Meios de Cultura Para Fungos

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MEIOS DE CULTURA
Prof. Sidney T. G. Bastos
Dept. de Micologia/CCB/UFPE
O objetivo principal básico em estudos na área de micologia, particularmente, no campo da 
fisiologia de fungos, reside na determinação, tanto quanto possível, de como o fungo vive em seu habitat. 
Uma das ferramentas de trabalho para atingir este objetivo é conhecer quais as relações nutricionais e 
fisiológicas existentes entre o fungo e seu ambiente.
Os ambientes nos quais os fungos vivem são, contudo, extremamente complexos, o que torna 
quase impossível desenvolver estudos sobre os efeitos de diversos fatores (temperatura, pH, 
disponibilidade de nutrientes, relações entre fungos, etc.) sobre o crescimento de um determinado fungo.
A necessidade de investigar as relações fungo-ambiente levou ao desenvolvimento de uma série 
de meios de cultura. A partir da elaboração destes meios foi também possível estudar as reações de um 
fungo em um ambiente controlado.
Há necessidade de ressaltar que as condições experimentais em laboratório (temperatura, pH, 
nutrientes, etc.) são diferentes das naturais, isto é, não refletem precisamente as condições do habitat 
natural dos fungos.
O meio de cultura pode ser definido como o substrato no qual os fungos são cultivados em 
laboratório.
Embora os meios de cultura contenham uma série de substâncias nutritivas essenciais para o 
crescimento fúngico, tais como: carboidratos, proteínas, aminoácidos, sais minerais, ácidos graxos e 
vitaminas, nenhum deles pode ser considerado um substrato ideal.
A deficiência do meios de cultura pode ser evidenciada pelo fato de que, até atualmente, não se 
conseguiu cultivar determinados fungos fitopatógenos denominados de carvões (ordem Ustilaginales), 
ferrugens (ordem Uredinales) ou mildios (ordens Peronosporales e Erysiphales) (Tabela 1). Fungos 
parasitas obrigatórios não crescem em meios de cultura pois necessitam de uma célula viva (hospedeiro) 
para o seu crescimento. Por outro lado, os fungos parasitas facultativos podem crescer em meios de 
cultura. Além disto, inúmeros fungos permanecem estéreis em meios de cultura e outros não completam o 
seu ciclo de vida normal ou, ainda, apresentam estados teratológicos (formas anormais). Por estas razões, 
uma infinidade de meios tem sido elaborados e testados continuamente.
Tabela 1. Alguns fungos fitopatógenos não cultivados em meios de cultura.
fungo ordem nome da doença
Podosphaera leucotricha Erysiphales mildio pulverulento da maçã
Erysiphe poligoni Erysiphales mildio pulverulento do feijoeiro
Bremia lactucae Peronosporales mildio brando da alface
Pseudoperonospora humili Peronosporales mildio brando do lúpulo
Uromyces phaseoli Uredinales ferrugem do feijoeiro
Uromyces pisi Uredinales ferrugem da ervilha
Hemileia vastatrix Uredinales ferrugem do cafeeiro
Ustilago maydis Ustilaginales carvão do milho
Ustilago scitaminea Ustilaginales carvão da cana de açúcar
Por outro lado, os fungos, por viverem em ambientes diferentes, apresentam grandes diferenças 
quanto às suas necessidades nutricionais. Por esta razão, não existe um meio de cultura universal capaz de 
ser utilizado para todos os fungos.
O meio de cultura ideal é naturalmente o que mais se assemelha ao substrato no qual o fungo 
ocorre na natureza.
Apesar de todas estas desvantagens, pode-se aprender muito sobre um determinado fungo 
quando cultivado em um meio de cultura artificial.
Através do isolamento de culturas obtidas em meios de cultura podemos comprovar, por 
exemplo, a patogenicidade de um fungo fitopatógeno, isolando-o, inoculando-o e reisolando-o (Postulado 
de Koch). Podemos também, realizar importantes estudos sobre fisiologia, bioquímica, genética, controle 
biológico, influência de vários fatores (pH, temperatura, nutrientes, etc.) sobre o crescimento e 
reprodução, efeito de substâncias como fungicidas e muitos outros.
As características apresentadas pelas colônias fúngicas puras em meios de cultura, tais como: 
cor, diâmetro, aspecto, bem como por suas estruturas (esporos, hifas, conidióforos, etc.), constituem 
elementos vitais no reconhecimento e identificação dos fungos.
Meios de cultura constituídos de compostos quimicamente definidos são denominados meios 
sintéticos. Como conseqüência da definição, as substâncias químicas presentes e a concentração química 
destas no meio de cultura são conhecidas. Por outro lado, meios de cultura que contenham extrato de 
levedura, peptona ou outras substâncias não quimicamente definidas ou material vegetal ou, até mesmo, 
animal (sangue, por exemplo) são denominados de meios naturais. Conseqüentemente, as substâncias 
químicas presentes e a concentração destas, neste meio de cultura, não são conhecidas exatamente.
O crescimento fúngico nos meios naturais é, geralmente, muito melhor do que em meios 
sintéticos, contudo, têm a desvantagem de não poderem ser repetidos indefinidamente e exatamente iguais 
aos utilizados em experimentos anteriores. Por outro lado, os meios sintéticos proporcionam maiores 
informações sobre, por exemplo, os requerimentos nutricionais de um certo fungo, uma vez que 
apresentam a possibilidade de se poder alterar a composição química do meio sob condições controladas, 
isto é, existe a possibilidade de serem acrescentados outros nutrientes, permite o aumento ou diminuição 
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da quantidade dos compostos originais ou, ainda, possibilita a substituição das fontes de nutrientes 
originais por outras.
Os meios de cultura podem, ainda, ser líquidos ou sólidos. Os meios sólidos são, algumas vezes, 
Considerados mais naturais do que os líquidos uma vez que uma grande parte dos substratos naturais de 
muitos fungos apresentam consistência sólida, por exemplo, madeira, tecidos vegetais ou animais e solo.
Para solidificar um meio de cultura podem ser utilizados gelatina, agar ou silicagel.
A gelatina foi o primeiro agente solidificante a ser usado em meios de cultura, contudo, 
apresenta algumas desvantagens como a de se liqüefazer a 23°C e poder ser utilizada como fonte de 
carbono e nitrogênio por inúmeros fungos não sendo, assim, satisfatória para experimentos nutricionais.
Em laboratório de micologia, a fim de diminuir os custos na elaboração de meios de cultura, 
pode-se utilizar uma mistura de gelatina e agar para uma solidificação adequada do meio. Entretanto, 
devem ser realizados testes a fim de verificar a ocorrência de alguma alteração na cultura fúngica ou 
mesmo no meio após crescimento fúngico. Ainda, meios contendo esta mistura de agentes solidificantes 
devem ser estritamente utilizados para a multiplicação de culturas fúngicas.
O agar é o agente solidificante mais adequado e mais utilizado em meios de cultura. Geralmente, 
o agar é acrescentado na proporção de 1,5 a 2% para solidificar os meios.
O meio de cultura contendo agar, após esterilização, apresenta a vantagem de não se liqüefazer 
até alcançar a temperatura de 100°C. Esta é a propriedade mais importante uma vez que torna o meio 
utilizável em um amplo espectro de temperatura, possibilitando a realização de experimentos com fungos 
em várias temperaturas. Após liquefação, permanece em estado líquido, durante o processo de 
esfriamento, até cerca de 45°C. Esta outra propriedade facilita a distribuição dos meios de cultura para 
outros recipientes, após autoclavagem, ou ainda, a adição de substâncias termolábeis que não suportariam 
temperaturas mais altas (50 a 100°C).
O agar é uma mistura complexa de polissacarídeos extraídos de espécies de algas vermelhas 
(Gelidium, Gracilaria, Pterocladia, Acanthopeltis e Ahmfeltia). O agar é uma galactana contendo grupos 
hidroxílicos esterificados com ácido sulfúrico, solúvel em água quente mas insolúvel em água fria. No 
agar existem dois polissacarídeospredominantes a agarose e a agaropectina que afetam particularmente 
sua performance nos meios de cultura. A agarose é responsável pelas propriedades de gelificação 
enquanto que a agaropectina pelas propriedades de viscosidade. Não é utilizado pelos fungos como fonte 
de nutrientes, contudo, por ser um produto natural extraído de algas, pode conter muitos contaminantes 
como micronutrientes, vitaminas e inibidores do crescimento. Nos casos de experimentos de alta precisão 
na área de bioquímica ou mesmo fisiologia de fungos pode ser utilizado um agar mais purificado, para 
solidificar o meio, como por exemplo o agar nobre ou, à rigor, usar meio sem adição de agar, isto é, meio 
líquido. De acordo com Lilly, meios líquidos acrescidos de agar não são classificados como meios 
sintéticos, mas como semi-sintéticos (tabela 2). Contudo, o agar grau bacteriológico é adequado para a 
grande maioria dos meios de cultura sólidos para aplicações micológicas.
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Tabela 2. Características do agar (Oxoid Ltd.). 
Tipo de agar Concentração de substâncias
SO4 N2 total Ca Mg Fe
Técnico (nº 3)1 1,7 % 0,1 % 400 ppm 100 ppm -
Bacteriológico (nº 1)1 0,9 % 0,1 % 100 ppm 40 ppm -
Purificado2 0,7 % 0,1 % 100 ppm 70 ppm 10 ppm
1: recomendado para meios de cultura e 2: recomendado para imunoeletroforése e 
difusão em gel (pode ser usado em meios de cultura)
Por outro lado, em meios de cultura de rotina em laboratórios de micologia, pode ser utilizado 
um tipo de agar com menor índice de purificação como, por exemplo, o agar alimentício a fim de 
diminuir os custos na elaboração de meios de cultura. Contudo, deve-se prestar atenção, pois a adição 
deste tipo de agar aos meios de cultura pode afetar o crescimento dos fungos. Íons metálicos livres (Ca, 
Mg e Fe), em altas concentrações, podem reagir com sais de fosfato formando precipitados insolúveis e, 
portanto, tornando alguns nutrientes essenciais indisponíveis para o crescimento fúngico.
A silicagel (NaSiO3) é um material inorgânico que pode ser usado como agente solidificante de 
meios de cultura, entretanto, o seu uso não se tornou comum, a despeito do desenvolvimento de técnicas 
de rotina para a preparação de meios, por ser um material de difícil manipulação.
Meios de cultura líquidos são mais adequados para experimentos que requerem, por exemplo, a 
determinação de peso seco micelial (uma das formas de avaliar crescimento fúngico) ou, ainda, naqueles 
onde há necessidade de quantificar as alterações provocadas na composição química do meio durante o 
período de incubação do fungo (utilização de um nutriente ou produção de uma substância pelo fungo).
Por outro lado, os meios sólidos são mais adequados para estudos que tem por finalidade, por 
exemplo, verificar as alterações provocadas na forma da colônia fúngica, na densidade de esporulação ou 
mesmo nas alterações provocadas nas estruturas reprodutivas e vegetativas do fungo. Ainda, nos meios 
sólidos o crescimento pode ser avaliado através do diâmetro da colônia fúngica.
DETERMINAÇÃO E AJUSTE DO PH
A determinação do pH de um meio de cultura pode ser realizada através de duas formas 
utilizando:
a. papel indicador de pH
b. potenciômetro
O papel indicador de pH é muito utilizado por não envolver alto custo e por facilitar bastante a 
operação de medição e ajuste, embora, a precisão seja menor. Entretanto, pode-se melhorar a precisão nas 
leituras de pH feitas com papel indicador utilizando diferentes papéis para faixas mais estreitas de pH.
Na atualidade, o potenciômetro tem sido utilizado com maior freqüência na determinação do pH 
por apresentar um custo não muito alto e por existirem modelos de bolso que facilitam o seu transporte.
A determinação e, mesmo o ajuste do pH de meios de cultura é feito após sua elaboração e, antes 
de acrescentar o agar, no caso de meios sólidos.
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Geralmente, os meios de cultura apresentam reação ácida (isto depende basicamente da água e de 
alguns nutrientes usados para elaborar o meio) e, portanto, basta acrescentar alguns mililitros de uma 
solução de NaOH ou KOH (geralmente, na concentração de 1 N) para neutralizá-los. Quando o meio de 
cultura apresentar reação básica, acrescentar HCl (geralmente, na concentração de 1 N) para neutralizá-lo.
Em geral, durante a esterilização do meio de cultura, por autoclavagem, ocorre uma queda do pH 
de cerca de 0,1 a 0,3 unidades. Devido a isto, para trabalhos que requerem uma determinação mais precisa 
é necessário realizar a leitura do pH após a esterilização do meio de cultura.
Quando se deseja acidificar um meio de cultura para um pH abaixo de 5,0 deve-se acrescentar 
um volume conhecido de uma solução ácida, após a esterilização , pois do contrário o agar não provocará 
a solidificação perfeita do meio.
A elaboração de meios de cultura envolvem basicamente as seguintes etapas:
a. cada substância química deve ser dissolvida completamente, em um volume apropriado de 
água destilada, antes de ser adicionada outra substância.
b. determinar o pH, ajustando-o, se for necessário, para o pH desejado, acrescentando solução 
básica ou ácida. Geralmente, os meios de cultura para fungos não necessitam de ajuste de pH uma vez 
que estes toleram uma ampla faixa de pH (2 a 9). No entanto, um ajuste para um pH entre 4 e 7 é mais 
adequado.
c. o meio é distribuído em frascos adequados (erlenmeyer, balão ou tubo de ensaio) cujas bocas 
devem ser fechadas com tampão de algodão hidrófobo. Não encher completamente o frasco, isto é, para 
um frasco com capacidade de 500 ml, colocar no máximo 300 ml de meio (aproximadamente 2/3 da 
capacidade do frasco). Acrescentar agar quando desejar meio sólido.
d. o meio de cultura é esterilizado em autoclave, na maioria da vezes, e redistribuído à 
temperatura de cerca de 45°C para placas de Petri em ambiente asséptico (câmara de fluxo laminar ou 
câmara asséptica dotada de luz UV).
ESTERILIZAÇÃO
Uma vez que os meios são preparados para cultivar fungos em cultura pura, todos os 
microorganismos estranhos ao que se deseja cultivar devem ser eliminados. Para isto, há necessidade de 
esterilizar o meio de cultura, antes de utilizá-lo, a fim de eliminar todos os microorganismos que tenham 
contaminado o meio durante a sua elaboração ou mesmo contaminantes presentes no recipiente onde são 
preparados os meios.
A esterilização é definida como um processo de destruição ou eliminação completa de todos os 
microorganismos de um material ou de um ambiente de trabalho.
Através da esterilização dos meios de cultura e do instrumental usado nos trabalhos micológicos 
é possível o isolamento e a manutenção de culturas fúngicas puras.
A esterilização pode ser alcançada através de processos físicos e químicos.
Os processos físicos envolvem geralmente o emprego do calor e da filtração para esterilização 
dos meios de cultura. Outros agentes físicos como luz ultravioleta (UV), raios X e gama não são 
utilizados para a esterilização dos meios de cultura, mas podem ser empregados em situações bastante 
específicas. A luz UV tem amplo emprego na esterilização de pequenas áreas de trabalho onde 
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manipulam-se meios de cultura esterilizados ou culturas fúngicas (câmara de fluxo laminar e câmara 
asséptica) e os raios gama, por exemplo, na obtenção de mutantes em fungos.
Os processos práticos nos quais são empregados o calor podem ser divididos em duas categorias: 
calor seco e calor úmido.
A. CALOR SECO
A esterilização por calor seco é recomendada quando o contato direto ou completo do vapor de 
água sob pressão (calor úmido) com o material a ser esterilizado pode danificá-lo, como por exemplo, 
óleos.
1. FORNO ELÉTRICO
O forno elétrico é utilizado para a esterilização de vidraria em geral como: placas de Petri, 
pipetas, béquer,erlenmeyer e outros produtos que não são prejudicados por altas temperaturas.
Materiais ou instrumentos que não suportam altas temperaturas por longos períodos de tempo 
como os meios de cultura e objetos de borracha devem ser esterilizados através de outros processos.
O calor seco é menos eficiente como agente esterilizante do que o calor úmido e, portanto, para 
obter resultados satisfatórios há necessidade de aumentar a temperatura e prolongar o tempo de 
esterilização.
A vidraria é esterilizada, geralmente, à temperatura de 160 a 180°C durante 1 a 2 horas. 
Entretanto, outras relações temperatura-tempo podem ser utilizadas (tabela 3).
Tabela 3. Temperatura e tempo necessários para a esterilização de vidrarias em forno elétrico*.
Temperatura (°C) Tempo de exposição (minutos)
170-180 60
160 120
150 150
140 180
121 1 dia ou 1 noite
 * extraído de Tuite (1969)
2. FLAMBAGEM
A flambagem consiste no aquecimento direto do material a ser esterilizado em uma chama de 
bico de Bunsen. O método de flambagem é utilizado para alças de inoculação, extremidade de pipetas, 
boca de tubo de ensaio, bisturis e alças de Drigalsky.
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B. CALOR ÚMIDO
1. AUTOCLAVE
O calor produzido por uma autoclave, sob a forma de vapor de água sob pressão, é o agente 
esterilizante mais utilizado em laboratórios de micologia. A autoclave proporciona a obtenção de 
temperaturas mais elevadas que as obtidas por fervura da água (100°C).
A autoclave consiste basicamente de uma câmara de vapor com parede dupla, equipada com 
dispositivos que permitem o enchimento da câmara de esterilização com vapor de água e a manutenção 
em determinada temperatura e pressão por períodos de tempo relativamente longos.
Ao utilizar a autoclave é absolutamente necessário que o ar existente na câmara de esterilização 
seja completamente substituído por vapor de água. Persistindo o ar, a temperatura alcançada no interior da 
câmara será consideravelmente menor do que se houvesse vapor de água sob a mesma pressão e, 
conseqüentemente, o meio não seria esterilizado. No entanto, não é a pressão que provoca a destruição 
dos microorganismos contaminantes, mas sim a alta temperatura do vapor da água.
A autoclave é um equipamento extremamente essencial em laboratórios de micologia, não 
somente para a esterilização de meios de cultura, solo, como também, para a eliminação de placas de Petri 
contendo fungos patogênicos e não patogênicos a serem descartados.
Geralmente, a autoclave é utilizada numa pressão de 1 atm (Tabela 4) durante um período de 
tempo de 15 a 20 minutos para a esterilização de meios de cultura. O tempo de esterilização depende da 
natureza e do volume do material a ser esterilizado (Tabela 5).
Tabela 4. Relação aproximada entre pressão do vapor de água e temperatura.
pressão temperatura
libras/pol² atm °C °F
5 0 109,0 228
15 1 121,5 251
20 2 126,5 260
Tabela 5. Tempo requerido para esterilização de líquidos em autoclave de acordo com o volume 
 do material
Capacidade do recipiente* Tempo de exposição em minutos (121°C e 1 atm)
1000 ml 20-25
500 ml 17-22
200 ml 12-15
125 ml 12-14
* erlenmeyer contendo líquido até a metade ou até 2/3 da capacidade (Tuite, 1969)
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Frascos contendo meios de cultura ou líquidos a serem esterilizados, não devem ser cheios 
totalmente, mas serem cheios de ½ a ⅔ de sua capacidade. Este procedimento evita que os tampões sejam 
molhados internamente, durante a autoclavagem e, também, que resíduos químicos do algodão 
contaminem o meio ou líquido, alterando sua composição.
Alguns materiais, porém, não podem ser esterilizados por autoclavagem. Substâncias não 
miscíveis com a água, por exemplo óleos, não são atingidos pelo vapor de água sob alta temperatura e, 
portanto, os microorganismos neles contidos poderão sobreviver. Por outro lado, algumas substâncias são 
alteradas ou destruídas por tratamento térmico intenso e, portanto, recomenda-se a utilização de outro 
método de esterilização.
Os açúcares são, especialmente, suscetíveis a uma quebra química chamada de caramelização 
(reação complexa entre açúcares e aminoácidos) resultando em um meio de coloração marrom, o que em 
determinados casos pode dificultar a visualização de algum pigmento produzido pelo fungo e excretado 
para o meio. Os fosfatos podem reagir com a glicose convertendo-a em cetose e a tiamina é sensível ao 
calor.
Interações químicas entre os componentes do meio de cultura podem ser evitadas esterilizando,
separadamente, os componentes suscetíveis. Após a esterilização, o conteúdo de um frasco pode ser 
adicionado ao outro, assepticamente.
Calor úmido é mais eficiente na eliminação de microrganismos que o calor seco pois tem maior 
poder de penetração e, também, porque as reações químicas como por exemplo a termocoagulação de 
proteínas é catalisada pela água.
2. ESTERILIZAÇÃO FRACIONADA (TINDALIZAÇÃO)
Alguns meios de cultura e substâncias químicas sofrem alterações quando submetidos à 
temperaturas acima de 100°C. Contudo, se suportarem temperaturas mais baixas (56 a 80°C) é possível 
esterilizá-los através do processo de esterilização fracionada. Algumas substâncias que são adicionadas 
aos meios de cultura podem sofrer decomposição em temperaturas mais elevadas como o soro sanguíneo 
que coagula a 65°C.
O processo envolve o aquecimento descontínuo do material durante 3 dias consecutivos por um 
determinado período de tempo, intercalados com períodos de incubação. Os esporos resistentes ao calor 
germinarão durante os períodos de incubação e na subsequente exposição ao calor as células vegetativas 
serão destruídas.
Em geral, utiliza-se o aparelho de Arnold (banho-maria) neste processo de esterilização, mas 
também é possível empregar a autoclave com vapor fluente (100°C) (a válvula de escape do vapor de 
água deverá permanecer totalmente aberta).
C. FILTRAÇÃO
Alguns produtos ou substâncias que podem ser adicionados aos meios de cultura, 
particularmente, soros animais, algumas vitaminas, enzimas e antibióticos são termolábeis, isto é, são 
destruídos pela ação do calor e, portanto, devem ser esterilizados pelo processo de filtração.
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A filtração consiste em passar uma solução destas substâncias através de uma membrana porosa 
que retém os microorganismos contaminantes. Este processo não causa destruição dos microorganismos 
contaminantes, mas atua retendo-os na membrana.
Os filtros de membrana (tipo Millipore) apresentam poros com dimensões uniformes, específicas 
e predeterminadas. As membranas são compostas de ésteres inertes de celulose.
Os filtros de membrana são também muito utilizados em técnicas microbiológicas para a 
identificação e contagem de microorganismos presentes na água.
O processo de esterilização por filtração consiste em forçar a passagem da solução através da 
membrana aplicando-se uma pressão negativa no frasco de filtração (kitasato) por meio de uma bomba de 
vácuo. Concluído o processo de esterilização por filtração são tomados precauções para evitar a 
recontaminação da solução ao ser transferida para o meio de cultura ou outros frascos.
D. OUTROS PROCESSOS
Os métodos abaixo não são usados propriamente na esterilização de meios de cultura ou 
instrumentos micológicos, mas em condições bastante específicas e auxiliares à manipulação de meios ou 
fungos.
1. QUÍMICO 
O agente químico óxido de propileno ou óxido de etileno são freqüentemente utilizados devido a 
sua volatilidade e a facilidade de ser prontamente eliminado após o tratamento do material a ser 
esterilizado. Por exemplo, para verificar a resistência de uma série de variedades de abacaxi ao fungo 
fitopatógeno, Fusarium sp,as folhas da planta podem ser esterilizadas com óxido de propileno. Este 
processo de esterilização não provoca qualquer alteração química nas folhas do abacaxi.
Este procedimento é utilizado na esterilização de substâncias lábeis ao calor e tecidos vegetais ou 
em situações onde o uso de vapor de água (autoclave) é inadequado. Contudo, os agentes químicos devem 
ser manipulados cuidadosamente e utilizados com restrições pois podem provocar algumas alterações no 
material a ser esterilizado e tem ação lenta. Placas de Petri de plástico podem ser esterilizadas com estes 
agentes químicos sem problemas.
2. RADIAÇÕES
O raio X é um tipo de radiação ionizante não utilizada no controle microbiano por não ter 
utilidade prática em laboratório micológico devido aos seguintes fatores: sua produção em quantidade é 
onerosa e a aplicação de forma eficiente é dificultada porque a radiação é dirigida em todas as direções a 
partir do seu ponto de origem.
Os raios gama são radiações do tipo ionizante de alta energia e alto poder de penetração como o 
raio X. São utilizadas em pequena escala na indústria de alimentos (alimentos embalados) e na indústria 
farmacêutica uma vez que este tipo de radiação produz relativamente pouco calor no material irradiado (é 
chamada de esterilização a frio) sendo, assim, possível esterilizar produtos farmacêuticos termolábeis.
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A luz UV é uma radiação do tipo não ionizante com pouca energia e baixo poder de penetração. 
A luz UV é utilizada nas salas assépticas ou capela de fluxo laminar para manipulação de meios de 
cultura ou fungos e na indústria para tratamento de superfícies contaminadas por microorganismos. Antes 
e depois de qualquer trabalho na sala asséptica, ligar a luz UV por 30 minutos (durante o trabalho a luz 
UV deverá estar desligada). Como medida auxiliar, a sala asséptica ou a capela de fluxo laminar deve ser 
previamente limpa com soluções de álcool, formol ou hipoclorito de sódio.
LITERATURA RECOMENDADA
BLACK, J.G. Microbiologia – Fundamentos e Perspectivas. Rio de Janeiro, Guanabara Koogan. 2002.
BROCK, T.D., MADIGAN, M.T., MARTINGO, J.M. & PARKER, J. Biology of Microorganisms. New 
 Jersey, Prentice Hall. 1994.
FUNDER, S. Practical Mycology. Manual for Identification of Fungi. Oslo, Broggers Boktr. Forlag. 
 1953..
PELCZAR, Jr., M.J., CHAN, E.C.S. & KRIEG, N.R. Microbiologia. Vol. 1. Conceitos e Aplicações. São 
 Paulo, Makron Books do Brasil Editora Ltda. 1996. 
TUITE, J. Plant Pathological Methods. Fungi and Bacteria. Minnesotta, Burgess Publishing Co. 1969
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