APOSTILA - FISIOLOGIA - 2011 Aulas Práticas

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INSTRUÇÕES GERAIS DE USO NO LABORATÓRIO
CUIDADOS NO USO DE SUBSTÂNCIAS QUÍMICAS
Ao aquecer substâncias em tubo de ensaio, dirija a abertura deste para o lado em que não houver nenhum companheiro de grupo.
Nunca coloque o rosto próximo do recipiente onde está ocorrendo uma reação química. Mantenha-o a uma distância que permita observar bem o fenômeno sem correr o risco de ser atingido por respingos ou borbulhamento.
Nunca cheire diretamente qualquer substância. Mantenha o recipiente que a contém afastado do rosto e, com movimentos da mão, dirija para o seu nariz os vapores desprendidos.
Nunca prove qualquer substância utilizada ou produzida durante os experimentos. 
 Nunca adicione ÁGUA a um ácido concentrado, pois a reação será violenta, com grande produção de calor e borbulhamento intenso. O ácido poderá atingir o seu rosto. Se você receber um ácido concentrado e precisar diluí-lo, despeje o ÁCIDO sobre bastante ÁGUA.
 Leia com atenção os rótulos dos frascos antes de usar seus conteúdos.
Não use quantidades exageradas de substâncias. 
Conserve os frascos tampados.
Não torne a colocar nos frascos substâncias deles retiradas e só parcialmente utilizadas.
Não misture substâncias ao acaso, mas somente do acordo com as instruções do professor.
CUIDADOS NO USO DO FOGO
Nunca coloque perto do fogo substâncias voláteis e inflamáveis, como álcool, gasolina, benzina, querosene e solventes, assim como qualquer aerossol.
 Se o álcool da lamparina esgotar, vá reabastecê-la na mesa do professor. Não circule com um frasco grande de álcool entre as mesas dos colegas.
 Se for necessário mudar do lugar com lamparina acesa, faça-o com muito cuidado.
3. CUIDADOS NO USO DA VIDRARIA
3.1. Para introduzir tubos de vidro ou termômetro em orifícios de rolhas, lubrifique o orifício e a peça a ser introduzida. Segure esta última com um pedaço de pano e introduza-a com movimentos circulares.
3.2. Arredonde no fogo as bordas de tubos de vidro ou tubos de ensaio que estiverem cortantes.
3.3. Se precisar sustentar um tubo de ensaio para aquecimento, utilize sempre uma garra ou pregador de madeira.
4. O QUE FAZER EM CASO DE ACIDENTE
4.1. Qualquer acidente, por menor que seja, deve ser comunicado ao professor.
4.2. Qualquer corte, por menor que seja, deve ser desinfetado e coberto.
Queimaduras provocadas por: 
Calor - devem ser cobertas com vaselina ou de preferência, com pomadas de picrato.
Ácidos - devem ser lavadas com bastante água e neutralizadas com bicarbonato sódio. 
Bases - devem ser lavadas com bastante água e neutralizadas com solução de ácido bórico.
Intoxicações causadas por:
Gases - a pessoa deve ser retirada do laboratório para respirar profundamente ar puro. 
Ácidos - beber leite de magnésia ou solução de bicarbonato de sódio.
4.5. Se os olhos forem atingidos por qualquer substância irritante, devem ser lavados com bastante água ou, de preferência, com colírio puro.
4.6. Se uma substância inflamável derramar-se sobre a mesa e pegar fogo, use o extintor de incêndio ou pegue uma das caixas de areia que devem existir no laboratório e jogue areia sobre o fogo.
4.7.Se as vestes pegarem fogo, abafe o fogo com panos grandes ou peças de vestuário (camisa, agasalho).
4.8.Em todos os casos consulte imediatamente um médico.
ROTEIRO 1: TENSÃO SUPERFICIAL, COLÓIDES
1) Tensão Superficial (Método de gotas). 
a) Encha uma pipeta volumétrica de 1 ml com água destilada à temperatura de 20oC. Seque a pipeta externamente com papel de filtro. Segure-a na posição vertical, deixe escoar o líquido lentamente e conte o número de gotas que se formam.
b) Repita a contagem de gotas 10 vezes e tome o valor médio.
c) Coloque um erlenmeyer de 1 litro, água destilada até a altura de 5 cm. Aqueça-a acima de 80oC. Encha e esvazie a pipeta diversas vezes com esta água até que o vidro fique com a mesma temperatura da água. Encha a pipeta e determine o no de gotas da água a 80oC.
d) Faça o mesmo para o etanol 100% e ácido acético 20% na temperatura ambiente.
e) Calcule a T.S. dos líquidos usados, baseado nas explicações abaixo.
	A Tensão superficial é proporcional ao no de gotas formadas. Quanto mais pesada for a gota na ponta da pipeta, antes de cair, maior será a t.s. A t.s. da água a 20o é igual a 72,75 +/- 0,05 dines/cm. Sabendo-se o no de gotas formado por 1 ml de água, gotejado de uma pipeta calibrada, numa temperatura qualquer, a t.s. de qualquer outro líquido pode ser calculada desde que se conheça o no de gotas formadas por 1 ml deste líquido, usando-se a mesma pipeta e a mesma temperatura. O peso específico do segundo líquido deve ser conhecido (tabela ou hidrômetro).
	O cálculo da Tensão superficial é feito com a seguinte fórmula:
 
T.S. = no de gotas de água x 73 x peso específico do desconhecido
 no gotas do desconhecido 
peso específico etanol = 0,78
peso específico ácido acético = 1,049
peso específico da água = 1.
2) Determinação do Ponto Isoelétrico em gelatina
a) Corte pedaços de folha de gelatina iguais (3x1,5 cm). Faça mistura de ácido acético com acetato de sódio, ambos 0,1 N nas seguintes proporções:
1 = 32 ; 8 ; 2 ; 1 ; 1 ; 1 ; 1 
0 1 1 1 1 4 8 32
Em cada placa coloque 2 pedaços de gelatina cortada e deixe embeber por 1 hora. O ponto isoelétrico corresponde ao ponto de menor embebição, que deverá ser averiguado medindo-se os pedaços após embebição. 
 
3) Ação de um meio hipertônico sobre as células
a) Tome um pedaço de batata perpassando-o com um pedaço de arame. O sistema é colocado no fundo de um tubo de ensaio e coberto com solução de glicerina a 50%.
b) Verifique o que ocorre com a água da célula. Tente explicar o fenômeno em termos de densidade.
4) Colóide – goma arábica
Coloque 5 ml de água destilada em um tubo de ensaio e adicione 20 gotas de goma arábica concentrada e pura, agitando até ficar uniforme;
Acrescente 15 ml de etanol 100º GL e observe;
Acrescente 3 gotas de solução concentrada de um eletrólito Na+, Ca++, Al+++, e observe;
Repita a experiência colocando as gotas do eletrólito antes do álcool
5) Capacidade de Adsorção para corantes
a) Prepare soluções de azul de metileno e eosina a 0,1%;
b) Prepare 2 funis de vidro, vedados com algodão, colocando-se neles terra de jardim;
c) Regue a terra de um funil várias vezes com azul de metileno e a do outro com eosina. Verifique o que acontece.
d) Misture quantidades iguais dos dois corantes e coloque numa cuba de vidro. Corte uma tira de papel de filtro e introduza-a na cuba de vidro, umidecendo apenas a extremidade do papel. Espere a subida do líquido e observe o que acontece. Compare os resultados dos ítens c e d, e tente explicar o ocorrido. 
ROTEIRO 2. Osmose, difusão, permeabilidade da membrana
Osmose. 
Deixe o ovo imerso em vinagre por 24 horas. Cuidadosamente, retire a película do ovo. Arrume-o em forma de saquinho, coloque açúcar, gotejando água com corante;
Prenda o saquinho com água, açúcar e corante em uma pipeta, com auxílio de elástico; 
Prenda a pipeta na garra do suporte e mergulhe o saquinho em um béquer com água;
Marque o nível inicial da solução no tubo, anote a hora e observe a cada 10 minutos.
Difusão de corantes em papel de filtro
Tome 5 discos de papel de filtro homogêneo com cerca de 12,5 cm de diâmetro;
Com uma tesoura faça duas incisões paralelas a 2 cm uma da outra, até a região mediana dos discos. Corte todos de uma só vez a fim de que fiquem semelhantes;
Com um grampeador, una a borda de cada um dos discos para obter um funil com uma lingueta retangular, que deverá ficar em posição vertical;
Coloque os discos em copos ou boréis contendo cada um dos seguintes corantes: azul
de metileno 0,1%, eosina 0,1%, verde brilhante 0,1%, fucsina 0,1% e mistura de fucsina (10 ml) + verde brilhante (10 ml). A lingueta deve mergulhar, no máximo, 5 mm.
Marque um traço a lápis no nível inicial de cada corante (no papel) e a hora em que cada lingueta foi colocada no corante. Anote a temperatura ambiente.
 
Difusão de corantes em gelatina
Coloque 10g de gelatina (em pó ou em lâmina) num béquer de 150 ml contendo 25 ml de água destilada;
Espere 10’ e adicione 70 ml de água fervendo, agitando sempre com o bastão. Se a gelatina não dissolver completamente, leve o béquer ao fogo brando e agite continuamente até a dissolução completa;
Distribua essa gelatina ainda quente, em igual quantidade, em 6 tubos de ensaio. Evite a formação de bolhas de ar na superfície da gelatina;
Resfrie os tubos com gelo até solidificar e então coloque em cada tubo 5 ml de uma das seguintes soluções a 0,001 M: Eosina	(PM 691); Eritrosina (PM 884); Metilorange (PM 327); Azul de metileno (PM 373); Carmim (PM 492); Vermelho congo (PM 696).
Difusão em gases
Vede um tubo de vidro oco nas 2 extremidades com algodão. Pingue em cada ponta (em capela) simultaneamente gotas de NH4OH e HCl respectivamente. Os gases NH3 e HCl migram em direção ao outro e no encontro há formação de uma anel branco (NH4Cl sólido).
Permeabilidade do citoplasma e da membrana celulósica a pigmentos hidrosolúveis:
Antocianina
Retire um pedaço da epiderme inferior de Tradeschantia e monte-o em uma lâmina com água;
Examine as células ao microscópio com aumento médio. Deixe em repouso e examine novamente. Verifique se há alguma passagem de antocianina para fora da célula;
Remova a lamínula e adicione uma gota de clorofórmio. Após alguns minutos junte uma gota de água, recoloque a lamínula e observe o que ocorre. Explique.
Betacianina
Corte 3 tiras de beterraba bem vermelha com 1 x 3 x 0,5 cm e lave-as várias vezes em água destilada;
Coloque uma fatia num tubo de ensaio contendo 4 gotas de clorofórmio e a outra em outro tubo contendo 4 gotas de éter etílico. Vede bem os tubos com algodão;
Após 3 minutos substitua o clorofórmio e o éter por 5 ml de água destilada;
Coloque a 3a fatia num tubo contendo 5 ml de água destilada;
Observe e explique o que ocorre em cada caso.
Influência da temperatura sobre a permeabilidade do citoplasma
Corte 6 fatias de beterraba bem vermelha e divida-as em tiras de 1 x 3 cm. Lave-as bem em água destilada até a água usada ficar incolor;
Tome 200 ml de água destilada e aqueça numa caneca até mais ou menos 85o C. Prepare, a partir desta água, uma série de tubos de ensaio com água até a metade, nas seguintes temperaturas: 80, 70, 60, 50, 40 e 30o C;
Feito isso, coloque em cada tubo pelo tempo de 1’ uma tira de beterraba. Passado este tempo retire a tira de beterraba e coloque-a noutro tubo, contendo 10 ml de água destilada à temperatura ambiente;
Após 1 hora compare a quantidade relativa de pigmento que se difundiu em cada tubo. Coloque um papel branco atrás dos tubos a fim de facilitar a observação. Explique o ocorrido.
ROTEIRO 3. PRÁTICA - Relações hídricas - Potencial osmótico
Determinação do Potencial de água método da medida do comprimento
Prepare os recipientes com 50ml de solução de sacarose: 0,10 M, 0,15, 0,20, 0,25, 0,30, 0,35, 0,40, 0,45, 0,50, 0,70, 1M e outro com água destilada.
Com um furador retire cilindros de batata com mesmo diâmetro e comprimento. Coloque logo após cortado no 1o recipiente. Quando o último recipiente receber o 10 cilindro, coloque no mesmo o 2o cilindro e assim continuamente até que todas as placas tenham 2 cilindros.
Após 1h começar medir os cilindros de 30 em 30 minutos
Coloque os resultados em gráficos e explique o ocorrido.
Determinação do Potencial de água pelo método densimétrico de Schardakow
Fazer soluções de sacarose nas seguintes concentrações: de 0,1 até 1 Molar.
Tomar 4 ml de cada solução e colocar 2ml em tubo de ensaio e 2ml em copos descartáveis pequenos. Cortas folhas com furador e introduzi-las (mesma quantidade) nos copos de cada concentração. Deixar as folhas imersas durante 2 horas, mexendo sempre.
Após este tempo, retirar os fragmentos dos copos e colocar algumas gotas (2/3) de azul de metileno para colorir a solução que esteve em contato com os fragmentos. Com uma pipeta de ponta capilar, retire um pouco da solução colorida e solte-a lentamente no interior da solução de igual concentração, que permaneceu sem fragmentos. Observe se a solução desloca-se para cima, para baixo ou permanece estacionária, conforme seja o potencial osmótico superior, inferior ou igual ao da solução.
Determinação do Potencial osmótico pelo método do limite plasmolítico
Tome 11 copos descartáveis pequenos colocando em um deles 20 ml de água destilada e em cada um dos demais 20 ml de uma das seguintes soluções de sacarose: 0,1 M, 0,2 M, 0,3 M ..., 1 M. Mantenha-os fechados.
Retire pedaços da epiderme de Tradeschantia cortando-os em pedaços pequenos e coloque-os em água destilada por 10’.
Coloque em cada copo 2 a 3 pedaços da epiderme corados. Após 5’ na respectiva solução, monte-os em lâmina e observe ao microscópio. Em certas soluções haverá plasmólise acentuada e em outras não haverá plasmólise. Determine os limites de concentrações entre os quais a solução estará em isotonia com o suco vacuolar.
Repita a experiência usando nova diluição, agora dentro dos limites determinados. Assim, por exemplo, se os limites forem entre 0,7 e 0,8 M, a nova série será 0,71 M, 0,72 M, ..., 0,80 M. A plasmólise limite pode ser reconhecida pela absorção dos cantos das células. A solução isotônica será aquela que provocar a retração dos cantos de cerca de 50% das células observadas. Por exemplo, se a solução 0,76 M é a isotônica, nas preparações com solução 0,75 M a plasmólise deverá ocorrer somente em uma ou outra célula (5 a 10%), enquanto que em 0,77 M haverá plasmólise nítida, ou pelo menos, retração nos cantos na maioria das células.
Faça a desplasmólise das células plasmolisadas substituindo as soluções por água destilada. Marque a média dos tempos.
Apresente seus resultados em tabelas e desenhos. Critique o método.
ROTEIRO 4: RELAÇÕES HÍDRICAS
Seca fisiológica
Tome um vaso com planta herbácea e regue-o com solução de água + açúcar. Observe e explique o que ocorre.
Absorção – Seca fisiológica.
Pegue 2 plantas herbáceas, de bom aspecto, cultivadas em vasos pequenos;
Coloque um vaso em uma cuba de alumínio, de modo que sobre espaço ao seu redor para envolve-lo com gelo moído misturado com sal. Para a água do degelo não entrar em contato com a terra, levante o vaso com uma placa ou cacos de telha. Molhe a terra com água gelada e cubra a superfície com algodão;
O segundo vaso deve ser molhado com a mesma quantidade de água usada no 1o vaso, mas esta não deve ser gelada e nem conter sal. Cubra a superfície com algodão;
Coloque as plantas em local ventilado e sem sol e observe o que ocorre nas próximas horas.
Gutação
Tome plantas envasadas não muito grandes;
Irrigue a planta e coloque-a em ambiente saturado de vapor de água (campânula ou saco plástico). Coloque o vaso sobre um pratinho com água;
Observe depois da algum tempo a formação de gotículas de água em certas regiões da folha.
Qual a força responsável pela sudação e como esta se origina na planta? Por que cobriu a planta com a campânula?
Desenvolvimento de tensões internas de água em tecidos vegetais
Tome dois vasos com plantas herbáceas, um dos quais tenha sido submetido a défice de água;
 Coloque a planta com défice de água em posição horizontal, imergindo a porção mediana em solução de azul de metileno 1% contida na placa de Petri;
Com uma gilete, corte a haste da planta, mantendo as secções cortadas submersas na solução por 1’ ;
Retire as partes seccionadas e lave-as rapidamente em água de torneira, enxugando com papel absorvente;
Remova as folhas
da parte terminal e seccione ao nível do solo a parte inferior;
Tome a parte apical e faça cortes transversais de 0,5 cm de comprimento; 
Examine as superfícies seccionadas na lupa e determine a presença de azul de metileno nos feixes vasculares. Registre a distância máxima, a partir do secionamento original, em que o mais leve indício do corante é observado em qualquer feixe, em direção ao ápice (movimento acrópeto). Proceda da mesma forma para determinar a distância do movimento do corante na parte inferior (movimento basípeto).
Repita o processo para a planta com suprimento abundante de água.
Em que tecido a solução de corante se movimenta?
Dentre os 2 tratamentos utilizados em qual deles o corante atingiu maior distância, na direção do ápice e base da planta? Como você explica sua resposta?
ROTEIRO 5 - FATORES QUE INFLUENCIAM TAXA DE TRANSPIRAÇÃO
Verificação da localização do estômato em folhas pelo método de infiltração.
Tome uma série dos seguintes líquidos: éter de petróleo, xilol e álcool etílico absoluto
Retire folhas intactas de diferentes vegetais que estiveram expostos à luz e sem stress hídrico e pingue imediatamente uma gota de cada líquido respectivamente na face adaxial e abaxial
Olhe através da folha contra a luz; observe a velocidade e intensidade de penetração de cada líquido em cada face
Prepare uma lâmina com amostra da epiderme adaxial e abaxial da mesma folha para constatar a presença de estômatos. Compare os resultados. Houve diferença de penetração dos diferentes líquidos? Por que?
Capacidade de retenção de água em diferentes tipos de solos
Pesar um funil seco forrado com papel de filtro seco. Molhar o papel de filtro com água e pesar novamente. Encher o funil com solo e pesar. Alisar a superfície. Regar o solo com água até que esta seja filtrada por várias vezes e o solo fique saturado. Cobrir o funil com papel alumínio e deixar por 2 horas. Pesar novamente. Colocar o funil na estufa a 105o até que o peso do solo fique constante. Calcule a capacidade de absorção do solo. 
Filtro + papel seco =
Filtro + papel molhado =
Filtro + papel molhado + terra natural = 
Filtro + papel molhado + terra molhada =
Filtro + papel seco + terra seca =
Peso da terra fresca: F = c – b
Peso da terra saturada: S = d – b
Peso da terra seca: T = e – a
Teor de água na terra fresca: F – T x 100
 T
Teor de água na terra saturada: S – T x 100
 T
Capacidade de absorção: (S – T - F – T) x 100
 T T
Contagem do número de estômatos comparando folhas CAM, C3 (manga) e C4 (cana).
Faça cortes paradérmicos de ambas as faces (abaxial e adaxial) das respectivas folhas, monte em água e observe ao microscópio, fazendo a contagem dos estômatos em determinado campo visual.
ROTEIRO 6 - TRANSPIRAÇÃO - Fatores afetando a taxa de transpiração
NOTA: Trabalhe em GRUPO. Cada grupo determinará 3 taxas de transpiração, a 1a sob condições ambientais e a 2a e a 3ª sob uma das seguintes condições experimentais:
Simular vento colocando a planta ca de 2m de um ventilador, funcionando em velocidade média ou baixa
Aumentar a pressão de vapor do ar colocando a planta em ambiente saturado e cobrindo-a com saco plástico.
Aumentar a temperatura da folha e do ar através do aumento da intensidade luminosa, colocando a planta cerca de 1m de uma lâmpada.
Reduzir a superfície foliar, removendo metade das folhas dos ramos e tendo o cuidado de vedar a superfície cortada com vaselina.
Coloque a planta no potômetro e espere 10’ para que esta se acomode às condições ambientais. Registre o nível de água na pipeta do potômetro após os 10’ iniciais. Após 10’ faça a 2a leitura da pipeta e assim sucessivamente até a 4a leitura. Registre seus dados na Tabela que segue.
Proceda da mesma maneira para as condições experimentais, repetindo os 10’ de acomodação da planta. Registre a quantidade de água perdida durante os próximos 30’, fazendo a leitura de 10 em 10’. 
Faça a média da quantidade de água perdida em 10’para as condições ambientais e experimentais.
Expresse a quantidade média de água perdida em mm de água transpirada por hora.
Calcule a porcentagem da taxa de transpiração das condições experimentais através da seguinte fórmula:
Porcentagem da Taxa de Transpiração = água perdida (mm/h) cond experimental x 100
 água perdida (mm/h) cond. ambiental
Compare os resultados dos outros experimentos e coloque-os em um gráfico de barras.
Sob quais condições a taxa de transpiração foi maior? Explique como cada condição está afetando a taxa de transpiração.
	Cond Amb (ml ) 
	Vento
	Temp
	Vapor
	S/ folhas
	10’
	10’
	10’
	10’
	10’
	20’
	20’
	20’
	20’
	20’
	30’
	30’
	30’
	30’
	30’
	Média perda água 10’
	
	
	
	
	
	
	
	
	
ROTEIRO 7- FOTOSSÍNTESE
Extração de pigmentos foliares.
Peque cerca de 20g de folhas de grama de jardim, pique-as em pedaços bem pequenos e coloque-as em um béquer com água fervendo, deixando-as por alguns minutos.
Substitua a água por álcool 96% e deixe em banho-maria até obter um extrato de pigmentos.
Coloque uma parte desta solução em tubo de ensaio e complete com a mesma quantidade de benzina. Agite e deixe em repouso. Observe.
Com a outra parte da solução proceder a cromatografia em papel.
Cromatografia em papel.
Corte uma tira de papel de filtro que fique mais estreita que o tubo de ensaio. Usando um capilar, aplique o equivalente a 1ml do extrato numa faixa horizontal distante cerca de 3cm da base da tira de papel de filtro.
Coloque o papel de filtro em um tubo de ensaio contendo o solvente (95 partes de éter de petróleo e 5 partes de acetona) com cuidado para que o solvente não atinja a linha do extrato, mas apoiando a base da tira de papel no fundo do tubo. Tampe o tubo e observe o cromatograma.
Formação de amido em folhas variegadas.
Tome folhas variegadas de uma espécie que produza amido. Desenhe aproximadamente as regiões clorofiladas e as albinas.
Mergulhe-as durante 1-2 minutos em água fervendo e em seguida em álcool 95% em ebulição, até a retirada total da clorofila.
Coloque-as então numa placa de Petri contendo lugol e verifique a distribuição do amido. Compare com a distribuição da clorofila que você desenhou. Explique o ocorrido.
Diferenciação entre planta C3 e C4 por detecção de amido “in situ”.
Faça cortes transversais das folhas de milho (Zea mays) e feijão (Phaseolus vulgaris) e coloque-os em um béquer com álcool fervente (banho maria) para extrair a clorofila. Em seguida, coloque solução de lugol sobre os cortes e observe ao microscópio. Faça um esquema e registre em que regiões aparece a coloração arroxeada. O que isto indica? Qual é a planta C3 e qual a C4? Por que?
Coloque uma folha jovem de Amaranthus sobre uma lâmina e pressione com um bastão de vidro (rolar o bastão, sob pressão na superfície da folha para extrair parte do suco celular). Coloque uma gota de lugol sobre a folha e observe ao microscópio. Que tecido apresenta coloração? Por que isto ocorre?
Contagem do número de estômatos comparando folhas CAM (cactaceae), C3 (manga) e C4 (milho).
Faça cortes paradérmicos de ambas as faces (abaxial e adaxial) das respectivas folhas, monte em água e observe ao microscópio, fazendo a contagem dos estômatos em determinado campo visual.
Qual espécie apresenta o maior número de estômatos? E o menor? Qual o significado biológico disto?
ROTEIRO 8. PRÁTICA - Respiração
Atividade catalase em tubérculo de batatinha
Usando uma placa de Petri coloque uma fatia fina de tubérculo de batata e cubra-a com algumas gotas de solução diluída de peróxido de hidrogênio (água oxigenada). Observe o ocorrido.
Repita o mesmo procedimento com uma fatia de batata que tenha sido fervida por 5´. O que ocorre?
Medida de liberação de CO2 na respiração
Pipete 2 ml de água de barita em um erlenmeyer. Coloque 2 folhas suspensas sobre a solução, arrolhe o frasco e coloque-o no escuro por cerca de 90´.
Prepare outro frasco da mesma maneira mas sem as folhas.
Ao final deste tempo remover o material vegetal, adicionar 2 gotas de fenolftaleína em cada erlenmeyer e titular com solução de HCl 0,01M. Determine a área foliar total ou o peso.
Cálculo: titulação do controle - titulação do tratamento = x
Mg CO2/50 cm2/hora = X x 0,22 x 50 x 60_______ 
				 Tempo (min) x área foliar (cm2)
Cada 1 mg de CO2 ocupa 0,5 ml
Qual o resultado esperado?
Por que o ensaio deve ser mantido no escuro?
Qual o volume de CO2 liberado no seu grupo?
ROTEIRO 9 – CRESCIMENTO VEGETAL
Serão formados 4 grupos para análise do crescimento vegetal. Cada grupo irá trabalhar com um único tratamento, com3 repetições.
Tratamento 1 – colocar 3 sementes de feijão para germinar em cada copo de plástico com algodão umedecido. Deixar os copos em local ventilado e iluminado e regar a cada 2 dias;
Tratametno 2 - colocar 3 sementes de feijão para germinar em cada copo de plástico com algodão umidecido. Deixar os copos em local ventilado e iluminado e regar a cada 5 dias;
Tratamento 3 – colocar 3 sementes de feijão para germinar em cada copo de plástico com algodão umidecido. Deixar os copos em local ventilado e com pouca luminosidade. Regar a cada 2 dias;
Tratamento 4 – colocar 3 sementes de feijão para germinar em cada copo de plástico com algodão umidecido. Deixar os copos em local ventilado e com pouca luminosidade. Regar a cada 5 dias;
Após a germinação cada grupo deverá acompanhar o desenvolvimento das plântulas por um período de 15 dias, com medidas em intervalos de 2 dias para os seguintes parâmetros:
Altura da parte aérea do feijoeiro (cm);
Comprimento da raiz (cm) - fazer marcações com tinta nanquim a cada 2mm na raiz;
Comprimento do caule (cm) – fazer marcações com tinta nanquim a cada 2 mm do caule;
Área foliar do par de folhas primárias (cm);
Peso fresco do par de folhas primárias (mg) no 5º , 10º e 15º dias, e da plântulas ao final do experimento;
Peso seco (mg) em horas do par de folhas primárias no 5º, 10º e 15º dias, e da plântula ao final do experimento
Os resultados deverão ser apresentados em gráficos e discutidos. 
Com base nos resultados obtidos, qual parâmetro você considera mais indicado para medir crescimento? Justifique.
ROTEIRO 10 - PRÁTICA - Germinação
Escolha, no mínimo, 50 sementes de essências nativas;
Cada grupo deverá realizar pelo menos 3 tratamentos, com o mínimo de 15 sementes em cada, sendo um desses o controle, ou seja, germinação da semente sem qualquer tratamento especial;
As sementes previamente preparadas (lavadas com kiboa 10% e posteriormente em água destilada) deverão ser colocadas para germinar sobre papel de filtro umedecido em placa de Petri durante 1 semana. Posteriormente estas deverão ser transferidas para o solo;
Acompanhar a germinação e desenvolvimento das sementes durante um mês. Neste período deverá ser analisada/anotada a taxa de germinação em cada tratamento, a velocidade de germinação e o tamanho das folhas a cada 5 dias; 
Após este período colocar seus resultados em forma de gráficos e tabelas comparando os diferentes tratamentos. Discutir seus resultados. Posteriormente estes serão apresentados em aula.
Tratamentos a serem realizados: Atenção, escolha apenas 02 dos tratamentos que seguem pois o 3o tratamento representa seu controle (condições naturais de germinação).
Escarificação: pode ser realizada de 03 formas distintas, como segue:
		
Mecânica ou escarificação com abrasivo: lixar lateralmente com lixa de papel a semente;
Química: colocar ácido sulfúrico num béquer. Com cuidado mergulhe as sementes no ácido por 10 minutos. Em seguida decante na pia com água corrente. Cubra o béquer com gaze presa com elástico na boca e lave as sementes, no mínimo, por 30 minutos em água corrente;
Escarificação com água fervente: mergulhar as sementes em água fervente até que elas estalem (menos de 1 minuto).
Estratificação: necessidade de baixas temperaturas. Manter o tratamento em temperatura abaixo de 10o C (em geladeira)
Fotoblastismo: presença/ausência de luz.