WESTERN BLOT - Apostila e Protocolo - Passei direto

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Western Blot 
 
1. Introdução 
A técnica de western blotting (Towbin et al. 1979; Burnette 1981; Towbin and Gordon 
1984) também pode ser denominada protein immunoblot e consiste na detecção de 
proteínas específicas em amostras de lisados celulares ou de tecidos. Os passos para a 
elaboração dessa técnica pode ser resumida em cinco etapas: (1) extração e quantificação 
das proteínas; (2) fracionamento das proteínas da amostra em um gel de poliacrilamida; (3) 
transferências dessas proteínas para uma membrana; (4) incubação da membrana com um 
anticorpo para detectar a proteína específica a ser analisada; e (5) revelação dessa 
membrana para análise dos dados. 
 
2. Extração e quantificação de proteínas 
Para realização dos experimentos de western blotting é necessário, inicialmente, 
realizar a extração e a quantificação das proteínas. Diversos métodos espectroscópicos são 
utilizados para quantificar proteínas em uma solução. O ensaio de Bradford é o mais 
utilizado e apresenta diversas vantagens em relação aos demais, como rapidez, não exige 
aquecimento e alta sensibilidade para baixas concentrações de proteínas. O método de 
Bradford se baseia na mudança de cor do corante Coomassie Blue G-250 em solução ácida 
(cor avermelhada) para cor azulada na presença de proteínas. As interações hidrofóbicas e 
iônicas estabilizam o complexo proteína-corante. Para quantificar a concentração de 
proteínas na amostra deve-se fazer uma curva de padronização com concentrações 
conhecidas de uma proteína (comumente se utiliza soroalbumina bovina, BSA) versus 
absorbância em 595 nm (comprimento de onda que o complexo proteína-corante absorve). 
A partir dessa curva obtém-se a equação de ajuste linear na qual é possível substituir os 
valores médios de absorbâncias das amostras, obtendo-se assim os valores da 
concentração das proteínas. É importante ressaltar, que para uma maior confiabilidade dos 
resultados, o coeficiente de correlação linear deve ser maior que 0,98. 
 
3. Fracionamento de proteínas 
Para separar as proteínas de uma amostra homogênea, a técnica mais utilizada é a 
eletroforese em gel de SDS-poliacrilamida (SDS-PAGE). Inicialmente prepara-se o gel de 
SDS-poliacrilamida, que será uma matriz inerte através da qual as proteínas poderão 
migrar. O gel é preparado pela polimerização de monômeros de acrilamida e o tamanho dos 
poros do gel pode ser ajustado variando a concentração da acrilamida adicionada para 
retardar a migração da sua proteína de interesse. As proteínas podem possuir cargas 
positivas ou negativas, dependendo das cargas dos aminoácidos que as compõem. É 
utilizado, então, o SDS (sodium dodecyl sulfate), um poderoso detergente carregado 
negativamente, que se liga nas regiões hidrofóbicas das moléculas de proteínas 
mascarando a carga intrínseca, e permitindo que as proteínas migrem em direção ao polo 
positivo em um campo elétrico. Além disso, o SDS quebra as ligações não covalentes das 
proteínas, fazendo com que elas voltem a sua estrutura primária, liberadas da associação 
com outros monômeros ou outras proteínas e moléculas de lipídeos. Além disso, usa-se, 
geralmente, um agente redutor tal como o β-mercaptoetanol, que quebra as ligações 
dissulfito (S-S) dos resíduos de cisteína que promovem a ligação de proteínas a outros 
monômeros, outras proteínas ou mesmo a estrutura terciária da mesma proteína, mantendo 
assim, as proteínas separadas e linearizadas (Figura 1a). A partir dessas condições, 
proteínas de um mesmo tamanho tendem a correr em um gel de poliacrilamida, na 
presença de um campo elétrico com as mesmas velocidades, uma vez que (1) suas 
estruturas nativas encontram-se completamente desnaturadas devido ao SDS e ao β-
mercaptoetanol fazendo com que suas formas sejam as mesmas e, (2) elas se ligam na 
mesma quantidade de SDS e portanto tem a mesma quantidade de cargas negativas 
(Figura 1b, c). 
 
 
 
A técnica de SDS-PAGE é largamente utilizada, pois é capaz de separar todos os 
tipos de proteínas, mesmo aquelas que são normalmente insolúveis em água (como por 
exemplo muitas proteínas de membranas). Além disso, como as proteínas são separadas 
por tamanho, é possível estimar o peso molecular e a composição das subunidades da 
proteína. Essas proteínas podem ser visualizadas diretamente no SDS-PAGE por coloração 
direta do gel, por corantes como o Comassie-Blue ou por tratamentos com nitrato de prata. 
O nitrato de prata é um dos métodos mais sensíveis de detecção, que permite a 
visualização de proteínas de até 10ng, enquanto que a coloração por Coomassie-Blue 
detecta proteínas de até 300ng. A Figura 2 representa proteínas coradas com Coomassie-
Blue e com Nitrato de Prata. 
 
 
 
 
 
4) Transferência para membrana 
Embora seja essencialmente uma técnica analítica, o SDS-PAGE somente não 
permite a análise de proteínas individuais e separadas. Para que isso seja possível é 
necessário utilizar anticorpos específicos para a proteína desejada, mas antes, é preciso 
que essas proteínas estejam em um suporte sólido, como membranas de nitrocelulose, 
PVDF ou de catiônicas de nylon. Essa transferência das proteínas do gel para a membrana 
inicialmente era feita por meio da capilaridade, mas atualmente usa-se a transferência 
eletroforética que é muito mais rápida e eficiente (Figura 3). 
 
 
 
Existem três tipos de membranas usadas para western blotting: de nitrocelulose, 
nylon ou PVDF (polyvinylidene fluoride). Diferentes proteínas podem se ligar com eficiências 
diferentes nessas membranas, e particulares epítopos antigênicos podem ser melhor 
preservados em um tipo em relação a outro. Os detalhes de cada tipo de membrana podem 
ser visualizados na Tabela 2. 
 
 
 
 
 
 
Depois de terminado o tempo de aplicação da corrente elétrica, usa-se um corante 
denominado Ponceau S para confirmar a transferência das proteínas para a membrana, e 
verificar se essa transferência ocorreu de maneira igual para todas as amostras. Em caso 
afirmativo, pode ser dada continuidade ao experimento de western blotting. 
 
 
 
 
5) Detecção da proteína específica 
Para visualizar uma proteína de interesse é utilizado um anticorpo específico que vai 
reagir com um epítopo da proteína, formando um complexo anticorpo-antígeno. Esse 
anticorpo é denominado anticorpo primário, pode ser policlonal (reconhece mais de um 
epítopo) ou monoclonal (reconhece apenas um epítopo da proteína de interesse) e é 
produzido geralmente em camundongo ou em coelho. Além disso, esse anticorpo não 
possui nenhum tipo de radiomarcação, ou conjugação com alguma enzima. A incubação da 
membrana com o anticorpo primário geralmente ocorre overnight a 4ºC e, depois disso, a 
membrana é lavada intensamente com tampão de lavagem para retirar todo o anticorpo que 
não está especificamente ligado à proteína de interesse. 
Depois da lavagem, a membrana é incubada com um anticorpo secundário. Esse 
anticorpo é um anti-IgG, ou seja, é um anticorpo que reconhece um anticorpo. Por exemplo, 
se foi utilizado um anticorpo primário anti uma proteína de interesse, produzido em 
camundongo, será utilizado um anticorpo secundário anti-IgG de camundongo, que 
reconhecerá qualquer anticorpo produzido em camundongo. Esse anticorpo secundário 
possui alguma modificação que permitirá a visualização da proteína de interesse. As 
principais modificações utilizadas atualmente são (Figura 4): 
 
a) Conjugação do anticorpo com uma enzima: tais como peroxidade ou fosfatase 
alcalina. Neste caso, no momento da revelação da membrana, adiciona-se um substrato 
dessa enzima. Nos locais onde essa enzima está presente (apenas nos locais onde tem o 
anticorpo primário, ouseja, na proteína específica), ocorrerá a reação e a formação do 
produto dessa reação. É utilizado um filme, e aparecerá a marcação nas regiões em que 
ocorreu essa reação, permitindo localizar a proteína de interesse. 
 
 
 
 
b) Associação do anticorpo com um fluoróforo: que será posteriormente excitado 
com um laser de comprimento de onda específico para esse fluoróforo, e então as regiões 
onde o anticorpo se ligou serão evidenciadas. 
 
 
 
 
 
 
 
Metodologia 
 
1. Extração e Quantificação de proteínas 
1.1. Protocolo de extração de proteínas totais 
 
1. Coletar células a 3.000 g, 5 min, 37ºC; 
2. Ressuspender pellet de células em tampão de lise composto por 20 mM HEPES 
pH 7.9, 20% glicerol, 200 mM KCl, 0.5 mM EDTA, 0.5% NP-40, 0.5 mM DTT, 1% coquetel 
de inibidor de protease; 
3. Sonicar as células ressuspendidas 3 vezes no nível 3, com tempos de pulso de 
10s, separados por 1 minuto de intervalo; 
4. Centrifugar lisado a 15.000 g, por 10 min, a 4ºC. Retirar o sobrenadante (extrato 
total de proteínas). 
 
1.2. Protocolo de quantificação de proteínas totais pelo método de Bradford. 
O ensaio de Bradford será realizado em placa de ELISA de 96 poços, consistindo 
num volume final de 200 ul para cada poço da placa. 
1. Prepara solução estoque de BSA 10 mg/ml. Diluir 10 vezes a solução para efetuar 
as diluições para preparar a curva de calibração. 
2. Preparar curva padrão com as seguintes concentrações de BSA: 0,125 ug/ml; 
0,25 ug/ml; 0,5 ug/ml; 0,75 ug/ml; e 1,0 ug/ml. Diluir BSA em tampão de extração de 
proteínas. Aplicar 5ul de amostra de proteína na placa. 
3. Após aplicar as amostras de proteína na placa, em triplicata, adicionar 195 ul de 
reagente Bradford. Lembrar-se de aplicar o branco, no caso o tampão de extração de 
proteínas (seguir mesma mistura que as proteínas: 5 ul de tampão + 195 ul de reagente 
Bradford). 
4. Incubar as amostras, sob leve agitação, por 5 minutos. 
5. Efetuar leitura da absorbância no comprimento de onda de 595 nm em 
espectrofotômetro. 
6. Construir curva de padronização, com as concentrações de BSA na abscissa e as 
absorbâncias médias na ordenada. Plotar no Excel, obtendo equação de ajuste linear. 
7. Medir a absorbância da amostra do extrato total de proteína (média das triplicatas) 
e estimar o valor da concentração de proteínas na amostra (variável “x”) substituindo o valor 
da absorbância na equação linear resultante da curva padrão (variável “y”). 
 
2. GEL SDS-PAGE 
2.1. Preparo dos géis 
 
- Vortexar o tubo contendo o gel, e depositar a solução até 5,5 cm. 
- Após depositar o gel de migração, adicionar isopropanol utilizando pipeta até 
completar altura de aproximadamente 0,5 cm acima da marcação. 
- Deixar polimerizar por aproximadamente 15 minutos 
- Eliminar o isopropanol lavando com água destilada e secar com papel Watmann. 
- Adicionar TEMED/PSA no gel de empilhamento e por em cima do gel de migração. 
- Colocar o pente referente ao tamanho do espaçador e polimerizar por 15 minutos. 
- Retirar o pente e transferir as placas para o suporte branco com a face da placa 
menor voltada para o interior do suporte. Marcar a base dos pocinhos com caneta. 
- Introduzir o cassete montado dentro do rack e em seguida fechar as abas. 
- Lavar os pocinhos com tampão de corrida (tampão de corrida 1X e SDS 1%). 
 
2.2. Preparo das Amostras 
- Pré-aquecer o Sample Buffer 5x em banho-maria 37˚C 
- Tomar uma alíquota de 475 µl de tampão e adicionar 25 µl de 2-Mercaptoetanol. 
- Diluir o tampão com a amostra na proporção 1:4, e aquecer por 3-5 min a 95˚C 
- Carregar as amostras e o marcador de peso molecular no gel. 
 
2.3. Corrida 
- Colocar o cassete na cuba e preencher com o tampão de corrida. 
- Correr em 100 Volts até a amostra percorrer todo o gel de empilhamento 
- Passar para 150 Volts para correr pelo gel de migração durante aproximadamente 
60min (o tempo de migração é relativo podendo variar de acordo com a concentração do gel 
de migração e tamanho da banda de interesse). 
 
3. Western 
3.1. Montagem do “Sandwich” 
- Cortar a Membrana de Nitrocelulose nas dimensões do gel. Cortar 6 papéis 
Whatmann do mesmo tamanho (gerar a força de capilaridade). 
- Umedecer a superfície da plataforma inferior do Aparelho Transferidor com o 
Tampão de Transferência. 
- Encharcar 3 papéis Whatmann em Tampão de Transferência e acomodá-los sobre 
a superfície do Aparelho Transferidor. 
- Hidratar a membrana em Tampão de Transferência durante 2 minutos e colocá-la 
sobre os papéis Whatmann. Rolar levemente uma pipeta de vidro sobre o pré-sandwich 
para eliminar possíveis bolhas. 
- Desmontar a cuba de eletroforese e desacoplar as placas de vidro; com o auxílio 
de uma espátula, separar as duas placas de vidro para retirar o gel. Molhar as pontas dos 
dedos com o Tampão de Transferência e transferir o gel para o sandwich depositando-o 
sobre a membrana. Colocar os 3 papéis Whatmann umedecidos sobre o gel e eliminar as 
bolhas. 
- Umedecer a superfície da plataforma superior do Transferidor e fechar o aparelho. 
 
3.2. Transferência 
- Aplicar uma corrente constante segundo as recomendações do equipamento 
usado. 
- Após esse tempo, remover os papéis Whatmann sem mover o gel e verificar se a 
transferência funcionou erguendo o canto do gel onde foi carregado o Marcador de Peso 
Molecular. 
- Caso as bandas do Marcador de Peso Molecular não tenham sido transferidas para 
a membrana, remontar o sandwich e continuar a transferência por um período maior. 
- Caso tenha transferido, as bandas do Marcador serão bem visualizadas na 
membrana. Transferir a membrana para um recipiente contendo água destilada. 
- Enxaguar o excesso de sal e adicionar a Solução Vermelha de Ponceau. Deixar 
agir durante 15 segundos e recuperar a solução. Enxaguar várias vezes com água destilada 
até que as amostras em cada canaleta sejam visualizadas. 
- Enxaguar uma última vez com Tampão de Lavagem até que o Ponceau tenha 
desaparecido completamente. 
 
3.3. Bloqueio 
- Descartar a solução do Tampão de Lavagem e adicionar um volume de Tampão de 
Bloqueio suficiente para deixar o gel imerso. 
- Deixar a membrana bloqueando sob leve agitação (orbital) durante 30 minutos a 1 
hora. O tempo de bloqueio depende da especificidade de cada anticorpo primário. Em todos 
os casos, 1 hora pode ser o tempo inicial para testar anticorpos novos. 
 
3.4. Incubação com o Anticorpo Primário 
- Descartar a solução do Tampão de Bloqueio e enxaguar rapidamente a membrana 
com água destilada para remover o excesso de leite. 
- Adicionar 10 ml da Solução do Anticorpo Primário. (200mg de BSA + 10mL de 
tampão de lavagem + Anticorpo). O Anticorpo primário deve ser diluído segundo as 
recomendações do fabricante, porém pode ser necessário padronizar esta diluição. 
- Vedar o recipiente com veda-filme e incubar a membrana “overnight” sob leve 
agitação orbital a 4oC. (Obs: pode incubar por um tempo menor, devendo ser ajustado 
conforme o anticorpo). 
 
 
3.5. Incubação com o Anticorpo Secundário 
- Recuperar a Solução do Anticorpo Primário e lavar a membrana com 
aproximadamente 30 ml de Tampão de Lavagem de acordo com os tempos: 2 X rápido, 2 X 
15 min, 2 X 5 min. 
- Adicionar 10mL da Solução do Anticorpo Secundário. Se esse anticorpo for de 
quim
de Tampão de Bloqueio. 
- Descartar a Solução do Anticorpo Secundário e lavar a membrana com 
aproximadamente 30 ml de Tampão de Lavagem de acordo com os tempos definidos 
abaixo: 2 X rápido, 2 X 15 min, 2 X 5 min. 
- Preparar a membrana para revelação. 
 
3.6. Revelação 
- Scanear a membrana no aparelho Odyssey (Licor) no comprimento de onda que 
excitaro fluoróforo associado ao anticorpo secundário utilizado no experimento (700 ou 
800nm). 
 
 
 
 
Material Suplementar 
 
 
Proliferation Signaling Pathway 
https://www.youtube.com/watch?v=WjD43V_rKxU 
 
Cell Cycle and Mitosis 
https://www.youtube.com/watch?v=JcZQkmooyPk 
 
Mitosis and Cell Division 
https://www.youtube.com/watch?v=P4KCaGkh8v0 
 
What is Cancer? 
https://www.youtube.com/watch?v=LEpTTolebqo 
 
How Cells Divide and How Chemotherapy Works 
https://www.youtube.com/watch?v=VRhz3DhjG5M 
 
Aurora Kinases 
https://www.youtube.com/watch?v=Qn7lKYHjE_Y 
 
ABCAM Western Blot Video Protocol 
https://www.youtube.com/watch?v=ikVsaRaFAYU