PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA

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Prof. Dr. Célio Ribeiro 
Fortaleza - 2014 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM 
HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro 2 
 
 
 
 
 
 
1. Microscopia 
Descrição.............................................................................................................. 5 
Técnicas de Focalização....................................................................................... 7 
Como focar uma lâmina de hematologia no microscópio óptico?...................... 8 
Cuidados Especiais............................................................................................... 10 
PAP - ELEMENTOS FIGURADOS.............................................................................. 11 
 
2. Contagem das células sanguíneas 
Câmara de Neubauer........................................................................................... 13 
Cuidados especiais com a câmara....................................................................... 15 
Limpeza da câmara.............................................................................................. 15 
Preenchimento da câmara de Neubauer............................................................. 15 
Tipos de preenchimentos.................................................................................... 16 
PAP – CONTAGEM DE HEMÁCIAS.......................................................................... 17 
PAP – DETERMINAÇÃO DO MICROHEMATÓCRITO................................................. 21 
PAP – DOSAGEM DE HEMOGLOBINA..................................................................... 25 
PAP – CONTAGEM DE LEUCÓCITOS....................................................................... 29 
PAP - CONTAGEM DE PLAQUETAS......................................................................... 33 
PAP - CONTAGEM DE RETICULÓCITOS................................................................... 37 
PAP - VELOCIDADE DE HEMOSSEDIMENTAÇÃO..................................................... 41 
PAP – OBSERVAÇÃO DE CÉLULAS SANGUÍNEAS..................................................... 45 
PAP – CONTAGEM DIFERENCIAL DE LEUCÓCITOS................................................... 47 
 
 
 
 
 
ÍNDICE 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
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3. Hemostasia e Coagulação 
Onde está o problema – na hemostasia primária (plaquetas) ou na secundária 
(coagulação)? 
52 
PAP - TEMPO DE PROTROMBINA........................................................................... 53 
PAP - TEMPO DE TROMBOPLASTINA PARCIAL ATIVADA........................................ 57 
PAP - TEMPO DE SANGRAMENTO.......................................................................... 61 
PAP - TEMPO DE COAGULAÇÃO............................................................................. 65 
PAP - RETRAÇÃO DO COÁGULO............................................................................. 67 
PAP - PROVA DO LAÇO.......................................................................................... 69 
PAP - DOSAGEM DE FIBRINOGÊNIO....................................................................... 71 
 
4. Princípios, técnicas e procedimentos básicos 
em imunohematologia 
 
Como ler e interpretar os resultados dos testes imunohematológicos?............. 73 
Quais os procedimentos para executar os testes imunohematológicos?........... 75 
Como colocar os reagentes e amostras nos testes imunohematológicos?......... 75 
Como proceder a incubação nos testes imunohematológicos?.......................... 76 
Como proceder a lavagem de reações? .............................................................. 76 
Como fazer a leitura da aglutinação nos testes imunohematológicos?.............. 76 
Como registrar os resultados dos testes imunohematológicos?......................... 76 
PAP - FENOTIPAGEM “ABO-RhD” – PROVA DIRETA................................................ 77 
PAP - FENOTIPAGEM “ABO” – PROVA REVERSA.................................................... 81 
PAP - DETERMINAÇÃO DO D-FRACO...................................................................... 85 
PAP - TESTE DA ANTIGLOBULINA HUMANA........................................................... 89 
PAP - PESQUISA DE ANTICORPOS IRREGULARES.................................................... 93 
 
ANEXO I – Valores de Cálculo RNI e Atividade Protrombínica................................. 97 
ÍNDICE REMISSIVO............................................................................................... 98 
 
PAP – Procedimento de Aula Prática 
 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
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Esta obra tem como objetivo a disponibilização de material didático para 
estudantes da disciplina Hematologia e Imunohematologia, que sirva como material de 
estudo complementar às aulas teóricas e práticas. O conteúdo aqui apresentado é fruto 
de esforço, entusiasmo e, principalmente, de um trabalho de pesquisa, onde se buscou 
reunir alguns procedimentos, gerais e específicos, realizados rotineiramente em 
laboratórios de hematologia e imunohematologia, que contribuísse para o aprendizado 
teórico-prático do estudante de hematologia. 
 
 
 
Prefácio 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
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Microscopia 
 
Não é objetivo desta obra descrever a teoria óptica do microscópio, amplamente 
explicada em outras fontes bibliográficas, mas esclarecer as técnicas de microscopia, 
manuseio e cuidados com o aparelho, a fim de obter-se dele mais proveito e condições 
ideais para as observações microscópicas. 
 
Descrição 
 Basicamente, o microscópio é composto por um sistema mecânico e um sistema 
óptico, subdivididos conforme a Figura1. 
 Minúcias sobre o seu funcionamento são verificadas para os diferentes modelos. 
Sumariamente, os raios luminosos provenientes da fonte de luz são refletidos pelo 
espelho na direção do objeto, das objetivas e oculares, fornecendo a imagem ampliada 
do objeto. A retificação é feita pelo diafragma, condensador e filtro. Finalmente, o 
prisma de reflexão de luz faz o desvio da luz para as oculares, permitindo a visão para 
ambos os olhos. 
 A platina sustenta a lâmina e o charriot executa sua movimentação, 
proporcionando a escolha dos campos a serem examinados. Os parafusos macro e 
micrométrico aproximam as objetivas do objetivo para enforcamento preciso, com visão 
nítida das imagens. O macrométrico executa grandes deslocamentos e micrométrico o 
ajuste preciso do foco. 
 
 01 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
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Figura 1 – Visão geral de um microscópio óptico. 
 
 A ampliação é realizada pelas lentes oculares e objetivas, com capacidade 
crescente de ampliação. De modo geral, usa-se a ocular x10 associada às objetivas x4, 
x10, x40, x100. A ampliação final é calculada multiplicando-se o valor da ocular pelo 
valor da objetiva. Assim, ocular x10 e objetiva x40 fornecem ampliação no tubo, 
constituindo outro fator de ampliação. A ocular é colocada na porção superior do tubo e 
as objetivas são sustentadas pelo revólver, que facilita a troca de uma para
outra. 
 Os filtros de luz na rotina diária são utilizados para modificar a cor avermelhada 
dos filamentos de lâmpadas elétricas incandescentes em luz azulada tipo solar. Câmaras 
fotográficas podem ser adaptadas ao tubo do microscópio para a execução de 
microfotografias. 
 O microscópio como um todo é sustentado pela base e pelo braço. 
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Técnicas de Focalização 
 A microscopia usada nas técnicas de rotina utiliza objetivas secas x4, x10 e x40, 
nas quais o meio entre o objeto e as lentes é o próprio ar e objetivas de imersão X100. 
A partir da objetiva de 40x deve ser utilizada uma interface líquida entre a 
objetiva e o material na lâmina. Essa interface líquida deve ter o mesmo índice de 
refração da objetiva. 
Na objetiva de 100x, que é chamada de objetiva de imersão, deve ser utilizado o 
óleo de imersão para que o índice de refração seja igual para a lâmina de vidro e o óleo. 
Isto faz com que os raios luminosos não se dispersem ao atravessarem o 
conjunto lâmina-óleo, permitindo a entrada de um grande cone de luz na objetiva, 
desviando e concentrando o trajeto dos raios para a objetiva. E assim permite uma 
melhor resolução (Figura 2) 
 
 
Figura 2 – Esquematização do uso da objetiva x100 com e sem óleo de imersão. 
Atenção: em se tratando de lâminas hematológicas, deve-se sempre usar óleo de 
imersão, mesmo nas objetivas de menor aumento: x10 e x40, para se obter melhor 
resolução das estruturas a serem visualizadas. 
 
 
 
 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
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Como focar uma lâmina de hematologia no microscópio óptico? 
1. Espalhar uma gota de óleo sobre a lâmina (fazendo um deslizamento com outra 
lâmina), a fim melhorar a visualização das estruturas hematológicas; 
2. Posicionar a lâmina, revestida com óleo, sobre a platina, adaptada convenientemente 
às garras do charriot e com material voltado para a face superior da lâmina; 
3. Ligar a fonte de luz ,na sua intensidade mínima e vá aumentando gradativamente até 
a iluminação necessária; 
4. Posicionar o revólver na objetiva x10; 
5. Olhando pelo lado do aparelho, aproximar a objetiva da lâmina, usando o parafuso 
macrométrico; 
6. Olhando pela ocular, afastar a lâmina da objetiva x10 até obter foco (mais nitidez será 
obtida pelo uso do parafuso micrométrico); 
7. Para objetivas de maior ampliação, basta girar o revólver para a objetiva desejada e, 
com auxilio do parafuso micrométrico, obtenha novamente o foco; 
8. Para imersão, girar o revólver na posição da objetiva x10 (a que se encontra mais 
distante da lâmina) e colocar uma gota de óleo sobre o foco luminoso incidente na 
preparação; 
9. Posicione na objetiva de x100 e obtenha o foco novamente, utilizando apenas o 
parafuso micrométrico; 
9. Dessa forma pode-se iniciar o exame. 
 
Atenção: em se tratando de lâminas hematológicas, as estruturas são, comumente, 
visualizadas nas objetivas de maior aumento (x100), no entanto, observações em lentes 
com menor aumento (x40) ficam a critério do observador. 
 
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Cuidados Especiais 
� Nunca forçar para vencer resistência a qualquer manipulação. Identificar e corrigir a 
causa; 
� Fora de uso, o microscópio deve ser coberto com capa de pano, favorecendo a 
circulação de ar e evitando a proliferação de fungos e empoeiramento; 
� É recomendado remover o óleo de imersão da ponta da lente, com algodão ou com 
lenços de papel suaves; 
� Nunca utilize gaze para limpeza das objetivas, pois essa é abrasiva e em pouco 
tempo as lentes estarão danificadas por ela; 
� O ideal para se limpar as objetivas é umedecer o algodão com uma mistura 
álcool:éter (1:1) e passar delicadamente sobre a ponta da objetiva, sem tira-la do 
revolver. Os movimentos devem ser circulares, delicados, sem fazer pressão sobre a 
mesma. Rapidamente, a seguir, com um pedaço de algodão seco ou lenço de papel, 
friccione com um certo vigor sobre a ponta da objetiva para remover toda solução 
que exista na mesma; 
� Deve-se ter cuidado especial com a objetiva seca x40 e imersão x100. Por sua 
proximidade com a lâmina, suja-se facilmente. O hábito de observar a objetiva de 
lado, ao coloca-la em posição, evita o contato com o material; 
� Focalizar também as oculares para ambos os olhos. Para tanto, focaliza-se a 
preparação observando pela ocular fixa ou qualquer das duas, se ambas foram 
móveis. Em seguida, girar a ocular oposta até obter foto, desta forma, a imagem 
nítida e única para os dois olhos; 
� Deslocar a preparação mediante o charriot com movimentos estáticos, evitando-se 
a passagem das imagens de modo contínuo, o que pode provocar tonteiras; 
� Nos modelos com fonte de luz ajustável por transformador e reostato, deve-se ligar 
o aparelho com intensidade luminosa mínima, aumentando-a em seguida. Voltar a 
intensidade mínima antes de desligar o aparelho. Isso evita modificações bruscas de 
corrente no sistema elétrico, aumentando sua durabilidade, principalmente das 
lâmpadas; 
� Assentar-se diante do aparelho de forma a permanecer na posição anatômica, com 
o tronco e o pescoço bem distendidos, sem formar angulações para os lados, para 
frente ou para trás, é hábito preventivo para os defeitos de postura; 
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PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
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UNIDADE FORTALEZA 
CURSO DE BIOMEDICINA 
PROF. DR. CÉLIO RIBEIRO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
____/____/2014. 
DATA 
A técnica consiste na observação de esfregaços sanguíneos, ao microscópio ótico 
comum, com a finalidade de distinguir e identificar os elementos figurados do 
sangue (leucócitos, hemácias, plaquetas). 
 
PRINCÍPIO 
Leucócitos, hemácias, plaquetas 
 
SINONÍMIA 
O sangue é a porção líquida do meio interno que circula rapidamente dentro de um 
sistema fechado de vasos denominado sistema circulatório. É constituído de duas 
porções combinadas: 55% para o plasma e 45% para as células. O plasma contém 
cerca de 91,5% de água, que serve de solvente e veículo para uma série de 
substâncias orgânicas e minerais, células, outras moléculas e íons. A porção celular 
apresenta três tipos de células em suspensão no plasma, que são conhecidas como 
elementos figurados: leucócitos hemácias e plaquetas. 
FUNDAMENTO TEÓRICO 
Observar e identificar os elementos figurados do sangue no microscópio ótico. 
 
OBJETIVO 
- 1 esfregaço sanguíneo confeccionado a partir de uma amostra de sangue total 
coletado em EDTA (tubo da tampa roxa) 
- 1 microscópio 
- óleo de imersão 
MATERIAIS 
ELEMENTOS FIGURADOS 
PROCEDIMENTO DE AULA PRÁTICA 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
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1. Observar, distinguir e identificar os elementos figurados no campo visual. 
 
PROCEDIMENTO 
- Esfregaço sanguíneo mal estendido 
- Esfregaço sanguíneo mal corado 
- Falta de padronização na leitura 
- Falta de conhecimento teórico 
 
CAUSAS DE ERROS 
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PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
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Contagem das 
células sanguíneas 
 
 Os métodos para contagem global das células sanguíneas consistem geralmente 
em diluir o sangue, em proporção conhecida, com um líquido diluidor, permitindo a 
conservação das células em estudo. O material assim preparado é colocado em uma 
câmara especial para contagem e após sedimentação as células são visualizadas e 
contadas ao microscópio. 
 As relações matemáticas entre o número de células e o volume de sangue que as 
contém são dadas pelas características da câmara de contagem. O número de elementos 
celulares é finalmente calculado por microlitro de sangue. 
 
Câmara de Neubauer 
 A câmara consiste em uma lâmina retangular de vidro espesso, contendo dois 
retículos na porção central, separados longitudinalmente por um sulco profundo sobre a 
lâmina. Transversalmente, quatro sulcos limitam três plataformas. A central onde estão 
os retículos encontra-se deprimida 0,1 mm em relação as laterais, dando a profundidade 
da câmara, limitada superiormente por uma lamínula especial adaptada firmemente 
sobre as plataformas laterais (Figura 3). A lamínula é opticamente plana e sem defeitos. 
 
 
 02 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
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Figura 3 – Visão lateral da câmara de Neubauer 
 
O retículo, na câmara de Neubauer é um quadrado de 3 mm de lado e 9 mm2 de 
superfície, dividido em 9 áreas de 1mm2. Cada mm2 está dividido em 16 quadros de 1/16 
mm2, exceto 4 laterais e o da área central esta dividida em 25 quadros de 1/25 mm2, 
sendo cada um desses subdivididos em 16 quadradinhos de 1/400 mm2, totalizando 400 
quadradinhos e 0,1 mm3 na área central (Figura 4). 
 
Figura 4 – Visão detalhada dos retículos da câmara de Neubauer 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
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Cuidados especiais com a câmara 
 Pela delicadeza e precisão do material usado na contagem das células 
sanguíneas, impõe-se para com ele o manuseio correto e cuidadoso. Do procedimento 
inadequado decorrem principalmente duas consequências: a quebra da lamínula e 
ranhuras produzidas sobre a câmara e seu retículo pelo contato com panos, papéis, 
superfícies das mesas e pias. 
 
Limpeza da câmara 
� Evitar que o sangue seque na câmara; 
� Logo após o uso, lavar a câmara e a lamínula em água corrente. 
� Não usar água quente. 
� Lavar com água e sabão 
� Secar com tecido macio ou papel absorvente, que deve ser colocado em contato 
com as gostas de água sem esfregar; 
� Completar a secagem pela evaporação do ar; 
� Guardar o material (câmara e lamínula) na caixa própria 
 
Preenchimento da câmara de Neubauer 
1. Umedeça as extremidades elevadas dos sulcos da câmara (plataformas); 
2. Em seguida cubra a área dos retículos com a lamínula e depois com a ajuda dos dois 
polegares comprima a lamínula sobre as plataformas, exercendo um leve atrito; 
3. A compressão nunca pode ser feita na parte central dos retículos, devido à depressão 
naquela área de 0,1 mm; 
4. Homogeneizar bem a suspensão celular e retirar uma alíquota de 15 a 20 μL; 
5. Posicionar a câmara sobre a platina, adaptada convenientemente às garras do 
charriot; 
6. Focalizar a área demarcada da câmara de contagem com a objetiva de menor 
aumento (x10); 
7. Encostando a ponta da pipeta na borda da lamínula, preencher cuidadosamente os 
retículos da câmara de contagem. O líquido não deve chegar aos canais de cada lado da 
área de contagem; 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL
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8. Lembrar que a presença de bolhas de ar, a falta ou o excesso de solução prejudica a 
preparação e acarretará erros na contagem (Figura 5); 
9. Deixar as células sedimentarem pelo tempo preconizado por cada técnica; 
10. Dessa forma pode-se iniciar a contagem. 
 
Tipos de preenchimentos 
 
Figura 5 – Preenchimento da câmara de Neubauer. O excesso ou a falta de líquido 
prejudicam a preparação. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Hemácias 17 
 
UNIDADE FORTALEZA 
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PROF. DR. CÉLIO RIBEIRO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Eritrometria, contagem global de eritrócitos, contagem de glóbulos vermelhos, He. 
 
SINONÍMIA 
 A contagem de hemácias é parte integrante do eritrograma, um exame de rotina, 
que faz parte do hemograma completo, muito solicitado rotineiramente nos 
consultórios médicos, principalmente quando há suspeita de anemia (diminuição 
do número de hemácias) ou de policitemia (aumento do número de hemácias). 
 
FUNDAMENTO TEÓRICO 
Contar os eritrócitos presentes em um determinado volume de sangue total, 
coletado com anticoagulante EDTA. 
 
OBJETIVO 
CONTAGEM DE HEMÁCIAS 
PROCEDIMENTO DE AULA PRÁTICA 
A técnica consiste na contagem manual do número total de hemácias presentes em 
um determinado volume de amostra previamente diluída, através da microscopia 
ótica comum. 
 
PRINCÍPIO 
____/____/2014. 
DATA 
- 1 amostra de sangue total coletado em EDTA (tubo da tampa roxa) 
- 1 tubo de ensaio 
- solução de Gower 
- homogeneizador de sangue 
- câmara de Neubauer 
- microscópio 
- 1 pipeta 5,0 mL 
- 1 pipeta 20 μL 
- gazes 
- algodão umedecido em água 
- placa de Petri 
- homogeneizador de sangue 
MATERIAIS 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
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1. Identificar o tubo de ensaio 
2. Homogeneizar o sangue coletado com EDTA (tubo tampa roxa) 
3. Pipetar 4,0 mL da solução de Gower e transferir para o tubo de ensaio 
identificado 
4. Pipetar 20 μL de sangue total 
5. Limpar a parte externa da ponteira com gaze, de tal forma que não absorva o 
sangue aspirado 
6. Dispensar o sangue no tubo contendo a solução de Gower (diluição 1:200) 
7. Lavar bem a ponteira na solução contendo o sangue diluído com sucessivas 
aspirações/dispensações 
 (3 vezes) 
8. Homogeneizar a diluição através de movimentos rotatórios suaves 
9. Pipetar 20 μL da solução contendo o sangue diluído e aplicar nos dois retículos da 
câmara de Neubauer 
10. Colocar a câmara de Neubauer dentro da placa de Petri, com algodão umedecido 
(ambiente úmido) e deixar em repouso por 5 minutos 
11. Levar a câmara de Neubauer ao microscópio e focalizar a preparação com 
pequeno aumento (10 X) no microscópio, para localizar o retículo e observar a 
distribuição uniforme dos eritrócitos, em seguida passar para objetiva de 40 X 
12. Fazer a contagem de todas as hemácias (elementos em negro) nos 5 quadros 
sombreados do quadrante central, conforme ilustrado abaixo 
13. Em seguida, aplicar o resultado encontrado na seguinte fórmula: 
 
HEMÁCIAS/mm3 = hemácias x 5 x 10 x 200 
 
 
 
 
PROCEDIMENTO 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Hemácias 19 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
- Não homogeneizar corretamente o sangue 
- Pipetagem incorreta dos volumes 
- Não limpar a ponteira ou aspirar a amostra com a gaze na hora de limpeza da 
ponteira 
- Não respeitar o tempo necessário para sedimentação das hemácias 
- Ultrapassar os limites dos retículos da câmara de Neubauer, durante a contagem 
dos eritrócitos 
- Deixar o líquido secar no interior da câmara de Neubauer 
CAUSAS DE ERROS 
� Em casos de normocitemias e policitemias, realizar diluições 1:400 e em 
casos de anemias severas 1:100 
� O erro tolerado entre duas ou mais contagens é de 200.000 a 300.000 
hemácias por mm3 
� O número de hemácias deve ser sempre concordante com o hematócrito e a 
hemoglobina 
OBSERVAÇÕES 
Microcoágulos, crioglobulinas (crioaglutininas), excesso de anticoagulante, hemólise 
 
INTERFERENTES 
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ANOTAÇÕES 
VALORES AUMENTADOS (eritrocitoses): doenças cardiovasculares, hipóxia crônica, 
doença pulmonar obstrutiva crônica, hemoconcentração, Policitemia vera, etc. 
 
VALORES DIMINUÍDOS (eritropenias): anemias, hemorragias, leucemias, 
desnutrição, supressão medular, linfomas, hemodiluição, doenças renais, Lúpus 
eritematoso sistêmico, etc. 
ALTERAÇÕES 
Recém-nascido: 5.000.000 a 6.000.000/mm3 
Crianças até 01 ano: 3.600.000 a 5.000.000/mm3 
Mulheres e crianças até 12 anos: 4.100.000 a 5.400.000/mm3 
Homem: 4.500.000 a 6.100.000/mm3 
VALORES DE REFERÊNCIA 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Hemácias 20 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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ANOTAÇÕES 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Determinação do Microhematócrito 21 
 
UNIDADE FORTALEZA 
CURSO DE BIOMEDICINA 
PROF. DR. CÉLIO RIBEIRO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
- 1 amostra de sangue total coletado em EDTA (tubo da tampa roxa) 
- 1 tubo capilar 
- massa para modelar 
- escala para leitura de microhematócrito 
- microcentrífuga 
- gazes 
 
MATERIAIS 
DETERMINAÇÃO DO MICROHEMATÓCRITO 
PROCEDIMENTO DE AULA PRÁTICA 
Hematócrito, Ht 
 
SINONÍMIA 
O hematócrito fornece em percentagem, a relação da quantidade de glóbulos 
vermelhos ou hemácias em 100 mL de sangue total. É parte integrante do 
eritrograma, que por sua vez, juntamente com o leucograma e plaquetograma 
compõe o hemograma completo. 
 
FUNDAMENTO TEÓRICO 
Determinar o valor do hematócrito em uma amostra de sangue total, coletado com 
anticoagulante EDTA 
OBJETIVO 
____/____/2014. 
DATA 
A técnica consiste em separar um determinado volume de sangue total, coletado 
com anticoagulante EDTA, por microcentrifugação, em duas porções e, em seguida, 
determinar a porcentagem de volume ocupado pelos elementos figurados do 
sangue. O hematócrito (Ht) representa um dos mais importantes exames da série 
vermelha. É um exame rápido, de boa reprodutibilidade e preciso, que exige 
pequena quantidade de sangue para seu processamento. 
PRINCÍPIO 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Determinação do Microhematócrito 22 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
VALORES AUMENTADOS: doenças cardiovasculares, hipóxia crônica, doença 
pulmonar obstrutiva crônica, hemoconcentração, Policitemia vera, etc. 
 
VALORES DIMINUÍDOS: anemias, hemorragias, leucemias, desnutrição, supressão 
medular, linfomas, hemodiluição, doenças renais, Lúpus eritematoso sistêmico, etc. 
ALTERAÇÕES 
� Em condições normais 1% de hematócrito pode conter 100.000 
hemácias/mm3 de sague 
� Há um modo aritmético de correlacionar o hematócrito com o número de 
hemácias e a dosagem de hemoglobina: dividindo-se o hematócrito por 3, 
pode-se estimar a dosagem aproximada de hemoglobina e dividindo-se o 
hematócrito por 9, pode-se estimar o número aproximado de hemácias. 
OBSERVAÇÕES 
1. Homogeneizar o sangue coletado com EDTA (tubo tampa roxa) 
2. Preencher um tubo capilar com cerca ¾ de seu volume 
3. Vedar uma das extremidades do tubo com a massa de modelar 
4. Colocar os tubos na microcentrífuga, em posições simetricamente opostas, com a 
extremidade vedada voltada para parte externa do rotor (encostada na borracha) 
5. Submeter os tubos a uma centrifugação de 3.500 rpm, durante 5 minutos 
6. Efetuar a leitura do microhematócrito com o auxilio de uma escala milimetrada: 
 6.1 colocar o tubo sobre a escala, fazendo coincidir a extremidade inferior das 
células com a marca 0% 
 6.2 deslocar o tubo paralelamente às linhas verticais, fazendo coincidir o menisco 
superior do plasma com a marca 100% 
 6.3 anotar qual a marca (%) que coincide com o limite superior das células 
centrifugadas 
7. Registrar o resultado 
 
PROCEDIMENTO 
- Não homogeneizar corretamente o sangue 
- Não respeitar o tempo e a velocidade necessária para centrifugação 
- Não vedar corretamente o tubo capilar 
- Descalibração da microcentrífuga 
CAUSAS DE ERROS 
Homens: 39 a 54% 
Mulheres: 36 a 49% 
VALORES DE REFERÊNCIA 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Determinação do Microhematócrito 23 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Microcoágulos, crioglobulinas (crioaglutininas), excesso de anticoagulante, hemólise 
 
INTERFERENTES 
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ANOTAÇÕES 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Determinação do Microhematócrito 24 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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ANOTAÇÕES 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Dosagem de Hemoglobina 25 
 
UNIDADE FORTALEZA 
CURSO DE BIOMEDICINA 
PROF. DR. CÉLIO RIBEIRO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
- 1 amostra de sangue total coletado em EDTA (tubo da tampa roxa) 
- 1 tubo de ensaio 
- reagente de cor 
- pipeta 5,0 mL 
- pipetas 5 e 20 μL 
- ponteiras amarelas 
- espectrofotômetro 
- gazes 
 
MATERIAIS 
Dosar a hemoglobina contida em um determinado volume de amostra de sangue 
total, coletado com anticoagulante EDTA, pelo método da cianometahemoglobina. 
OBJETIVO 
____/____/2014. 
DATA 
A técnica consiste em dosar a cianometahemoglobina, formada durante a reação 
entre a hemoglobina livre, proveniente do interior dos eritrócitos, e o cianeto de 
potássio, por espectrofotometria a 540 ηm. 
 
PRINCÍPIO 
Hemoglobinometria, Hb. 
SINONÍMIA 
A hemoglobina é a proteína mais abundante do eritrócito e é responsável por 
transportar oxigênio dos pulmões para as células. É formada por 4 cadeias 
polipeptídicas (cadeias de globina) e um grumo heme ligado a cada uma das cadeias 
de globina. 
 
FUNDAMENTO TEÓRICO 
DOSAGEM DE HEMOGLOBINA 
PROCEDIMENTO DE AULA PRÁTICA 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Dosagem de Hemoglobina 26 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1. Homogeneizar o sangue coletado com EDTA (tubo tampa roxa) 
2. Identificar o tubo de ensaio 
3. Pipetar 5,0 mL do reagente de cor e transferi-lo para o tubo de ensaio 
4. Pipetar 20 μL de sangue total 
5. Limpar a parte externa da ponteira com gaze, de tal forma que não absorva o 
sangue aspirado 
6. Dispensar o sangue no tubo contendo o reagente de cor 
7. Lavar bem a ponteira na solução contendo o sangue diluído com sucessivas 
aspirações/dispensações 
 (3 vezes) 
8. Homogeneizar a diluição através de movimentos rotatórios suaves 
9. Deixar em repouso por 15 minutos 
10. Ligar o espectrofotômetro 
11. Ajustar o comprimento de onda para 540 ηm 
12. Zerar a leitura com o reagente de cor 
13. Efetuar a leitura e anotar o resultado da absorbância 
14. Aplicar a fórmula: 
 
Hb (g/dL) = Abs540 ηm x FATOR 
 
Calcula-se o fator determinado a absorbância de 20 μL de um padrão em 5,0 ml do 
reagente de cor, através da fórmula: 
 
FATOR: concentração do padrão 
 Abs540 ηm 
15. Registre os resultados 
PROCEDIMENTO 
Recém-nascido: 15,3 a 22,3 g/dL 
Crianças até 01 ano: 10,6 a 13,0 g/dL 
Mulheres e crianças até 12 anos: 11,6 a 15,6 g/dL 
Homem: 13,0 a 17,8 g/dL 
VALORES DE REFERÊNCIA 
VALORES AUMENTADOS: doenças cardiovasculares, hipóxia crônica, doença 
pulmonar obstrutiva crônica, hemoconcentração, Policitemia vera, etc. 
 
VALORES DIMINUÍDOS: anemias, hemorragias, leucemias, desnutrição, supressão 
medular, linfomas, hemodiluição, doenças renais, Lúpus eritematoso sistêmico, etc. 
ALTERAÇÕES 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Dosagem de Hemoglobina 27 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Lipemia, hiperbilirrubinemia, excesso de anticoagulante, hemólise 
 
INTERFERENTES 
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ANOTAÇÕES 
- Não homogeneizar corretamente o sangue 
- Pipetagem incorreta dos volumes 
- Não limpar a ponteira ou aspirar a amostra com a gaze na hora de limpeza da 
ponteira 
- Amostra previamente hemolisada 
CAUSAS DE ERROS 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Dosagem de Hemoglobina 28 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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ANOTAÇÕES 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Leucócitos 29 
 
UNIDADE FORTALEZA 
CURSO DE BIOMEDICINA 
PROF. DR. CÉLIO RIBEIRO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
____/____/2014. 
DATA 
Leucometria, contagem global de leucócitos, contagem de glóbulos brancos. 
 
SINONÍMIA 
A técnica consiste na contagem manual do número total de leucócitos presentes em 
um determinado volume de amostra, previamente diluída, através da microscopia 
ótica comum. 
PRINCÍPIO 
 A designação leucócitos se aplica aos elementos figurados do sangue circulante, 
bem como seus precursores nos centros hematopoéticos, que desempenham papel 
essencial no mecanismo de defesa do organismo contra as agressões infecciosas ou 
de outra natureza. A contagem de leucócitos é parte integrante do leucograma, um 
exame de rotina, que faz parte do hemograma completo, muito solicitado 
rotineiramente nos consultórios médicos, principalmente quando há suspeita 
de infecção. 
 
FUNDAMENTO TEÓRICO 
- 1 amostra de sangue total coletado em EDTA (tubo da tampa roxa) 
- 1 tubo de ensaio 
- solução de Türk 
- câmara de Neubauer 
- microscópio 
- 1 pipeta 1,0 mL 
- 1 pipeta 20 μL 
- gazes 
- algodão umedecido em água 
- placa de Petri 
- homogeneizador de sangue 
 
MATERIAIS 
CONTAGEM DE LEUCÓCITOS 
PROCEDIMENTO DE AULA PRÁTICA 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Leucócitos 30 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Contar os leucócitos presentes em um determinado volume de sangue total, 
coletado com anticoagulante EDTA, pelo método de Türk. 
 
OBJETIVO 
1. Identificar o tubo de ensaio 
2. Homogeneizar o sangue coletado com EDTA (tubo tampa roxa) 
3. Pipetar 380 μL da solução de Türk e transferir para o tubo de ensaio identificado 
4. Pipetar 20 μL de sangue total 
5. Limpar a parte externa da ponteira com gaze, de tal forma que não absorva o 
sangue aspirado 
6. Dispensar o sangue no tubo contendo a solução de Türk (diluição 1:20) 
7. Lavar bem a ponteira na solução contendo o sangue diluído com sucessivas 
aspirações/dispensações (3 vezes) 
8. Homogeneizar a diluição através de movimentos rotatórios suaves 
9. Pipetar 20 μL da solução contendo o sangue diluído e aplicar nos dois retículos da 
câmara de Neubauer 
10. Colocar a câmara de Neubauer dentro da placa de Petri, com algodão 
umedecido (ambiente úmido) e deixar em repouso por 5 minutos 
11. Levar a câmara de Neubauer ao microscópio e focalizar a preparação com 
pequeno aumento (10 X) no microscópio para localizar o retículo e observar a 
distribuição uniforme dos leucócitos, em seguida passar para objetiva de 40 X 
12. Realizar a contagem de leucócitos nos quadros marcados “L” (4 quadrantes 
externos), conforme mostrado na figura abaixo 
13. Em seguida, aplicar o resultado encontrado na seguinte fórmula: 
 
 LEUCÓCITOS/mm3 = nº leucócitos contados x 50 
 
 
 
PROCEDIMENTO 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Leucócitos 31 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Recém-nascidos: 9.000 a 30.000/mm3 
Crianças até 12 anos: 5.000 a 13.000/mm3 
Adultos: 3.600 a 11.000/mm3 
VALORES DE REFERÊNCIA 
VALORES AUMENTADOS (leucocitose): infecções bacterianas, anemias, doenças 
inflamatórias, leucemias, estresse físico ou emocional importantes, etc. 
 
VALORES DIMINUÍDOS (leucopenia): algumas infecções virais imunodeficiência, 
quimioterapia, patologias da medula óssea, radiação, deficiência de ácido fólico e 
vitamina B12, etc. 
ALTERAÇÕES 
- Não homogeneizar corretamente o sangue 
- Pipetagem incorreta dos volumes 
- Não limpar a ponteira ou aspirar a amostra com a gaze na hora de limpeza da 
ponteira 
- Não respeitar o tempo necessário para sedimentação das hemácias 
- Ultrapassar os limites dos retículos da câmara de Newbauer, durante a contagem 
dos eritrócitos 
CAUSAS DE ERROS 
� A contagem efetuada em cada quadrante não deve diferir,
entre si, de mais 
de 10 células 
� Em casos de leucocitoses, realizar diluições 1:40 
� Em casos de leucopenia, realizar diluições 1:10 
OBSERVAÇÕES 
Microcoágulos, crioglobulinas (crioaglutininas), excesso de anticoagulante 
 
INTERFERENTES 
_____________________________________________________________________
_____________________________________________________________________
_____________________________________________________________________
_____________________________________________________________________
_____________________________________________________________________ 
ANOTAÇÕES 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Leucócitos 32 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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ANOTAÇÕES 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Plaquetas 33 
 
UNIDADE FORTALEZA 
CURSO DE BIOMEDICINA 
PROF. DR. CÉLIO RIBEIRO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
____/____/2014. 
DATA 
Plaquetometria, contagem de trombócitos, trombocitometria. 
 
SINONÍMIA 
A técnica consiste na contagem manual do número total de plaquetas presentes em 
um determinado volume de amostra, previamente diluída, através da microscopia 
óptica comum. 
PRINCÍPIO 
 As plaquetas são estruturas derivadas do citoplasma do megacariócitos, por isso são 
conhecidas como “fragmentos de células”, pois não tem núcleo e são incapazes de 
realizar a divisão celular. As plaquetas são os menores elementos figurados do 
sangue e sua determinação é rotineiramente solicitada na clínica médica para 
avaliação da hemostasia, suspeitas de trombocitoses, plaquetopenias e alterações 
morfológicas em patologias congênitas ou adquiridas. 
 
FUNDAMENTO TEÓRICO 
Contar as plaquetas presentes em um determinado volume de sangue total, 
coletado com anticoagulante EDTA, pelo método de Ress-Ecker. 
 
OBJETIVO 
- 1 amostra de sangue total coletado em EDTA (tubo da tampa roxa) 
- 1 tubo de ensaio 
- solução Citrato de Sódio 3,8% 
- câmara de Neubauer 
- microscópio 
- 1 pipeta 5,0 mL 
- 1 pipeta 20 μL 
- gazes 
- algodão umedecido em água 
- placa de Petri 
- homogeneizador de sangue 
 
MATERIAIS 
CONTAGEM DE PLAQUETAS 
PROCEDIMENTO DE AULA PRÁTICA 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Plaquetas 34 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1. Identificar o tubo de ensaio 
2. Homogeneizar o sangue coletado com EDTA (tubo tampa roxa) 
3. Pipetar 2,0 mL da solução Citrato de Sódio 3,8% e transferir para o tubo de ensaio 
identificado 
4. Pipetar 20 μL de sangue total 
5. Limpar a parte externa da ponteira com gaze, de tal forma que não absorva o 
sangue aspirado 
6. Dispensar o sangue no tubo contendo a solução Citrato de Sódio 3,8% (diluição 
1:100) 
7. Lavar bem a ponteira na solução contendo o sangue diluído com sucessivas 
aspirações/dispensações (3 vezes) 
8. Homogeneizar a diluição através de movimentos rotatórios suaves 
9. Pipetar 20 μL da solução contendo o sangue diluído e aplicar nos dois retículos da 
câmara de Neubauer 
10. Colocar a câmara de Neubauer dentro da placa de Petri, com algodão 
umedecido (ambiente úmido) e deixar em repouso por 5 minutos 
11. Levar a câmara de Neubauer ao microscópio e focalizar a preparação com 
pequeno aumento (10 X) no microscópio para localizar o retículo e observar a 
distribuição uniforme das plaquetas, em seguida passar para objetiva de 40 X 
12. Realizar a contagem de plaquetas nos 5 quadros sombreados do quadrante 
central, conforme ilustrado abaixo 
13. Em seguida, aplicar o resultado encontrado na seguinte fórmula: 
 PLAQUETAS/mm3 = nº plaquetas contado x 10 x 100 x 5 
 
Caso o número de plaquetas esteja diminuído, contar todos os 25 quadradinhos do 
quadrante central e aplicar na seguinte fórmula: 
 PLAQUETAS/mm3 = nº plaquetas contado x 10 x 100 
 
PROCEDIMENTO 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Plaquetas 35 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
150.000 a 450.000/mm3 
VALORES DE REFERÊNCIA 
VALORES AUMENTADOS (trombocitoses): Policitemia vera, leucemia mielóide 
crônica (LMC), deficiência de ferro, pós-esplenectomia, artrite reumatoide, doenças 
mieloproliferativas, etc. 
 
VALORES DIMINUÍDOS (trombocitopenias): lúpus eritematoso sistêmico, SIDA, 
dengue, leucemias agudas, CIVD, púrpuras, etc. 
ALTERAÇÕES 
- Não homogeneizar corretamente o sangue 
- Pipetagem incorreta dos volumes 
- Não limpar a ponteira ou aspirar a amostra com a gaze na hora de limpeza da 
ponteira 
- Não respeitar
o tempo necessário para sedimentação das plaquetas 
- Ultrapassar os limites dos retículos da câmara de Neubauer, durante a contagem 
das plaquetas. 
- Deixar o líquido secar no interior da câmara de Neubauer 
CAUSAS DE ERROS 
� Devido ao seu pequeno tamanho, sua tendência a aderir a superfícies 
estranhas ao endotélio vascular e sua rápida desintegração, a contagem de 
plaquetas torna-se problemática por qualquer método. 
OBSERVAÇÕES 
Microcoágulos, crioglobulinas (crioaglutininas), excesso de anticoagulante, 
garroteamento prolongado. 
 
INTERFERENTES 
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ANOTAÇÕES 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Plaquetas 36 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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ANOTAÇÕES 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Reticulócitos 37 
 
UNIDADE FORTALEZA 
CURSO DE BIOMEDICINA 
PROF. DR. CÉLIO RIBEIRO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
____/____/2014. 
DATA 
O corante precipita-se sobre as organelas remanescentes formando estruturas 
reticuladas no citoplasma, os quais correspondem a eritrócitos que acabaram de 
perder o núcleo, ou mais jovens, diferenciando-os dos eritrócitos maduros. A 
técnica consiste na contagem manual do número total de reticulócitos presentes 
em 1000 hemácias, através da microscopia ótica comum. 
PRINCÍPIO 
Durante o processo de eritropoese, o eritroblasto ortocromático perde o núcleo 
num processo aparentemente ativo de extrusão; o núcleo perdido é rapidamente 
fagocitado por macrófagos da medula óssea. Com a perda do núcleo, o eritroblasto 
ortocromático transforma-se em reticulócitos. O reticulócito é, pois, uma “célula 
anucleada” que ainda conserva no citoplasma alguns resquícios de organelas: 
retículo endoplasmático, ribossomas (com RNAm) e mitocôndrias. O uso de 
corantes supravitais, ou seja, que coram as células vivas antes de serem fixadas, 
como o azul brilhante de cresil ou azul de toluidina, revela os restos de organelas no 
interior dos reticulócitos. 
 
FUNDAMENTO TEÓRICO 
Reticulometria, Ret. 
SINONÍMIA 
- 1 amostra de sangue total coletado em EDTA (tubo da tampa roxa) 
- 1 tubo de ensaio 
- corante supravital 
- pipetas 50 μL 
- ponteiras amarelas 
- banho maria 
- microscópio 
- slides de vidro (lâminas) 
- gazes 
 
MATERIAIS 
CONTAGEM DE RETICULÓCITOS 
PROCEDIMENTO DE AULA PRÁTICA 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Reticulócitos 38 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Determinar o número de reticulócitos presentes em uma amostra de sangue total, 
coletado com anticoagulante EDTA. 
OBJETIVO 
1. Homogeneizar o sangue coletado com EDTA (tubo tampa roxa) 
2. Identificar o tubo de ensaio 
3. Pipetar 50 μL do corante supravital e transferi-lo para o tubo de ensaio 
4. Pipetar 50 μL de sangue total e transferi-lo para o tubo de ensaio contendo o 
corante 
5. Homogeneizar a mistura através de movimentos rotatórios suaves 
6. Incubar em banho-maria a 37 °C, durante 20 minutos 
7. Homogeneizar novamente a mistura através de movimentos rotatórios suave 
8. Distender um esfregaço sanguíneo 
9. Aguardar a secagem do esfregaço sanguíneo 
10. Focalizar a preparação com pequeno aumento (10 X) no microscópio, observar 
a distribuição uniforme das estruturas e, em seguida, passar para objetiva de 40 X e 
depois para objetiva de imersão (100 X) 
11. Contar quantos reticulócitos são observados entre 1000 hemácias 
12. Expressar o resultado em valores relativos e absolutos 
 
CÁLCULOS – exemplo: foram encontrados 20 reticulócitos entre 1000 hemácias 
 Dados: hemácias 4.500.000/mm3 
 
1) VALORES RELATIVOS (%) 
20 ------------1000 
 x ------------- 100 
 x = 2,0 % 
 
2) VALORES ABSOLUTOS (mm3) 
Hemácias x % reticulócitos = reticulócitos/mm3 de sangue 
4.500.000 x 2,0 % = 90.000/mm3 
 
PROCEDIMENTO 
� Os valores absolutos são mais exatos 
� Os valores relativos variam de acordo com o número de hemácias 
OBSERVAÇÕES 
Valor relativo: 0,5 a 2,0% 
Valor absoluto: 25.000 a 85.000/mm³ 
VALORES DE REFERÊNCIA 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Reticulócitos 39
A determinação da porcentagem de reticulócitos no sangue periférico constitui um 
importante indicador da capacidade funcional da medula óssea diante da anemia: 
 
VALORES AUMENTADOS: indica atividade proliferativa compensatória por parte da 
MO (por exemplo, nas anemias hemolíticas e hemorrágicas ou na resposta 
terapêutica da anemias carenciais) 
 
VALORES DIMINUÍDOS: indica uma medula hipoproliferativa – hipofunção medular - 
anemia por menor produção de hemácias (por exemplo, anemia ferropriva e 
megaloblástica). 
ALTERAÇÕES 
- Não homogeneizar corretamente o sangue 
- Pipetagem incorreta dos volumes (não respeitar a proporção 1:1) 
- Não limpar a ponteira ou aspirar a amostra com a gaze na hora de limpeza da 
ponteira 
- Ultrapassar o tempo de incubação (20 minutos) 
- Temperatura incorreta do banho-maria 
CAUSAS DE ERROS 
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PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Contagem de Reticulócitos 40 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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ANOTAÇÕES 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Velocidade de Hemossedimentação 41 
 
UNIDADE FORTALEZA 
CURSO DE BIOMEDICINA 
PROF. DR. CÉLIO RIBEIRO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
____/____/2014. 
DATA 
VHS, Velocidade de eritrossedimentação, VES. 
 
SINONÍMIA 
VELOCIDADE DE HEMOSSEDIMENTAÇÃO 
PROCEDIMENTO DE AULA PRÁTICA 
A técnica consiste em medir a coluna de plasma, formada durante a sedimentação 
espontânea das hemácias, em um determinado período de tempo, de um volume 
padrão de sangue, coletado com anticoagulante. 
 
PRINCÍPIO 
- 1 amostra de sangue total 
- 1 tubo de VHS (tampa preta) 
- Estante de VHS 
- seringa 3,0 mL 
- agulha 25 x 7 
- agulha para coleta a vácuo* 
- adaptador para coleta a vácuo* 
- algodão 
- gazes 
*necessário somente quando a coleta for realizada a vácuo 
 
MATERIAIS 
A membrana eritrocitária tem carga negativa devido à presença de ácido siálico, 
que cria um potencial de repulsão entre os eritrócitos, chamado de potencial zeta. 
Este potencial de repulsão impede que os eritrócitos se empilhem (roleaux) e 
sedimentem rapidamente, fazendo com que os valores de referência da VHS, para 
pessoas sadias, sejam baixos na primeira hora de sedimentação. Quando ocorrem 
alterações nas concentrações plasmáticas de moléculas, como fibrinogênio e 
imunoglobulinas (anticorpos), o potencial zeta é vencido, o empilhamento é 
formado e a VHS aumenta fornecendo um valor mais elevado que o da referência, 
na primeira hora. 
FUNDAMENTO TEÓRICO 
PRÁTICAS LABORATORIAIS EM HEMATOLOGIA E IMUNOHEMATOLOGIA 2014 
 
SER EDUCACIONAL | Prof. Dr. Célio Ribeiro: Velocidade de Hemossedimentação 42 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Determinar a velocidade de hemossedimentação em uma amostra de sangue total, 
coletado com anticoagulante, através do método de Wintrobe. 
OBJETIVO 
1. Realizar a coleta de sangue de acordo com as recomendações adotadas pela 
SBPC/ML 
2. Transferir 1,6 mL de sangue total para o tubo de VHS, contendo 0,4 mL de 
anticoagulante oxalato* 
3. Homogeneizar o tubo por inversão (8 vezes) 
4. Colocar o tubo na estante de VHS 
5. Deixar em repouso durante 1 hora 
6. Efetuar a leitura da coluna de plasma formada, durante a sedimentação dos 
eritrócitos 
7. Expressar o resultado em mm 
*No caso da coleta de sangue ter sido realizada em sistema a vácuo, não é necessário realizar o passo 2. 
 
PROCEDIMENTO 
Crianças: 0 – 10 mm 
Adultos: 0 – 20 mm 
VALORES DE REFERÊNCIA 
- Não respeitar o tempo de necessário para realizar a leitura do exame 
- Não preencher o tubo de VHS (tampa preta) com o volume correto de sangue total 
(1,6 mL) 
CAUSAS DE ERROS 
� O exame deve ser realizado imediatamente após a coleta 
� Tecnicamente o VHS é um exame inespecífico e grosseiro 
 
OBSERVAÇÕES 
VALORES AUMENTADOS: processos inflamatórios (aumento de proteínas de fase 
aguda como fibrinogênio e imunoglobulinas), anemias, processos infecciosos, infarto 
do miocárdio,