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1 Material referente às aulas práticas da disciplina de Bromatologia – SDE 0056 Profa: MSc. Shalline Hermes Sampaio CAMPOS DOS GOYTACAZES – 2016 2 APRESENTAÇÃO Bromatologia é a ciência que estuda a composição química dos alimentos. A palavra é originada do grego: “bromatos” (alimentos) e “logia” (estudo). Para os profissionais da área da Saúde é de extrema importância o conhecimento da composição química dos alimentos, na forma como se apresentam na natureza e depois de sofrerem mudanças pelo processamento na indústria de alimentos. Através desse conhecimento podemos entender as influências que possam exercer no organismo. A bromatologia relaciona-se com tudo aquilo que, de alguma forma, é alimento para os seres humanos, tem a ver com o alimento desde a produção, coleta, transporte da matéria-prima, até a venda como alimento natural ou industrializado, verifica se o alimento se enquadra nas especificações legais, detecta a presença de adulterantes, aditivos que são prejudiciais à saúde, se a esterilização é adequada, se existiu contaminação com tipo e tamanho de embalagens, rótulos, desenhos e tipos de letras e tintas utilizadas. Enfim, tem a ver com todos os diferentes aspectos que envolvem um alimento, com isso permitindo o juízo sobre a qualidade dos alimentos. Bom estudo! 3 SUMÁRIO CONTEÚDO PÁGINA 2. AMOSTRAGEM E PREPARO DE AMOSTRA..................................................................................................... 02 3. DETERMINAÇÃO DE UMIDADE EM ALIMENTOS...................................................................................... 04 4. DETERMINAÇÃO DE pH E ACIDEZ EM ALIMENTOS................................................................................. 06 5. DETERMINAÇÃO DE RESÍDUO MINERAL FIXO EM ALIMENTOS........................................................ 09 6. DETERMINAÇÃO DE CARBOIDRATOS EM ALIMENTOS.......................................................................... 11 7. PIQ DO MEL................................................................................................................................................................ 14 8. DETERMINAÇÃO DE LIPÍDIOS EM ALIMENTOS......................................................................................... 16 9. PIQ DE OLEOS E GORDURAS............................................................................................................................... 18 10. DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS EM ALIMENTOS................................................................................ 20 11. PIQ DE LEITE............................................................................................................................................................ 21 12. ROTEIRO PARA PESQUISA DE LEGISLAÇÃO EM ALIMENTOS............................................................. 25 13. LAUDO DAS ANÁLISES........................................................................................................................................ 30 14. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS....................................................................................................................... 31 4 PROCEDIMENTO DE TRABALHO NO LABORATÓRIO SEGURANÇA NO LABORATÓRIO. O laboratório é um recinto construído especialmente para a execução de experiências. Ele deve apresentar instalações de água, gás e eletricidade e deve ser muito bem ventilado e iluminado. A palavra laboratório provém da união de duas palavras latinas: labor = trabalho + oratorium = lugar de reflexão. Assim, o laboratório é um local de muito trabalho e muita concentração. Um laboratório pode tornar-se um lugar muito perigoso, devido ao uso inadequado dos materiais e equipamentos nele existentes. Por isso, é importante que se conheça algumas normas de segurança. A maior parte dos acidentes que podem ocorrer em um laboratório é provocada pelo desconhecimento das seguintes regras básicas de segurança: a) não colocar livros, sacolas, ferramentas, etc., sobre as bancadas ou bancos; b) não comer, beber ou fumar; lave bem as mãos ao deixar o recinto. c) não correr; manter os acessos desimpedidos; d) manter o local sempre limpo e organizado; e) fechar gavetas e armários logo após o uso. f) usar sempre um avental (jaleco) longo e de mangas longas, feito de algodão, pois fibras sintéticas são altamente inflamáveis. Não use saias, bermudas ou calçados abertos. Pessoas que tenham cabelos longos devem mantê-los presos enquanto estiverem no laboratório. Quando for necessário proteger os olhos, é conveniente usar óculos de proteção. Para proteção das mãos, ao trabalhar com produtos corrosivos, devem-se usar luvas de borracha. É muito perigoso o manuseio de alguns produtos químicos, como inflamáveis (éter, álcool), cancerígenos (benzeno), tóxicos (amônia) e venenosos (cianeto de potássio, sulfato cúprico). Para alertar as pessoas que trabalham nos laboratórios, é conveniente que os produtos contenham símbolos de identificação que seguem normas mundiais. O manuseio de produtos químicos deve ser sempre muito cuidadoso e, para maior segurança, devem-se seguir algumas regras: a) não pegue produtos químicos com as mãos; b) utilize uma espátula limpa para retirar produtos químicos sólidos dos frascos; lave a espátula e guarde-a imediatamente após utilizá-la; retirar dos frascos apenas a quantidade exata de reagente que irá utilizar; feche os frascos imediatamente após o uso; cuide para não trocar as rolhas dos frascos dos reagentes.; c) não prove o "sabor" de nenhum produto químico, a não ser que haja orientação para isso; 5 d) Feche com cuidado as torneiras de gás, evitando o seu escapamento. e) Não deixe o bico de Bunsen acesso com a chama forte, quando não estiver em uso. f) Não trabalhar com substâncias inflamáveis próximo a bico de gás aceso. g) Certificar-se que a pipeta que está limpa, antes de utilizá-la; Nunca pipete líquidos com a boca. Para a sucção de líquidos utilize bulbos de borracha. h) não pegue com as mãos equipamentos ou vidrarias que foram submetidos a um aquecimento e que ainda podem estar quentes; caso isto seja necessário, o faça com luvas de isolamento térmico. i) não use aparelhos de vidro quebrados ou rachados; j) limpe quaisquer respingos imediatamente, caso ocorram; l) lave as mãos logo após cada experiência; m) em caso de acidentes, procure o responsável pelo laboratório. n) Limpe seu local de trabalho ao finalizar a prática. o) Ao ser designado para trabalhar em um determinado laboratório, é imprescindível o conhecimento da localização dos acessórios de segurança. Acessórios de segurança Quando estiver trabalhando em um laboratório, você deve: 1. Localizar os extintores de incêndio e, verificar a que tipo pertencem e que tipo de fogo podem apagar. 2. Localizar as saídas de emergência. 3. Localizar a caixa de primeiros socorros a verificar os tipos de medicamentos existentes a sua utilização. 4. Localizar a chave geral de eletricidade do laboratório e aprender a desligá-la. 5. Localizar o cobertor antifogo. 6. Localizar o lava-olhos mais próximo a verificar se está funcionando Adequadamente. 7. Localizar o chuveiro a verificar se este está funcionando adequadamente. 6 ACIDENTES Qualquer acidente deverá ser comunicado imediatamente ao professor,que orientará o melhor procedimento para resolver o problema. Os acidentes mais comuns estão listados abaixo, acompanhados da melhor forma como encaminha-los: 1. Corte ou ferimento, mesmo leve, deverá ser lavado a desinfetado. 2. Queimadura pequena, produzida por fogo ou material quente, deverá ser tratada com pomada apropriada (picrato de butesin), com vaselina ou com ácido pícrico. 3. Queimadura com ácidos deverá ser lavada com muita água e em seguida com solução diluída de bicarbonato de sódio. 4. Queimadura com álcali (bases) deverá ser lavada com muita água e em seguida com solução diluída de acido acético (vinagre). 5. Ingestão de ácidos - tomar leite de magnésia e procurar um médico. 6. Intoxicação com gases ou vapores - respirar profundamente ao ar livre e procurar um médico. 7. Em qualquer situação, PROCURE MANTER A CALMA. EQUIPAMENTOS BÁSICOS DE LABORATÓRIO As atividades de laboratório exigem por parte dos alunos e professores não só o conhecimento das peças e aparelhos utilizados como também o emprego correto de cada um deles. Portanto, antes de mais nada, é necessário que se observe bem cada uma das peças, memorize sua forma e conheça sua utilidade. Apresentamos a seguir o desenho e a função dos equipamentos mais utilizados no curso de bioquímica: 1) Tubo de ensaio: utilizado principalmente para efetuar reações químicas em pequena escala. 2) Pipeta: equipamento calibrado para medida precisa de volume de líquidos. Existem dois tipos de pipeta: pipeta graduada e volumétrica. A primeira é utilizada para escoar volumes variáveis e a segunda para escoar volumes fixos de líquidos. 7 3) Erlenmeyer: frasco utilizado para aquecer líquidos ou para efetuar titulações. 4) Béquer ou Becher: recipiente com ou sem graduação, utilizado para o preparo de soluções, aquecimento de líquidos, dissoluções de substâncias e medidas grosseiras de volume. 5) Cilindro graduado ou proveta: frasco com graduações, destinado a medidas aproximadas de volume de líquidos. 8 6) Balão volumétrico: São usados para medir com precisão um determinado volume de líquido. Cada um desses balões apresenta uma graduação definida. 7) Almofariz e pistilo: Utilizados para a trituração de diferentes materiais. 8) Bastão de vidro: usado para agitação e transferência de líquidos. 9) Suporte ou estante: para tubos de ensaio 9 10) Pinça de madeira: utilizada para segurar tubos de ensaio, principalmente durante o aquecimento. 11) Kitasato: É utilizado no processo de filtração a vácuo. 12) Suporte universal: usado para sustentação de peças. 13) Argola: usada como suporte para funil de vidro ou tela metálica. Prende- se ao suporte através de uma mufa. 14) Mufa: usada para prender outras peças ao suporte. 15) Funil: utilizado para transferência de líquidos de um frasco para outro ou para efetuar filtrações simples. 10 16) Funil de Büchner: Acoplado ao kitasato e provido de papel de filtro, é utilizado em filtrações a vácuo. 17) Garra: presa ao suporte através da mufa: serve pare segurar várias outras peças. 18) Pró-pipete, pêra, embolo de borracha. 19) 1. Bico de Bunsen: fonte de calor destinada ao aquecimento de materiais não inflamáveis. 2. Tela de amianto: tela metálica contendo amianto, utilizada para distribuir uniformemente o calor durante o aquecimento de recipientes de vidro. 3. Tripé: Usado como suporte, principalmente de telas de amianto. 11 20) Placa de aquecimento e agitação: Utilizada para aquecimento e/ou agitação de líquidos. 21) Espátula: É usada comumente para transferir sólidos de pequenas quantidades. 22) Pipeta Pasteur: É usada comumente para transferir líquidos de pequenas quantidades. 23) Pipetador automático: É usado comumente para transferir de forma precisa, volumes pequenos de líquidos. 12 24) Centrífuga: Utilizada para separação de substâncias baseadas em sua densidade. 25) Pissete: Utilizado para armazenar diferentes líquidos. 1 MEDIDAS DE VOLUME: Nas aulas práticas do curso de bromatologia os equipamentos mais utilizados para medidas de volume de líquidos são: pipeta e proveta. Em qualquer dos equipamentos, a medida de volume é feita comparando-se o nível do liquido com os traços marcados na superfície dos recipientes. A leitura do nível dos líquidos transparentes deve ser feita na parte inferior do menisco, estando a linha de visão do observador perpendicular à escala graduada, para evitar erro. TÉCNICA DE UTILIZAÇÃO DE PIPETAS: As pipetas são equipamentos que fornecem medidas precisas de volume, a 20° C, e são utilizadas para líquidos não tóxicos, não voláteis e não corrosivos. Nunca pipete um líquido com a boca!!! Existem equipamentos (bulbos de borracha) que auxiliam na transferência de líquidos com a pipeta. 2 1. AMOSTRAGEM E PREPARO DA AMOSTRA Quando se propõe analisar determinado alimento, se faz necessário tomar uma parte deste que apresente a composição química média do material como um todo, que seja representativa do alimento que será analisado. Amostra é definida como “uma porção limitada do material tomada do conjunto, selecionada de maneira a possuir as características essenciais do conjunto”. O processo de amostragem é composto de algumas etapas operacionais com o intuito de selecionar uma amostra com real representatividade. O processo compreende três etapas: A) Coleta da amostra bruta B) Preparação da amostra de laboratório C) Preparação da amostra para análise A) Coleta da amostra bruta A amostra bruta deve ser uma réplica, em tamanho reduzido do universo (todo) considerado. Para amostras fluidas homogêneas deve-se misturar tal amostra e coletar porções de várias partes do recipiente que contém a amostra total (meio, fundo e alto da superfície). Para amostras sólidas as partículas devem ser moídas e misturadas. A amostragem deve compreender de 5% a 10% do peso total de alimento a ser analisado. B) Redução da amostra bruta Como, geralmente a amostra bruta é grande demais para ser analisada, esta tem de ser reduzida e essa redução dependerá do tipo de alimento a ser analisado. Alimentos secos: Pode ser feita manualmente ou por meio de equipamentos. Um método bastante utilizado é o método por quarteamento. Neste caso a amostra é homogeneizada sobre uma superfície plana e depois é dividida em quatro quadrados de modo que dois destes quadrados sejam eliminados. Em seguida 2 Aula 1. AMOSTRAGEM E PREPARO DA AMOSTRA 3 misturam-se os dois quadrados restantes, dividindo a amostra novamente em quatro partes e descartando mais dois quadrados até que se chegue a uma quantidade ideal de amostra. Alimentos líquidos: Homogeneiza-se bem o líquido (agitação, inversão e repetidas trocas de recipientes), retiram-se porções do fundo, do meio e da superfície, misturando as porções finais. Alimentos semi-sólidos: A amostra deve ser ralada e submetida ao quarteamento para preparo da amostra de laboratório. Alimentos úmidos: A amostra deve ser picada ou moída e submetida à técnica de quarteamento para reservar a amostra de laboratório. Alimentos semi - viscosos, pastosos e líquidos contendo sólidos: A amostra deve ser homogeneizada em liquidificado e a partir daí deve-se retirar as alíquotas para análise. Alimentos com emulsão: As amostras devem ser aquecidas a 35°C num fraco com tampa, que posteriormente é agitado e a partir daí são retiradasas alíquotas para análise. Frutas: As frutas devem ser costadas em quatro partes em sentido longitudinal e transversal onde duas partes opostas são desprezadas e as outras duas são homogeneizadas em liquidificador para serem separadas as alíquotas para análise. 4 Objetivos - Conhecer a técnica de secagem em estufa de ar quente. - Determinar a água livre através da porcentagem da umidade em amostras alimentos. Material e Métodos: - Cadinhos de vidro, alumínio; balança analítica; estufa de secagem; estufa de infravermelho; dessecador; espátula; pinça; placa Petri pequena e lamínula cortada. - Manipular os cadinhos sempre com auxílio de pinça, evitando segurar c/ as mãos. - Secar os cadinhos c/ suas respectivas tampas, por meia hora, na estufa a 130oC e colocar no dessecador para esfriar antes de pesar. A) Estufa ar quente: Amostras = biscoito e frutas/hortaliças. - Preparar os recipientes: numerar e pesar os cadinhos de alumínio e vidro, c/ as respectivas tampas até 0,1mg. - Fazer triplicata de cada amostra (exceção para o procedimento infravermelho). - O cadinho deve ser transportado com pinça ou papel p/ não passar umidade. - Triturar amostra se necessário. - Pesar cerca de 2 gramas de cada amostra em cadinho seco e tarado. - Anotar o peso do cadinho + amostra. - Levar o cadinho, contendo amostra, p/ estufa regulada a 100-105ºC por 4 horas (até peso constante). - Repetir a operação de aquecimento e pesagem até obter peso constante, ou que a diferença entre pesagens não seja superior a 0,01g. - Transcorrido o tempo determinado, retirar o cadinho da estufa c/ pinça ou papel, e colocar em dessecador para esfriar antes de pesá-lo. - Depois de frio pesar cadinho + amostra. Aula 2. DETERMINAÇÃO DE UMIDADE EM ALIMENTOS 5 => Cálculo da % umidade na estufa ar quente: % Umidade = (PA – PAS) x 100 PA Onde: PA = PESO DA AMOSTRA (P2 – P1) P1 = PESO DO CADINHO P2 = PESO DO CADINHO + AMOSTRA PAS = PESO DA AMOSTRA SECA (P2-P3) P3 = PESO DO CADINHO + AMOSTRA SECA (APÓS PESO CONSTANTE) 6 Objetivos - Determinar o pH em amostras de alimentos. - Determinar a acidez titulável em alimentos. Material - Pipetas graduadas de 5, 10 e 25 mL. - Béqueres de 100 e 250 mL. - Provetas de 5, 10 e 25 mL. - Bureta de 25 mL. - Erlenmeyer de 125 mL e 250 mL. - Agitador magnético e barra magnética. - pHmetro. - Balança analítica. - Lenço fino de papel. Reagentes - Solução aquosa de NaOH 0.1 N padronizada. - Solução alcoólica de fenolftaleína 1%. - Soluções tampão de pH = 4,0 e 7,0. Determinação do pH A determinação do pH pode ser efetuada através do uso de pHmetros quando se requer precisão nos resultados obtidos ou com papéis indicadores quando a exatidão não é importante. Na determinação do pH com pHmetros é importante calibrar o instrumento com soluções tampão de pH próximo aos da amostra. Os tampões mais usados nas diversas faixas de pH são os de pH= 4,0 e 7,0, Amostras: - Suco de uva, suco de laranja e iogurte. Aula 3. DETERMINAÇÃO DE pH E ACIDEZ EM ALIMENTOS 7 Procedimento: - Calibrar o pHmetro usando soluções tampão pH = 7,0 e pH = 4,0. - Transferir 20 mL da amostra para béquer. - medir o pH da amostra. - lavar o eletrodo com água destilada. Resultados: - Dilua as amostras 1:1 com água destilada e repita as determinações do pH. - Calcule a [H ] das amostras antes e após diluição. pH = - log [H+ ] Acidez Titulável Determinar a acidez titulável em amostras de sucos de laranja e uva. Procedimento: - Para amostras de suco de laranja, pipetar 2 mL da amostra, transferir para erlenmeyer de 125mL. Adicionar 50 mL de água destilada e 3 gotas de fenolftaleína. Titular com NaOH padronizada até visualização do ponto de viragem do indicador. - Para as amostra de sucos de uva, mesmo procedimento, porém, acompanhar o ponto de viragem do indicador (pH 8,2) em pHmetro . Observação : Fazer duplicata para cada amostra. Não pode haver muita diferença entre V1 e V2. Se houver, faça uma terceira titulação e despreze o valor discrepante. - Calcule o volume médio de V1 e V2. 8 Resultados - Expresse os valores de acidez em % ácido do ácido predominante (Tabela 1). - Justifique no seu relatório possíveis mudanças nos valores de pH e [H ] com a diluição % acidez = mL NaOH 0.1 N x N Na OH x fator x P meq.ácido predominante x 100 Peso amostra (g) Tabela 1: Principais ácidos predominantes em alguns sucos de frutas Tipo de suco Acido predominante (Peso equivalente) Laranja Citrico (PM = 192,2) (PE = PM/3) Limão Citrico (PM = 192,2) (PE = PM/3) Maçã Málico (PM = 134,1) (PE = PM/2) Maracujá Citrico (PM = 192,2) (PE = PM/3) Tomate Citrico (PM = 192,2) (PE = PM/3) Uva Tartárico (PM = 150,1) (PE = PM/2) 9 Objetivo - Determinar o teor de resíduo mineral fixo (RMF) em alimentos. Materiais - Amostras: Frutas e hortaliças. - Balança analítica. - Estufa estabilizada a 105°C. - Forno mufla estabilizada a 550°C. - Dessecador com sílica gel. - Cadinho de porcelana. - Pinça Metálica. - Espátula metálica. - Tela de amianto. - Tripé de amianto. - Bico de Bunsen (ou manta aquecedora). - Luvas antitérmicas. Procedimento - Coloque o cadinho previamente higienizado na estufa (105ºC) por 24h. - Retire-o com auxílio da pinça metálica e coloque-a no dessecador (contendo sílica gel) até que o cadinho alcance a temperatura ambiente. - Ligue a balança e estabilize-a. - Retire o cadinho do dessecador com auxílio da pinça e transfira para a balança e anote o seu peso. - Pese 2 a 5g da amostra no cadinho (com auxílio da espátula, para amostras sólidas ou pipeta para liquidas). - Coloque o cadinho em manta aquecedora ou Bico de Bunsen para carbonizar. O fim da carbonização dá-se quando não mais saírem filetes de fumaça, indicando que toda matéria foi carbonizada. Aula 4. DETERMINAÇÃO DE RESÍDUO MINERAL FIXO (RMF) EM ALIMENTOS 10 - Segurar o cadinho, com auxílio de uma pinça e luva pelo lado de fora e leve até o forno mufla. - Aumentar a temperatura de 50 em 50°C até que se chegue a 550°C. - Incinerar por 4 a 6 horas consecutivas, até obter-se um resíduo de cor cinza claro. - Retirar o cadinho da mufla e transferi-lo com uma pinça e luvas para a estufa (105°C); por 1h para reduzir a temperatura. - Transferir para o dessecador e resfriar por 30min. - Anote o peso e prossiga com os cálculos. Cinzas ou RMF (%) = A x 100 P Onde: A = peso das cinzas (g); P = peso da amostra (g) 11 Determinação de açucares redutores em sucos de frutas pelo Método Eynon Lane Objetivo - Determinar o teor de açúcares redutores em alimentos. Material - Erlenmeyer de 250 mL. - Bureta de 25 mL. - Pipetas 10 mL. - Chapa de aquecimento. - Agitador magnético. Reagentes - Sulfato de cobre P.A. - Tartarato duplo de sódio e potássio. - Glicose P.A. - Azul de metileno. - NaOH P.A. Preparo dos Reagentes a) Solução de Glicose Padrão P.A: Pesar exatamente 5g de glicose e dissolver em balão de volumétricode 1000 mL. b) Licor Soxlet: O licor de Soxlet é obtido a partir da mistura de partes iguais de 2 soluções A e B. SOL. A: Pesar 34,639 g de sulfato de cobre e completar para 500mL com água destilada. SOL. B: Pesar 173 g de taratarato duplo de Na e K e dissolver em sol. de NaOH, contendo 50g com cerca de 200-300mLe completar o vol. p/ 500mL com água destilada. Deixar em repouso e filtrar. C) Solução de azul de Metileno 1%: Pesar 1g de azul de metileno e dissolver em 100 mL de água destilada. Aula 5. DETERMINAÇÃO DE CARBOIDRATOS EM ALIMENTOS 12 Padronização da solução de glicose - Encher uma bureta de 25mL com solução de glicose 5g/1000mL. - Adicionar em erlenmeyer partes iguais (50 mL de cada) das soluções A e B do licor de Soxlet, e misturar até que a solução se torne homogênea. - Em outro frasco erlenmeyer de 250 mL adicionar 10 mL da mistura A e B + 100 mL de água destilada e aquecer o erlenmeyer em chapa de aquecimento até ebulição, de modo que não haja projeções do líquido nem cesse a ebulição. - Após o início da ebulição, deixar cair da bureta a solução de glicose num ritmo de duas gotas a cada 10 segundos, até que o líquido do erlenmeyer se torne marrom. - Adicionar 2 a 3 gotas da solução indicadora azul de metileno e continuar a titulação prestando atenção na espuma, pois é nela que se nota o início da mudança de cor (cor vermelho/tijolo). Em caso de dúvida, acrescentar mais 1 gota do indicador, porém não se deve usar mais do que 4 gotas do azul de metileno. - Assim que virar a cor ( ficar tijolo) ler o volume gasto na bureta da solução padrão de glicose. - Repetir tudo descrito anteriormente, com a única diferença que o acréscimo de glicose seja adicionado a frio numa quantidade equivalente ao total gasto anteriormente, menos 1 ml. - Após ebulição adicionar 2 gotas de azul de metileno e titular. - Repetir esta operação tantas vezes quanto necessário, até que duas leituras consecutivas não dêem diferença superior a 1 mL. Fazer a média do vol. gasto. Cálculo do Título do Licor de Soxlet - Suponha-se que a média das leituras executadas seja X mL. Se a solução de glicose contém 5g desse monossacarídeo em 1000 mL, em cada mL teremos 0,005g e nos X mL gastos (VG), 0,005g VG de glicose. 5g -------1000 mL X g -------1mL x = 0,005g 13 Se o cobre contido em 10mL do licor foi reduzido por ------ 0,005g VG de glicose 1mL--------------------------------------- Y Y = 0,0005g VG de glicose Título = 0,0005g VG de glicose Exemplo: Se o VG for 12,0 o título do licor será 0,0005 x 12 = 0,006 Determinação de açúcar redutor em sucos de frutas - O procedimento é idêntico à determinação do título do licor de Soxlet, com a diferença de que será utilizada ao invés da solução de glicose de concentração conhecida, uma solução de concentração desconhecida e um licor que tem agora o título determinado. - Preparar um suco de fruta e filtrá-lo em algodão - Fazer uma diluição (25mL em 100mL). - Transferir o suco diluído para a bureta de 25mL. - Adicionar 10 mL da mistura A e B em erlenmeyer de 250mL e 100 ml de água destilada. - Aquecer o erlenmeyer até a ebulição. - Deixar cair da bureta a solução de caldo até que o líquido do erlenmeyer se torne achocolatado. - Adicionar 2 a 3 gotas de azul de metileno e continuar a titulação prestando atenção a espuma. - Interromper a titulação quando aparecer o precipitado de cor vermelho/tijolo e anotar o volume gasto. - Repetir a operação e tirar a média do VG. Cálculo dos redutores da amostra - Suponha-se que uma sol. diluída de suco ( 25mL em 100mL) foram gastos 5,2mL p/ reduzir o cobre de 10mL de um licor de Soxlet que agora tem um título determinado. - Então seria 5,2 x 25/100 = 1,3 mL, se a solução não estivesse diluída. - Sendo o título do licor é 0,006 em 10mL, dele terão 0,06g de glicose: 1,3 mL------------0,06 g de glicose 100 mL -------------- Y Y = 4,62g de açucar redutor em 100 mL de suco 14 Aula 6. PIQ DE MEL Dosagem de Acidez – baseia-se na titulação da acidez livre do produto por uma solução alcalina, utilizando como indicador a solução alcoólica de fenolftaleína a 1%. Sendo que o mel de abelhas não poderá conter adição de corretivos de acidez. Podendo se apresentar parcialmente cristalizado, mas sem caramelização ou espuma superficial. É permitido seu aquecimento até 70°C, desde que sua atividade enzimática seja mantida. Material: -Erlenmeyer de 250 mL; -Proveta de 50 mL; -Bureta de 25 mL; -Béquer de 100 mL; -Balança analítica; -Bastão de vidro. Reagentes: -Solução de hidróxido de sódio 0,01N fatorada; -Solução de fenolftaleína a 1%; -Água destilada. Procedimento: -Pesar 2g de amostra no béquer de 100mL; -Adicionar 20mL de água destilada e dissolver a amostra, com ajuda do bastão de vidro; -Transferir para o Erlenmeyer de 250mL, lavando o béquer 3 vezes, utilizando 10mL de água por vez; -Adicionar 2 gotas de fenolftaleína a 1%; -Titular com solução de hidróxido de sódio 0,01N até coloração rósea constante. 15 Interpretação e Cálculo: Anotar o volume gasto na titulação e calcular a quantidade de ácido fórmico (m/m) Reação de Lugol – baseia-se na reação das dextrinas, presentes na glicose comercial, com o lugol, originando produtos corados, cuja intensidade depende do teor de dextrinas presente na glicose. Material: -Béquer de 50 mL; -Proveta graduada de 50 mL; -Pipetas graduadas de 1 mL e 10 mL; -Bastão de vidro. Reagentes: -Solução de lugol – 1 g de iodo ressublimado, -3 g de iodeto de potássio e 50mL de água. Procedimento: - Transferir 10 mL da amostra para o béquer de 50 mL; - Adicionar 10 Ml de água destilada; - Adicionar 1 mL da solução de lugol; - Observar a coloração desenvolvida. Interpretação: Em presença de glicose comercial a solução ficará colorida de vermelho ou violeta. A amostra normal apresentará coloração caramelo. 16 Extração de Lipídios – Método Bligh e Dyer Objetivo - Apresentar um método prático e versátil, para extrair todas as classes de lipídios. Material: - Amostras: Batata chips, Salgadinhos, abacate, doce de coco/amendoim. - Tubos de ensaio de 240 x 20 mm (capacidade aproximada de 90 mL com tampa rosca). - Tubos de ensaio de 150 x 15 mm (capacidade aproximada de 30 mL com tampa rosca). - Agitador de tubos. - Metanol P.A. - Clorofórmio P.A. - Sulfato sódio anidro P.A. - Solução de Sulfato sódio 1,5%. - Placas de Petri pequenas ou béquer de 25 mL. - Pipeta graduada de 20 mL. - Pêra p/ sucção. - Funil p/ filtração e papel filtro. - Estufa de ar quente Procedimento - Pesar entre 2,0 e 2,5g (amostra com teor de gordura acima de 20%) ou entre 3,0 e 3,5g (amostra com teor de gordura abaixo de 20%). É essencial que as amostras estejam trituradas. - Transferir as quantidades pesadas para os tubos de ensaio de 70 mL e adicionar exatamente 10 mL de clorofórmio, 20 mL de metanol e 8 mL de água destilada, tampando hermeticamente o tubo. - Colocar os tubos no agitador rotatório por alguns minutos (aproximada/ 15 minutos). Aula 7. DETERMINAÇÃO DE LIPÍDIOS EM ALIMENTOS 17 - Em seguida, adicionar 10 mL de clorofórmio e 10 mL de solução de sulfato sódio 1,5%. Tampar e agitar por mais 2 minutos. - Essa alteração na proporção dos solventes, causa a separação do clorofórmio, por ser mais denso do que o metanol e a água,irá p/ a camada inferior do sistema. Todos os lipídios da amostra estarão contidos na camada clorofórmica. Na camada superior, constituída de metanol e água, estarão contidas as substâncias não lipídicas. - Deixar separar as camadas de forma natural. - Retirar cuidadosamente com pipeta, entre 13 e 15 mL da camada inferior (clorofórmio) e colocá-los no tubo de 30 mL. - Adicionar 1g de sulfato sódio anidro, tampar e agitar p/ remover os traços de água que invariavelmente são arrastados na pipetagem. - Filtrar rapidamente em um funil pequeno, usando papel de filtro; onde a solução deve ficar límpida. - Medir exatamente 5 mL do filtrado e despejá-los num béquer de 25 mL, previamente pesado. - Colocar o béquer contendo o filtrado e leva-lo para estufa à 100oC até peso constante, para evaporar o solvente. - Resfriar em dessecado e pesar (P1) Resultados e Cálculos: - Com o peso da gordura, calcular a % de lipídios totais em 100g de amostra, através da fórmula abaixo: % lipídios totais = P1 x 4 x 100 peso da amostra (g) 18 Aula 8. PIQ DE ÓLEOS E GORDURAS Índice de Acidez - Baseia-se na neutralização dos ácidos graxos livres até o ponto de equivalência, por uma solução alcalina, utilizando fenolftaleína como indicador. A acidez, por definição, corresponde ao número de mililitros de solução normal alcalina necessários para neutralizar os ácidos graxos livres presentes em 100g de gordura ou óleo. Materiais: -Balança analítica; -Pipeta graduada de 5 mL; -Proveta graduada de 50 mL; -Bureta de 25 mL; -Suporte para bureta; -Erlenmeyer de 250 mL. Reagentes: -Solução 0,1N de NaOH ou KOH; -Solução alcoólica de fenolftaleína a 1%; -Mistura álcool : éter 1:2 v/v neutralizada. Procedimento: -Pesar 2 g de amostra no erlenmeyer; -Adicionar 25 mL da mistura álcool:éter 1:2 v/v neutralizada; -Dissolver completamente a amostra, por rotação; -Adicionar, com o auxílio da pipeta, 5 mL de solução alcoólica de fenolftaleína a 1%; -Dosar os ácidos graxos livres por solução alcalina 0,1N até leve coloração rósea persistente. Resultados e interpretação: -Anotar o volume gasto e calcular em mL de solução molar % v/m ou em ácido oléico% m/m. 19 -Acidez em solução molar, %, v/m = vxfx10 P Acidez em ácido oléico, %, m/m = vxfcx100x0,0282 P v = n° de mL de solução de hidróxido de sódio 0,1M gasto na titulação fc = fator de correção da solução de hidróxido de sódio P = n° de g da amostra 20 Método formol (somente p/ leite) Objetivo - Determinar o teor de proteínas em leite. Material - H2O destilada; - Oxalato de Potássio 28%; - Fenolftaleína 1%; Hidróxido de Sódio 0,1N; Formaldeído 35-40%. - 02 Erlenmeyer de 125 mL; - 02 pipetas graduadas de 10 mL; - 02 pipetas graduadas de 1mL; 01 pipeta graduada de 2 mL. Procedimento - Transferir 10 mL da amostra a 20ºC para um erlenmeyer de 125 mL. - Adicionar 10 mL de água destilada recentemente fervida e resfriada e 0,4 mL de Oxalato de Potássio 28% (m/v) S.R. Repousar por 2 min. - Adicionar 1 mL de fenolftaleína 1%(m/v) alcoólica neutralizada S.I. e titular com solução de Hidróxido de Sódio 0,1 mol/L S.V. até ficar levemente rosado. - Adicionar 2 mL de formaldeído 35-40% (v/v) e aguardar 20 segundos. - Titular com solução de Hidróxido de Sódio 0,1 mol/L S.V. até viragem levemente rosada. - Anotar o volume gasto (mL). Fator Acidez do Fomol (Análise do Branco) - Transferir 2 mL de formaldeído 35-40% (v/v) para um erlenmeyer de 125 mL. - Adicionar 10 mL de água destilada e 1 mL de fenolftaleína 1%(m/v) alcoólica neutralizada S.I. - Titular com solução de Hidróxido de Sódio 0,1 mol/L S.V. - Anotar o volume gasto (FAF). Aula 9. DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS EM ALIMENTOS 21 Cálculo % Proteína = (mL – FAF) x 1,747 Onde: mL = Volume de Hidróxido de Sódio 0,1 mol/L gastos na 2ª titulação. FAF = Fator acidez do formol. Observação: 0,10 mol/L- em cada litro de solução encontramos 0,1 mol do soluto. Pesquisa de Enzimas Peroxidase - baseia-se na ação da peroxidase presente no leite pasteurizado adequadamente, sobre a água oxigenada, liberando oxigênio atômico, que por sua vez oxida o guaiacol originando a formação de um anel de coloração salmão. Tem por objetivo avaliar o grau de pasteurização, isto é, se o processo transcorreu dentro de uma faixa de temperatura adequada ou se ultrapassou esses limites. Material: -Pipeta de 5 mL; -Tubo de ensaio; -Estante para tubo de ensaio. Reagentes: -Água oxigenada 10 volumes; -Solução alcoólica de guaiacol a 2%. Procedimento: -Pipetar 5 mL da amostra e colocar o tubo de ensaio; -Juntar 5 gotas desolução alcoólica de guaiacol a 2% e 3 gotas de água oxigenada a 10 volumes; Aula 10. PIQ DO LEITE 22 -Observar a coloração no tubo. Interpretação: Coloração da Amostra Interpretação Formação de um anel salmão Leite Pasteurizado adequadamente (temperatura inferior a 80°C) Coloração inalterada Leite Pasteurizado inadequadamente (temperatura superior a 80°C) 23 12. ROTEIRO PARA PESQUISAS DE LEGISLAÇÕES DE ALIMENTOS 13.1. Ministério da Agricultura Pecuária e Abastecimento (MAPA) http://www.agricultura.gov.br/ 24 Digitar o nome do alimento que deseja informações. Em seguida clicar em pesquisar. 25 13.2. Agencia Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA) http://portal.anvisa.gov.br/wps/portal/anvisa/anvisa/home 26 Pesquisar o alimento de interesse e baixar portaria. 27 Exemplo: Alimentos “Light Clicar na legislação 28 29 30 13. LAUDO DAS ANÁLISES 31 14. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ANDRADE, E.C.B. Análise de Alimentos: Uma visão Química da Nutrição. Editora Varela. 2006. 238p. CECCHI, H. M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. 2.ed. Campinas: Editora Unicamp, 2003. 212p. GOMES, J.C.; OLIEVEIRA, G.F. Análises Físico-Químicas de Alimentos. Viçosa, MG: Ed. UFV, 2011. 303p. INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Métodos Físico-Químicos para Análise de Alimentos. 4. ed., Brasília, Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA), 2005. 1017p. PEREIRA. D.B.C.; SILVA, P.H.F.; COSTA JÚNIOR, L.C.G.; OLIVEIRA, L.L. Físico Química do Leite e Derivados: métodos analíticos. 2° ed.rev. ampl. Juiz de Fora: EPAMIG, 2001. 234p. PEREIRA, S.M.F. Apostila de Bromatologia. Faculdade de Medicina de Campos, Curso de Farmácia, Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2006, 102p. SILVA, D.J.; QUEIROZ, A.C. Análise de alimentos: métodos químicos e biológicos. 3. Ed., Viçosa, MG: Ed. UFV, 2005. 235p. VICENZI, Paulo. Apostila de Bromotologia. Universidade Regional do Noroeste Do Estado Do RS (UNIJUI)./ Departamento de Ciências da Saúde/Curso de Nutrição. 79p.
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