GUIA RAPIDO MICOLOGIA 2016

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MICOLOGIA CLINICA E LABORATORIAL 
 
Guia rápido de coleta, processamento e 
identificação das principais micoses 
 
 
 
 
Maria Goreth M. A. Barberino 
Ana Carolina Arraes 
Talita Nunes 
 
 
 
2016 
 
1 – Coleta de amostras clínicas 
Orientações 
PELE
Evitar o uso de hidratantes, de perfumes, de 
desodorantes.
COURO CABELUDO
Não lavar os cabelos, utilizar cremes e afins pelo 
menos 3 dias antes da coleta
UNHAS
Não cortar, não limpar, não pintar
 
 
Observações: 
 
 O uso prévio de antifúngicos de uso tópico ou sistêmico pode ocasionar 
resultados falso-negativos. 
 Caso não possa suspender o tratamento, necessário anotar na 
solicitação as medicações usadas nos últimos 6 dias. 
 Limpar a área a ser coletada com álcool a 70%, água destilada ou soro 
estéril para diminuir a microbiota bacteriana e aumentar a sensibilidade 
da cultura. 
 Não utilizar solução com iodo. 
 Orientar o paciente para evitar uso de medicação tópica por 4 a 5 dias e 
oral pelo menos 20 dias antes da coleta de escamas. 
 Retirar o esmalte 2 horas antes da coleta. 
 Evitar a coleta das amostras em swabs, excetos para locais que não é 
possível fazer raspados (ex: canal auditivo, nasofaringe, vagina e 
cérvice). Esses devem ser colocados em tubos contendo salina estéril e 
devem ser transportados o mais rápido possível e/ou conservados a 4ºC 
durante o prazo de 8 a 10 horas, de modo a evitar a dessecação da 
amostra. 
 Anotar na solicitação o local da coleta e a descrição do material. 
 Diagnóstico de infeções fúngicas envolvendo o sistema digestivo deve 
ser efetuado por exame histológico da biópsia e não apenas por cultura. 
 
Material: 
 
a) Pele 
 Realizar o raspado com lâmina de vidro. 
 Colher o máximo de fragmentos de tecido epidérmico das bordas das 
lesões. 
 Em caso de lesões com pontos de pus, limpar com soro fisiológico e 
coletar com swab seco. 
 Quando lesão vesiculosa, colher o teto da vesícula, com auxílio de 
agulha descartável, e colher um raspado, se existir pele em descamação 
ou com swab. 
 No caso de lesões (manchas) hiper ou hipopigmentadas, tipo “pano 
branco”, que não descamam, coletar utilizando fita adesiva 
transparente (colar na lesão e escarificar com a unha), em seguida colar 
a fita durex na lâmina de vidro e enviar para o laboratório (esse tipo de 
coleta só pode ser realizada para o micológico direto). 
 
b) Pêlo (couro cabeludo) 
 Realizar raspado nas bordas da lesão se houver zona de alopecia, bem 
como retirar fios de cabelo com auxílio de uma pinça (bordas da lesão). 
 Pacientes com reações inflamatórias presentes, realizar limpeza com 
soro fisiológico, esperar secar e em seguida coletar com swab seco. 
 
c) Unhas 
 Se a unha apresentar partes frágeis, descoloridas ou distróficas, raspar 
esses locais com o auxílio de cureta “odontológica”. 
 Unhas com lesões subungueais coletar embaixo da unha com uma 
cureta “odontológica” (no limite entre a unha integra e a lesão, se 
necessário cortar a unha apenas para atingir o local da lesão). 
 Unhas com lesões inflamatórias, fazer assepsia com soro fisiológico, 
enxugar com gaze e coletar com swab. 
 Colher sempre o máximo possível de material. 
 
d) Urina 
 Colher urina jato médio ou conforme solicitação médica, em frasco 
estéril. 
 Volume mínimo recomendado de 5mL. 
 
e) Secreções respiratórias e Líquidos corporais 
 Colher a amostra em coletor seco estéril. 
 
f) Fragmentos de biópsias ou autópsias 
 Acondicionar em frascos estéreis com solução fisiológica estéril em 
volume suficiente para cobrir todo o fragmento. 
 
g) Sangue e Medula óssea 
 Colher cerca de 5 a 6mL e injetar em frasco com meio de cultura. 
 Preparar esfregaços do material em uma lâmina lisa e limpa. 
 Esperar a lâmina secar e colocar em frasco porta-lâminas e enviar ao 
laboratório em temperatura ambiente (20 a 25°C). 
 
h) Secreções diversas 
 Colher com swab a secreção da região afetada e colocar em um tubo 
contendo salina estéril (material suficiente para turvar o meio). 
 
Volume: material suficiente para micológico direto e cultura. 
 
Armazenamento e Transporte: 
 Amostras de lesões secas, unhas e pêlos – acondicionar em Placa de 
Petri estéril (60x15), preferencialmente, ou colocar a amostra entre 
duas lâminas vedadas (sanduíche). Encaminhar em até 24 horas à 
temperatura ambiente (20 a 25°C). 
 Amostras colhidas em swabs – acondicionar em tubo com salina estéril 
(1 a 2mL). Enviar em temperatura ambiente (20 a 25°C) em até 2 horas 
ou em caixa térmica refrigerada (2 a 8°C) em até 8 horas. 
 Amostras colhidas em coletores estéreis (secreções, fragmentos, 
líquidos corporais, urina) – enviar em temperatura ambiente (20 a 25°C) 
em até 2 horas ou em caixa térmica refrigerada (2 a 8°C) em até 8 
horas. 
 
2 – Processamento de amostras 
 
A recuperação do agente etiológico presente na amostra depende não só da 
coleta, transporte e conservação adequados, mas também do processamento 
da amostra realizado no laboratório. Seguem abaixo as recomendações para 
processamento conforme o material coletado: 
 
Pelos, cabelos, escamas de unha e pele – para o exame direto uma porção da 
amostra deve ser clarificada com solução aquosa de KOH 20-40%. Para 
cultura, a amostra não pode sofrer nenhum tratamento prévio. Dessa forma é 
feito o inóculo diretamente na superfície do meio de cultura. 
 
Secreções e líquidos corporais – devem ser concentrados por centrifugação 
(1500 a 2000 rpm por 10 minutos). Deve ser utilizado o sedimento tanto para 
o exame direto quanto para a cultura. 
 
Swabs – devem ser eluídos em solução salina, de modo a transferir todo o 
material do swab para a salina. Em seguida a salina deve ser centrifugada 
(1500 a 2000 rpm por 10 minutos) e o sedimento obtido é o material 
adequado para o exame microscópico e semeadura em meios de cultura. 
 
Urina – é recomendável que uma alíquota (alça calibrada) seja semeada sobre 
o meio de cultura distribuído em placa de Petri, para exame quantitativo, pela 
contagem de unidades formadoras de colônias (UFC). A outra alíquota deve 
ser centrifugada (1500 a 2000 rpm por 10 minutos) e o sedimento será 
utilizado para exame microscópico e nova semeadura em tubo (cultura 
qualitativa). 
 
Escarro – pode ser digerido com N-acetil-L-cisteina, porém, não foi 
comprovado que esse tratamento melhore a recuperação de fungos da 
amostra, sendo, portanto, opcional. A solução de KOH 20-40% pode ser 
utilizada como alternativa para digestão da amostra na realização do exame 
direto. Para realização da cultura, uma porção da amostra deve ser 
centrifugada e o sedimento deve ser semeado. 
 
Fragmentos – devem ser macerados ou cortados em fragmentos menores 
com o auxílio de um bisturi estéril (este procedimento pode ser feito dentro 
de uma placa de Petri estéril) para posterior semeadura. 
 
Sangue e Medula óssea – o exame direto tem baixa sensibilidade e, portanto, 
a cultura é importante para identificação do agente. Estas amostras devem 
ser incubadas em frascos com meio de cultura e não necessitam nenhuma 
preparação. 
 
 
3 – Diagnóstico laboratorial das micoses 
 
 Exame direto 
• Exame à fresco – KOH (20 a 40%) 
• Tinta da China 
• Histopatologia – mucicarmim, HE 
• Colorações – Gram, Giemsa 
 
 Cultura 
– Meios 
• Ágar Sabouraud com cloranfenicol – leveduras e fungos 
filamentosos; 
• Ágar chromogênico – ex. Candida spp. 
• Ágar Batata – fungos filamentosos 
• Ágar Mycosel – seletivo para fungos patogênicos. 
 
– Incubação 
• Temperatura 28a 30 oC 
 
Identificação 
- Fungo filamentoso ou Levedura 
• Observação macroscópica 
• Observação microscópica 
• Testes para identificação 
 
- Técnicas para preparo de lâminas 
• Identificação direta do cultivo 
• Fita adesiva – placa 
• Sub-cultivo ou microcultivo 
 
 
 Identificação direta Fita Adesiva Microcultivo 
 
 
4 – Principais Infecções Fúngicas 
 
a) Micoses superficiais e cutâneas: pele, pelo e unhas 
1 – P. versicolor 
 Lesão descamativa - fazer raspado com lâmina 
 Lesão não descamativa - utilizar o método da fita adesiva 
 
 Lesão Coleta Exame direto 
Micológico direto: Presença de numerosas, algumas ou raras hifas hialinas 
fragmentadas e elementos leveduriformes agrupados, sugestivo de 
Malassezia spp. 
 
*Cultura não utilizada de rotina, micro-organismo necessita de ágar 
Sabouraud + azeite de oliva e incubação a 37⁰ C. 
 
 
2 – Tinha nigra 
 Fazer o raspado da lesão com lâmina de microscopia 
 
 Lesão em palma da mão Exame direto (Fungo demácio) 
Micológico direto: Presença de hifas septadas, ramificadas e acastanhadas 
(ou demácias) 
Cultura – Hortaea werneckii 
 
 
 
 
3 – Piedra Branca 
 Cortar fios de cabelo (couro cabeludo, área genital, barba) contendo 
nódulos e colocar em placa de Petri estéril 
 
Pelos com nódulos brancos amolecidos Nódulos brancos e amolecidos 
Forma filamentosa: Hifas septadas 
castanhas e conídios com um septo. 
 
 
Forma leveduriforme: leveduras 
castanhas com um septo central 
 
Cultura - Trichosporon sp 
 
Macroscopia - Colônia leveduriforme, fosca, pregueada, cor bege 
Microscopia - blastoconidios, artroconídios 
 
4 – Piedra preta 
 Cortar fios de cabelo com nódulos negros e endurecidos. 
 
 
 
Cultura - Piedraia hortae 
 
Colônia filamentosa, aveludada, pretas-esverdeada e ponteaguda 
5 – Dermatofitoses (cutâneas) 
Coleta 
1 – Lesão de pele: Raspado das lesões, especialmente das bordas. 
 
 
2 – Lesão de couro cabeludo: Raspado das bordas da lesão e retirada de fios de cabelo 
 
 
3 – Lesão de unha: Raspado com cureta na região de transição entre a lesão e a unha 
íntegra. 
 
Exame direto 
 
Usar hidróxido de potássio (20 a 40% para clarificar) 
 
 
Resultado (pele): Hifas hialinas, septadas, ramificadas. 
 
 
Resultado (pelo): Presença de artrosporos dentro do pelo (endotrix) ou fora do pelo 
(ectotrix). 
 
 Principais Dermatófitos envolvidos nas micoses 
a) Microsporum canis 
 
 
Macroscopia : Colônia filamentosa esbranquiçada, com reverso amarelo. 
Microscopia : Macroconídios, globosos, septos incompletos, parede grossa, 
podendo apresentar > 6 divisões. 
b) Microsporum gypseum 
 
 Macroscopia: colônia puverulenta, cor “açúcar com canela” 
 Microscopia: macroconídios elipsóides, parede fina, com 4 a 6 divisões celulares. 
 
c) Epidermophyton floccosum 
 
 Macroscopia: colônia filamentosa branca com reverso claro (acastanhado) 
 Microscopia: conidióforo com até 2 conídios (2 a 3 divisões). Forma de raquete de tênis 
 
d) Trichophyton rubrum 
 
 
Macroscopia: colônia filamentosa, branca, com reverso podendo variar de marrom a 
vermelho cor de vinho tinto. 
Microscopia: grande quantidade de microconidios dispostos de forma organizada em tirse, 
poucos macroconidios em forma de lápis. 
e) Trichophyton schoenleinii 
 
 
 Microscopia: colônia pregueada, creme, com aspecto de cera. 
 Microscopia: Ausência de micro e macroconídios e hifas com terminação 
 dupla com aspecto de candelabro fávico. 
 
 
 
 
f) Trichophyton tonsurans 
 
Macroscopia: colônia algodonosa, branca com reverso amarelo-acastanhado. 
Microscopia: microconídios em forma de gotas, desorganizados, lembrando uma 
centopéia. 
 
 
 
 
g) Trichophyton mentagrophytes 
 
 
 Macroscopia: colônia branca, pulverulenta (lembrando talco) 
Microscopia: numerosos microconidios, redondos, parede lisa e hifas em espiral 
(gavinha). 
 
b) Micoses subcutâneas 
Considerações: 
 Infecção localizada no tecido subcutâneo e nos linfonodos; 
 Maior comprometimento dos membros inferiores; 
 Defesas diminuídas – desnutrição; 
 Raramente a infecção se dissemina. 
 As lesões subcutâneas se caracterizam pela cronicidade de áreas duras, 
nodulosas, crostosas e ulceradas que não cicatrizam e periodicamente 
produzem exsudação. 
 
 
1 – Esporotricose 
 
Coleta: 
Biópsia: Tecidos obtidos por biópsia, necropsia e peças operatórias devem ser 
conservadas em salina. 
Secreção purulenta: Se a lesão for aberta, limpar o local com salina estéril, para 
minimizar a contaminação externa. A seguir, colher o material com swab, procurando 
introduzir o máximo possível na lesão. 
 
Lesão mais comum - 95% dos casos. A partir desta lesão, forma-se cadeias de nódulos 
indolores, ao longo dos vasos linfáticos, que podem amolecer e ulcerar. 
 
Exame direto 
 
Estrutura em forma de charutos (Giemsa) 
 
Cultura - Sporothrix schenckii (fungo dimórfico) 
 
 
Macroscopia: Colônia filamentosa membranosa, de brilho nacarado, cor escura na 
borda e reverso com pigmento escuro na borda. 
Microscopia: microconidios arrumados em forma de flor de margarida. 
2 – Cromomicose 
 
Lesões crônicas verrucosas, lembrando couve-flor. 
• Principais agentes: Fonsecaea pedrosoi, Fonsecaea compacta, 
Phialophora verrucosa e Cladosporium carrionii. 
• No Brasil, o agente mais frequente é a Fonsecaea pedrosoi 
 
 
Exame direto 
• Raspado das lesões em pontos enegrecidos e clareadas com KOH a 20%. 
• Material de biópsia também pode ser utilizado; 
• Ao exame, observam-se células arredondadas, acastanhadas, com ou sem 
septações: são os corpos escleróticos ou fumagóides. 
 
 
Cultura – Principais agentes 
• A colônia é escura, filamentosa, e não permite o diagnóstico de gênero e espécie; 
• Os diferentes agentes da cromomicose podem apresentar os três tipos de 
esporulação, com predomínio de um deles para cada gênero e/ou espécie. 
 
Macroscopia: Fonsecaea pedrosoi Microscopia: Frutificação tipo Cladosporium 
 
 
Phialophora verrucosa Frutificação tipo Phialophora 
 
 
Rhinocladiella aquaspersa Frutificação tipo Rhinocladiella 
 
3 – Feohifomicoses 
 Infecções subcutâneas, geralmente localizadas 
 Apresenta cistos, granulomas ou abscesso 
 Inoculação traumática 
o Pode ser adquirida por inalação 
 Ocorre em áreas de climas temperado e tropical 
o Pacientes imunossuprimidos e sadios 
 Fungos demácios 
 Pigmento naturalmente verde escuro – preto na superfície e verso da 
colônia 
 Colônias glabras e aveludadas 
 
Exame direto 
 
 Hifas demácias, ramificadas e septadas 
 
Cultura: Alternaria spp. 
 
 Macroscopia: Colônia aveludada, filamentosa. Anverso e reverso = negro 
 Microscopia: Os conídios são demácios, singulares ou podem formar longas cadeias 
(forma de granada). 
Cultura: Curvularia spp. 
 
 
Macroscopia: Colônia negra, aveludada 
Microscopia: macroconídios encurvados e com 3-5 septos, lembrandoum croissant. 
 
4 – Zigomicose 
 São as ordens da classe Zygomycetes que dão nome aos dois grupos de 
zigomicose: entomoftoromicose e mucormicose. 
 Agentes etiológicos são de crescimento rápido, saprófitas do solo e de 
detritos vegetais. 
 Doença polimorfa e de etiologia múltipla. 
 Imunodeprimidos – Aguda e grave. 
 Predileção por invasão de vasos do sistema arterial, causando 
embolização e subseqüente necrose do tecido circundante. 
Ordem Mucorales 
 Mucor sp 
 Rhizopus sp 
 Rhizomucor sp 
 Absidia sp 
Ordem Entomophtorales 
 Basidiobolus sp. 
 Conidiobolus sp. 
 
 
 
 
Lesões: Mucorales 
 
 
 
Exame direto - biópsia 
 
Morfologia típica de zigomicetos em tecido: hifas largas, irregulares, 
não-septadas, com ramificação em ângulo perpendicular. 
 
 
Cultura - Mucor spp. 
 
 
Macroscopia: Colônia algodonosa, branca. 
Microscopia: Esporângio (esporangiósporos) 
 Cultura: Rhizopus spp. 
 
 
Macroscopia: Colônia filamentosa algodonosa, enchendo toda placa, cor branca a bege, 
com grãos (esporângios) na parte superior e reverso incolor a castanho. 
Microscopia: Esporângio (esporangiósporos) – raiz terminal 
 
 
Lesões - Entomoftoromicoses 
 
 
Cultura: Basidiobolus spp. 
 
Macroscopia: Colônia clara-cinza, superfície rugosa e cerebriforme (madura-puverulenta). 
Microscopia: Balitósporo (esporo globoso) 
Cultura: Conidiobolus coronatus 
 
Macroscopia: Colônia creme-bege, rugosa e cerebriforme 
Microscopia: Conídio globoso e Papilas basais 
 
 
5 - Rinosporidiose 
Rinosporidium seeberi 
 Classificado como protozoário 
 Nunca foi cultivado 
 Conhecido apenas como se apresenta no tecido infectado 
 Presença de massa polipóide. 
 
Lesão polipóide 
 
 
 
 
Histopatologia 
 
Esporângio liberando esporoblastos Reação inflamatória crônica 
 
 
6 - Doença de Jorge Lobo – lobomicose 
 
Lacazia loboi 
 Descrita pela primeira vez na Amazônia por Jorge Lobo 
 Limitada ao norte do Brasil 
 Poucos países da América do Sul 
 Forma alterações dérmicas crônicas 
 Lembra tecido cicatricial de aspecto quelóide, lesões indolores 
 Micose humana e em golfinhos 
 Não foi cultivado 
Lesão queloidiana 
 
 
 
 
Histopatologia 
 
 
Elementos leveduriformes sem variação tamanho e disposição catenular (cadeias) 
 
 
 
c) Micoses profundas ou sistêmicas – fungos patogênicos 
 
Considerações: 
 Via de penetração: inalatória; 
 Vias de disseminação: sanguínea e linfática; 
 Localização da lesão: infecções cutâneas ou disseminada (acomete 
órgãos internos); 
 Resposta do hospedeiro: inflamatória granulomatosa; 
 Diagnóstico laboratorial 
• Exame direto - Fase leveduriforme 
• Isolamento do fungo – Prova de Reversão 
• História clínica do paciente 
Paracoccidioidomicose 
 Doença infecciosa sistêmica de evolução aguda, subaguda ou crônica. 
 Agente dimórfico: Paracoccidioides brasiliensis. 
 Micose sistêmica mais comum e endêmica na maioria dos países da 
América Latina. 
 Adquirida pela inalação de esporos que vivem na natureza, no solo, 
vegetais ou na água, determinando lesões primárias pulmonares. 
Lesões 
 
Exame direto – Fase leveduriforme 
 
Célula hialina arredondada única ou com células-filhas em um ou mais brotamentos 
Gemulações múltiplas em torno da célula mãe Paredes espessas, duplas, birrefrigentes 
e esverdeadas “Chapéu de mickey”, “roda de leme”, “roseta” 
 
Cultura 
 
Fase filamentosa (28-30⁰C): Colônia filamentosa pregueada branca com rachadura na superfície 
(lembrando pipoca estourada) e reverso castanho. 
Fase leveduriforme (35 -37⁰C): Colônia bege, pregueada, cerebriforme 
Histoplasmose 
 Doença granulomatosa, que apresenta especial afinidade pelo sistema 
retículo endotelial, produzindo diversas manifestações clínicas, sendo a 
forma pulmonar a mais freqüente; 
 Agente dimórfico: Histoplasma capsulatum; 
 Distribuição universal, com alta endemia em áreas da América do Norte 
e na América do Sul (Argentina). 
 Fatores relação parasita-hospedeiro: doença pulmonar obstrutiva 
crônica de base – Histoplasmose pulmonar crônica. 
 
Exame direto: Não representa muito valor no diagnóstico dessa micose, pela 
dificuldade de visualização das leveduras no interior das células. 
 
 
Coloração Histopatológica: Giemsa, Wright, HE, Grocott,PAS. Estruturas leveduriformes 
com núcleo excêntrico em forma de meia lua (Diagnóstico diferencial: Leishmaniose). 
 
Cultura 
 
Fase filamentosa: Macroconídios arredondados em forma de tubérculos (estalagmósporos) 
 
Fase leveduriforme: Colônia creme, pregueada,cerebriforme. 
 
Blastomicose 
 Infecção aguda ou crônica, granulomatosa, supurativa, que acomete 
homem e animais domésticos; 
 Agente dimórfico: Blastomyces dermatitidis; 
 Encontrada sobretudo nos EUA e Canadá, África, não sendo muito 
frequente na América do Sul (Brasil). 
 Adquirida pela inalação de esporos que vivem na natureza, no solo, 
vegetais e principalmente na água. 
 
Lesões 
 
 
Exame direto 
 
Fase leveduriforme: Observação de leveduras, células esféricas a ovais, com parede dupla. 
Gemulação simples com base de inserção larga. União persistente entre célula filha e mãe. 
 
 
Cultura 
 
Fase filamentosa: Hifas hialinas finas, ramificadas, septadas com presença de conídios 
lisos, terminais de morfologia redonda ou ovalada. 
 
 
 Fase leveduriforme 
 
Coccidioidomicose 
 
 Infecção sistêmica, predominantemente pulmonar, que acomete o 
homem e uma diversidade de animais, também chamada de Micose do 
Novo Mundo ou Febre do Vale; 
 Agentes dimórficos: 
o C. immitis – espécie da “Califórnia” 
o C. posadasii – espécie da “não-Califórnia” 
 Possuem altíssima virulência, classificados como organismos de nível de 
biossegurança 3, e descritos como armas biológicas ou agentes de 
bioterrorismo 
 
Lesões 
 
Exame direto 
 
Fase leveduriforme: Observação de leveduras maduras grandes esférulas contendo 
endósporos 
 
Cultura 
 
a) Fase filamentosa - Hifas hialinas septadas com presença de artroconídios de parede 
celular espessa intercalados por células disjuntoras. 
 
b) Fase leveduriforme 
 
d) Micoses profundas - Fungos oportunistas 
Considerações: 
 
 Definição: causadas por fungos que normalmente são saprófitas e que 
em decorrências de fatores adversos passam a produzir infecções. 
 Indivíduos com ↓ resposta imune 
 Antibioticoterapia prolongada 
 Rompimento de barreira de defesa da pele e/ou de mucosas 
 Criptococose, Zigomicose, Feohifomicose, Hialohifomicose 
 Aspergilose. 
 
1- Cryptococcus spp. 
 Levedura encapsulada; 
 Ambiente - origem exógena; 
 Agente da meningite criptocócica; 
 
 Principais agentes: C. neoformans e C. gattii; 
 Epidemiologia 
 A infecção primária no homem é quase sempre pulmonar, devido à 
inalação do fungo da natureza; 
 A infecção pulmonar é quase sempre subclínica e transitória, podendo 
imergir ao lado de outras doenças que debilitam o indivíduo, tornando-
se rapidamente sistêmica e fatal. 
 
Exame direto 
 
 Tinta da China Gram 
 
Cultura 
 
Colônia leveduriforme, brilhante, mucoide. 
 
Identificação 
 
Meio CGB VitekAglutinação 
 
2 - Feohifomicose 
 
 Rápido crescimento – 4-5 dias. 
 Saprófitos de material orgânico. 
– Dispensam esporos por meio do ar, animais, insetos, água e o 
homem. 
 Inoculação – Inalação. 
 Acometem indivíduos debilitados. 
 
Principais agentes: 
 
 Alternaria spp Curvularia spp Bipolaris spp 
 
 
3 - Hialohifomicose 
 
AGENTES – Fungos hialinos 
– Hifas septadas 
– Colônias com reverso branco e anverso variavel pasteis 
– Estruturas microscópicas sem pigmento 
Principais agentes: 
 Acremonium spp. 
 Aspergillus spp. 
 Fusarium spp. 
 Paecilomyces spp. 
 Penicillium spp. 
 Scopulariopsis spp. 
 
Fusarium / Acremonium 
• F. solani - causa mais freqüente de doença invasiva (maior resistência a 
azólicos e MICs elevadas AnfoB) 
• Outras espécies: F. oxysporum, F. moniliforme 
• Acremonium spp. - > 100 espécies 
• Porta de entrada: inalação ou inoculação 
 
Diagnóstico laboratorial 
 
• Isolamento de espécies em culturas de materiais biológicos: 
 Biópsia (lesões de pele) 
 Raspado de unha (onicomicose) 
 Aspirados 
 Secreções respiratórias 
 Hemoculturas 
 Hifas de Fusarium / Acremonium spp. nos tecidos se assemelham 
aos de espécies de Aspergillus; 
 Hemocultura positiva em 50% dos casos, 
 ID espécie: biologia molecular 
 
Exame direto 
 
 Exame direto: Hifas hialinas, septadas e ramificadas. 
 
Cultura - Acremonium spp. 
 
 
Macroscopia: colônias brancas a rosa pálido, pregueadas. 
Microscopia: Hifas hialinas septadas e conidióforo com conídios aglomerados na 
extremidade (em forma de roseta) 
 
 
Cultura - Fusarium spp. 
 
 
Macroscopia: Colônia filamentosa, algodonosa, branca e reverso lilás. 
Microscopia: Hifas septadas hialinas e esporos septados transversalmente e em 
meia lua. 
 
Cultura - Aspergillus spp. 
 As espécies de Aspergillus mais frequentemente isoladas nos 
processos patológicos que afetam o ser humano são: A. fumigatus, 
A. flavus, A. niger e A. terreus; 
 A inalação dos esporos não causa doença só por si, é necessário que 
existam situações que predisponham (imunossupressão, fenômenos 
alérgicos ou lesões pulmonares anatômicas ou vasculares que 
afetem a circulação do ar na árvore brônquica ou a oxigenação dos 
tecidos). 
A. fumigatus é o agente mais comum; 
 Aumento progressivo da doença causada por outras espécies, como 
A. flavus, A. niger e A. terreus (R=Anfot.B) 
 A confirmação com cultura é importante para diferenciar de 
infecção causada por outros fungos filamentosos: Fusariose e de 
Scedosporiose. 
 
Exame direto 
 
Hifas hialinas, estreitas, septadas em ângulo agudo. 
 
Cultura - Aspergillus fumigatus 
 
Colônia filamentosa finamente granulosa (lembrando fuligem), cor cinza escuro e reverso 
de incolor a castanho. 
 
Cultura - Aspergillus niger 
 
Colônia filamentosa, granulosa preta ou castanho escuro (lembra borra de café) e reverso 
de incolor a castanho. 
 
 
Cultura - Aspergillus flavus 
 
 
Colônia filamentosa granulosa (representado pelos conidióforos), cor verde e reverso de 
incolor a castanho. 
 
4 - Zigomicose 
 
 A zigomicose é uma infecção fúngica incomum, causada por fungos 
da classe dos zigomicetos, ordem Mucorales e Entomophthorales. 
 A entomoftoromicose apresenta-se usualmente como uma infecção 
subcutânea, ocorrendo em zonas de clima tropical. 
 A mucormicose é causada por patógenos oportunistas, raramente 
gerando doença em pacientes imunocompetentes, originando 
principalmente processos que levam à neutropenia ou à disfunção 
dos neutrófilos; 
 
 Na mucormicose, o gênero fúngico mais frequente é Rhizopus; 
entretanto, outros organismos associados com infecção humana são 
do gênero Mucor, Rhizomucor, Absidia, Apophysomyces, Saksenaea, 
Cunninghamella, Cokeromyces e Syncephalastrum. 
 O diagnóstico é feito através da correlação entre os exames 
micológicos, exames histopatológicos e manifestações clínicas. 
Como é a micose mais fulminante, o rápido diagnóstico é 
extremamente importante para que o manejo e a terapia tenham 
sucesso. 
 
Ordem Mucorales 
 Mucor sp 
 Rhizopus sp 
 Rhizomucor sp 
 Absidia sp 
 Ordem Entomophtorales 
 Basidiobolus sp. 
 Conidobolus sp. 
 
Exame direto 
 
São observadas hifas largas, esparsamente septadas e ramificadas em ângulo de 90º, 
através de uma montagem do material com hidróxido de potássio. 
 
Cultura - Rhizopus sp. 
 
 
 
 
Cultura - Mucor sp. 
 
 
 
 
Cultura - Absidia sp. 
 
 
 
 
 
Cultura - Conidiobolus coronatus 
 
 
 
 
Cultura - Basidiobolus ranarum 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
REFERÊNCIAS 
 
BRASIL, Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Manual de Microbiologia 
Clínica para o Controle de Infecção Relacionada à Assistência à Saúde. 
Módulo 4: Procedimentos Laboratoriais: da requisição do exame à análise 
microbiológica e laudo final. Agência Nacional de Vigilância Sanitária – 
Brasília: Anvisa, 2013. 
 
JEFERSON, C.O. Tópicos em Micologia Médica. 3 ed. Rio de Janeiro, 2012. 
 
LACAZ, C.S.; PORTO, C.; MARTINS, J.E.C. Micologia Médica. 9 ed. São Paulo: 
Sarvier, 2002. 
 
MURRAY, C. et al. Microbiologia médica. 6 ed. Rio de Janeiro: Elsevier, 2009. 
 
SEVERO, A.B.; GUAZZELLI, L.S.; SEVERO, L.C. Zigomicose. J. bras. Pneumol, v. 
36, n. 1, 2010. 
 
SIDRIM, J. J. C.; ROCHA, M. F. G. Micologia Médica à luz de autores 
contemporâneos. 1 ed. Rio de janeiro: Guanabara Koogan, 2004. 
 
TORTORA, G. J. et al. Microbiologia. 10 ed. Rio de Janeiro: Artmed, 2012. 
ZAITH, C. et al. Compêndio de Micologia Médica. 2 ed. Rio de Janeiro: 
Guanabara Koogan. 
 
Disponível em: <www.mycology.adelaide.edu.au>. Acesso em 20 de abril de 
2016. 
 
Disponível em: <www.controllab.com.br>. Acesso em 20 de abril de 2016. 
 
Disponível em: www.pgdoy.com. Acesso em 20 de abril de 2016.