APOSTILA HEMATO UNB

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SUMÁRIO 
 
 
Normas para utilização do laboratório de aulas práticas 
Focalização no microscópio óptico.......................... 
Introdução ................................................................ 
Coleta de sangue 
Contagem global de eritrócitos................................. 
Determinação do hematócrito................................... 
Determinação da hemoglobina.................................. 
Índices eritrocitométricos.......................................... 
Contagem global de leucócitos................................. 
Coloração das Extensões sanguíneas........................ 
Fórmula leucocitária................................................. 
Contagem de reticulócitos........................................ 
 
Hemostasia 
 Cuidados especiais.............................................. 
 Contagem de plaquetas........................................ 
 
 
 
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Normas para utilização do laboratório de aulas práticas – 
Disciplina de Hematologia Clínica 
 
 
 
1. Bolsas, mochilas e todo material não necessário para atividade prática não deve 
permanecer sobre a bancada durante a atividade prática. Separe apenas o material que será 
utilizado. 
 
2. É obrigatório o uso de equipamento de proteção individual (avental manga longa, luvas), 
calça comprida e sapato fechado dentro do laboratório de aulas práticas. Não é permitido 
o uso de sandálias dentro da área laboratorial. 
 
3. Aventais e luvas utilizados no laboratório não devem ser utilizados nas áreas de café ou 
salas de aula e devem-se seguir as seguintes normas para sua utilização: 
 retirá-lo antes de sair do laboratório 
 lavá-lo separadamente de outras roupas 
 no laboratório, o avental deve ser fechado com todos os botões quando estiver sendo 
usado. 
 
4. Não usar cabelo solto, quando for longo. 
 
5. As unhas devem estar, preferencialmente, curtas. 
 
6. Evitar o uso de jóias e bijuterias (anéis com reentrâncias, pulseiras e colares que possam 
tocar a superfície de trabalho). 
 
7. O equipamento de proteção individual deve ser utilizado por todo o pessoal existente no 
laboratório e não apenas pelos que estiverem trabalhando no momento. 
 
8. Evitar o manuseio de maçanetas, telefones celulares, puxadores de armários, ou outros 
objetos de uso comum por pessoas usando luvas durante a execução de atividades em que 
material biológico esteja sendo manipulado. Verificar sempre a integridade das luvas 
antes de sua utilização. 
 
9. Não consumir alimentos e bebidas no laboratório. 
 
10. É expressamente proibido fumar dentro do laboratório. 
 
11. Evitar perturbar ou distrair quem esteja realizando algum trabalho no laboratório. 
 
12. Nunca pipetar ou sugar diretamente com a boca materiais biológicos ou reagentes, utilizar 
pêra ou pipetador. 
 
 
 
 
 
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13. Reagentes e materiais derramados devem ser limpos imediatamente de maneira segura. 
No caso de material biológico, utilizar solução de hipoclorito no local onde foi derramado. 
 
14. Relatar qualquer tipo de acidentes ou incidentes ocorridos no laboratório ao professor. 
 
15. Seguir os procedimentos de descarte adequados para cada reagente ou material de 
laboratório. Lavar as mãos ao final dos procedimentos de laboratório e descartar as luvas e 
seringas no lixo branco (descarte de materiais potencialmente contaminados). Agulhas e 
materiais pérfuro-cortantes devem ser descartadas no DESCARPAX. 
 
16. É TERMINANTEMENTE PROÍBIDO O USO DE CEULAR DENTRO DO 
LABORATÓRIO. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Focalização no microscópio óptico 
 
A intensidade luminosa é regulavel: aumenta-se a intensidade luminosa subindo o 
condensador e abrindo o diafragma ou diminui-se a intensidade luminosa descendo o 
condensador e baixando o diafragma. 
No que diz respeito à microscopia óptica, existem dois métodos fundamentais de 
observação, baseados no tipo de preparação a observar: 
Se a lâmina não está corada (recoberta com lamínula, câmara de Neubauer), a observação 
é feita com objectivas secas do seguinte modo: 
1. Descer o condensador e subir o diafragma para que a iluminação não seja muito 
intensa, já que as lâminas não estão coradas. 
2. Com a objetiva de 10x escolhe-se o pormenor a observar. 
3. Seguidamente focar com a objetiva de 40x, fazendo uma primeira aproximação da 
objetiva à lâmina por controle visual externo (o que é isso???), e só depois a 
focagem por afastamento usando o parafuso macrométrico e posteriormente o 
micrométrico para focagem final. 
Se a lâmina está corada, a observação é feita com objetivas de imersão, procedendo do 
seguinte modo: 
4. Subir o condensador, abrir o diafragma e regular a intensidade da fonte luminosa 
no máximo, de modo a conseguir-se uma iluminação intensa, apropriada à 
observação de lâmina coradas. 
5. Colocar uma gota de óleo de imersão na lâmina e proceder à focagem. Primeiro 
aproximando a objetiva à lâmina com controle visual externo, seguidamente a 
focagem propriamente dita com o parafuso macrométrico e finalmente o 
aperfeiçoamento da focagem com o parafuso micrométrico. 
 
 
Microscópio óptico. 1-Ocular; 2-Revólver; 3-Objectiva; 4-Parafuso 
macrométrico; 5-Parafuso micrométrico; 6-Platina; 7-Espelho; 8-
Condensador 
 
 
 
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 INTRODUÇÃO 
 
Hemograma é o exame laboratorial de rotina para avaliação quantitativa e qualitativa dos 
elementos figurados do sangue. É coadjuvante indispensável das consultas médicas, pois sofre 
alterações nas doenças hematológicas e em variadas patologias. 
O hemograma inclui o eritrograma, o leucograma e o plaquetograma. 
No eritrograma estão incluídos a contagem de eritrócitos, dosagem de hemoglobina, 
determinação do hematócrito, cálculo dos índices eritrocitométricos e o exame da morfologia dos 
eritrócitos. 
O leucograma compreende a contagem global e diferencial de leucócitos e o exame da 
morfologia destas células. 
O plaquetograma inclui a contagem de trombócitos (plaquetas) e o exame da morfologia 
destas células. 
Resultados descritivos, quando passíveis de quantificação, mesmo subjetiva, devem ser 
expressos em cruzes, segundo a orientação internacional: 
1+ = alteração só notada com especial atenção 
2+ = notada, mas não chamativa 
3+ = nítida, evidente 
4+ = acentuada, presente em grande número da células 
A automação e a computadorização dos laboratórios de Hematologia iniciaram-se nos 
anos 50 e se tornaram obrigatórias nos laboratórios de grande porte. Os métodos manuais 
precisam ser conhecidos, pois são utilizados nos laboratórios de pequeno porte e mesmo nos 
maiores em situações excepcionais, como quando as contagens excedem a linearidade do 
instrumento ou quando o mesmo não está funcionando. 
A observação microscópica de extensões sanguíneas coradas é indispensável mesmo 
em laboratórios que possuem equipamentos automatizados de última geração. 
 
 
 
 
 
 
 
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COLETA DE SANGUE 
 
Precauções universais devem ser seguidas na coleta de sangue e todas amostras devem 
ser tratadas como potencialmente infecciosas. 
Alguns fatores fisiológicos podem afetar os resultados dos testes. Estes fatores incluem 
a postura (supino ou erecta), ritmo circadiano, exercícios, stress e dieta. Há diminuição do 
volume plasmático ao passar-se do repouso na horizontal à deambulação, o que aumenta as cifras 
hematimétricas em 2 a 5%; há também uma elevação nonúmero de leucócitos da manhã para a 
tarde. Estas diferenças são clinicamente irrelevantes, não impedindo a coleta de sangue para 
hemograma em qualquer horário. Deve-se evitar a coleta após exercícios físicos que causam 
aumento do número de leucócitos e após duas horas de realizar as refeições ricas em gorduras. 
Para o hemograma, utilizamos sangue colhido de veia periférica. As veias superficiais 
da superfície anterior do braço são os sítios mais comuns para a venopunção. As veias mais 
usadas são as veias cefálica, basílica e a cubital média. 
Deve-se utilizar seringas de plástico e agulhas descartáveis (calibre 0,7 ou 0,8 mm). 
Tubos a vácuo e agulhas bipolares bem como butterfly ou escalpes também podem ser utilizados. 
O local da punção deve ser limpo com álcool etílico ou isopropílico 70%. O garrote 
deve ser aplicado 3-4 polegadas (10 cm aproximadamente) acima do local da punção e o 
garroteamento não pode exceder a 1 minuto. 
O material colhido deve ser dispensado em tubos contendo sal dissódico ou dipotássico 
do ácido etilenodiaminotetracético (EDTA) na proporção de 1 mg por ml de sangue. Este é o 
anticoagulante de escolha para realização do hemograma, pois preserva a morfologia celular por 
até 24 horas, quando a amostra é armazenada à 4C. Excesso de EDTA ou escassez de sangue 
causa desidratação dos eritrócitos e alteração do hematócrito. Excesso de sangue ou escassez de 
EDTA acarreta falhas na coagulação, possibilitando a formação de microcoágulos onde são 
consumidas células sanguíneas diminuindo suas contagens. 
 
 
 
 
 
 
 
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CONTAGEM GLOBAL DE ERITRÓCITOS 
 
A contagem de glóbulos consiste em diluir o sangue em uma proporção exata, em diluente 
específico e examinar em microscópio, por meio de câmaras especiais, uma pequena quantidade 
da amostra. Contam-se as células e calcula-se o número destas por volume de sangue. 
 
Material e Reagentes : 
 
1- Pipeta automática de 20L 
2- Câmara de contagem ou hemocitômetro tipo Neubauer 
3- Microscópio 
4- Solução diluente (líquido de Hayem): 
 
Bicloreto de mercúrio........................... 
Cloreto de sódio................................... 
Sulfato de sódio................................... 
Água destilada qsp............................... 
0,25 g 
0,5 g 
2,5 g 
100 mL 
 
Método : 
 
1- A diluição deve ser feita em tubo, pipetando-se 20L de sangue e 4mL da solução 
diluente. Temos assim uma diluição 1:200. 
2- Homogenizar e preencher a área reticulada da câmara. 
3- Deixar sedimentar por 3 minutos e contar ao microscópio com aumento de 400x. 
4- Contar no retículo central 5 pequenos quadrados. 
5- Aplicar a fórmula para determinar o número de eritrócitos por mm3 de sangue. 
no. de glóbulos contados nos 5 quadrados = no. de glóbulos em 0,1 mm3 
no. de eritrócitos/mm3 = no. de glóbulos contados nos 5 quadrados x 5 x 10 x 200. 
 Portanto : no. de eritrócitos/mm3 = no. de glóbulos contados x 10.000. 
 
Valores Normais : 
 
Sexo masculino : 4.600.000 a 6.200.000/mm3 ou 4,6 a 6,2 x 10 12/L 
Sexo feminino : 4.200.000 a 5.200.000/mm3 ou 4,2 a 5,2 x 10 12/L 
 
Fontes de Erro e Comentários: 
 
1. O hemocitômetro e a lâmínula devem estar limpos. Poeira e marcas de dedos dificultam 
a distinção das células. 
 
2- O diluidor deve estar livre de contaminantes. 
 
3- Se as contagens estiverem muito abaixo ou muito acima do normal deve-se alterar a 
diluição. 
 
 
 
 
 
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DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO 
 
O hematócrito é o volume que os eritrócitos empacotados ocupam em um dado volume de 
sangue. Sua determinação consiste na centrifugação do sangue, medindo-se a percentagem de 
glóbulos vermelhos na coluna sanguínea obtida. 
 
Material : 
1- Tubos capilares, de diâmetro uniforme, simples ou heparinizados. 
2- Centrífuga para microhematócrito. 
 
Método : 
1- Colher sangue capilar em tubo capilar heparinizado, ou encher um capilar simples com 
sangue venoso colhido com anticoagulante por uma das extremidades até que falte 1cm para 
encher o capilar. 
2- Fechar a extremidade vazia do tubo fundindo o vidro com calor (bico de gás) evitando 
atingir a coluna de sangue. 
3- Colocar na centrífuga, com a extremidade fechada voltada para o circulo externo e 
centrifugar a 11.000 rpm durante 5 minutos. 
4- Ler no gráfico a percentagem da coluna de glóbulos vermelhos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Valores Normais : 
 
Sexo Masculino 
40-54% ou 0,40-0,54 L/L 
 
Sexo Feminino 
37-47% ou 0,37-0,47 L/L 
 
 
 
 
 
 
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Fonte de Erro e Comentários: 
1- A coleta do sangue deve ser bem feita, pois a introdução de fluido intersticial causa 
decréscimo no hematócrito. 
 
2- O selamento inadequado do tubo capilar causa um decréscimo do hematócrito como 
resultado da perda de sangue durante a centrifugação. 
 
3- Um decréscimo ou aumento do resultado pode ocorrer se a amostra não for 
apropriadamente homogeinizada. 
 
4- O tempo e a velocidade de sedimentação e o tempo decorrido para que os resultados 
sejam lidos são muito importantes. Centrifugação insuficiente ou retardo na leitura causam 
aumento do hematócrito. 
 
5- A camada de leucócitos não deve ser incluída na leitura do hematócrito, pois eleva 
falsamente o hematócrito. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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DETERMINAÇÃO DA HEMOGLOBINA 
MÉTODO DA CIANOMETAHEMOGLOBINA 
 
Princípio: 
 
 A hemoglobina é oxidada a metemoglobina pelo ferrocianeto de potássio. O cianeto de 
potássio converte metemoglobina em cianometemoglobina, cuja absorbância em 540 nm, é 
diretamente proporcional à concentração de hemoglobina. Todas as formas de hemoglobina são 
convertidas a cianometemoglobina, com exceção da sulfoemoglobina. 
 
Material e Reagentes : 
 
1- Tubos de ensaio 
2- Pipeta automática de 20 L 
3- Pipetas de 5 mL ou diluidores automáticos para 5 mL 
4- Espectrofotômetro 
5- Solução de Drabkin 
 
Bicarbonato de sódio............................ 
Cianeto de potássio.............................. 
Ferrocianeto de potássio....................... 
Água Destilada qsp.............................. 
1,0 g 
0,050 g 
0,200 g 
1000 mL 
 
Método : 
 
1- Pipetar 5 mL da solução de Drabkin em um tubo de ensaio. 
2- Pipetar 20 L de sangue da polpa digital ou venoso colhido com anticoagulante e transferir 
para o tubo contendo solução de Drabkin. 
3- Lavar a pipeta 3 vezes na solução, homogeneizar. Deixar em repouso por 10 minutos, à 
temperatura ambiente, para completa conversão da hemoglobina. Ler no espectrofotômetro, 
contra a solução de Drabkin, em comprimento de onda 540 nm. 
4- Ler Densidade Óptica (D.O.) e multiplicar pelo fator encontrado na curva de diluição do 
padrão de hemoglobina. 
 
Curva de Hemoglobina Padrão : 
 
Padrões de hemoglobina de concentração conhecida estão disponíveis no comércio. A partir 
do padrão, deve-se preparar soluções de hemoglobina de concentrações conhecidas (por exemplo, 
5, 10 15 e 20 g/100 mL) e fazer as determinações conforme o método acima; pode-se ainda usar o 
padrão somente na sua concentração inicial fazendo-se determinações em triplicatas. As D.O. 
obtidas, divididas pela concentração de hemoglobina, nos dará um fator que deverá ser o mesmo 
para as várias determinações; se houver pequenas variações, então o fator final será a média dos 
fatores encontrados. O fator deverá ser refeito, no mínimo, semanalmente ou sempre que mudar o 
diluidor. 
 
 
 
 
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Valores Normais : 
 Sexo masculino : 13,5 a 17,0 g/dL 
 Sexo feminino : 12,0 a 16,0 g/dL 
 
Fontes de Erro e Comentários: 
 
1- O reagente de Drabkin é sensível à luz e deve ser estocado em frasco ambar. Por contercianeto, deve ser usado com cautela. 
 
2- Altas contagens de leucócitos ( > 30,0 x 109/L ) podem causar turvação e resultados 
falsamente altos. Neste caso, a solução deve ser centrifugada e o sobrenadante medido. 
 
3- Lipemia pode interferir e um falso resultado pode ser corrigido adicionando 20L de 
plasma do paciente a 5 mL de reagente de Drabkin, sendo esta solução usada como branco. 
 
4- Hemoglobinas S e C podem ser resistentes a hemólise, causando turvação. Isto pode ser 
corrigido fazendo uma diluição 1:1 com água destilada e multiplicando a absorbância por 2. 
 
5- O reagente de Drabkin foi modificado por Van Kampen e Zylstra passando a ser 
preparado de seguinte forma: 
ferrocianeto de potássio..... 0,200g 
cianeto de potássio............ 0,050g 
KH2PO4 ............................ 0,140g 
Triton x-100...................... 1 mL 
água destilada qsp............. 1000 mL 
 
O reagente modificado reduz o tempo requerido para conversão de hemoglobina para 3 
minutos e o detergente funciona como um agente de lise extra, reduzindo também a turvação 
provocada por proteínas. 
 
 
Concentração do teste (g/dl) = (abs teste/abs padrão) X conc.padrão 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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ÍNDICES ERITROCITOMÉTRICOS 
 
Conhecendo o número de eritrócitos, a quantidade de hemoglobina e o valor do 
hematócrito, podemos calcular os índices eritrocitométricos. Esses índices são úteis para 
caracterizar os tipos de anemia, porém devem ser complementados como o estudo morfológico 
dos eritrócitos para o diagnóstico definitivo. 
 
Volume Corpuscular Médio (VCM) 
 
Indica o tamanho médio dos eritrócitos. É calculado a partir dos números obtidos na 
contagem dos eritrócitos. É a relação entre o hematócrito e o número de eritrócitos. 
 
VCM = Ht (L/L) 
 no de eritrócitos (1012/L) 
 
praticamente obtem-se o VCM pela fórmula 
 
VCM = . Ht (%) x 100 . 
 dois primeiros nos dos eritrócitos 
 
O resultado é dado em fentolitros (fL) 
 
Valores Normais : 80-98 fL 
 
 
Hemoglobina Corpuscular Média (HCM) 
 
É a quantidade de hemoglobina contida em um eritrócito. É a relação entre o valor 
encontrado da hemoglobina em g% e o número de eritrócitos por mm3 de sangue. 
 
HCM = Hb (g/L) 
 No de eritrócitos (1012/L) 
 
 
ou HCM = Hb (g/100 mL) x 100 
 dois primeiros nos dos eritrócitos 
 
O resultado é dado em picogramas 
 
Valores Normais : 27-32 picogramas 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Concentração da Hemoglobina Corpuscular Média (CHCM) 
 
É a concentração da hemoglobina encontrada em cada eritrócito. 
 
CHCM = Hb (g/dL) 
 Ht (L/L) 
 
O resultado é expresso em gramas de hemoglobina por dL de eritrócitos empacotados. 
 
 
Valores Normais 
32-36 g/dL 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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CONTAGEM GLOBAL DE LEUCÓCITOS 
 
Baseia-se no mesmo princípio da contagem de eritrócitos. 
 
Material e Reagentes : 
 
1- Pipeta automática de 20 L 
2- Câmara de contagem tipo Neubauer 
3- Microscópio 
4- Solução diluente (líquido de Turk) 
 
Ácido acético glacial............................ 
Violeta de genciana 1%........................ 
Água destilada qsp............................... 
10 mL 
10 mL 
1000 mL 
 
Método : 
 
1- A diluição deve ser feita em tubo, pipetando-se 20L de sangue e 0,38 mL de solução 
diluente. Temos assim uma solução 1:20. 
3- Homogeneizar e preencher a área reticulada da câmara. 
4- Deixar sedimentar por 3 minutos e contar ao microscópio com aumento de 100x. 
5- Contar todas as células coradas nos 4 quadrados externos do retículo da câmara de 
Neubauer. 
6- Aplicar a fórmula para determinar o número de leucócitos por mm3 de sangue : 
no.de leucócitos contados nos 4 quadrados = no.de glóbulos em 0,4mm3 
 
no.de leucócitos/mm3 = no.de glóbulos contados x 10 x 20 
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Portanto : no.de leucócitos/mm3 = no.de glóbulos contados x 50 
 
Valores Normais : 4.500 a 11.000/mm3 ou 4,5x109 a 11x109/L 
 
Fontes de Erro e Comentários: 
 
1- São válidas as mesmas recomendações feitas para a contagem de eritrócitos. 
2- Quando eritrócitos nucleados estão presentes na amostra eles não são lisados, sendo 
contados como leucócitos porque é impossível dintinguí-los no hemocitômetro. Se 5 ou mais 
eritrócitos nucleados em 100 leucócitos, são contados na diferencial, a contagem de leucócitos 
deve ser corrigida pela seguinte fórmula: 
 
contagem de leucócitos incorreta x 100 
número de eritrócitos nucleados em 100 leucócitos + 100 
 
 
 
 
 
 
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COLORAÇÃO DAS EXTENSÕES SANGUÍNEAS 
 
A coloração das extensões de sangue é feita com corantes especiais, baseados na 
mistura de Romanowsky. Este pesquisador observou que soluções envelhecidas de azul de 
metileno coravam em púrpura os núcleos dos leucócitos. 
Hoje sabemos que esse fato decorre do aparecimento de azures de metileno. As 
misturas tipo Romanowsky contém também eosina, portanto, soluções de eosinatos de azul e 
azures de metileno. Entre os corantes atualmente em uso, temos os corantes de Leishmann, 
Wright e Giemsa, todos contendo azul de metileno, eosina e azures de metileno e, por isso, 
conhecidos como misturas do tipo Romanowsky de corantes panóticos. Após aplicação destes 
corantes, temos basicamente 4 tipos de coloração, segundo a afinidade das estruturas celulares : 
 
a) afinidade pelo azul de metileno indica basofilia 
b) afinidade pelos azures indica azurofilia 
c) afinidade pela eosina, acidofilia ou eosinofilia 
d) afinidade por mistura complexa, neutrofilia 
 
Usamos o corante de Leishmann, que dá uma diferenciação celular muito boa, permitindo 
um bom estudo citológico. A extensão sanguínea corada presta-se a realização da contagem 
diferencial de leucócitos e ao estudo morfológico dos eritrócitos. 
 
Material e Reagentes : 
 
1- Lâminas de vidro 
2- Corante 
eosina-azul de metileno seg. Leishmann...................1,2 g 
Álcool metílico absoluto.........................................1000 mL 
 
Coloração 
 
1- O material (sangue, medula óssea, etc) deve ser distendido sobre lâmina de vidro e 
seco ao ar. Recomenda-se a utilização do sangue antes de entrar em contato com o anticoagulante. 
Entretanto, as dificuldades no momento da coleta impedem este procedimento. Permite-se então a 
utilização do sangue anticoagulado, preferencialmente dentro de 3 horas após a coleta. 
2- Colocar o corante sobre as extensões até cobri-lo completamente e deixar por 4 
minutos (tempo de fixação). 
3- Colocar sobre o corante a mesma quantidade de água destilada de pH neutro e deixar 
14 minutos (fase de coloração). 
4 - Lavar a lâmina com água corrente. Limpar o verso da lâmina e deixar secar à 
temperatura ambiente. 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Coloração Alternativa: 
Método de Leishman ou May-Grunwald-Giemsa, mod. por Rosenfeld 
- Fixação: sobre a extensão de sangue, dessecada ao ar, colocar um número x de gotas 
(quantidade de gotas capaz de preencher toda a lâmina) do Corante de Leishman ou de May-
Grunwald-Giemsa mod. por Rosenfeld, e aguardar 3 minutos. 
- Coloração: sem desprezar o corante, acrescentar um igual número de gotas de água de 
coloração, homogeneizar (assoprando com a pipeta) e aguardar 10 minutos. Lavar em água 
corrente e deixar secar ao ar. 
 
 
Método de May-Grunwald-Giemsa 
- Fixação: sobre a lâmina, colocar um número de gotas do Corante de May-Grunwald 
(quantidade de gotas capaz de preencher toda a lâmina) e aguardar 3 minutos. 
- Coloração(1): acrescentar um igual número de gotas de água de coloração, 
homogeneizar e aguardar 1 minuto. 
- Coloração (2): desprezar o corante anteriormente colocado sobre a lâmina e, sem lavá-
la, acrescentar uma solução do Corante de Giemsa, recentemente preparado (3 gotas de corante 
para cada 2 ml de água de coloração). Aguardar de 20 a 30 minutos. Lavar em água corrente e 
deixar secar ao ar. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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FÓRMULA LEUCOCITÁRIA 
 
 
A fórmula leucocitária, também denominada contagem diferencial ou específica dos 
leucócitos, consiste em determinar a proporção existente entre as distintas variedades de 
leucócitos. 
Examinar com objetiva de imersão em óleo a extensão corada pelo corante de 
Leishmann. O exame deve começar na parte mais fina da extensão contando-se 50 leucócitos no 
centro e 50 leucócitos na borda da extensão, totalizando-se assim 100 células. A contagem é feita 
anotando separadamente cada tipo de leucócito que for encontrado. 
Para as necessidades de rotina, basta contar 100 ou 200 leucócitos, expressando os 
resultados em percentagem. Quanto maior o número das células contadas mais exatos serão os 
resultados percentuais obtidos. 
Cada uma das cinco variedades normais de leucócitos mantém-se em proporção 
numérica constante. A percentagem de cada um dos diversos leucócitos constitui a fórmula 
leucocitária relativa. Para ter-se conhecimento mais preciso da modalidade da reação 
leucopoética, é indispensável estabelecer, também, a fórmula leucocitária absoluta, a qual 
consiste em determinar o número de cada tipo de leucócito por mm3 de sangue. A fórmula 
leucocitária absoluta calcula-se a partir da fórmula leucocitária relativa e do número global de 
leucócitos por mm3 de sangue. Basta multiplicar a percentagem encontrada de cada leucócito 
pelo número global e dividir o resultado por cem. 
 
 
SÉRIE BRANCA – VALORES NORMAIS EM UM INDIVÍDUO ADULTO 
 
Valores Normais 
 
Relativa (%) Absoluta (mm3) 
neutrófilos bastonetes 0-5 0-700 
neutrófilos segmentados 50-70 1800-7000 
eosinófilos 1-4 50-450 
basófilos 0-1 0-100 
linfócitos 20-40 1000-4800 
monócitos 3-7 150-800 
 
SÉRIE BRANCA – VALORES NORMAIS EM CRIANÇAS 
 
 
 Recém-nascido 2 dias 8 dias 
 % /mm3 % /mm3 % /mm3 
Leucócitos (VN/mm3) - 9.000 – 22.000 - 9.000 – 22.000 - 9.000 – 22.000 
Neutrófilos (total) 28 – 64 4.140 – 10.120 28 – 64 4.140 – 10.120 27- 64 4.095 – 10.010 
Bastonetes 4 -8 540 – 1.320 4 -8 540 – 1.320 3 – 7 450 – 1.100 
Segmentados 24 – 56 3.600 – 8.800 24 – 56 3.600 – 8.800 24 – 57 3.645 – 8.910 
Eosinófilos 1 – 3 180 – 440 1 – 3 180 – 440 2 – 4 270 – 660 
Basófilos 0 – 1 45 – 110 0 – 1 45 – 110 0 – 1 45 – 110 
Linfócitos 21 – 41 2.790 – 6.820 21 – 41 2.790 – 6.820 27 – 51 3.510 – 8.580 
Monócitos 7 – 16 1.035 – 2.530 7 – 16 1.035 – 2.530 6 – 12 810 – 1.980 
 
 
18 
 
 
 
 
 
 14 a 90 dias 6 a 9 meses 1 ano 
 % /mm3 % /mm3 % /mm3 
Leucócitos (VN/mm3) - 9.000 – 22.000 - 5.500 – 12.500 - 5.500 – 12.500 
Neutrófilos (total) 27- 64 4.095 – 10.010 24 – 52 2.090 – 4.750 24 – 52 2.090 – 4.750 
Bastonetes 3 – 7 450 – 1.100 2,5 - 5,5 220 – 500 2,5 - 5,5 220 – 500 
Segmentados 24 – 57 3.645 – 8.910 21,5 – 46,5 1.870 – 4.250 21,5 – 46,5 1.870 – 4.250 
Eosinófilos 2 – 4 270 – 660 1,5 – 3,5 137,5 – 312,5 1,5 – 3,5 137,5 – 312,5 
Basófilos 0 – 1 45 – 110 0 – 1 27,5 – 62,5 0 – 1 27,5 – 62,5 
Linfócitos 27 – 51 3.510 – 8.580 32 – 72 2.860 – 6.500 32 – 72 2.860 – 6.500 
Monócitos 6 – 12 810 – 1.980 4 - 8 330 - 750 4 - 8 330 - 750 
 
 
 
 2 anos 3 anos 4 a 7 anos 
 % /mm3 % /mm3 % /mm3 
Leucócitos (VN/mm3) - 5.000 – 12.000 - 5.000 – 12.000 - 5.000 – 11.000 
Neutrófilos (total) 27 – 60 2.000 – 4.800 27 – 60 2.000 – 4.800 30 - 63 2.325 – 5.115 
Bastonetes 2 – 5 175 – 420 2 – 5 175 – 420 2 – 5 175 – 385 
Segmentados 25 – 55 1.825 – 4.380 25 – 55 1.825 – 4.380 28 – 58 2.150 – 4.730 
Eosinófilos 1 – 3 100 – 240 1 – 3 100 – 240 1 – 3 100 – 220 
Basófilos 0 – 1 25 – 60 0 – 1 25 – 60 0 – 1 25 – 55 
Linfócitos 30 – 64 2.500 – 6.000 30 – 64 2.500 – 6.000 24 – 56 2.000 – 4.400 
Monócitos 3 – 7 250 – 600 3 – 7 250 – 600 3 – 7 250 – 550 
 
 
 
 8 a 12 anos 
 % /mm3 
Leucócitos (VN/mm3) - 4.500 – 11.000 
Neutrófilos (total) 38 – 66 2.340 – 5.720 
Bastonetes 2 – 5 157,5 – 385 
Segmentados 36 – 61 2.182,5 – 5.335 
Eosinófilos 1 – 3 90 – 220 
Basófilos 0 – 1 22,5 – 55 
Linfócitos 20 – 42 1.395 – 3.410 
Monócitos 3 – 7 225 - 550 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
19 
 
 
CONTAGEM DE RETICULÓCITOS 
 
O reticulócito é o último estágio de eritrócito imaturo e ainda contém RNA citoplasmático 
remanescente. 
A visualização dos reticulócitos se faz pela coloração deste RNA residual com corantes 
supravitais. Coloração supravital é aquela realizada após a morte somática e antes da morte 
molecular da célula. A contagem de reticulócitos é um meio simples de avaliar a velocidade de 
produção de células vermelhas, ou seja, a atividade eritropoética da medula óssea. 
 
Material e Reagentes: 
 
1- Tubos de ensaio 11x75 mm 
2- Lâminas de vidro 
3- Solução corante 
azul cresil brilhante................................ 1,0 g 
solução fisiológica 0,9%.........................100 mL 
4- Microscópio 
 
Método : 
 
1- Colocar 2 gotas de sangue e 2 gotas da solução corante em um tubo de ensaio 11x75 
mm. 
2- Misturar e incubar a 37oC por 30 minutos. 
3- Após este tempo, fazer esfregaço, secar. Examinar em objetiva de imersão. 
 4- Contar, em 10 campos aleatórios, o número de eritrócitos e de reticulócitos por campo. 
Calcular a % de reticulócitos, conforme o exemplo: 
 Ex. Em 10 campos foram contados 2500 eritrócitos e 22 reticulócitos 
22 ---------- 2500 
 x ------------ 100 
 x = 0,88% 
 
5- Conhecendo o número absoluto de eritrócitos podemos calcular o número de 
reticulócitos por mm3. 
 
no de reticulócitos/mm3 = % de reticulócitos x no de eritrócitos/mm3 
 100 
 
Valores Normais 
 
0,5 a 2,0 % 
24.000 - 84.000 / mm3 ou 24 a 84.109 / L 
 
 
 
 
Correção da contagem de reticulócitos: 
 
 
20 
 
 
 
Em amostras com hematócrito baixo, a porcentagem de reticulócitos pode estar 
falsamente elevada porque o sangue total contem poucos eritrócitos. 
Um fator de correção é usado, considerando que o hematócrito médio normal é 0,45 L/L. 
reticulócito corrigido = reticulócito ( % ) x Hematócrito ( L/L ) 
 0,45 
 
Índice Reticulocítico: 
 
Os reticulócitos podem ser liberados da medula prematuramente, e estes chegam ao 
sangue muito grandes e com carga exagerada de ribossomos (shift cells). Estes reticulócitos 
deixam a medula óssea para compensar anemia. Os reticulócitos normais levam 1 dia para 
completar a maturação enquanto estas células levam até 2,5 dias. Quando avaliamos a 
eritropoese, deve-se corrigir a presença de shift cells porque a quantidade de reticulócitos, no 
sangue periférico, pode estar aumentada sem um aumento da eritropoese. 
 
IR = reticulócito corrigido 
2 ( tempo de maturação ) 
 
Uma resposta adequada da medula óssea é usualmente indicada por um IR maior que 3. 
Uma resposta inadequada é vista quando o IR é menor que 2. 
Alguns autores recomendam calcular o IR utilizando os seguintes tempos de maturação, 
relacionados ao hematócrito: 
 Hematócrito (%) tempo de maturação(dias) 
35-39 1,5 
25-34 2,0 
15-242,5 
 15 3,0