Fatores que interferem no resultado do exame e na coleta de Sangue

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COLETA DE MATERIAL 
BIOLÓGICO 
FATORES QUE INTERFEREM 
NO RESULTADO DE EXAME e 
COLETA DE SANGUE 
MATERIAIS COLETADOS PARA 
REALIZAÇÃO DE EXAMES 
 Sangue 
 Urina 
 Fezes 
 Secreções 
 Raspados 
 Semêm 
 Líquidos cavitários(pleural,ascítico e peritonial) 
 Saliva 
 
 
 
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FASES QUE ENVOLVEM A 
REALIZAÇÃO DOS EXAMES 
FASE PRÉ 
ANALÍTICA 
 - requisição do 
exame 
 - orientação e 
preparo do paciente 
 - identificação da 
amostra 
 - preparação da 
amostra 
 - acondicionamento 
 - transporte 
Análise da amostra 
Parte prática - conferência dos 
resultados 
 - emissão do laudo 
 - arquivamento dos 
laudos 
Exame laboratorial – erros pré analíticos 
Pedido de exame 
Preparo do paciente 
Obtenção da amostra 
Procedimento de medição 
Resultado 
Avaliação médica 
ANALÍTICO 
 
PÓS - 
ANALÍTICO 
 
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PRINCIPAIS ERROS DE CADA FASE 
 identificação errada 
do paciente 
 transcrição de 
dados incorreta 
 resultado ilegível 
 unidades erradas 
 
 solicitação de exame – escrita 
ilegível, erro na identificação do 
paciente,informações passadas 
para paciente 
 erros na coleta – identificação 
errada do paciente,troca de 
amostras,falta de jejum,horário 
de coleta incorreto,uso de 
anticoagulante errado,volume 
da amostra 
inadequado,hemólise e lipemia 
intensas 
 transporte e armazenamento 
errado 
 troca de amostra 
 erros de pipetagem 
 vidraria mal lavada 
 amostra com 
interferência – 
medicamentos, 
lipemia, 
hemólise,icterícia 
Erros nos cálculo e 
diluições 
Gestão da fase pré analítica 
 Porque devemos controlar a fase pré analítica? 
 Ponto crítico no diagnóstico laboratorial 
 Muitas vezes indetectáveis devido as suas características 
extra - laboratoriais 
 Difícil monitoramento 
 Requer capacitação permanente e integração das 
equipes multidisciplinares, extra e interlaboratorial 
 Eliminar ou minimizar interferentes aleatórios 
 Podendo ser usado como indicador de qualidade do serviço 
 Monitorar,controlar,medir,fiscalizar,corrigir,padronizar,melhor
ar e normatizar 
 
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Fatores que interferem nos resultados dos 
exames - fase pré analítica 
REJEIÇÃO DA AMOSTRA 
 Problemas no acondicionamento e transporte 
da amostra 
 Amostra hemolisada 
 Amostra insuficiente 
 Amostra incorreta 
 Amostra inadequada 
 Identificação incorreta 
 
 
 Manuseio da amostra e transporte 
 Posicionamento da amostra primária - Manter container primário 
(tubos) na posição vertical para: Minimizar chacoalhar a amostra e 
evitar vazamento; facilita a formação de coágulo 
 Exposição á luz e a altas temperaturas - Colocar a rack dentro de um 
container apropriado para evitar a luz solar e capaz de manter a 
temperatura (Temperatura acima de 35°C devem ser evitadas). 
 Tempo - Respeitar o tempo correto (Máximo 2h de coleta de todo 
sangue) 
 Alterações mecânicas - Evitar excessiva agitação da amostra por um 
firme container a bordo do veículo de transporte. Forte chacoalhos 
podem causar hemólises nas amostras. 
Fatores que interferem nos resultados 
dos exames - 
fase pré analítica 
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ISOPOR NÃO É HIGIENIZÁVEL 
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1.Envolva o tubo em papel absorvente, 
previnindo possíveis vazamentos 
2. Em seguida embale em papel-bolha, 
que amortece impactos. 
3. Acondicione apenas o tubo dentro do 
canister 
4. Tampe bem o recipiente 
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Acomode o canister dentro da forma de isopor localizada dentro da caixa. 
A embalagem acima é adequada para o transporte com gelo, e acomoda 
apenas um canister. O gelo reciclável ou seco deve ser colocado no 
isopor, nunca dentro do canister 
Posicionamento das amostras 
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 Tempo 
 Entre 2 a 4 horas após a coleta podem ocorrer variação na 
estabilidade dos analitos: 
 Hematócrito, eritrócitos 
 Bilirrubina plasmática 
 Glicose,potássio,ferro 
 Lítio,fosfato 
 Obs: amostra de urina não é viável após 2 horas de armazenamento 
 Acima de 4 horas: 
 LDH,fosfatase ácida,potássio,ácido fólico,vitamina B12 e zinco 
 Estudos para análise células com EDTA 
 
Fatores que interferem nos resultados 
dos exames 
 Temperatura 
 Ambiente 
 concentração de glicose diminui,aumento do fosfato, 
redução do folato 
 Em 4ºC 
 Fator VII de coagulação se torna instável 
 Abaixo de 4 ºC 
 Aumento da liberação do potássio iônico dos eritrócitos 
 Solução: manter a temperatura entre 10 a 22º 
Fatores que interferem nos resultados 
dos exames - 
fase pré analítica 
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 Exposição a luz (sol ou luz artificial) 
 Extremamente crítico para bilirrubina 
 Vitaminas A e B6 
 Beta caroteno 
 Porfirina 
 Solução: Transportar em tubos cor âmbar ou 
embrulhados no papel alumínio 
 
Fatores que interferem nos resultados 
dos exames - 
fase pré analítica 
 Condição da amostra ( fatores fisiológicos) 
 Exercício físico 
 Idade 
 Posição 
 Jejum 
 Dieta 
 Tabagismo 
 Drogas 
 Ciclo circadiano 
 Stress 
 Gravidez 
 Contraceptivos orais 
 
Fatores que interferem nos resultados 
dos exames 
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 Exercício físico 
 Aumenta 
 Creatina fosfoquinase (CPK) 
 Aspartato aminotransferase (AST) 
 Lactato desidrogenase(LDH) 
 Pode ativar a coagulação,fibrinólise e plaquetas 
 Exercício prolongado 
 Creatina quinase (CK) 
 Aldolase 
 Hormônios sexuais(testosterona e LH) 
Fatores que interferem nos resultados 
dos exames - 
fase pré analítica 
Fatores que interferem nos resultados 
dos exames - 
fase pré analítica 
 Idade 
 Profundas alterações no primeiro mês de vida 
 Vários resultados analíticos variam com a idade: 
 Fosfatase alcalina 
 Colesterol 
 Lactato desidrogenase 
 
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Fatores que interferem nos resultados 
dos exames - 
fase pré analítica 
 Posição (deitado e em pé) 
 Alguns analíticos variam com a alteração na posição 
do corpo 
 Aumentado: 
 Proteínas totais 
 Albumina 
 cálcio 
 Hemoglobina 
 Hematócrito 
 Alteração das pressão hidrostática da água e substâncias filtráveis a 
partir do espaço intracelular para o fluído intersticial de espaço 
extracelular 
 
Fatores que interferem nos resultados 
dos exames - 
fase pré analítica 
 Jejum ( 8 a 12 horas) 
 Jejum prolongado diminui 
 Glicose 
 Jejum prolongado aumenta 
 Triglicérides 
 Glicerol 
 Ácidos graxos 
 Bilirrubinas 
 Dieta 
 Elevado teor de proteína – aumenta uréia e amônia 
 Rica em purina – aumenta ácido úrico 
 Rica em cafeína - aumenta catecolaminas 
 
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Fatores que interferem nos resultados 
dos exames - 
fase pré analítica 
 Tabagismo 
 Aumenta 
 Carboxiemoglobina sanguínea 
 Catecolaminas 
 Cortisol 
 LDL 
 HDL 
 Ácidos graxos 
 Drogas 
 Anfetamina – aumenta ácidos graxos 
 Morfina – aumenta amilase, lipase, bilirrubina, TSH e prolactina 
 - diminui insulina 
 Maconha – aumenta sódio, potássio e uréia 
 diminui creatinina, glicose ácido úrico 
 
 
Fatores que interferem nos resultados 
dos exames - 
fase pré analítica 
 Variação ritmo biológico (noturno – diurno) 
 Alguns analitos variam nas 24 horas 
 Ferro – variação de 50% entre 8:00 e as 14:00 
 Potássio – diminui a tarde 
 Cortisol– aumenta durante o dia( 7 e 9 manha) 
 Eosinófilos valores inferiores a tarde 
 Linfócitos – valores superiores de manhã 
 Stress 
 Aumento da secreção de hormônios( aldosterona,prolactina,TSH) 
 Aumento da secreção de albumina,glicose, insulina e colesterol 
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Fatores que interferem nos resultados 
dos exames - 
fase pré analítica 
 Gravidez 
 Alterações das concentrações 
 Aumenta 
 Colesterol 
 Triglicérides 
 Fosfatase alcalina 
 Contraceptivos orais 
 Aumenta 
 T4 
 Ferro 
 G GT 
REJEIÇÃO DE UMA AMOSTRA 
BIOLÓGICO - CAUSAS 
 Hemólise 
 Ruptura da hemácia com liberação da hemoglobina 
alterando alguns analitos(elevação de LDH,bilirrubinas 
potássio,magnésio) 
 Ocorre por um processo mecânico(trauma na punção) 
 Por processo fisiológico(anemia hemolítica) 
 Amostras de plasma ou de soro hemolisadas apresentam-
se mais coradas 
 Alguns cuidados: 
 Após a anti-sepsia do local de coleta, deixar evaporar totalmente o 
anti-séptico. 
 Usar o garrote o menor tempo possível. 
 Não mover a agulha durante a coleta. 
 Tubos quentes 
 Vibrações durante o transporte 
 
 
 
 
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Coleta de sangue 
Introdução 
 SANGUE: fluído biológico mais utilizado para fins analíticos 
 Tecido conjuntivo líquido que circula pelo sistema vascular 
do organismo 
 Função de levar nutrientes(proteínas,glicose) e oxigênio para 
todas as células do organismo e retirar as toxinas produzidas 
pela metabolismo. 
 2 partes 
 Parte líquida: plasma ou soro com 90% de água e 10% 
substâncias orgânicas e inorgânicas 
 Parte sólida: formadas por células como hemácias 
leucócitos e plaquetas 
 
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SORO E PLASMA E SANGUE TOTAL 
 Sangue total: sangue sem estar coagulado com todos seus 
elementos preservados. 
 
 Plasma: líquido resultante após a centrifugação do sangue 
(em tubo com anticoagulante) sem a formação do 
coágulo. 
 
 Soro: líquido resultante após a centrifugação do sangue 
(em tubo sem anticoagulante) com a formação do 
coágulo. 
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COLETA DE SANGUE 
 COMPOSIÇÃO DO SANGUE 
AMOSTRA 
DE SANGUE 
SORO 
CELULAS 
SANGUÍNEAS 
PLASMA SORO 
PLASMA 
FIBRINOGÊNIO 
PLASMA 
+ anticoagulante Fatores de coagulação 
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Obtenção de soro/plasma 
 
 SORO - tubo sem gel separador: tampa vermelha 
 Aguardar a completa coagulação à temperatura ambiente seguida 
de centrifugação a 3.000 rpm, por um período de 10 minutos. Os 
tubos com as amostras devem ser centrifugados com tampa para 
evitar evaporação, formação de aerossóis bem como evitar o risco 
de contaminação tanto da amostra como do técnico. 
 
 SORO - tubo com gel separador: tampa amarela. 
 Contém ativador de coágulo. Deve-se imediatamente após a coleta 
homogeneizar, o tubo por inversão de 5 a 8 vezes, manter em 
repouso, verticalmente, por 30 minutos para retrair o coágulo e 
seguir a centrifugação a 3.000 rpm por 10 minutos. 
 
 PLASMA: amostras colhidas com anticoagulantes específicos para 
evitar a coagulação. 
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Importância de separar do 
soro e plasma 
 Devem ser separados do coágulo ou elementos figurados o 
mais depressa possível (uma hora) 
 Um contato prolongado pode causar: 
 Diminuição da glicose(consumida como fonte de energia) 
 Aumento de ferro,potássio e desidrogenase lática 
 Soros que estiveram em contato com o coágulo um ou dois 
dias 
 Índices muito altos de fósforo e desidrogenase lática 
 Ausência de glicose 
Conservação e transporte da 
amostra 
 Conservação da amostra 
 Refrigeração (mais utilizado) 
 2 a 8ºC 
 Maioria dos metabólitos não se altera em 24 
horas 
 Congelamento ( soro ou plasma) 
 Altera lipidograma 
 Conservar a amostra em tubo fechado 
 
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Conservação e transporte da 
amostra 
 Transporte da amostra 
 Se for necessário o transporte da amostra 
para o apoio ou para o laboratório deverá 
ser executado em boas condições: 
 Refrigerado ou congelado 
 Separar o soro do plasma antes do transporte 
 Exceto para tubo SST 
 
 CENTRIFUGAÇÃO – aplicação de uma força centrífuga 
para separar fases de densidade diferentes 
 Sempre balancear os tubos na centrífuga 
 Limpar a centrífuga a cada mês ou quando ocorrer algum 
vazamento 
 Respeitar o tempo de cada 
amostra 
Coleta de sangue 
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Material para coleta de sangue 
Material para coleta de sangue 
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Tubos para coleta de sangue 
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Tubos para coleta de sangue 
ROLHA CONTEÚDO SETOR 
Atc:EDTA 
(etilenodiaminotetracetico) 
Hematologia 
Atc: heparina sódica/lítica Bioquímica/imunologia 
Atc: citrato de sódio Hemostasia(coagulação) 
 
 
Atc: fluoreto de sódio + EDTA Bioquímica(glicose) 
Gel separador com ativador de coágulo Bioquímica/imuno/virologia/ 
hormônio 
Siliconizado sem anticoagulante Idem ao amarelo 
Sequencia de coleta para tubos 
(vidro) – atualmente não utilizado 
 Frascos para hemocultura 
 Tubo para soro vidro-siliconizado (tampa 
vermelha) 
 Tubos com citrato (tampa azul-claro) 
 Tubos com gel separador (tampa amarela) 
 Tubos com heparina (tampa verde) 
 Tubos com EDTA (tampa roxa) 
 Tubos com fluoreto (tampa cinza) 
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Sequencia de coleta para tubos 
(plástico) 
 
 Frascos para hemocultura. 
 Tubos com citrato (tampa azul-claro). 
 Tubos para soro com ativador de coágulo, 
com ou sem gel separador (tampa vermelha/ 
amarela). 
 Tubos com heparina com ou sem gel 
separador de plasma (tampa verde). 
 Tubos com EDTA (tampa roxa). 
 Tubos com fluoreto (tampa cinza). 
COLETA DE SANGUE 
tubos com vácuo 
 VERMELHO (amostra soro) 
 Sem anticoagulante. 
 Com ou sem ativador de coágulo 
 Obtenção de soro para bioquímica e 
sorologia. 
 Exemplo de testes: 
 Creatinina 
 Uréia 
 Colesterol 
 BhCG 
 Pesquisa e identificação de anticorpos e ou 
antígenos no soro. 
 
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 AMARELO (tubo SST) – amostra soro 
 Presença de gel separador 
 Permite a separação completa de soro e 
coágulo 
 Estabilidade prolongada 
 Mínima alteração de resultados durante 
armazenamento e transporte 
 Maior rendimento do soro 
 Exemplos de teste: 
 PSA 
 Glicose 
 TGO/TGP 
 Uréia,creatinina 
 
 
 
COLETA DE SANGUE 
tubos com vácuo 
COLETA DE SANGUE 
 ROXO 
 Com anticoagulante EDTA (etilenodiaminotetrácetico) sódico 
ou potássico 
 EDTA liga-se aos íons cálcio,(quelação), bloqueando assim a 
cascata de coagulação. 
 Obtém-se assim o sangue total para hematologia 
 Testes: 
 Eritrograma 
 Leucograma 
 Plaquetas 
 ABO/ Rh 
 Hemoglobina glicada 
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COLETA DE SANGUE 
 VERDE 
 Paredes internas revestidas com heparina. 
 Produção de uma amostra de sangue total. 
 Impede que a protrombina se transforme em trombina 
 Estabilização por até 48 horas. 
 Testes bioquímicos. 
 Chumbo 
 Cariótipo 
COLETA DE SANGUE 
 AZUL 
 Contém citrato de sódio 
 Preserva pro coagulantes instáveis (V, VIII) 
 Anticoagulante utilizado para a obtenção de 
plasma para provas de coagulação: 
 fibrinogênio 
 Fatores de coagulação 
 Tempo Parcial de Tromboplastina 
 Tempo de Pro trombina 
 
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COLETA DE SANGUE 
 CINZA 
 Contêm um anticoagulante e um 
estabilizador, em diferentes versões: 
 fluoreto de sódio e EDTA oxalato de potássio e fluoreto de sódio 
 heparina sódica e fluoreto de sódio 
 heparina lítica e iodoacetato 
 Ocorre inibição da glicólise (enzimas 
glicolíticas) para determinação da taxa 
de glicose sanguínea 
 Tubos para glicemia, ácido lático 
 D-xilose 
 
COLETA DE SANGUE 
 AMARELO 
 Tubos para tipagem sangüínea/transfusão 
 Com solução de ACD (ácido citrato 
dextrose) 
 Utilizados para teste de tipagem sangüínea 
ou preservação celular (21 dias a 6°C) 
 Imunofenotipagem, cultura celular 
 PRESTAR ATENÇÃO PARA NÃO 
CONFUNDIR COM O TUBO AMARELO 
COM GEL 
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COLETA DE SANGUE 
 PRETO 
 Os tubos para VHS 
 Contêm solução tamponada de citrato 
trissódico. 
 Utilizados para coleta e transporte de 
sangue venoso para o teste de 
sedimentação. 
COLETA DE SANGUE 
 ROSA 
 Tubos para provas de 
compatibilidade cruzada 
 Duas versões: 
 Com ativador de coágulo » 
Provas cruzadas com soro. 
 Com EDTA - Testes com sangue 
total. 
 
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COLETA DE SANGUE 
ROYAL 
 Duas versões: 
 Com heparina sódica 
 Com ativador de coágulo 
 Utilizados para testar traços de 
elementos metálicos, como: Cu, Zn, Pb, 
etc. 
Homogeneização para os tubos 
de coleta de sangue 
 Imediatamente após a coleta ,todos os tubos sejam 
homogeneizados 
 Procedimento deve ser realizado por inversão 
 
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Tipos de punção/tipo de sangue 
 Punção venosa 
 
 
 Punção capilar 
 
 
 Punção arterial 
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Punção venosa 
 Sangue venoso que circula da periferia para o centro do 
sistema circulatório, o coração, é o mais usado em exames 
laboratoriais. 
 
 Sempre: 
 Separar todos os materiais necessários antes da coleta 
 Confirmar os dados do paciente 
 Utilizar os EPIs – luvas,máscaras e jaleco.... 
 Fazer a palpação, inspeção verificar a correta 
localização da veia 
 
 
Formas de coleta (sangue) 
 Seringa e agulha (****) 
 Atualmente não é a mais recomendada pela 
CLSI 
 Maior risco de acidente (flebotomista) 
 Maior chance de comprometer a qualidade da 
amostra:hemólise proporção anticoagulante/sg. 
 Atualmente a NR32 –dispositivo de segurança 
 Vácuo (aspiração mecânica automática): 
 É recomendada pelo CLSI (clinical and laboratory standarts 
institute). 
 Gasta menos tempo e tem menos custo 
 Diminui o risco de acidente com perfuro-cortante 
 Garante a qualidade da amostra. 
Maioria dos 
exames 
laboratoriais 
 Agulhas 25 X 8; 
25 X 9 adultos. 
 Agulhas 25 X 6; 
 25 X 7 crianças 
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 Local de preferência 
 Fossa anticubital, área anterior do braço e abaixo do 
cotovelo 
 Veias cubital mediana e cefálica mais utilizadas 
 Veia cefálica é a mais propensa á formação de 
hematomas e pode ser dolorosa ao ser puncionada 
 Dorso da mão 
 Outra opção quando as veias da fossa cubital não estão 
acessíveis 
 Outras opções: veias jugulares, veia femoral, seio 
sagital superior. 
 
Punção venosa – local de 
punção 
 
COLETA DE SANGUE 
PUNÇÃO VENOSA 
 
Veias da dobra do 
cotovelo 
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 Não devem ser coletadas em membros 
que estiver com terapia intravenosa 
instaladas 
 Áreas extensas com cicatriz de 
queimadura 
 Paciente com mastectomia – puncionar 
do outro lado (risco de linfostase) 
 Áreas com hematoma 
 Veias trombosadas. 
Punção venosa – áreas a 
serem evitadas 
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Técnicas para evidenciação da 
veia 
 Observação das veias calibrosas. 
 Movimentação: abrir e fechar a mão – reduzem a 
pressão venosa 
 Massagem: punho ao cotovelo 
 Palpação: realizada com o dedo indicador – revela 
a presença de pulsação diferenciando a artéria e 
uma veia. 
 Transiluminador: aparelho que evidencia a posição 
correta da veia 
 Neonatos, idosos,obesos,hipotensão – localização difícil 
das veias 
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Uso do Torniquete (garrote) 
 Utilizado para aumentar a pressão intravascular 
 Aumenta a pressão intravascular 
 Ajuda no preenchimento dos tubos de coleta 
 Uso único,descartável e livre de látex 
 Precauções com o uso do torniquete 
 Utilizar apenas 1 minuto – uso prolongado causa: 
 Hemoconcentração 
 Aumento sérico de proteínas 
 Sódio 
 plaquetas 
 Hemólise 
 
Uso do torniquete 
procedimentos 
 Inclinar o braço do paciente para baixo 
 Posicionar o torniquete com o laço para cima – evitar 
contaminação da área da punção 
 Nunca bater na veia “com dois dedos” – causa hemólise 
 Seleção preliminar da veia – inspeção e palpação de esperar 
2 minutos para reutilizá-lo 
 Não utilizar o torniquete para os exames de lactato e cálcio – 
altera concentração. 
 Aplicar o torniquete de 7,5 a 10 cm acima do local da punção 
 Não apertar o torniquete – paciente deve apresentar a 
pulsação 
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Formação do hematoma 
 Complicação mais comum 
 Extravasamento do sangue para o tecido,durante ou 
após a punção; 
 Situações que podem precipitar a formação de 
um hematoma: 
 Existência de veia frágil ou muito pequena; 
 Agulha ultrapassa a parede posterior da veia; 
 Agulha perfura parcialmente a veia,não a penetrando 
 Realização de diversas tentativas de punção sem 
sucesso; 
 Agulha removida sem a prévia retirada do torniquete 
 Aplicação de pressão inadequada no local da punção 
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Procedimentos de coleta 
venosa 
 Antissepsia do local da punção - Desinfecção de 
tecidos vivos,como pele e mucosas 
 Uso de antissépticos 
 Álcool etílico, isopropílico 70%, iodeto de povidona 1 
a 2% ou clorexidina (hemocultura) 
 Procedimento 
 Gaze umedecida com álcool 
 Limpar o local com movimentos circulares de dentro 
para fora 
 Esperar a secagem – 30 segundos(evitar hemólise) 
 Não assoprar nem colocar nada no local 
 
 
COLETA DE SANGUE 
vácuo 
1. Retirar a agulha de coleta múltipla da embalagem estéril e 
acoplar ao canhão, deixando na própria embalagem estéril 
pronta para ser usada.JÁ ESTAR DE LUVAS 
2. Colocar um garrote ao redor do braço do paciente, acima da 
dobra do cotovelo. Verificar o pulso para garantir que a 
circulação arterial não foi interrompida. 
3. O paciente deve abrir e fechar a mão várias vezes para 
aumentar a circulação venosa. 
4. Pela inspeção e palpação determinar a veia a ser puncionada, 
que deve ser calibrosa e firme. 
5. Desinfetar a pele sobre a veia selecionada, com álcool a 70% e 
deixar secar. 
6. Não tocar o local a ser puncionado, nem deixar que o paciente 
dobre o braço. 
7. O paciente, agora, deve permanecer com a mão fechada. 
 
 
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COLETA DE SANGUE 
vácuo 
8. Retirar a proteção da agulha 
9. Fazer a punção numa angulação de 30° com bisel voltado para 
cima 
10. Inserir o primeiro tubo de coleta a vácuo 
11. Quando o sangue começar a fluir, retirar o garrote e pedir para 
paciente abrir a mão 
12. Trocar os tubos de coleta – mais que um 
13. Após a retirado do último tubo remova a agulha e fazer a 
compressão no local da punção com algodão ou gaze seca 
14. Exercer pressão no local por 2 minutos para evitar formação de 
hematoma e sangramento 
15. Homogenizar os tubos de acordo com anticoagulante 
16. Descartar a agulha em recipiente apropriado – caixa perfuro 
cortante 
17. Fazer curativo oclusivo no local da 
punção 
18. Orientar paciente não dobrar o braço 
19. Verificar se não tem pendência no pedido 
de exames 
20. Verificar a condição do pacienteCOLETA DE SANGUE 
vácuo 
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Cuidados para uma punção 
bem -sucedida 
 Tubos com volume insuficiente ou com excesso 
de sangue, alteram a proporção correta de 
sangue/aditivo e podem gerar resultados 
incorretos. 
 Sempre puncionar a veia com o bisel voltado para 
cima 
 Introduzir a agulha mais ou menos 1 cm no braço 
 Respeitar a angulação 30°,em relação ao braço 
do paciente 
 
 
 
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Sangue não foi obtido na 
primeira punção – o que fazer? 
Bisel está encostado na parede superior da veia – 
Inclinar um pouco para cima e avançar um pouco a 
agulha, permitindo a passagem do fluxo para dentro 
Parte posterior da agulha está encostada na parede 
as veia - retroceder um pouco a agulha e girar 
sutilmente o adaptador 
Sangue não foi obtido na 
primeira punção – o que fazer? 
Veia transfixada – retroceder um pouco a agulha 
para retorno do fluxo sanguíneo 
Extravasamento de sangue – penetração parcial da 
agulha dentro da veia – formação do hematoma 
(para evitar uma nova coleta introduzir um pouco 
mais a agulha 
Fazer compressa de gelo 
Colabamento venoso – retirar ou afrouxar o garrote 
para permitir a restabelecimento da circulação em 
seguida retroceder um pouco a agulha para permitir 
o fluxo 
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Procedimentos corretos de 
coleta 
Procedimentos corretos 
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 Procedimentos errados 
 o reencapeamento de 
agulhas é uma causa 
freqüente de risco 
biológico Proibido 
• palpação próxima à 
agulha durante a coleta 
de sangue 
• tubo de coleta à vácuo 
na mão durante o 
procedimento 
 
 
Procedimentos errados 
 Risco de acidente grave 
 
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Risco de acidente 
grave 
 acidentes com tubos de 
coleta de vidro. A quebra do 
vidro de coleta ocorre 
freqüentemente na parte de 
cima do tubo, quando é 
colocada a tampa de 
borracha. 
 esses tubos já foram 
redesenhados para diminuir 
o o risco de quebra. 
Procedimentos errados 
Acidente com material perfuro 
cortante 
 1991 – OSHA –Occupational safety and administration 
 Sangue e outros outros fluídos corporais eram 
considerados como potencialmente infecciosos 
 Doenças que podem ser transmitidas 
 Malária 
 Herpes 
 Sífilis 
 Toxoplasmose 
 Outras 
 50% dos acidentes com perfurocortantes – local 
errado de descarte 
 
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Acidente com material perfuro 
cortante 
 Hepatite B – vírus estável em sangue seco a 
25°C por 7dias 
 Risco de infecção – 30%(todos fluídos biológicos) 
 Hepatite C – mais resistente 
 Ambiente por 7 dias 
 Resiste durante 10 horas a 60°C 
 5 minutos a 100°C 
Coleta para testes de 
coagulação 
 Relatar uso de medicamentos 
 Horário de coleta 
 Preferência coleta à vácuo 
 Seringa com material cuja superfície não seja 
ativadora(polipropileno) para evitar microcoágulos. 
 Homogeneização do sangue com anticoagulante ocorra 
em ate 1 minuto após a coleta 
 Rejeição da amostra: material coagulado,anticoagulante 
incorreto,forte hemólise,sem identificação,amostra 
refrigerada(Wv ou fator VIII) 
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Punção Arterial 
 Sangue arterial é o sangue oxigenado pelos pulmões e 
bombeado do coração para todos os tecidos 
 Usado para medir concentração de oxigênio,dióxido de 
carbono e pH, (a acidez do sangue), que não pode ser 
mensurada em uma amostra de sangue venoso. 
 Importante nos casos de problemas de oxigenação 
(pneumonia, embolismo pulmonar). Doentes com terapia 
prolongada com oxigênio e ventilação mecânica 
 São utilizadas a artéria femoral, a artéria radial ou a artéria 
braquial. 
 
Punção Arterial 
 Obter seringa para gasometria, heparinizada. 
 O paciente deve repousar por 30 minutos. 
 O local da punção pode ser anestesiado com Xilocaína 1-2%. 
 Realizar anti-sepsia com iodo-povidona e álcool a 70%. 
Deixar secar. 
 Palpar a artéria com luvas e puncioná-la em ângulo de 30º a 
90º. 
 Coletar cerca de 2 ml de sangue. Remover agulha e seringa. 
 Aplicar pressão ao local puncionado com gaze estéril de 5-
15minutos. 
 Retirar o ar da seringa e vedá-la com borracha. Agitar a 
amostra. 
 Encaminhar imediatamente a amostra ao laboratório (máx 15 
minutos) 
 
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Punção Arterial 
 Punção capilar 
 Utiliza pequeno volume de sangue 
 Mistura entre sangue arterial, venoso e capilar juntamente com 
fluídos intersticiais e intracelulares 
 Utilizado na hematologia, em pesquisa de hemoparasitos, na coleta 
de amostras para execução de microtécnicas e em provas de 
coagulação. 
 Especialmente em pacientes pediátricos. 
 Locais para realizar a punção: 
 Lóbulo da orelha 
 Calcanhar (Superfície póstero-lateral do calcanhar em crianças de até 1 
ano) 
 Na polpa do 3º ou 4º dedo da mão. 
 Realizado com lancetas. 
 
Punção capilar 
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COLETA DE SANGUE 
punção capilar 
 Nunca: 
 Em local edematoso. 
 Massagear antes. 
 Espremer. 
 Pode: 
 Aquecer previamente com compressas 
quentes. 
 Sempre: 
 Limpar com álcool a 70%. 
 Desprezar a primeira gota. 
Punção capilar 
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COLETA DE SANGUE – cordão 
umbilical 
 Imediatamente após o nascimento do bebê, o cordão umbilical é preso com 
pinça e cortado. 
 Para recolher o sangue do cordão, outra pinça é colocada a 20 ou 25 
centímetros da primeira, a seção isolada é cortada e a amostra do sangue 
coletada dentro de um tubo de amostra. 
 O exame é realizado para avaliar: 
 Gases sanguíneos 
 pH do tecido fetal 
 Armazenamento de células -tronco 
 Hemograma completo 
 Bilirrubina 
 Glicose 
 Hemocultura (se houver suspeita de infecção)