MANUAL PRÁTICO DE HEMATOLOGIA CLÍNICA

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MANUAL PRÁTICO 
DE 
HEMATOLOGIA CLÍNICA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PROFESSOR MSc EDIBERTO NUNES 
 
BELÉM – PARÁ 
AGOSTO - 2017 
 
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ÍNDICE 
 
 
1 - COLETA DE SANGUE 03 
2- CONFECÇÃO DE ESFREGAÇO SANGUÍNEO 09 
3- COLORAÇÃO HEMATOLÓGICA 12 
4 - AUTOMAÇÃO EM HEMATOLOGIA 18 
5 - CONTAGEM DE ERITRÓCITOS 31 
6 - DOSAGEM DE HEMOGLOBINA 32 
7 - DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO 33 
8 - DETERMINAÇÃO DOS ÍNDICES HEMATIMÉTRICOS 35 
9 - ESTUDO MORFOLÓGICO DA SÉRIE VERMELHA 35 
10 - ESTUDO DA MORFOLOGIA ERITROCITÁRIA 37 
11 - CONTAGEM DE RETICULÓCITOS 43 
12 - FALCIZAÇÃO DOS ERITRÓCITOS 44 
13 - ELETROFORESE DE HEMOGLOBINA 45 
14 - VELOCIDADE DE HEMOSSEDIMENTAÇÃO (VHS) 48 
15 - CONTAGEM DE LEUCÓCITOS 49 
16 - ESTUDO MORFOLÓGICO DOS GRANULÓCITOS 51 
17 - ESTUDO MORFOLÓGICO DOS AGRANULÓCITOS 56 
18 - ESTUDO MORFOLÓGICO DA SÉRIE TROMBOCÍTICA 58 
19 - INTERPRETAÇÃO DO HEMOGRAMA 59 
20 - QUADRO LEUCÊMICO 75 
21 - TIPAGEM SANGUÍNEA 82 
22 - PROVA CRUZADA PRÉ-TRANFUSIONAL 83 
23 - DETERMINAÇÃO DO TESTE DE COOMBS DIRETO 84 
24 - DETERMINAÇÃO DO TESTE DE COOMBS INDIRETO 85 
25 - COAGULOGRAMA 86 
26 - CONTROLE DE QUALIDADE PRÁTICO EM HEMATOLOGIA 92 
 LITERATURA CONSULTADA E MATERIAL BIBLIOGRÁFICO UTILIZADO 93 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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1 - COLETA DE SANGUE 
 PUNÇÃO VENOSA 
O meio mais comum de obter-se uma amostra de sangue para exames de laboratório é por 
punção venosa. A punção venosa é uma forma rápida de obter um grande volume de sangue no 
qual podem ser feitas várias análises. Na punção venosa, também chamada de flebotomia, o 
sangue é retirado diretamente de uma veia superficial. A veia é puncionada com uma agulha 
hipodérmica e o sangue é coletado em uma seringa ou tubo de vacutainer. 
 A punção venosa é um procedimento seguro quando feito corretamente por um profissional 
treinado. O procedimento deve ser feito com cuidado. Todo o esforço deve ser feito para 
preservar a condição da veia. Muitas observações e práticas são necessárias para tornar-se 
capacitado e seguro na arte da punção venosa. 
 PUNÇÃO VENOSA USANDO SERINGA 
 Fazer uma punção venosa requer várias etapas importantes. É necessário que essas 
etapas sejam totalmente conhecidas antes que o procedimento seja tentado. As etapas são: 
 Selecionar o material adequado. 
 Preparar o paciente para a punção venosa. 
 Aplicar o torniquete. 
 Selecionar o local da punção venosa. 
 Preparar o local da punção. 
 Executar a punção venosa. 
 Cuidados após a punção. 
 Quando fizer uma punção venosa, o aluno deve ser supervisionado por um profissional 
qualificado. As luvas devem ser usadas pelo coletador para fazer todas as punções. É melhor 
usar uma luva sem talco, para evitar a contaminação dos tubos de coleta. 
 Roupas de proteção, tais como o jaleco, também devem ser usadas pelo coletador no 
laboratório. 
 SELECIONANDO O MATERIAL 
Os materiais requeridos para a punção venosa incluem uma seringa descartável estéril e 
agulha hipodérmica, álcool 70%, gaze estéril, torniquete e frasco para colocar o sangue. A seringa 
e a agulha devem ser montadas cuidadosamente para manter a esterilidade. As pontas da 
seringa ou da agulha não devem ser tocadas. 
 O comprimento e o diâmetro (calibre) da agulha usada para punção venosa são 
determinados pelo procedimento. As agulhas de calibre 27x7mm, 25x8mm ou 30x8mm são 
geralmente utilizadas para a punção venosa, quanto maior o calibre, menor é a agulha. 
 Agulhas de grande diâmetro são requeridas para doação de sangue. Vários dispositivos de 
segurança existem no mercado para o manuseio com agulhas a fim de se evitar possíveis picadas 
acidentais no operador. 
 A agulha deve ser posicionada firmemente na seringa, de modo que o bisel da agulha e a 
graduação da seringa estejam para cima. O êmbolo da seringa deve ser empurrado para cima e 
para baixo para verificar se o movimento é suave. Ele deve então ser empurrado completamente 
no corpo da seringa para que não exista mais ar dentro da seringa. 
 Todos os materiais de colheita devem ser colocados ao alcance fácil do coletador de 
sangue. O coletador deve usar luvas ao realizar uma punção venosa. 
 MATERIAIS NECESSÁRIOS PARA COLETA DE SANGUE 
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 Seringa descartável (3 mL; 5 mL; 10 mL e outros), conforme volume de sangue a ser 
colhido. 
 Agulha (25x7 mm ou 25x8 mm ou 30x8 mm). 
 Algodão (bola). 
 Álcool a 70%. 
 Garrote de látex. 
 Anticoagulante, EDTA a 10%, Citrato de Sódio a 3,8% e outros (conforme o exame a ser 
realizado). 
 Tubos de ensaios de vidro ou polipropileno 10x75 (hemólise), 12x75 mm ou outros, com 
ou sem anticoagulante. 
 Estante para tubos de ensaio. 
PREPARAR O PACIENTE PARA A COLETA DE SANGUE 
 O coletador deve sempre identificar o paciente pelo nome e checar a requisição de 
exames. Se o paciente está hospitalizado, o bracelete de identificação deve ser conferido. Para 
alguns procedimentos, como coleta de sangue para tipagem sanguínea e provas cruzadas, o 
coletador deve colocar um bracelete adicional de identificação, o qual é codificado segundo os 
tubos de coleta de sangue. 
A punção venosa deve ser explicada para o paciente, para minimizar a apreensão. 
O paciente deve estar deitado ou sentado em uma cadeira com apoio para os braços. O 
braço do paciente deve estar totalmente esticado e firmemente apoiado durante a coleta. O 
coletador deve estar sempre preparado para o paciente que ocasionalmente desmaia e deve ser 
treinado para prestar os primeiros socorros. 
APLICANDO O TORNIQUETE 
 O torniquete é aplicado ao braço para diminuir o fluxo de sangue e fazer as veias ficarem 
mais proeminentes. Torniquetes descartáveis são feitos de látex chato (plano) e são os preferidos. 
 Para aplicar o torniquete (ou garrote) corretamente, coloca-se o torniquete debaixo do 
braço, acima da curva do cotovelo e as duas pontas são esticadas e amarradas. Enquanto a 
tensão é mantida nas duas pontas, numa delas faz-se uma alça e introduz-se debaixo da outra 
ponta, fazendo um nó corrediço, conforme figura abaixo. Se o torniquete é amarrado dessa forma, 
ele será desamarrado facilmente por um suave puxão da ponta livre. 
 O torniquete ou garrote deve ser aplicado enquanto o local da punção está sendo 
selecionado. Ele deve ser solto enquanto o local será desinfetado e será preso novamente antes 
da punção ser feita. O torniquete nunca deve ficar tão amarrado que vá restringir o fluxo de 
sangue na artéria. O torniquete não deve ser deixado no local por mais de dois minutos, para 
evitar hemoconcentração. Uma vez a veia penetrada e o sangue aparecer na seringa, pode-se 
soltar o torniquete enquanto se retira a quantidade de sangue desejada. O torniquete deve ser 
sempre solto antes de se retirar à agulha da veia. Uma vez terminada a coleta, faz-se hemostasia 
para estancar a hemorragia no local da punção. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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SELECIONADO O LOCAL DA PUNÇÃO 
 O local da punção deve ser cuidadosamente selecionado após examinar ambos os braços 
para localizar a melhor veia, As veias mais frequentemente usadas são a veia mediana cefálica 
ou a veia mediana basílica no antebraço. O coletador deve suavemente palpar a veia para 
determinar a direção e para estimar o tamanho e profundidade da veia. A veia será sentida como 
um tubo elástico. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PREPARANDO O LOCAL DA PUNÇÃO 
 A área em torno do local da punção deve ser bem limpa com álcool a 70% e gaze estéril. O 
local deve ser deixado secar ao ar ou usando uma gazeseca estéril. Uma vez o local limpo, não 
deve ser mais tocado novamente, exceto para penetrar na veia com a agulha estéril. Se a veia for 
palpada novamente, o local deverá ser limpo de novo. 
EXECUTANDO A PUNÇÃO 
 Quando o local da punção estiver limpo, o torniquete deve ser reaplicado ao braço; ele não 
deve tocar na área limpa. A seringa deve ser segurada em uma mão, com uma inclinação de 15 a 
30º em relação ao braço. O bisel deve estar para cima e a agulha deve apontar na mesma 
direção da veia. Quando for retirar a capa da agulha, ela deverá ser examinada para possíveis 
defeitos e verificar a integridade da ponta. 
 A pele e a veia devem ser penetradas com um único movimento macio até que a agulha 
se encontre no lúmen da veia. Penetrar a veia no ângulo mais conveniente previne que não se 
ultrapasse as paredes da veia. O polegar deve ser colocado cerca de três centímetros abaixo do 
ponto de picada e a pele pressionada e puxada em direção ao coletador (para fixar a veia e 
diminuir o impacto da agulha na pele). 
Uma vez a veia penetrada, a seringa e a agulha devem ser fixas com uma mão, enquanto a 
outra puxa suavemente o êmbolo para fazer o sangue penetrar na seringa. A agulha deve ser 
observada enquanto se está aspirando o sangue para ter certeza de que a mesma não saia fora 
da veia. 
Quando a quantidade de sangue desejada foi obtida, o torniquete pode ser solto. A agulha 
pode então ser retirada da veia enquanto que urna gaze estéril é colocada sobre o local da 
punção e pressionada. As agulhas usadas não devem ser recapadas. O sangue pode ser 
transferido a um tubo de vácuo, inserindo a agulha na tampa de borracha do mesmo, deixando 
que o tubo se encha conforme o vácuo existente. 
A unidade de seringa e agulha pode então ser descartada em um recipiente à prova de 
furos, destinado a materiais perfuro-cortantes. Ou a agulha pode ser removida da seringa usando 
um dispositivo de descarte de agulhas e o sangue será vertido para um tubo, através de suave 
pressão no êmbolo da seringa, tomando cuidado para não se formarem aerossóis. 
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 O tubo poderá então ser rotulado com a data, nome do paciente, número de identificação 
horário da coleta (os tubos não devem ser rotulados previamente; isso evita que um tubo 
vazio rotulado, seja usado para o paciente errado). 
CUIDADOS COM O LOCAL DA PUNÇÃO 
 O paciente deve ser instruído para pressionar a gaze no local da punção por dois a cinco 
minutos, com o braço estendido, para ficar seguro que a hemorragia parou e o hematoma, ou 
inchaço, não ocorra. O coletador deve checar o local da punção para verificar se a hemorragia já 
parou antes de deixar o paciente e poderá aplicar uma bandagem ou compressa, se necessário. 
PUNÇÃO VENOSA USANDO SISTEMA DE TUBOS DE VÁCUO 
 O mais amplamente usado método de coletar sangue venoso é o sistema de tubos com 
vácuo, como VACUTAINER ou VENOJECT. O sistema de tubos com vácuo consiste em uma 
agulha especial descartável, um suporte ou adaptador de agulha e tubos com vácuo (tubos para 
coleta de sangue nos quais foi retirada a maior parte do ar). A agulha usada tem duas pontas. A 
ponta menor, que está inclusa em uma capa de borracha retrátil, é colocada para dentro do 
adaptador A ponta mais longa é usada para penetrar na veia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Após a veia ser penetrada, com a agulha, o 
tubo de coleta é empurrado sobre o terminal mais 
curto da agulha dentro do adaptador e o sangue é 
aspirado pelo vácuo. Quando o tubo estiver cheio, 
ele é removido da agulha e reposto por outro 
tubo. A capa de borracha da agulha previne o 
vazamento de sangue da agulha, enquanto se 
trocam os tubos. 
 Dessa maneira vários tubos podem ser 
coletados, usando uma variedade de tubos de 
vácuo. Quando mais de um tubo deve ser 
coletado, o tubo com tampa vermelha (para soro) 
deve ser coleta do primeiro e os tubos contendo 
anticoagulante devem ser colhidos por último. O 
sangue coletado em tubos com anticoagulante 
deve ser misturado imediatamente após a coleta, 
por alguns momentos para misturar o 
anticoagulante com o sangue. 
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TIPOS DE TUBOS DE VÁCUO E ANTICOAGULANTE 
 Os tubos com vácuo estão disponíveis em uma variedade de tipos e tamanhos. Os tubos 
podem ser estéreis ou não. As tampas coloridas demonstram claramente qual o anticoagulante 
contido no tubo, ou se não há anticoagulante. 
 As técnicas de laboratório realizadas com plasma requerem que o sangue seja colhido com 
um anticoagulante específico. Por exemplo: tubos com, tampa lilás contém EDTA que é o 
anticoagulante usado na maioria dos estudos hematológicos, como contagens de células e 
contagens diferenciais. Para testes de coagulação, como tempo de protrombina, um tubo com 
tampa azul clara contendo Citrato de Sódio é comumente usado. Tubos com tampa verde contêm 
heparina, que é o anticoagulante usado em alguns testes bioquímicos e hematológicos especiais, 
mas que não pode ser usado para fazer extensões coradas de sangue. Tampas cinza denotam a 
presença de fluoreto de sódio e oxalato de potássio usado para certos testes de glicose. Os tubos 
com tampa vermelha não contêm anticoagulante e são usados para exames que requerem soro, 
assim como a maioria dos exames bioquímicos. O manual do laboratório deve incluir uma relação 
dos exames efetuados e o tipo de amostra de sangue venoso requerido. 
Os tubos com vácuo são disponíveis em uma variedade de tamanhos; cada tamanho 
aspira um volume específico de sangue. Tamanhos comumente usados são 3 mL, 5 mL, 10 mL e 
20 mL. Os tubos contêm a quantidade certa de anticoagulante para o volume de sangue que será 
aspirado pelo tubo. E importante que os tubos sejam cheios até a sua capacidade, já que uma 
relação inadequada de anticoagulante e sangue podem alterar a morfologia celular e interferir nos 
resultados dos exames. 
 
PRECAUÇÕES 
 Observe o padrão de transmissão de patógenos pelo sangue. 
 Calçar luvas quando fizer a punção venosa. 
 Esteja seguro de que o paciente está deitado ou sentado com o braço bem apoiado. Esteja 
preparado para o paciente que desmaiar. 
 Não deixe o torniquete amarrado no braço por mais de dois minutos. 
 Cheque o pulso para ficar seguro de que a circulação arterial não está impedida. 
 Antes de fazer a punção, empurre o êmbolo contra o final do cilindro da seringa para 
eliminar todo o ar. 
 Sempre remova o torniquete antes de retirar a agulha da veia para prevenir a formação de 
hematoma. 
 Se encontrar dificuldade para penetrar a agulha na veia, ou se começar a se formar um 
hematoma ou inchaço, afrouxe o torniquete imediatamente, rapidamente retire a agulha e 
aplique pressão no local da punção com algodão. 
 Quando usar o sistema de tubos com vácuo esteja seguro de que o suporte e a agulha são 
compatíveis. 
 Não reutilize agulhas ou seringas; isso previne possível transmissão de doenças. 
 Não recape as agulhas; agulhas usadas devem ser descartadas em um recipiente especial 
para descarte de agulhas. 
 
CUIDADOS 
 Para a coleta de material são necessários alguns cuidados para que essa coleta não 
prejudique o paciente nem a qualidade do exame a ser realizado. 
 ESSES CUIDADOS SÃO OS SEGUINTES: 
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 O paciente deve estar acomodado confortavelmente e psiquicamente preparado. 
 O material usado deve ser selecionado de acordo com os exames a serem realizados, e a 
quantidade de sangue necessária à realização dos mesmos. 
 O tubo receptor para o material biológico deve estar quimicamente limpo, seco e bem 
esterilizado. Devendo-se preferir material descartável. 
 A colheita será feita por punção venosa, arterial ou digital e a escolha do local para se 
retirar o sangue deve ser feita emfunção da quantidade necessária e da acessibilidade do 
vaso a ser puncionado. 
 O local a ser puncionado deve-se fazer assepsia com álcool a 70%. 
 O garroteamento para a estase venosa não deve ultrapassar a dois minutos, evitando-se 
congestão e hemoconcentração. 
 O sangue deve fluir facilmente do local de punção sendo esse fator imprescindível para a 
punção digital. 
 Após a retirada do material biológico, deve-se fazer a distribuição do sangue, para os tubos 
receptores, depois de retirada a agulha. 
 As extensões de sangue em lâminas devem ser feitos logo após a coleta, evitando-se a 
coagulação do sangue, ou a ação do anticoagulante sobre as células; 
 Quando o material é colhido com anticoagulante, à homogeneização do mesmo deve ser 
delicada, evitando-se a lise das células. 
 Quando se deseja grande quantidade de material biológico, devem ser usados tubos com 
vácuo que permitem coleta mais rápida, bem como fácil troca dos tubos sem manipular 
muito, a veia do paciente. 
 Após a punção deve-se fazer uma hemostasia compressiva no local. 
Esses cuidados com a coleta de sangue são importantíssimos, pois a qualidade do exame 
a ser realizado depende da qualidade da coleta do material biológico. 
 A aparência do sangue no frasco, quando deixado em repouso, pode nos dar certas 
informações importantes como: 
 Se a quantidade de sangue que foi coletado obedeceu à proporção anticoagulante X 
sangue. 
 Convém lembrar que o excesso de anticoagulante pode interferir na metodologia usada, 
por exemplo, na contagem de eritrócitos em contadores eletrônicos. Sendo o EDTA de 
sódio pouco solúvel, este anticoagulante em excesso, é contado como partícula nos 
contadores eletrônicos. Além disso, o excesso de anticoagulante pode provocar a lise de 
eritrócitos e agir sobre a morfologia dos leucócitos. 
 Se o sangue não está hemolisado. Normalmente ocorre a hemólise, se na coleta do 
material, não foi retirado à agulha da seringa para colocar o sangue no frasco, ou se o 
sangue for homogeneizado violentamente após a coleta do material. 
 Se o sangue está ictérico. A simples observação de icterícia em uma amostra de sangue é 
muito importante em vários aspectos, como: 
 Alertar aos técnicos que manipulam o sangue, que aquele sangue pode ser de um 
paciente com hepatite ou de um paciente com processo hemolítico. Para que seja 
tomado mais cuidado. 
 Dependendo dos resultados da Hb, Hc, Ht, é possível realizar determinações auxiliares 
para diagnóstico de processos hemolíticos, por exemplo: anemia falciforme em crise. 
 A presença de icterícia tem que ser anotado no resultado do exame, pois essa 
informação será de grande valia para o clínico. 
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 Se o sangue está lipêmico. A concentração de lipídeos no sangue (lipemia) pode 
interferir na dosagem da hemoglobina. Devido a isso, é importante anotar se o sangue 
estiver lipêmico, pois evitará posteriores repetições nas dosagens de Hb e Ht, pois com 
certeza a Hb terá uma dosagem um pouco mais elevada, alterando consequentemente 
o HCM e CHCM. 
2 - CONFECÇÃO DE ESFREGAÇO SANGUÍNEO 
O esfregaço de sangue corado é uma parte da rotina do hemograma. A extensão ou filme 
sanguíneo é preparado espalhando-se uma pequena gota de sangue em uma lâmina de 
microscopia. A extensão é seca a temperatura ambiente e corada. Os componentes do sangue 
podem então ser vistos no microscópio, identificados e avaliados, como na contagem diferencial 
de leucócitos. 
Uma extensão propriamente preparada capacita o profissional a visualizar os componentes 
celulares do sangue com um estado tão natural quanto possível. A morfologia, ou estrutura, dos 
componentes celulares pode ser estudada. O exame cuidadoso de uma extensão de sangue bem 
preparada pode fornecer informações valiosas ao médico no diagnóstico e tratamento de muitas 
doenças, como as leucemias, anemia falciforme, os quadros infecciosos, malária e outros. 
 
 PREPARANDO UMA EXTENSÃO SANGUÍNEA 
É importante que a morfologia celular seja preservada e que as distribuições relativas das 
células nas extensões sofram o mínimo possível de alteração quando se prepara a extensão de 
sangue. 
 
 LIMPANDO AS LÁMINAS 
As lâminas usadas para a confecção da extensão sanguínea devem estar absolutamente 
polidas, livres de gordura e poeira. As lâminas novas devem ser pré-lavadas ou podem ser 
lavadas com água e sabão, enxaguadas exaustivamente com água, e posteriormente enxaguada 
com água destilada quente ou depois de retirada da caixa colocar diretamente em água destilada 
fervente por 10 minutos esperar esfriar, e depois submergir em recipiente de vidro com tampa 
contendo álcool-éter absoluto na proporção de 3:7. Para usar as lâminas devemos secar com um 
pano seco e macio que não solte fibras do tecido. As lâminas limpas devem ser manuseadas 
pelas bordas. Lâminas com ponta esmerilhada (fosca) são preferidas, porque facilitam a 
identificação. Lâminas usadas não devem ser lavadas, nem reutilizadas, pelo envolvimento de 
risco biológico de contaminação. Se forem reutilizadas deverão ser muito bem descontaminadas, 
lavadas a extremos, enxaguadas abundantemente, fervida, esfriadas e mergulhadas em solução 
de álcool-éter 3:7. 
 
 COLETANDO O MATERIAL 
A melhor amostra para extensão de sangue é o sangue de punção capilar que não tem 
anticoagulante ou o sangue da gota que se forma na extremidade da agulha após a retirada desta 
da veia do paciente. Todavia uma extensão satisfatória pode ser feita de sangue venoso ao qual 
tenha sido adicionado o anticoagulante EDTA, observando apenas que o esfregaço seja feito no 
máximo dentro de duas horas após a coleta. Outros anticoagulantes não devem ser usados já que 
podem alterar a morfologia ou características de coloração das células. 
O sangue capilar pode ser aplicado diretamente à lâmina no local de coleta, ou pode ser 
colhido por tubo capilar e dispensado depois sobre a lâmina. Os tubos de sangue com 
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anticoagulante devem ser bem homogeneizados, pelo menos por dois minutos com 
homogeneizador mecânico ou manualmente por inversão suave do tubo, sessenta vezes antes 
que seja aplicada a amostra à lâmina. 
 
 FAZENDO A EXTENSÃO 
Existem vários métodos de confecção de extensão de sangue sobre uma lâmina que 
resultam em boas distensões. 
Cada indivíduo deve achar qual a técnica que seja menos desajeitada e produza bons 
resultados. 
 
a) MÉTODOS DAS DUAS LÂMINAS: A extensão de sangue pode ser feita colocando uma 
pequena gota de um sangue bem homogeneizado a um centímetro ou centímetro e meio da 
borda direita (borda esquerda para os canhotos) de uma lâmina previamente limpa colocada 
sobre uma superfície plana. A extremidade de uma segunda lâmina “distensora”, que de 
preferência deverá ter os seus cantos facetados (cortados), é colocada em repouso em um ângulo 
de 30 a 35ºc em frente à gota de sangue. A lâmina distensora é então trazida para o contato com 
a gota de sangue, até que a gota se espalhe por três quartos da borda da lâmina distensora. Isto 
pode ser feito por um ligeiro e suave movimento de deslizamento. Tão logo o sangue se espalhe 
ao longo da borda da distensora, esta é empurrada para a esquerda (para a direita para os 
canhotos) com um movimento rápido e constante (evitando pressão na lâmina) para espalhar o 
sangue em uma fina camada. Cada borda da lâmina distensora deve ser usada apenas uma vez 
e depois descartada no recipiente de material perfuro-cortante. Se o distensor for reutilizado é 
necessário que se faça a limpeza da borda, pois há o risco de transferência de células de um 
paciente para outro. O extensor é deixado secar ao ar tão rápido quanto possível.Legenda: A, B e C) Técnica de confecção de esfregaço sanguíneo (volume de sangue adequado, ângulo e 
firmeza no movimento) e D) Esfregaço sanguíneo antes e depois da coloração. 
 
 
A B 
C D 
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b) MÉTODO DAS LAMÍNULAS 
 Uma pequena gota de sangue (venoso ou capilar) é colocada em uma lamínula quadrada 
de 22 mm. Outra lamínula limpa é colocada sobre a gota, no sentido cruzado, de modo a formar-
se uma estrela de oito pontas. O sangue vai espalhar-se entre as duas lamínulas. Tão logo cesse 
este movimento, usam-se pinças para separar as duas lamínulas, com um movimento de 
deslizamento paralelo, uma sobre a outra. As extensões de sangue estarão nas duas lamínulas, 
mas, usualmente, em uma delas a distribuição é mais uniforme que em outra. As extensões são 
secas ao ar e podem ser fixos ou corados. 
 
c) DISTENSÃO AUTOMATIZADA 
 Distensões podem ser feitas por distensores mecânicos, os quais podem estar integrados a 
maquinas de coloração e contadores eletrônicos. Distensões sanguíneas com espessura de uma 
célula também podem ser obtidas por centrifugação em uma centrífuga especial, mas tal método 
vem perdendo popularidade. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 DISTENSÕES DE SANGUE COM HEMATÓCRITO MUITO ELEVADO OU 
HEMATÓCRITO MUITO BAIXO 
 Se o sangue tiver um hematócrito muito elevado, com hemoglobina superior a 20 g/dL, 
pode não ser possível à confecção de uma lâmina satisfatória, ainda que o ângulo e a velocidade 
de distensão estejam corretos. A mistura da gota de sangue, com uma gota de solução salina, 
reduz a viscosidade, permitindo uma distensão adequada à observação de detalhes da morfologia 
eritrocitária. Pode-se também tomar uma pequena amostra do sangue centrifugar e retirar 
glóbulos vermelhos de forma que se tenha um hematócrito com valor dentro da normalidade, 
homogeneizar a pequena amostra centrifugada e proceder à confecção do filme sanguíneo. 
 Quando o hematócrito é baixo ocorrendo excesso de plasma em relação aos glóbulos 
vermelhos, as distensões demoram mais tempo para secar permitindo o surgimento de artefatos e 
alterações na morfologia dos elementos figurados do sangue. Para contornar esta situação pode-
se tomar uma pequena amostra do sangue coletado, centrifugar e retirar o excesso de plasma de 
forma que o hematócrito se eleve até valores normais. Homogeneizar a pequena amostra 
centrifugada, com o hematócrito normal e proceder à distensão do sangue. 
 
 PRESERVANDO E CORANDO A EXTENSÃO 
As extensões secas devem ser coradas imediatamente. Se isto não é possível, os 
esfregaços devem ser imersos em metanol por trinta a sessenta segundos e depois deixados 
 
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secar ao ar. Eles podem ser então corados em um momento posterior. O metanol é um fixador, ou 
preservativo, que previne mudanças ou deterioração dos componentes celulares. 
 
 CARACTERÍSTICAS DE UMA BOA EXTENSÃO 
Uma extensão bem preparada é ilustrada abaixo. O esfregaço pode cobrir cerca de metade 
a três quartos da lâmina e pode mostrar uma transição gradual do espesso ao fino. Ele pode ter 
uma aparência uniforme, sem vazios ou reentrâncias e pode ter uma borda em forma de franjas 
ou formação em dedo de luva (mais ou menos 1,5 cm de comprimento) na extremidade oposta 
ao início. 
Quando a extensão é examinada no microscópio, as células devem estar distribuídas 
uniformemente. Deve haver uma área onde as células não se sobreponham umas as outras. 
 
 
 
3 - COLORAÇÃO HEMATOLÓGICA 
 
 HISTÓRIA DOS CORANTES 
 Com o surgimento do microscópio, houve a necessidade de se buscar uma forma que 
possibilitasse melhor visualização das estruturas, que passariam a serem observadas através 
deste novo invento. Nesta época só eram conhecidos os corantes naturais, como o índigo e o 
carmim, que eram utilizados com a finalidade de tingir o material biológico, isto ocorreu em 1850. 
Entretanto, com o avanço da tecnologia neste campo, foram descobertos os corantes a base de 
anilina, que devido a sua não produção em escala industrial, não eram comercializados até 1856. 
A partir desta data o uso de corantes veio revolucionar as técnicas de microscopia, com os 
conhecimentos de novas substâncias que eram misturadas com a finalidade de corar tecidos para 
que pudessem ser observados melhor. 
 Uma questão que causa geralmente uma indagação, diz respeito à diferença entre 
colorações utilizadas com fins diagnósticos, e os vários corantes dentro de cada grupo específico; 
como corantes medicinais, agentes bacteriostáticos e indicadores. O corante biológico possui a 
finalidade de corar estruturas microscópicas celulares, dentre elas, o núcleo, citoplasma, 
estruturas celulares vegetais e outros, tornando-os visíveis ao microscópio. 
 
 USO DAS COLORAÇÕES 
 Embora as primeiras colorações fossem utilizadas em material de origem botânica, a 
técnica histológica moderna foi primeiramente desenvolvida em peças de origem animal. Como 
resultado surgiu às primeiras técnicas histológicas em tecido humano. 
13 
 
 
 Nestas técnicas surgiram os envolvimentos de um, dois e até três corantes em seções de 
coloração, para diferenciar as diversas estruturas celulares como núcleo, citoplasma e outro, além 
de permitir a distinção entre as várias espécies tissulares até o dia de hoje, como por exemplo: 
Coloração H.E (Hematoxilina e Eosina), criada no século XIX. 
 São três as principais colorações utilizadas em hematologia: 
a) COLORAÇÕES PANÓTICAS OU COLORAÇÃO SEGUNDO ROMANOWISKY. 
b) COLORAÇÃO SUPRAVITAL. 
c) COLORAÇÃO DE GOTA ESPESSA. 
OBS: Existem outras colorações e reações ou colorações citoquímicas de grande importância no 
diagnóstico das hemopatias. 
 
1) COLORAÇÕES PANÓTICAS OU COLORAÇÃO SEGUNDO ROMANOWISKY 
 A coloração de rotina das lâminas de sangue geralmente exige a coloração com o corante 
de Wright ou de May-Grunwald-Giemsa; ambas são modificações do procedimento original de 
Romanowisky. Resultados satisfatórios podem ser obtidos com determinadas preparações 
comerciais; para resultados ótimos, entretanto, os corantes devem ser preparados no próprio 
laboratório. Todos os corantes de Romanovsky são formulados a partir do azul de metileno e 
eosina. 
As diferentes preparações variam nas proporções dos dois compostos e os métodos pelos 
quais o azul de metileno é convertido às suas formas ativas, azures de metileno. Quando 
misturados com a eosina, esses corantes são designados policromos, pois conferem qualidades 
metacromáticas aos constituintes celulares. Para a coloração de Wright, o bicarbonato de sódio 
converte o azul de metileno aos compostos de azures. Com os corantes de Giemsa, 
acrescentam-se quantidades conhecidas de compostos de azures convertidos pelo bicromato 
ácido. 
 Todos os corantes de Romanowisky são insolúveis na água, mas dissolvem-se 
prontamente em álcool metílico. Esses corantes devem estar livres de água; mesmo uma 
pequena quantidade pode causar artefatos acentuados nos eritrócitos. A fixação das lâminas ou 
lamínulas em metanol anidro antes da coloração previne alterações morfológicas, mesmo que o 
corante esteja contaminado com água. 
As formas ativas do azul de metileno são corantes básicos que conferem uma tonalidade 
azul-violácea aos componentes ácidos da célula, inclusive ácidos nucléicos e nucleoproteínas. 
Em contraste, a eosina é um componente ácido e reagem com componentes básicos das células 
entre elas os vários constituintes citoplasmáticos e a hemoglobina. Os corantes de Romanovsky 
têm uma importância particular, pois possuem a capacidade de corar diferencialmente os grânulos 
dos leucócitos. Os grânulos dos neutrófilos possuem um pequeno excesso em componentes 
básicos e se coram fracamente com ocomponente azul. Os grânulos dos eosinófilos contêm um 
derivado da espermina fortemente básico; esses grânulos reagem intensamente com a eosina. 
Em contraste, os grânulos dos basófilos contêm um mucopolissacarídeo de reação ácida, a 
heparina e, assim, exibem uma alta afinidade pelo componente básico do corante. 
 As condições de coloração devem ser estabelecidas para cada lote de reagente. Além 
disso, a conversão do azul de metileno prossegue nos frascos de armazenamento; assim, após 
um longo tempo na estante, as condições ótimas de coloração podem estar alteradas. As 
preparações de lâminas ou lamínulas devem ser inicialmente fixadas em álcool metílico anidro. 
 Macroscopicamente, uma lâmina de sangue corretamente corada possui uma tonalidade 
rósea. Microscopicamente, os eritrócitos têm uma coloração rosa-mate e os núcleos dos 
14 
 
 
leucócitos são azuis arroxeados. Os grânulos neutrofílicos coram-se de um róseo-violáceo ou 
quase lilás; os grânulos eosinofílicos são vermelho-alaranjados; e os grânulos basofílicos são 
azul-escuros. Não deve ficar nenhum precipitado sobre as células. 
 Portanto, os corantes de Romanowisky são constituídos de uma mistura de eosinatos de 
azur de metileno e eosinatos de violeta e azul de metileno, usualmente dissolvidos em metanol. 
De acordo com as proporções destes sais, estas misturas receberam o nome de Leishman, 
Wright, Giemsa, Rosenfeld e May-Grunwald-Giemsa (de acordo com os seus autores). Estes 
corantes são dissolvidos em álcool (em geral metanol P.A.). Essas soluções depois de 
preparadas devem permanecer guardadas por um tempo para envelhecimento sendo, agitada de 
tempo em tempo, exceto a coloração de Rosenfeld que pode ser usada após o preparo. 
 A solução envelhecida, o azul de metileno se oxida, originando diversos azures de 
metileno. Assim, este corante é uma solução alcoólica de eosinatos de azur de metileno e 
eosinatos de violeta e azul de metileno. 
 
 FASES DA COLORAÇÃO 
a) FIXAÇÃO 
 O esfregaço sanguíneo deve ser primeiramente fixado. O fixador mais utilizado é o 
metanol, que é aplicado sobre o esfregaço por período de mais ou menos 3 minutos (depende da 
técnica utilizada). Sendo o corante (pó) preparado com o metanol, a simples aplicação da 
solução do corante sobre a extensão realiza a primeira etapa de fixação. 
 
b) COLORAÇÃO 
 Adicionando-se água de coloração (água tamponada, pH 7,0 ou água destilada 
recentemente fervida) sobre o corante, ionizam-se os sais contidos na solução alcoólica e estes, 
ionizados, passarão a “corar” as estruturas celulares, Nesta fase o tempo de coloração deve ser 
padronizado de acordo com o corante que está sendo utilizado, por exemplo: Leishman, Wright; 
etc. Geralmente para o corante Leishman o tempo é de 10 a 15 minutos. 
 
c) LAVAGEM 
 Após a coloração, as lâminas são lavadas sob um jato de água corrente fraco, limpas pelo 
lado contrário da extensão com algodão ou uma esponja, e secadas ao ar, espontaneamente. 
 
 NOMENCLATURA USUAL 
 Nesta coloração as estruturas celulares que têm afinidade pelo azul de metileno são 
chamadas Basófilas (coram-se em azul); as que têm afinidade pelos azures são chamadas 
azurófilas, corando-se em púrpura (metacromasia) às que têm afinidade pela eosina chamam-se 
acidófilas (coram-se em rosa) e as estruturas que têm afinidade pela mistura complexa são 
chamadas neutrófilas (coram-se em salmão). 
 A água de coloração tamponada com pH 7,0 pode ser obtida de acordo com fórmula a 
seguir: 
- KH2PO4 (P.A)..................................1,0 g 
- Na2HPO4 (P.A)................................3,0 g 
- Água Destilada q. s. p.....................1.000 mL 
15 
 
 
a) MÉTODO DE MAY-GRUNWALD-GIEMSA 
 Constitui o melhor método de coloração. Consiste na coloração sucessiva das extensões 
com uma mistura de eosinato de azul-de-metileno (May-Grünwald) e a mistura de Giemsa (azur-
eosina), que cora todos os elementos celulares. 
 
 TÉCNICA 
a) Colocar a lâmina sobre suporte apropriado e cobri a extensão de sangue com 1 mL do corante 
de May-Grunwald. Deixar atuar durante três (3) minutos. Neste primeiro tempo, age somente o 
álcool metílico, solvente da solução corante, atuando como fixador. 
b) Passados os três (3) minutos, acrescentar 1 mL de água destilada. Misturar com um bastão 
de vidro com movimentos de cima para baixo até que se observe que os dois líquidos sejam 
totalmente misturados. Deixar atuar durante um (1) minuto. Neste segundo tempo, entre em ação 
o princípio corante (eosinato de azul-de-metileno), que permaneceu inativo durante o primeiro 
tempo. Cora de azul os elementos basófilos e de vermelho os acidófilos, mas não diferencia a 
cromatina da paracromatina nuclear, corando-as indistintamente de azul. 
c) Após o item anterior, escorrer a mistura que cobre a extensão e, sem lavar, recobri-lo com 2 
mL da solução diluída de Giemsa, preparada no momento da coloração (uma gota para cada 
mililitro de água destilada - 2 mL para cada lâmina). Deixar atuar durante quinze (15) 
minutos. 
d) Ao fim deste tempo, lavar a preparação, abundantemente, em ÁGUA CORRENTE. Deixar 
secar espontaneamente em posição vertical. Examinar com as objetivas de 40X e 100X 
(imersão). 
 
b) MÉTODO DE GIEMSA SIMPLES 
 TÉCNICA 
a) Colocar a lâmina no suporte e adicionar 1 mL de álcool metílico (fixação), durante três a 
cinco (3 – 5) minutos. 
b) Escorrer o álcool metílico e, sem lavar, recobrir a extensão com a solução diluída de Giemsa; 
(1 gota para 1 mL de água destilada). Deixar atuar durante quinze (15) minutos. 
c) Lavar em água corrente e deixar secar espontaneamente, colocando a lâmina em posição 
vertical. Examinar com objetiva de imersão. 
 
c) MÉTODO DE LEISHMAN 
 TÉCNICA 
Colocar a lâmina no suporte. Proceder à coloração: 
a) Colocar 1 mL do corante de Leishman sobre a lâmina e deixar atuar durante três (3) minutos. O 
álcool metílico da solução corante fixa a extensão. 
b) Passados os três (3) minutos, adicionar 1 mL de água destilada. Fazer movimentos de cima 
para baixo com um bastão de vidro para misturar o corante com a água. Deixar corar durante 
quinze (15) minutos. 
c) Lavar em água corrente e deixar secar. Examinar com as objetivas de 40X e 100X (imersão). 
 
16 
 
 
d) MÉTODO DE WRIGHT 
 TÉCNICA 
a) Colocar a lâmina sobre suporte apropriado e cobri a extensão de sangue com 1 mL do corante 
de Wright. Deixar agir durante um a três (1 – 3) minutos Neste tempo, o esfregaço é fixado pelo 
álcool metílico, contido na solução do corante. 
b) Acrescentar 1 mL de água destilada neutra ou da solução tampão, misturar os dois líquidos e 
deixar corar durante três a cinco (3 – 5) minutos. 
c) Lavar em água corrente e deixar secar. Examinar com as objetivas de 40X e 100X (imersão). 
 
e) CORANTES RÁPIDOS 
 Os corantes rápidos estão disponíveis em forma de kits no mercado por várias empresas. 
Esses corantes são corantes de Wright modificado ou os corantes de Wright-Giemsa. Os kits 
usualmente contêm três soluções: um fixador, uma solução contendo um corante vermelho, como 
a eosina e uma solução contendo o corante azul, como o azul de metileno. 
 Para fazer uma coloração rápida, a extensão é mergulhada sequencialmente nas três 
soluções e depois lavado e seco. O processo de coloração rápida não consome mais do que um 
ou dois minutos. Pode ser mais fácil para o técnico inexperiente obter boas colorações com o 
método rápido, mas técnicos experientes podem alcançar resultados superiores usando o 
processo de duas etapas de coloração. 
 
 TÉCNICA 
a) Após a extensão sanguínea estar devidamente seca, submergi-la no CORANTE I e 
cronometrar rigorosamente o tempo de vinte (20) segundos. 
OBS:Não executar qualquer movimento durante o tempo de imersão. 
b) Após o tempo de vinte (20) segundos, retirar a lâmina do CORANTE I e deixar escorrer 
durante cinco (5) segundos (também devidamente cronometrado). 
c) Após o tempo de cinco (5) segundos, submergir a lâmina no CORANTE II. Seguir exatamente 
o procedimento descrito para o CORANTE I. 
d) colocar a lâmina no CORANTE III e deixar por vinte (20) segundos (também devidamente 
cronometrado). Após o tempo de coloração, retirar a lâmina do corante e deixar escorrer durante 
cinco (5) segundos. Este tempo também deve ser devidamente cronometrado. Após este tempo, 
lavar a lâmina em água corrente abundante. 
 
f) CORADORES AUTOMATICOS 
 As extensões de sangue, também podem ser corados por coradores automáticos. Estão 
disponíveis vários tipos básicos de coradores no mercado. Em um tipo, as lâminas são colocadas 
em uma correia rolante que as carrega através dos corantes. Outro tipo de corador é do tipo 
“cesta” ou batelada, no qual cestas de lâminas são levadas através dos corantes em etapas. Uma 
cesta de lâminas é fixada, mergulhada no corante e depois retirada. E assim por diante, até que 
tenha passado por todas as etapas de coloração. Também estão disponíveis no mercado 
coradores nos quais as lâminas são coradas por centrifugação. 
Coradores automáticos são úteis quando grandes números de lâminas devem ser corados 
ou a coloração deve ser feita várias vezes. Uma desvantagem dos coradores automáticos é que 
quando uma das soluções corantes estiver ruim, só será notado depois que uma quantidade de 
lâmina já ter sido processada. 
17 
 
 
2) COLORAÇÃO SUPRAVITAL 
 Esta coloração é utilizada para contagem de reticulócitos. O reticulócito é a primeira fase 
do eritrócito após a expulsão do núcleo, que tem ainda restos de material ribossômico. Nesta 
coloração não há fase de fixação. Esta coloração cora a célula após a morte somática (após a 
punção somática sanguínea) e antes da morte molecular. O sangue deve ser colhido com EDTA 
e em um prazo de até 30 minutos após a coleta deve-se proceder á técnica. 
 
3) COLORAÇÃO DE GOTA ESPESSA 
 TÉCNICA DE WALKER 
a) Mergulhar a lâmina previamente identificada com grafite num recipiente contendo azul de 
metileno fosfatado, por alguns segundos (10 a 12), com a finalidade de desemoglobinizar 
os eritrócitos. 
b) Retirar o excesso de azul de metileno num papel toalha e mergulhar por 6 vezes num copo 
contendo água tamponada. 
c) Colocar a lâmina no suporte, adicionar o corante de Giemsa preparado na hora, na proporção 
de uma (1) gota de corante de Giemsa concentrado para um 1 mL de água tamponada. 
d) Deixar o corante atuar por cerca de 7 a 10 minutos. 
e) Mergulhar no segundo copo com água tamponada por 6 vezes. 
f) Secar em temperatura ambiente e examinar com a objetiva de 100X (imersão). 
 
 PREPARO DOS MATERIAIS DA COLORAÇÃO DE WALKER 
a) ÁGUA TAMPONADA 
- Fosfato de Sódio Anidro..........................................4 g 
- Fosfato de Potássio.................................................5 g 
OBS: dissolver uma (1) grama da mistura dos sais em 1000 mL de água destilada. 
 
b) AZUL DE METILENO FOSFATADO 
- Azul de Metileno Medicinal....................................1 g 
- Fosfato de Sódio Anidro........................................3 g 
- Fosfato de Potássio...............................................1 g 
OBS: misturar bem os ingredientes com auxílio de um gral seco, pegar uma (1) grama da mistura e 
dissolver em 250 mL de água destilada. 
 
c) GIEMSA CORANTE 
- Pó de Giemsa..........................................................................0,3 g 
- Glicerina Pura..........................................................................25 mL 
- Álcool Metílico P. A..................................................................25 mL 
OBS: misturar os 3 (três) componentes em um frasco de vidro contendo pérolas de vidro e agitar 
por três (3) dias consecutivos pelo menos cinco (5) vezes por dia. 
 
 AVALIAÇÃO DA COLORAÇÃO 
 Uma extensão devidamente corada deve estar levemente rosada a olho nu. Quando visto 
ao microscópio, as células vermelhas devem parecer rosa-mate. Os núcleos dos leucócitos 
devem ter cor púrpura. O citoplasma dos leucócitos, ou área circundante do núcleo, pode variar 
do rosa ao azul ou cinza-azulado, dependendo do tipo de célula. Variações de coloração são 
18 
 
 
devidas ao pH, tempo e características do corante e/ou tampão. As cores são melhores avaliadas 
usando objetiva de imersão em óleo. 
 Algumas observações devem ser consideradas ao avaliarmos uma coloração: 
a) Lâminas que estão demasiadamente rosa podem ser devido a: 
 Tempo de coloração muito curto. 
 Tempo de lavagem muito longo. 
 pH do corante ou do tampão muito ácido. 
b) Lâminas que estão demasiadamente azuis podem ser devido a: 
 Super coloração. 
 Tempo de lavagem ou do tampão muito curto. 
 pH do corante ou do tampão muito alcalino. 
 EXAME DAS EXTENSÕES DE SANGUE 
 A lâmina de sangue corada deve ser inicialmente examinada sob um aumento de 
aproximadamente 100 vezes para avaliar melhor a distribuição da celular na lâmina e a. qualidade 
da coloração. Nesse aumento, é útil estimar o número de leucócitos. Para o observador 
experiente, um aumento de aproximadamente 400 vezes é útil para fazer uma triagem da lâmina 
de sangue em busca de células anormais, tais como blastos ou eritroblastos, e objetiva de 
imersão é excelente para realizar contagem diferencial de leucócito. 
 É importante examinar os eritrócitos, para verificar alterações em seu tamanho, forma, grau 
e distribuição de hemoglobina e a presença de corpúsculos de inclusão. O número de plaquetas, 
e seu aspecto morfológico são então avaliados. Após estimar o número e as características 
dessas células, a morfologia, e a distribuição de leucócitos são avaliadas; no mínimo 100 
leucócitos devem ser classificados. Esses valores, juntamente com a contagem total de 
leucócitos, são usados para determinar o número total de cada tipo celular. 
 
4 - AUTOMAÇÃO EM HEMATOLOGIA 
O ser humano durante várias décadas tem demonstrado o seu fascínio com o sangue, 
associando-o à vida em si mesmo e nos animais. Por volta de 1600, William Harvey registrou 
suas observações de células vermelhas do sangue quando passam pelos capilares. Todavia, até 
o final do século IXX, não havia ainda uma metodologia que quantificasse as células do sangue. 
 Pesquisadores delinearam grosseiras câmaras de contagem (hemocitômetros) para 
visualizar e contar as células usando um microscópio. Em 1855, foi feita a primeira câmara de 
contagem de uso razoável. Posteriormente os hemocitômetros foram gradualmente sendo 
aperfeiçoados pelos homens, onde foram feitas mudanças na cor de fundo do vidro, por 
adicionamento de um metal às linhas gravadas para torná-las mais brilhantes. 
 Usando pipetas especiais para diluição junto com os hemocitômetros tornou-se possível à 
quantificação de células sanguíneas em um determinado volume. 
Nos laboratórios de hoje, as contagens manuais persistem por várias razões. As contagens 
manuais é uma boa forma para checar os resultados hematológicos de um instrumento, já que 
controles de sangue total não são estáveis por longo tempo. Além disso, contagens de células em 
líquidos como: líquido cefalorraquidiano (LCR), líquido sinovial, e esperma são contados em 
hemocitômetros. Se o laboratório não tem um aparelho de reserva, as contagens manuais terão 
que ser feitas quando o instrumento principal estiver com problema. 
 
4.1 - O INÍCIO DA AUTOMAÇÃO EM HEMATOLOGIA 
19 
 
 
As células do sangue foram rotineiramente contadas por métodos manuais até o final de 
1950.Em 1956, W. H. Coulter patenteou um aparelho que contava automaticamente células do 
sangue, usando o método da impedância elétrica, ou impedância de abertura. Esta invenção 
tornou as contagens de células sanguíneas mais rápidas, mais fáceis e mais disponíveis. Além 
disso, os resultados utilizando estes equipamentos são mais exatos e precisos. Contagens 
manuais têm um Coeficiente de Variação (CV) de aproximadamente 10%, enquanto que as 
contagens em um aparelho confiável têm um CV de aproximadamente 1 a 2%. 
Os primeiros aparelhos automatizados utilizados em hematologia faziam apenas as 
contagens de eritrócitos e leucócitos totais. A determinação da hemoglobina foi adicionada mais 
tarde. Os instrumentos agora no mercado fornecem valores diretos ou calculados para dezoito ou 
mais parâmetros. Nesses instrumentos somente os leucócitos, os eritrócitos, a hemoglobina e as 
plaquetas são contados ou medidos diretamente. O hematócrito e os valores dos índices são 
calculados dos resultados das contagens de eritrócitos e medida da hemoglobina. Algumas das 
informações disponíveis destes aparelhos são mostradas no QUADRO 1. 
 
Contagem total de hemácias (RBC) Volume Corpuscular Médio (VCM) 
Contagem total de leucócitos (WBC) Hemoglobina Corpuscular Média (HCM) 
Determinação hemoglobina Concentração da Hemoglobina Corpuscular Média (CHCM) 
Determinação do hematócrito Distribuição de hemácias (RDW) 
Contagem de plaquetas Volume de Plaquetas Médio (MPV) 
 Diferencial de leucócitos em 3 partes 
 Diferencial de leucócitos em 5 partes 
 
 
Quadro 1: Exemplos de testes hematológicos disponíveis em muitos aparelhos. 
 
4.2 - TECNOLOGIAS BÁSICAS DE CONTAGEM DE CÉLULAS 
A impedância elétrica (impedância da abertura) permaneceu como o único método de 
contagem automatizada de células cerca de duas décadas. Em 1970, foi desenvolvida a 
tecnologia de contagem de células por difração da luz. 
 
4.2.1 - CONTAGEM DE CÉLULAS POR IMPEDÂNCIA DE ABERTURA 
Todos os contadores de impedância elétrica são baseados nos princípios de Coulter. Os 
instrumentos são usados não só para contar células, mas foram também adaptados para uso 
industrial, contando outras partículas em soluções. 
Princípio da contagem de células por impedância de abertura 
 As células do sangue a serem contadas pela impedância elétrica são diluídas em um 
eletrólito, uma solução que conduz a eletricidade. Uma corrente elétrica flui dentro do eletrólito de 
um eletrodo a outro através de uma (orifício) abertura (FIGURA 1). As células sanguíneas são 
más condutoras de eletricidade. Assim que uma célula suspensa no eletrólito passa pela abertura 
(orifício) com uma corrente elétrica aplicada à solução irá ocorrer à interrupção do circuito elétrico 
(impedância). Cada impedância gerada vai originar um pulso no circuito elétrico que é contado. 
Como cada pulso representa uma célula, o número de pulsos contados pelo aparelho representa 
o número de células existentes na solução. O tamanho da impedância é proporcional ao tamanho 
da célula que a causa. Assim, o aparelho não só conta quantas células passaram pela abertura, 
mas também o tamanho de cada célula. 
 
20 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1: Ilustração do método de contagem de células por impedância elétrica. 
Quando a célula passa pela abertura, ela deve estar no centro da mesma, ou será 
registrada como maior que seu tamanho real. Assim, uma célula que fica trancada na abertura 
será contada repetidamente. 
 MELHORIAS NA CONTAGEM POR IMPEDÂNCIA ELÉTRICA 
Exatidão e precisão foram melhoradas por alterações nos aparelhos que canalizam o fluxo 
para o centro da abertura e também “editam” eletronicamente os pulsos. A informação assim 
obtida é mais exata no sentido de determinar o tamanho real das células. A maioria dos novos 
contadores de células mostra esta informação de tamanho em um gráfico na tela. Este gráfico é 
chamado de histograma. O número relativo de células é colocado no eixo dos Y e o seu tamanho 
é colocado no eixo X (FIGURA 2). 
 Muitos instrumentos agora em uso são do tipo de impedância elétrica. Os instrumentos 
Coulter são geralmente mais adequados para grandes laboratórios, mas o Coulter MD está 
disponível no mercado para laboratórios de menor porte. O Serono-Baker 7.000, 8.000 e 9.000 
são adequados para a carga de trabalho de um laboratório pequeno ou um serviço de 
hematologia ou clínica oncológica. A série 9.000± oferece o beneficio de amostragem em tubo 
fechado, o que reduz a exposição ao sangue. O Unipath Cell-Dyn 2.000, COBAS HELIOS e o 
TOA Sysmex E-500 também usam a tecnologia de impedância da abertura. 
 
 
 
Figura 2: Exemplo de histograma 
mostrando os números relativos de 
leucócitos. 
21 
 
 
4.2.2 - CONTAGEM DE CÉLULAS POR DIFRAÇÂO DA LUZ 
 PRINCÍPIOS DA DIFRAÇÃO DA LUZ 
 Em contadores de difração da luz, um feixe de raio laser ou um feixe de luz de halogênio-
tungstênio é direcionado em uma corrente de células sanguíneas passando através de um 
estreito canal. O canal é estreito de modo a obrigar a passagem das células uma a uma, em fila. 
Quando então o feixe de luz bate em uma célula, o feixe é desviado em um ângulo. Sensores 
detectam quanto de luz é desviada e quanto da luz foi absorvida pela célula. Cada tipo de célula 
causa um diferente ângulo de difração. Este ângulo é dependente do volume, forma o índice de 
refração da célula. Todavia, o tamanho da célula é o mais importante efeito na difração. 
O laser é uma luz monocromática, o que significa que tem um só comprimento de onda. A 
luz também viaja em uma única direção. Estas duas características permitem um foco mais fino 
que a luz de halogênio-tungstênio e capacita-o a produzir padrões de difração mais úteis em 
hematologia diagnóstica. Uma desvantagem é que os instrumentos com feixe de laser não podem 
ser calibrados com os mesmos materiais que outros contadores. Somente células sanguíneas 
humanas podem ser usadas para calibração dos contadores de laser. O Technicon H-I é um 
instrumento de difração de luz laser. O Cell-Dyn 300 incorpora ambas as tecnologias, de 
impedância elétrica e difração de luz. 
 
 AVANÇOS NOS INSTRUMENTOS DE DIFRAÇÃO DE LUZ 
 Uma característica importante que os fabricantes adicionaram aos instrumentos de difração 
da luz é o fluxo “bainha”, que foca a célula hidrodinamicamente. Isto melhora o desempenho e 
ainda previne os problemas de manutenção e limpeza dos modelos de impedância elétrica. 
 
4.3 - CONTAGEM DIFERENCIAL DE LEUCÓCITOS AUTOMATIZADA 
4.3.1 - DIFERENCIAL DE LEUCÓCITOS EM TRES PARTES 
Vários instrumentos que incorporam um diferencial no contador de células são agora 
fabricados. Como nos contadores de células, dois tipos de tecnologias principais foram 
desenvolvidos: impedância elétrica e difração de luz laser. A Coulter Eletronics produz um 
instrumento com impedância elétrica que fornece um diferencial em três partes, útil como 
aparelho de triagem. O Sysmex CC-800 da TOA Instruments produz um diferencial em duas 
partes, e o último da série “E” oferece um diferencial em três partes. O “Baker da série 9.000” da 
Serono-Baker também faz uma contagem diferencial em três partes, como mostra na FIGURA 3. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 3: Histograma de diferencial de 
três partes, mostrando contagem de 
leucócitos normais e seu diferencial. 
 
22 
 
 
Para que estes aparelhos produzam um diferencial de leucócitos automatizado, é 
necessário que as células sejam submetidas a um reagente especial. Este reagente comprime o 
citoplasma de cada tipo de leucócito em um grau diferente, sendo os linfócitos os mais reduzidos. 
Isto seleciona o tamanho das células em trêsclassificações distintas: linfócitos, células 
mononucleares e granulócitos. Células entre 35 e 99 fL (fento litros ou micras cúbicas) são 
agrupadas como linfócitos, células entre 100 e 200 fL são chamadas de mononucleares (mids) e 
as células maiores que 200 fL são os granulócitos (FIGURA 3). Ainda que estes números 
particulares sejam os usados pelo Coulter STKS, a classificação é praticamente idêntica para 
todos os outros aparelhos. 
 O diferencial em três partes é um teste de triagem. Ele não separa os granulócitos em 
neutrófilos, eosinófilos e basófllos. O instrumento avisa por “flags” (sinais) resultados anormais 
para alertar o operador que uma condição anormal pode estar presente. Exemplos de resultados 
que podem ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? 
 
4.3.2 - DIFERENCIAL DE LEUCÓCITOS DE CINCO PARTES 
Estão disponíveis agora instrumentos que fazem a contagem diferencial em cinco partes. A 
Coulter Eletronics comercializa o Coulter VCS que fornece o diferencial em cinco partes. Os 
leucócitos estão separados em neutrófllos, linfócitos, monócitos, eosinófilos e basófilos em um 
histograma. Em uma categoria adicional, grandes células não coradas (LUC large unstained 
cells) incluem as variantes dos linfócitos e outras células imaturas. O instrumento usa três 
parâmetros: volume (V), condutividade (C) e difração da luz (S). O procedimento requer apenas 
100 L de sangue e o instrumento faz setenta e cinco amostras por hora. A Coulter incorpora a 
tecnologia VCS no seu contador de células STKS para produzir um hemograma completo, com 
diferencial automatizado de cinco partes. 
Unipath (antiga Sequoia-Turner) fabrica o Cell-Dyn 3200 (FIGURA 4). Este instrumento 
fornece um diferencial de cinco partes por separação da difração de luz polarizada multiangular 
(MAPSS). Este processo não contrai nem altera as células, mas caracteriza cada célula conforme 
seu padrão de difração da luz de quatro ângulos específicos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 4: Histograma e “scattergram” = citograma ilustrando o formato de diferencial de cinco partes. 
 
23 
 
 
4.3.2.1 - DIFERENCIAIS POR COLORAÇÃO CITOQUÍMICA 
O primeiro instrumento, que usou a coloração citoquímica para criar uma contagem 
diferencial foi o Hernalog DTM da Technicon em 1975. O aparelho faz um hemograma e uma 
diferencial em cinco partes. Certos produtos químicos, como a peroxidase e o azul de alcian, que 
afetam os vários leucócitos de maneira específica são adicionados ao sangue. A corrente da 
amostra é então submetida a um raio de luz, e a difração é medida e registrada. Desta informação 
é informada a contagem total de leucócitos e o diferencial em cinco partes. A exibição desta 
informação é chamada de “citograma”. Os analisadores multicanais da Technicon, série “H”, 
incorporam esta tecnologia (Technicon foi comprada pela Bayer). Outros instrumentos deste tipo 
estão disponíveis, como o COBAS ARGOS 5 DIFF da Roche. Como mostra a FIGURA 5. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4.3.2.2 - INSTRUMENTOS PROCESSADORES DE IMAGENS 
Outro tipo de tecnologia, popular desde os anos 80, faz a contagem diferencial por 
processamento de imagens. Estes instrumentos comparam células em única extensão de sangue 
preparado com milhares de imagens de células “normais” armazenadas na memória do 
computador. Ainda que possa bater o desempenho de um profissional treinado, o instrumento tem 
varias desvantagens, como a necessidade de cada célula anormal ser revisada por um 
profissional. Além disso, os resultados são limitados por todas as desvantagens do sistema de 
contagem pelo olho humano: a confiança de uma extensão bem feita, distribuição das células e 
técnica de coloração. Dois instrumentos que usam esta tecnologia são o LARC e o Hematrak. 
Nenhum desses aparelhos é atualmente produzido ou distribuído nos Estados Unidos. Como 
mostra na FIGURA 6. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 6: Contador automático de 
células CELL-DYN 3200. 
 
Figura 5: Absorbância luminosa 
(citoquímica). 
 
24 
 
 
4.3.2.3 - CITOMETRIA DE FLUXO 
A citometria de fluxo é a mais nova técnica em hematologia. Citômetros de fluxo são 
particularmente úteis em situações nas quais as células precisam ser contadas e separadas por 
sub populações. Sondas fluorescentes que se fixam, em determinados componentes da célula 
são combinados com a amostra de sangue. A amostra é então processada por um método de 
difração da luz. Os padrões de difração das células marcadas pela fluorescência são específicos 
para certos tipos de células. 
A citometria de fluxo é especialmente útil para classificar sub populações de células em 
leucemias e na síndrome de imunodeficiência adquirida (SIDA - AIDS). Este método também 
pode ser utilizado para contar reticulócitos. Três exemplos desses aparelhos são o FACScan (da 
Becton Dickinson); Epics Profile (da Coulter Eletronic) e o XT 4000 (Sysmex). Como mostra 
na FIGURA 7. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FIGURA 7:DISPERSÃO DO LASER (CITOMETRIA). 
 
 
 
Figura 7: Fluxograma de funcionamento de auto-analizador hematológico. 
 
25 
 
 
4.4 - AUTOANALISADOR HEMATOLÓGICO SEMI-AUTOMÁTICO DE ATÉ 18 
PARÂMETROS 
 
 FUNCIONAMENTO DE CONTAGEM CELULAR 
4.4.1 - GLÓBULOS BRANCOS/HEMOGLOBINA (GB/HGB) 
a) Volume de sangue inicial 10,0 μL. 
b) Volume de diluente salino 2.100 μL. 
c) Volume de reagente de lise 500 μL. 
d) Proporção de diluição final 1/260. 
e) Método Impedância. 
f) Diâmetro da abertura 80 μm. 
g) Período de contagem 2 s x 5 s. 
h) Reação à temperatura ambiente. 
 
 PRINCÍPIOS DE CONTAGEM DE GLOBULOS BRANCOS (GB) 
Os princípios de contagem de glóbulos brancos têm por base os mesmos princípios de 
medição de glóbulos vermelhos e plaquetas. A contagem de glóbulos brancos é realizada na 
câmara de glóbulos brancos/hemoglobina. O dispositivo de processamento de sinal eletrônico 
coloca um limite eletrônico entre os glóbulos brancos e as plaquetas. Em seguida, os pulsos 
eletrônicos são colocados em 256 canais de acordo com o tamanho do pulso. Depois disso os 
pulsos são limitados, agrupados e submetidos a um cálculo matemático para gerar um valor 
numérico para a determinação dos glóbulos brancos. 
 
 HISTOGRAMA DE GLÓBULOS BRANCOS 
O histograma de glóbulos brancos é um estudo de distribuição que revela os três tipos de 
subpopulações de células sanguíneas brancas a seguir: (linfócitos, monócitos e granulócitos). 
O diluente e o reagente de lise desempenham um papel muito importante na classificação das 
subpopulações de glóbulos brancos em sua curva de distribuição. 
 
 PRINCÍPIOS DE MEDIÇÃO DIFERENCIAIS 
 AÇÕES DO DILUENTE E DO REAGENTE DE LISE: 
O diluente preserva e prepara as membranas celulares dos glóbulos brancos para a reação 
diferencial. O reagente de lise tem um modo de ação diferenciado sobre as membranas 
citoplasmáticas dos glóbulos brancos. Quando o reagente de lise reage com a membrana 
citoplasmática do linfócito, possibilita a liberação de citoplasma solúvel em água, encolhendo a 
membrana ao redor do núcleo. Quando o reagente de lise reage com a membrana citoplasmática 
do monócito, causa uma reação intermediária que mantém a célula de certa forma estável, o que 
conserva seu tamanho grande em comparação com os linfócitos. Quando o reagente de lise 
reage com os granulócitos, causa uma reação limitada devido a uma molécula da sua estrutura 
citoplasmática que os protege de encolher com o reagente. Essa reação transforma os 
granulócitos na maior das subpopulações de glóbulos brancos no processo de diferenciação de 
células. 
Após a ação de lise diferenciada,o equipamento analisa o tamanho de cada pulso 
eletrônico dos glóbulos brancos conforme passam pela microabertura. Os pulsos são então 
canalizados, limitados, agrupados de acordo com seu tamanho, de 30 fL a 450 fL, e submetidos a 
26 
 
 
cálculo matemático para criar a curva de distribuição de glóbulos brancos denominada 
Histograma de glóbulos brancos. 
As três subpopulações de glóbulos brancos são classificadas de acordo com o número e o 
tamanho de células em cada grupo. 
A distribuição das subpopulações de glóbulos brancos são as seguintes: 
- Os linfócitos estão entre 30 fL e 100 fL. 
- Os monócitos estão entre 100 fL e 150 fL. 
- Os granulócitos estão entre 150 fL e 450 fL. 
Essa distribuição cria o termo (LMG) para um diferencial de glóbulos brancos em três 
partes no equipamento. 
A subpopulação de granulócitos dos glóbulos brancos contém três subpopulações, que de 
certa forma são da mesma natureza. 
Todas contêm material granular citoplasmático que se tinge de várias cores quando 
visualizado ao microscópio. Essas três subpopulações são as seguintes: 
- Neutrófilos. 
- Eosinófilos. 
- Basófilos. 
A distribuição dessas células depende das condições patológicas e fisiológicas dos 
indivíduos analisados As células patológicas ficarão posicionadas, obviamente, em diferentes 
regiões dentro da curva de distribuição de glóbulos brancos. Sinais de alarme fixos e móveis 
alertarão o operador do laboratório sobre a presença desses elementos patológicos. 
 
 RESULTADOS 
Os resultados da medição de linfócitos, monócitos e granulócitos são apresentados como 
uma porcentagem da contagem completa de glóbulos brancos, juntamente com números 
absolutos para refletir a contagem real de glóbulos brancos propriamente dita. Os resultados são 
apresentados da seguinte forma: 
- LYM% LYM # 
- MON% MON# 
- GRA% GRA# 
 
4.4.2 - GLÓBULOS VERMELHOS/PLAQUETAS (GV/PLA) 
a) Volume de sangue diluído inicial 28,3 μL (1/260). 
b) Volume do diluente salino 2.500 μL. 
c) Proporção de diluição final 1/15.000. 
d) Método Impedância. 
e) Diâmetro da abertura 50 μm. 
f) Período de contagem 2 s x 5 s. 
g) Reação à temperatura ambiente. 
 
 PRINCIPIO DE MEDIÇÃO DOS GLÓBULOS VERMELHOS/PLAQUETAS (GV/PLA) 
Os glóbulos vermelhos e as plaquetas são medidos por um princípio de variação de 
impedância eletrônica. Isso significa que um campo eletrônico é gerado ao redor da microabertura 
através da qual as células sangüíneas passam. As células criam uma resistência no campo 
eletrônico ao passar pela microabertura calibrada. Isso gera um pulso eletrônico que é 
amplificado, medido e submetido a um cálculo matemático para gerar um valor numérico. 
27 
 
 
Primeiramente, os 28,3 μL da amostra de sangue diluído são diluídos numa mistura de 
diluente eletrolítico (fluido condutor de corrente eletrônica) e, em seguida, passados por uma 
microabertura calibrada. Há dois eletrodos colocados em cada lado da abertura. Uma corrente 
eletrônica constante passa entre eles. Conforme as células sangüíneas passam pela abertura, 
criam resistência (impedância) no campo eletrônico gerado entre os dois eletrodos. Uma vez que 
a corrente é constante e permanece inalterada, quanto maior for à célula, "maior" resistência ela 
causará. Quanto menor for à célula, "menor" resistência ela causará. A voltagem de medida das 
células é proporcional ao tamanho das células. Quanto maior for célula, maior será a voltagem. 
Quanto menor for à célula, menor será a voltagem. Essas voltagens eletrônicas variam em 
tamanho de pulso conforme as células passam pela abertura. Os pulsos são canalizados de 
acordo com o tamanho. Em seguida, são limitados, agrupados e calculados matematicamente 
para gerarem um valor numérico para a determinação de glóbulos vermelhos e plaquetas. 
 
 HISTOGRAMAS DE GLÓBULOS VERMELHOS E PLAQUETAS 
Os histogramas de glóbulos vermelhos e plaquetas são determinados pela limitação de 
pulsos eletrônicos. Esses pulsos são agrupados de acordo com o tamanho pela canalização dos 
mesmos na categoria de tamanho correta. Os pulsos eletrônicos são regularizados 
matematicamente e representados em um gráfico. 
 
- HISTOGRAMA DE GLÓBULOS VERMELHOS: é uma distribuição eletrônica e um cálculo 
matemático dos glóbulos vermelhos colocados em 256 canais de classificação volumétrica de 30 
fL a 300 fL. 
- HISTOGRAMA DE PLAQUETAS: é uma distribuição eletrônica e um cálculo matemático das 
plaquetas colocadas em 128 canais de classificação volumétrica de 2 fL a um limite móvel entre 
os limites do maior número de plaquetas e do menor número de glóbulos vermelhos. (fl = 
femtolitros) - unidade de medida volumétrica microscópica. É uma medida tridimensional utilizada 
para determinação do volume de partículas microscópicas. 
 
4.4.3 - DOSAGEM DE HEMOGLOBINA (HGB)de hemoglobina (HGB) 
a) Comprimento de onda 550 nm. 
b) Período de contagem 2 s x 5 s. 
c) Reação à temperatura Ambiente. 
 
 PRINCÍPIO DA DOSAGEM DA HEMOGLOBINA (HGB) 
A dosagem de hemoglobina é baseada em um ciclo de inicialização. Esse ciclo inclui uma 
sequência de teste em branco de hemoglobina que inclui duas medições em branco de 
hemoglobina. Cada ciclo de análise executado após a inicialização também possui uma medição 
em branco de hemoglobina que é comparada ao valor em branco de hemoglobina inicial. Cada 
ciclo de análise executado em seguida compara a leitura em branco de hemoglobina à leitura em 
branco de hemoglobina do ciclo anterior. Durante o ciclo de análise de glóbulos brancos, adiciona-
se 0,5 mL de reagente de lise a 2,1 mL de 
sangue diluído na câmara de glóbulos brancos. O reagente de lise contém ferricianeto de 
potássio [Fe(Cn)]K e cianeto de potássio [KCN]. O reagente de lise quebra a membrana do 
glóbulo vermelho e libera a hemoglobina contida no glóbulo. A hemoglobina combina-se então 
com o cianeto de potássio para formar um composto de cianometahemoglobina cromogênico. 
28 
 
 
Esse composto químico é medido por espectrofotometria, através de um trajeto óptico na câmara 
de glóbulos brancos. O comprimento de onda da luz de medição é 550 nm. 
Resultados: os resultados de hemoglobina são apresentados da seguinte forma: HGB = Log 
(valor em branco/valor da amostra) x coeficiente de calibração. 
 
4.4.4 - HEMATÓCRITO (HCT) 
O hematócrito é obtido pela medição combinada de pulsos eletrônicos e cálculos 
matemáticos. Todos os pulsos de glóbulos vermelhos são agrupados em vários tamanhos. É 
calculada, então, a média de cada grupo de altura de pulsos. Em seguida, é calculada a média de 
todas as médias de altura de pulsos uma última vez para obtenção de uma média geral de todas 
as alturas de pulso de glóbulos vermelhos. Essa é uma função da integração numérica do volume 
corpuscular médio (VCM). Os resultados são fornecidos como uma porcentagem dessa 
integração. 
 
4.4.5 – ÍNDICES 
a) HEMOGLOBINA CORPUSCULAR MÉDIA (HCM) 
A Hemoglobina Corpuscular Média (HCM) é determinada usando a fórmula: HGB/GV x 10 
= pg 
b) CONCENTRAÇÃO DE HEMOGLOBINA CORPUSCULAR MÉDIA (CHCM) 
A Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média (CHCM) é calculada de acordo com 
os valores de hemoglobina e hematócrito. O cálculo é feito da seguinte forma: CHCM: HGB/HCT 
x 100 = %. 
c) VOLUME CORPUSCULAR MÉDIO (VCM) 
 O Volume Corpuscular Médio (VCM) é determinado pelo cálculo matemático utilizando a 
fórmula: HCT/GV x 10 = fl. 
d) RDW 
A amplitude da distribuição de glóbulos vermelhos (RDW) é utilizada para determinar 
anormalidades nos eritrócitos relacionadas à anisocitose. O valor RDW possibilita o 
acompanhamento da evolução da amplitude do histograma de glóbulos vermelhos em relação ao 
número de células eseu volume médio. É também um cálculo do histograma de glóbulos 
vermelhos. O cálculo é feito da seguinte forma: 
RDW (%): K x DP/VCM 
- K: Coeficiente de calibração para a RDW. 
- DP: Desvio padrão de acordo com os estudos estatísticos sobre distribuição celular. 
- VCM: Volume Corpuscular Médio dos Eritrócitos. 
e) VMP 
O volume médio plaquetário (VMP) é calculado diretamente a partir da curva de distribuição 
do histograma de plaquetas. Esse cálculo é muito parecido ao cálculo de VCM. 
f) PDW 
A amplitude da distribuição plaquetária (PDW) é calculado a partir do histograma/curva de 
distribuição de plaquetas. O valor de PDW é representado pelo tamanho da curva entre 15% do 
número de plaquetas iniciando no limite inferior de 2 fl (S1) e 15% do número de plaquetas 
iniciando com o limite superior variável (S2). A área de determinação da PDW é mostrada pela 
curva de distribuição a seguir. 
 
4.4.6 - ALARMES DE MORFOLOGIA 
29 
 
 
a) ALARMES NA CURVA DE DISTRIBUIÇÃO DE PLAQUETAS 
O histograma de plaquetas tem 128 canais entre 2fL e 30fL. Um limite variável (por padrão, 
posicionado em 25fL) desloca-se de acordo com a população de micrócitos presente na área de 
análise de plaquetas. 
Os alarmes de plaquetas são os seguintes: 
1 - Presença excessiva de células à direita do limite (25fl) ativarão o alarme "MIC" (micrócitos). O 
limite variável procura por um "vale" entre o valor padrão 25fL e 18fL. 
2 - Quando não há "vale" entre as populações de plaquetas e glóbulos vermelhos, um alarme de 
rejeição de PLA (*) é disparado. Os resultados de contagem de plaquetas não são confiáveis e 
devem ser confirmados por uma contagem manual de plaquetas. 
3 - Se o número de partículas entre 18fL e 25fL for muito alto, o alarme "SCH" (esquizócitos) será 
disparado. Algumas das possíveis anormalidades são: 
- Presença de esquizócitos. 
- Presença de agregados plaquetários: Verifique os resultados de plaquetas em um esfregaço de 
sangue tingido. 
4 - O alarme "SCL" (células pequenas) indica a presença de células pequenas na zona entre 2fL 
e 3fL. Os resultados de contagem de plaquetas podem ser relatados como (---) e também pode 
não haver histograma de PLA. 
b) ALARMES NA CURVA DE DISTRIBUIÇÃO DE GLÓBULOS BRANCOS 
Os analisadores hematológicos de 18 parâmetros possuem um sistema de alarmes 
diferenciais de glóbulos brancos que avisam o operador sobre a possível presença de células 
patológicas, histogramas anormais de distribuição de volume ou populações anormalmente 
elevadas, como a presença excessiva de eosinófilos e basófilos. 
1 - O alarme "L1" indica um número anormal de células, em comparação com os linfócitos, na 
zona entre 30fL e 60fL. Os elementos patológicos que podem ser encontrados incluem: 
- Agregados plaquetários. 
- Glóbulos vermelhos nucleados. 
‘Este alarme corresponde ao número de células contadas nos cinco primeiros canais, com 
relação ao número total de linfócitos. 
2 - O alarme "M2" indica a presença de um número excessivo de células na zona de 130 fL a 160 
fL. 
Os elementos patológicos que podem ser encontrados incluem: 
- Linfoblastos. 
- Mielócitos. 
- Linfócitos anormais. 
- Basofilia (muitos basófilos). 
Este alarme corresponde ao número de células contadas na zona de detecção, em 
comparação ao número total de monócitos. 
3 - O alarme "G1" indica a presença de um número excessivo de células na zona de 160 fL a 220 
fL. 
Os elementos patológicos que podem ser encontrados incluem: 
- Eosinofilia (muitos eosinófilos). 
- Mielócitos. 
- Polinucleose de neutrófilos. 
Este alarme corresponde ao número de células contadas na zona de detecção, em 
comparação ao número total de granulócitos. 
30 
 
 
4 - O alarme "G2" indica a presença de um número excessivo de células na zona de 220 fL a 250 
fL. 
Esse alarme torna possível seguir uma dispersão de picos de granulócitos anormal. 
Algumas das variações de células incluem: 
- Anomalias na membrana celular dos granulócitos. 
- Possível problema no fluxo do reagente de lise. 
- Problemas de fluidos. 
- Sangue velho (de seis a oito horas sem refrigeração). 
- Granulócitos menores que 250fL. 
5 - O alarme "G3" indica um número excessivo de células maiores que 400 fL. Os elementos 
patológicos que podem ser encontrados incluem: 
- Metamielócitos. 
- Inúmeros tipos de células grandes imaturas. 
Este alarme corresponde ao número de células contadas na zona de detecção, em 
comparação ao número total de granulócitos. Essa contagem de células será mais alta do que o 
nível estabelecido. 
 
4.5 - EQUIPAMENTOS PARA TESTES DE HEMOSTASIA 
 Os analisadores de coagulação variam de alguns relativamente simples a outros 
complexos, totalmente automatizados. Duas tecnologias básicas são usadas. O método que tem 
sido usado há mais tempo é a detecção do coágulo de fibrina por uma alça de arame móvel. 
Outros instrumentos mais recentes usam a medida de densidade ótica para detectar a formação 
do coágulo de fibrina. 
 A função da agregação plaquetária pode ser testada por um agregômetro. 
 
a) TESTES COM PLASMA 
Os testes de funcionamento da coagulação do plasma têm sido tradicionalmente 
executados em amostras de plasma do paciente. O FibroSystem’M da Becton e Dickinson tem 
sido usado há muito anos. Ele funciona pelo principio de detecção do coágulo de fibrina por uma 
alça de arame móvel. Este instrumento pode ser usado para tempo de protrombina (TP), tempo 
da tromboplastina parcial ativada (TTPA) e testes de fibrina. O técnico deve colocar a amostra no 
fibrômetro, adicionar os reagentes e disparar o cronômetro. O instrumento para quando um 
coágulo é detectado e mostra o tempo transcorrido. 
Outros instrumentos automatizados para hemostasia estão agora no mercado. Eles variam 
de semi-automáticos a totalmente automáticos. Com os modelos totalmente automáticos, uma 
bandeja ou estante de tubos de plasma podem ser colocados dentro do aparelho, com uma 
identificação, com o código de barras, por exemplo. O profissional está então livre para fazer 
outras tarefas no laboratório. O CA-1.000 da Sigma Diagnostics pode fazer até oito testes 
simultâneos. Isto inclui TP, TTPA, fibrinogênio, tempo de trombina e testes para os fatores 
específicos da coagulação. A Sigma também vende o AccustasisTM 1.000 e 2.000 para 
laboratórios menores A Helena Laboratories fabrica o Cascade 480, o qual automaticamente 
aspira as amostras de plasma diretamente dos tubos de coleta de sangue. O ELECTRA 1.000 
CTM fabricado pela Medical Laboratomy Automation, mc. (MLA) tem um sistema automatizado de 
processamento e identificação da amostra. As séries do instrumento COAGA-MATE 
comercializado pela Organon Teknika têm sido populares tanto em pequenos quanto grandes 
laboratórios. Como mostra na FIGURA 8. 
 
31 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
b) TESTES DE AGREGAÇÃO PLAQUETÁRIA 
A agregação plaquetária pode ser testada usando instrumentos especialmente feitos para 
este objetivo. Um tubo contendo uma suspensão de plaquetas é inserido no aparelho. Certos 
reagentes que induzem a agregação plaquetária são adicionados à suspensão. A quantidade de 
luz transmitida assim que as plaquetas agregam em grumos é proporcional ao grau de agregação; 
quanto mais as plaquetas se agregam, mais clara fica a suspensão. O instrumento produz um 
gráfico ilustrando a resposta. Como mostra na FIGURA 9. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5 - CONTAGEM DE ERITRÓCITOS 
1) OBJETIVO: Conhecer a quantidade de eritrócitos por mm3 de sangue. 
2) AMOSTRA: Sangue total coletado com EDTA. 
3) MÉTODO: Manual e Automático. 
4) PROCEDIMENTO 
4.1) Automático 
A leitura é