostras 
 A recolha de amostras é muito importante pois da sua representatividade depende a validade dos resultados obtidos. 
É uma operação delicada e depende dos parâmetros que se pretendem estudar (por exemplo gases ou sais dissolvidos). 
 Todo o material utilizado na recolha das amostras de água deve estar completamente limpo, devendo enxaguar-se 
com água destilada; se não for possível este procedimento deve enxaguar-se o recipiente várias vezes com a água que se 
pretende recolher. A água para amostra deve ser homogénea e deve ter-se o cuidado de que a composição da mesma não 
se altere desde a sua recolha até á sua análise. 
 Os recipientes devem ser cuidadosamente rotulados com todos os dados indispensáveis para a sua identificação 
(local, hora, temperatura, pH e outros dados considerados relevantes). 
 
 
 
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Quanto menor for o tempo entre a recolha e a sua análise melhor será o resultado obtido. 
 Para a análise e registo dos parâmetros atrás referidos vamos utilizar um “kit” de análise de águas, que nos permitirá 
obter um conjunto de dados que devem ser registados nas tabelas seguintes. 
 Durante todo o trabalho procura ser o mais rigoroso possível e sempre que tenhas alguma dúvida consulta primeiro o 
professor. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Identificação, caracterização e localização do ecossistema a estudar 
 
Data: _____ / _____ / _____ Hora: _________ 
 
Local: 
 
 
Localização: 
 
 
Caracterização (do local e do tempo): 
 
 
 
Caracterização da estação de estudo: 
1- Observa o habitat de água doce em que te encontras. 
a) Como o classificas? 
 
b) Qual o tipo de substrato da zona? 
□ Blocos 
□ Calhaus 
□ Areia 
□ Lodo 
c) Profundidade: 
□ < 10 cm 
□ 10 – 30 cm 
□ 30 – 50 cm 
□ 50 – 100cm 
□ > 1 m 
d) Flora aquática: 
1) □ Existente □ Inexistente 
2) □ Escassa □ Abundante □ Muito abundante 
3) □ Superficial □ Bentónica 
4) □ Uma espécie □ Muitas espécies 
 
e) Fauna piscícula: 
□ Observada □ Não observada 
 
 f) Aspecto da água: 
□ Límpida □ Pouco turva (vê-se o fundo) 
□ Turva (dificuldade em ver-se o fundo) 
□ Muito turva 
g) Há sinais de poluição? Se há, indica quais são os vestígios de poluição? 
 
 
 
 
 
 
 
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Análise de parâmetros físicos: 
1. Determine a transparência das águas, mergulhando o disco de Secki no meio aquático e registando a 
profundidade para a qual deixa de visualizar o disco. Efectue 4 a 5 determinações em diferentes locais e 
considere um valor médio. 
 
2. Efectue determinações da temperatura, colocando o sensor à superfície e a uma certa profundidade, durante 1 a 
2 minutos. Obtenha valores médios de temperatura, efectuando, para tal, várias medições. 
3. Determine a humidade do ar 
Registo 
Transparência da 
água 
Temperatura (superfície) Temperatura (profundidade) Humidade do ar 
 
 
 
 
Análise de outros parâmetros: 
1. Determine o valor do pH recorrendo ao sensor e registe. 
2. Efectue o doseamento de oxigénio. 
3. Determine o parâmetro Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5), procedendo da seguinte forma: 
a. Coloque num frasco etiquetado uma amostra de 300 ml de água. 
b. Encha completamente um frasco (250 ml). Envolva o frasco com uma folha de alumínio e, uma vez 
no laboratório, coloque-o em banho-maria, a 20ºC, durante 5 dias; 
c. Ao fim de 5 dias retire o frasco do banho-maria e proceda ao doseamento do oxigénio dissolvido na 
água, usando o sensor; 
d. Calcule o valor de CBO5 com base na fórmula: CBO5 = O2 inicial – O2 final 
 
Registo dos parâmetros químicos e físicos do local de estudo 
 Valor obtido Outras observações 
Cor 
Odor 
Sabor 
Temperatura 
PH 
Cloros 
Carbonatos e bicarbonatos 
Sulfatos 
Cálcio 
Sódio 
Azoto 
Oxigénio dissolvido 
Dureza das águas 
Condutividade eléctrica 
Caudal 
CBO5 
 
 
 
 
 
 
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Recolha de material 
 Trabalho a realizar no Ecossistema escolhido 
Ficha prática 
 Introdução 
 A comunidade de algas é de grande relevância na diversidade biológica dos ecossistemas aquáticos, devido ao 
grande número de espécies, alta proporção na biodiversidade total destes sistemas e à grande produção primária. As 
algas contribuem com cerca de 40% da produção primária do planeta. 
 O presente trabalho visa caracterizar o fitoplâncton do nosso ecossistema aquático. O protocolo experimental inclui 
procedimentos que permitem analisar, qualitativa e/ou quantitativamente, os organismos amostrados. O método 
proposto para o estudo do fitoplâncton inclui as etapas seguintes: a recolha, a triagem, a identificação e a contagem. 
 
Material 
• Dispositivo colector (rede de plâncton ou garrafa de recolha de fitoplâncton) 
• Caixas de Petri 
• Lupas de mão 
• Frascos de recolha de amostras 
• Esguicho 
• Frascos 
• Caneta de acetato 
• Tabuleiro 
• Bloco de notas / caderno de apontamentos 
• Caneta / lápis 
 
Métodos 
1- Utilizando o dispositivo colector faça várias recolhas de água de superfície na margem do ecossistema. 
2- Despeje o conteúdo obtido para dentro de um recipiente. Depois retira e lava, com o esguicho, o dispositivo colector 
para dentro do recipiente. 
3- Divida a amostra obtida por dois frascos de colheita. 
4- Fixe uma das amostras (adiciona formaldeído a 5%). 
5- Etiqueta o frasco (local da recolha, tipo de recolha, grupo, data) 
6- Utilizando o dispositivo colector faça várias recolhas de água de superfície para lá da margem do ecossistema. 
7- Repita os passos 2 a 5. 
8- Utilizando o dispositivo colector faça várias recolhas numa zona profunda do ecossistema. 
9- Repita os passos 2 a 5. 
10- Guarde todo o material recolhido com cuidado para ser transportado para o laboratório. 
 
 
 
 
 
 
 
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Tema: Análise do material recolhido 
Material 
• Frascos com as recolhas efectuadas. 
• Pipeta ou conta-gotas 
• Microscópico Óptico Composto 
• Lâminas e lamelas 
• Chaves de identificação 
• Algodão 
 
Método 
1- Recolha uma gota de água da amostra, utilizando uma pipeta ou conta-gotas. 
2- Coloque numa lâmina e cubra com a lamela. 
3- Observe ao microscópio com a objectiva de menor ampliação, procurando localizar as microalgas. 
4- Observe ao microscópio com a objectiva de menor ampliação. Se notar seres vivos que se deslocam (o que torna 
difícil a sua observação, em particular com maiores ampliações), recorra a fibras de algodão para lhes dificultar os 
movimentos. Coloque as fibras na preparação, entre a lâmina e a lamela. 
5- Passe para maiores ampliações e efectue alguns esquemas das microalgas observadas. 
6- Com a ajuda das chaves apropriadas procura identificar, representantes das principais Divisões. 
 
Chave de identificação: 
1a. Células sem plastos; pigmentos diversamente corados, coloração azul, azul-esverdeada, verde azeitona ou arroxeada 
mais intensa na região periférica das células ………………………………………………….Cyanobacteria/Cyanophyta 
(algas azuis) 
1b. Célula com pigmentos localizados em plastos; plastos de forma e cor variadas 
………………………………...…………………………………………………………………………………………...2 
 
2a. Plastos verdes………………………………………………...………………………………………………………...3 
2b. Plastos amarelo-esverdeados, azuis, vermelhos, castanhos ou 
amarelados………………………………………………………………………………………...……………….………4 
 
3a. Amido intraplastidial em grânulos dispersos ou constituindo um pirenóide (corável de azul pelo soluto de 
lugol/solução iodada)………………...Chlorophyta (algas verdes) 
3b. Paramilo extraplastidial em forma de anéis, bastonetes, discos, etc. (cora de amarelo claro com o soluto de lugol); 
células geralmente móveis; um flagelo visível…………………………………………………….…………Euglenophyta 
 
4a. Plastos verde-amarelados, amarelos, dourados ou castanhos, as células podem apresentar um invólucro silicioso 
bivalve…………………………………………………………………………………….………………….Chromophyta 
4b. Plastos verde azeitona, azuis, vermelhos ou arroxeados (o amido é extraplastidial e cora de caju pelo 
iodo)………………………………………………………………………...………………Rhodophyta (algas vermelhas) 
 
 
 
 
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Tema: Observação de espirogira ao microscópio óptico composto 
 Em cada célula de espirogira, para além dos cloroplastos em forma de fita, localizados à superfície do citoplasma, 
pode-se ainda observar uma fina parede celular e uma camada estreita de citoplasma que delimita um vacúolo. Alguns 
filamentos do citoplasma unem-se na parte central da célula, rodeando o núcleo. 
 
Material 
• Filamentos de espirogira 
• Microscópio óptico composto 
• Lâminas e lamelas 
• Pipeta 
 
Método 
1- Coloque uma gota de água numa lâmina. 
2- Retire, com a pipeta, filamentos de espirogira e coloque-os sobre a gota de água. 
3- Coloque uma lamela por cima e observe ao microscópio óptico composto. 
4- Observe ao microscópio com a objectiva de menor ampliação. 
5- Passe para maiores ampliações e faça um esquema legendado das suas observações. 
 
Tema: Movimento da água através da membrana celular 
 A água é uma substância indispensável à actividade celular. Ela transpõe constantemente a membrana plasmática 
num e noutro sentido, sendo a sua movimentação controlada por fenómenos físicos. 
Material 
• Lâminas e lamelas 
• Papel de filtro 
• Microscópio óptico composto 
• Pinça 
• Cultura de microalgas 
• Água destilada 
• Conta-gotas 
• Marcadores 
• Solução de cloreto de sódioa 12% 
• Tubos de ensaio 
 
Método 
1- Homogenize o meio de cultura e distribua-o por dois tubos de ensaio: 
Tubo A com água destilada 
Tubo B com a solução de cloreto de sódio a 12% 
2- Coloque meio de cultura do tubo A, numa gota de água destilada, entre lâmina e lamela. Marque a lâmina com a letra 
A. 
 3- Coloque meio de cultura do tubo B, numa gota de solução de cloreto de sódio a 12%, entre lâmina e lamela. Marque 
a lâmina com a letra B. 
4- Observe as duas preparações ao microscópio óptico composto e esquematize as suas observações. Procure legendar o 
esquema. 
 
 
 
 
 
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5- Coloque uma ou duas gotas de água destilada sobre a lâmina B, junto a um dos bordos laterais da lamela. Do lado do 
bordo oposto, com papel de filtro, absorva o líquido de montagem. Deste modo substituirá a solução de cloreto de sódio 
por água destilada. 
6- Observe durante alguns minutos e registe as alterações que vai notando. 
 
Tema: Extracção de pigmentos fotossintéticos 
 As algas verdes partilham com as plantas duas características importantes e que as distinguem de todos os outros 
organismos vivos: contêm clorofilas a e b e armazenam amido como produto de reserva, dentro de plastos. Algas verdes 
e plantas são os dois únicos grupos. 
 
Material 
• Meio de cultura com algas verdes 
• Funil 
• Placa de Petri 
• Acetona 
• Vareta 
• Papel de filtro 
• Almofariz 
• Tesoura 
 
Método 
1- Filtre o meio de cultura e coloque o filtrado (algas verdes) num almofariz e esmague com um pilão. 
2- Adicione um pouco de acetona, agite com a vareta e filtre. 
3- Verta o filtrado para uma caixa de Petri. Introduza nesse filtrado um rectângulo de papel de filtro dobrado em ângulo. 
4- Após o procedimento, aguarde alguns minutos, observe o papel de filtro e registe as alterações que verificar. 
Como interpreta os resultados? 
 
Tema: Investigação da actividade fotossintética, a libertação de oxigénio e a absorção de dióxido de carbono. 
 
 A fotossíntese é um processo complexo através do qual organismos autotróficos produzem matéria orgânica a partir 
de moléculas inorgânicas, com intervenção da energia luminosa. Globalmente, a fotossíntese nas plantas pode ser 
esquematizada pela seguinte reacção: 
6CO2 + 12H2O + energia ---------------> C6H12O6 + 6H2O 
 Esta reacção corresponde à transformação de energia luminosa em energia química, que se acumula nas ligações 
químicas das moléculas orgânicas. 
Material 
• Meio de cultura com algas verdes 
• Seis tubos de ensaio 
• Água 
• Azeite 
• Azul de Metileno 
 
 
 
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• Azul de Bromotimol 
• Hidrossulfito de sódio 
• Palhinha de refresco 
• Hidróxido de amónio 
 
Método 
Actividade fotossintética e libertação de oxigénio 
1- Prepare uma solução de azul de metileno incolor (água + azul de metileno incolor). Para tornar o azul de metileno 
incolor é preciso reduzi-lo, redução que pode ser preparada deitando hidrossulfito de sódio até à descoloração. 
2- Verta esta solução para os tubos de ensaio, previamente rotulados de A a F. 
3- Nos tubos B e C introduza duas quantidades idênticas do meio de cultura com as algas verdes depois de devidamente 
homogeneizado. 
4- Deite um pouco de azeite em cada um dos tubos, de forma a que uma fina película cubra completamente a sua 
superfície. 
5- Envolva completamente o tubo C com papel de estanho. 
6- Coloque os tubos A e B à luz ou ilumina-os com uma lâmpada de luz branca. 
7- Ao fim de algum tempo observe o que aconteceu nos três tubos. 
(Nota: O azul de metileno incolor quando oxidado volta a ter a cor azul) 
 
Actividade fotossintética e a absorção de dióxido de carbono 
8- Prepare uma solução diluída de azul de bromotimol (água + azul de bromotimol). Prepare-se a base de azul de 
bromotimol a 0,1%, dissolvendo 0,5 gr de bromotimol em 500 ml de água destilada e juntando-lhe uma gota de 
hidróxido de amónio para a tornar azul-escura. 
9- Verta esta solução para os restantes tubos. 
10- Enriqueça cada uma das soluções com dióxido de carbono (para isso bastará expirar ar através de uma palhinha). 
11- Nos tubos D e E introduz duas quantidades idênticas do meio de cultura com as algas verdes, depois de 
devidamente homogeneizado. 
12- Deite um pouco de azeite em cada um dos tubos, de forma a que uma fina película cubra toda a sua superfície. 
13- Envolve completamente o tubo F com papel de estanho. 
14- Coloca os tubos D e E à luz ou ilumina-os com uma lâmpada de luz branca. 
15- Ao fim de algum tempo observa o que aconteceu nos três tubos. 
(Nota: O azul de bromotimol fica amarelo em meio ácido e azul em meio alcalino) 
16- Elabora um relatório das duas actividades. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Tema: Detecção do amido em algas verdes 
 No processo fotossintético o amido é um dos compostos sintetizados a partir do CO2 e da água. 
 O amido só é produzido em regiões que possuam clorofila e fiquem expostas à luz. Este composto pode ser 
detectado pela cor violácea que aparece na presença de água iodada. Na sua ausência ficam coradas de castanho 
amarelado (a cor do indicador). 
 
Material 
• Meio de cultura com algas verdes 
• Dois tubos de ensaio 
• Água 
• Água iodada 
• Álcool 
• Tina 
• Gobelés 
• Placa de Petri 
• Placa de aquecimento 
• Folha de alumínio 
• Papel de limpeza 
Método 
1- Prepare um tubo de ensaio com algas verdes e coloque-o num armário às escuras durante alguns dias. 
2- Após retirar o tubo com a cultura do armário, homogenize-o e divida o seu conteúdo em partes iguais por dois tubos 
de ensaio. 
3- Envolva completamente o tubo A com papel de estanho. 
4- Coloque o tubo B à luz ou ilumine-o com uma lâmpada de luz branca. 
5- No fim do tempo, ferva um pouco de água em dois gobelés. 
6- Coloque o conteúdo de cada um dos tubos de ensaio, na água a ferver durante um minuto. 
7- Prepare dois banhos maria e coloque-lhe dentro um gobelé com álcool, aquecendo-os cuidadosamente até à ebulição. 
8- Introduza o conteúdo de cada um dos gobelés que esteve na água a ferver, no álcool até que as culturas fiquem com 
uma cor esbranquiçada. 
9- Coloque em 2 placas de Petri um pouco de água iodada. 
10- Coloque as culturas retiradas dos gobelés com álcool nas caixas de Petri. 
12- Observe o resultado obtido e tira as tuas conclusões. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Tema: Respiração celular (Nos fenómenos respiratórios ocorrem reacções de oxidação e de redução?) 
 
 Um grande número de seres vivos é capaz de aproveitar, com certa eficácia, a energia do ácido pirúvico. Este 
composto, em presença do oxigénio livre, entra numa sequência de reacções enzimáticas que permitem a sua completa 
oxidação, originando-se compostos muito simples, CO2 e H2O. 
 
Material 
• Tubos de ensaio 
• Bico de Bunsen 
• Suportes para tubos de ensaio 
• Solução de Ringer 
• Água de cal 
• Azul-de-metileno 
• Azeite 
• Algodão 
• Culturas de Microalgas 
 
Método 
1- Numere os tubos de ensaio de 1 a 3. 
2- Coloque em cada um dos tubos solução de Ringer até 2/3 de altura e adicione três ou quatro gotas de azul-de-
metileno. 
 3- Ao tubo 2 adicione meio com uma cultura viva. 
4- Ao tubo 3 adicione meio com uma cultura previamente fervido. 
5- Deite em todos os tubos um pouco de azeite para formar uma camada isoladora à superfície. 
6- Coloque os tubos numa tina com água tépida, durante duas horas. 
7- Observe e registe as alterações que notar. 
8- Sabendo que o azul-de-metileno se pode apresentar sob duas formas – oxidado (azul) ou reduzido (incolor) -, procure 
interpretar os resultados obtidos. 
9- Nas células,o oxigénio desempenha uma função idêntica à do azul-de-metileno, nesta experiência. 
 
Tema: Extracção de DNA 
 
 O DNA é uma biomolécula existente em todos os seres vivos (também em alguns vírus), que codifica a informação 
necessária à constituição dos organismos. Nas células eucarióticas o DNA encontra-se no núcleo. A extracção e análise 
de DNA é uma técnica laboratorial muito utilizada na investigação científica e em diversos estudos taxonómicos e 
forenses (testes de paternidade e identificação de indivíduos). 
Material 
• Caixa (para conter gelo) 
• Gobelés 
• Frasco Erlenmeyer 
• Funil de vidro 
• Gaze 
• Pipetas graduadas de 5ml 
• Temporizador/cronómetro 
• Água destilada 
• Álcool etílico a 95% e a 50% (v/v) 
• Clorofórmio 
• Gelo 
• Solução isotónica de sacarose (0,3M) 
• Meio de extracção: dissolver 3g de cloreto de 
sódio em 20ml de detergente para a loiça; 
 
 
 
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• Tesoura 
• Tubos de ensaio com suporte 
• Vareta de vidro 
• Almofariz 
• Parafilme 
adicionar água destilada até perfazer o volume 
de 200ml e agitar suavemente para evitar a 
formação de espuma. 
• Meio de cultura com microalgas 
 
Método 
1- Triture as microalgas, no almofariz, em 50 ml de solução de sacarose, de modo a obter um líquido homogéneo. 
2- Transfira 50 ml do homogeneizado para um gobelé. Adicionar 25 ml do meio de extracção e agitar lentamente com 
uma vareta de vidro durante três minutos. 
3- Filtre a mistura através de quatro camadas de gaze e transferira 12 ml do filtrado para três tubos de ensaio (4 ml em 
cada tubo). Coloque os tubos de ensaio no gelo. 
4- Adicione a cada um dos tubos de ensaio 2 ml de clorofórmio (evitar inalar o clorofórmio). Agite levemente e 
aguardar 2 minutos. O clorofórmio provoca a precipitação das proteínas existentes no filtrado, o clorofórmio deposita-se 
no fundo do tubo de ensaio, enquanto as proteínas precipitadas se acumulam entre essa camada e o filtrado. 
5- Junte cuidadosamente a cada tubo de ensaio 4 ml de etanol a 95%, (colocado previamente no gelo, durante, 30 
minutos pelo menos), inclinando um pouco o tubo, encostando a ponta da pipeta graduada à face interior das paredes do 
tubo e deixando o etanol escorrer lentamente. O etanol misturar-se-á com o filtrado, acumulando-se depois no topo da 
mistura. Aguardar 2 a 3 minutos com os tubos de ensaio colocados no gelo. Decorrido esse período de tempo, é possível 
observar alguns filamentos esbranquiçados a sair do filtrado e a subir na camada de etanol. Esses filamentos são massas 
de DNA precipitado. 
 
Tema: Como se reproduz sexualmente a espirogira 
 A espirogira é uma alga verde que vive na água doce, fundamentalmente em charcos e regatos, formando agregados 
filamentosos. Reproduz-se assexuadamente por fragmentação de filamentos, os quais, crescendo, originam novos 
indivíduos. Este processo de reprodução ocorre nas épocas com condições mais favoráveis ao desenvolvimento, como a 
Primavera. Em condições mais desfavoráveis do meio, esta alga reproduz-se sexuadamente. 
 
Material 
• Filamentos de espirogira 
• Microscópio óptico composto 
• Lâminas e lamelas 
• Pipeta 
• Pinças 
• Preparações definitivas de espirogira em conjugação 
• Tesoura 
• Bisturi 
• Agulhas de dissecação 
 
Método 
1- Monte, entre a lâmina e a lamela, alguns filamentos de espirogira. 
 
 
 
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2- Observe ao microscópio com diferentes ampliações. 
3- Esquematize o que observa em grande ampliação e procure identificar as estruturas desenhadas. 
4- Observe preparações definitivas que evidenciem o processo de reprodução sexuada. 
5- Procure identificar as estruturas observadas em 4, na sua preparação inicial. 
 
Descreva o processo de reprodução sexuada. 
 
Grelha de Avaliação (Planificação do trabalho prático) 
 
 
Grelha de Avaliação (O trabalho de campo) 
 
Auto-avaliação Hetero-avaliação Avaliação 
Parâmetros de Avaliação Aluno Grupo Professor Final 
Iniciativa 
Empenhamento 
Cooperação 
Autonomia 
Cumprimento de prazos 
Capacidade de mobilização de conhecimentos 
Compreensão de conceitos 
Planificação da tarefa 
Classificação final 
Dificuldades sentidas 
 
 
 
Propostas de alteração 
 
 
 
Apreciação global da actividade 
 
 
 
Auto-avaliação Hetero-avaliação Avaliação 
Parâmetros de Avaliação Aluno Grupo Professor Final 
Iniciativa 
Empenhamento 
Cooperação 
Autonomia 
Cumprimento de prazos 
Capacidade de mobilização de conhecimentos 
Compreensão de conceitos 
Execução do trabalho de campo 
Respeito pelo ambiente 
Exactidão no registo de dados 
Classificação final 
Dificuldades sentidas 
 
 
 
Propostas de alteração 
 
 
 
Apreciação global da actividade 
 
 
 
 
 
 
20 
 
 
 
 
Grelha de Avaliação (O trabalho laboratorial) 
 
Grelha de correcção (Relatórios) 
 
 
 
 
 
 
Cumpre Prazos - 20 pontos 
Sobriedade 
Sem rasuras 
Ordenada 
 
 
Apresentação 
Grau de correcção de linguagem 
 
 
20 
 
 
 
Introdução 
Explicita correctamente os objectivos do 
relatório e os conceitos correctos 
30 
Regista todo o material 
Indica de forma ordenada os métodos 
 
 
Material /Métodos e Resultados Regista correctamente os resultados 
 
 
80 
 
Analisa correctamente os resultados 
Tira correctamente conclusões 
Usa correctamente os conhecimentos 
 
 
 
Discussão / Conclusões 
 
Apresenta adequadamente a bibliografia 
 
 
70 
 
Avaliação do Relatório 200 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Auto-avaliação Hetero-avaliação Avaliação 
Parâmetros de Avaliação Aluno Grupo Professor Final 
Iniciativa 
Empenhamento 
Cooperação 
Autonomia 
Cumprimento de prazos 
Capacidade de mobilização de conhecimentos 
Compreensão de conceitos 
Execução do trabalho laboratorial 
Respeito pelas regras de segurança 
Exactidão no registo de dados 
Classificação final 
Dificuldades sentidas 
 
 
Propostas de alteração 
 
 
Apreciação global da actividade 
 
 
Nome:____________________________________________________________ 
Nº:_______ Turma:__________ Ano: ______________ 
Assunto: __________________________________________________________ 
Apreciação global: