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[Medicina Veterinaria] PROCEDIMIENTOS DE EMERGENCIA

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PROCEDIMIENTOS DE EMERGENCIA 
A. MANEJO DE LA VÍA AÉREA 
B. INTUBACIÓN ENDOTRAQUEAL 
Indicaciones 
• Apnea 
• Incapacidad de movilizar un volumen corriente adecuado 
• Hipotensión y shock con alteración del sensorio 
• TEC 
• Lesión tóraco-pulmonar 
• Trauma severo de las vías aéreas superiores 
Materiales 
• Tubos endotraqueales con manguito inflable de preferencia (alto volumen y baja 
presión), diámetros de 2.5 – 10 mm 
• Laringoscopio o fuente de luz 
• Jeringa de 5 a 10cc 
• Venda de gasa 
• Bomba de succión 
Procedimiento 
• Sedar al paciente de ser necesario (diazepan-
ketamina, propofol, etc.) 
• Comprobar que el manguito no presente perforaciones 
• Colocar al paciente en decúbito esternal, lateral o 
dorsal 
• Abrir la boca, traccionar la lengua, y despejar la vía 
aérea de cuerpos extraños (maniobra de gancho) 
• Succionar de ser necesario (presencia de flema, 
vómito, sangre, etc.) 
• Visualizar los cartílagos aritenoides corriendo la 
epiglotis hacia ventral 
• Si se trata de pacientes felinos instilar 0,5 a 1ml de 
lidocaína al 2%, o colocar xilocaína en gel sobre el 
manguito y la punta del tubo endotraqueal (evita el 
espasmo de laringe). Debemos ser pacientes y esperar 
a que el paciente espire para que se abran los 
aritenoides, o de lo contrario pedirle a un ayudante 
que realice una compresión del tórax 
• Introducir el tubo endotraqueal del mayor diámetro 
posible 
• Sujetarlo con venda de gasa al hocico del paciente 
• Insuflar el manguito 
 
 
 
 
1. PUNCIÓN CRICOTIROIDEA 
Indicaciones 
• Compromiso de la vía aérea superior 
que requiere intervención inmediata 
(CE, parálisis laríngea, injurias graves, 
desgarros y/o avulsiones) 
Procedimiento 
• Colocar al paciente en decúbito dorsal 
• Identificar la membrana cricotiroidea, 
preparación quirúrgica o no del área 
• Introducir un catéter del mayor 
diámetro posible 14G 
• Retirar el vástago interno 
• Acoplar a una fuente de oxígeno 
Limitante 
• No debe permanecer en el lugar por 
más de 15 a 20 minutos ya que no 
provee de una vía de escape para el 
CO2 por lo que induce hipercapnia 
1. CRICOTIROIDOTOMÍA 
Indicaciones 
• Compromiso de la vía aérea superior (CE, parálisis laríngea, injurias graves, 
desgarros y/o avulsiones) 
• Ventilación mecánica > 12hs. 
• Intervención quirúrgica de la laringe o traquea proximal 
• Condiciones que requieren facilitación de la remoción de secreciones del aparato 
respiratorio inferior (ausencia de reflejo tusígeno, coma, Inhalación de humo) 
• Condiciones en la que se producen gran cantidad de secreciones (lobectomía) 
Tubos disponibles 
• Tubos simples con o sin manguitos 
inflable (alto volumen y baja presión; 
indicados en caso de anestesia y coma por 
el riesgo aumentado de neumonía por 
aspiración), diámetros de 2.5 – 10 mm 
• Tubos con cánula interna descartable, 
diámetros de 7 – 9 mm (cánula interna 
2mm menor) – permiten la remoción de la 
cánula interna a efectos de limpieza sin 
necesidad de retirar el tubo -. 
• Tubos endotraqueales modificados 
(incidir longitudinalmente el tubo, 
conservando el mecanismo para inflar el 
balón, dejar intactos los últimos 4 – 7 cm) 
 
Elección del tubo apropiado 
• El diámetro del tubo debe ser 2/3 a ¾ del diámetro de la tráquea (minimiza la 
posibilidad de asfixia por obstrucción cuando se utilizan tubos sin manguito, el 
trauma iatrogénico y la incidencia de estenosis postintubación) 
Materiales 
• Tubo 
• 4 Campos estériles 
• 4 Pinzas de campo 
• Mango y hoja de bisturí 
• 2 pinzas mosquito 
• 1 par de tijeras Metzembaum 
• 2 pinzas de Allis 
• Gasa 
• Cinta umbilical o venda de gasa 
Procedimiento 
• Colocar al paciente en recumbencia dorsal 
• Preparar quirúrgicamente la zona ventral del cuello 
• Anestesia general o infiltrar con lidocaína 
• Realizar una incisión transversal en la piel sobre la membrana cricotiroidea, e 
incidir dicha membrana. 
• Insertar el tubo 
• Fijar el tubo alrededor del cuello con cinta umbilical sujeta a los orificios presentes 
en las alas del tubo 
Complicaciones posibles 
• Obstrucción de la vía aérea (elección y mantenimiento apropiado del tubo) 
• Enfisema subcutáneo (dejar la herida abierta alrededor del tubo) 
Ventajas 
• Es menos traumático sobre la tráquea que la traqueotomía 
• Menos posibilidad de daño neurológico 
• Requiere menor exposición 
Mantenimiento del tubo endotraqueal 
1. Humidificación 
• Ayuda a mantener las defensas naturales de la traquea y facilita la eliminación de 
secreciones 
• Utilizar un humidificador o nebulizador comercial 
• Si está respirando aire ambiental, colocarlo en una cámara humidificada durante 15 
minutos cada 4 – 6 hs.; o instilar 0.1ml/kg de salina estéril (1ml mínimo y 5ml 
máximo) en el tubo cada 1 – 2 hs. 
2. Succión 
• Previene la obstrucción 
• Técnica estéril 
• Preoxigenar al paciente con O2 al 100% por varias inspiraciones. 
• Insertar un catéter de succión estéril 
• Aplicar vacío moderado en forma intermitente mientras se rota el catéter, no aplicar 
vacío por más de 10 a 15 seg. (induce hipoxemia) 
• Realizar el procedimiento según requerimiento cada 15 minutos al principio y un 
mínimo de 4 veces al día 
• Complicaciones: nauseas, vómitos, hipoxemia, arritmias cardíacas y daño de la 
mucosa traqueal 
3. Reemplazo del tubo 
• Cada 24hs o más frecuentemente si se obstruye 
• Retirar la cánula interna en los que la poseen y remplazarla por una estéril 
• Preoxigenar con O2 al 100%, tomar las suturas de referencia, retirar el tubo y 
colocar uno nuevo 
4. Manejo de la herida 
• Limpiar la herida diariamente con solución salina estéril y gasa o cotonetes 
Extracción del tubo 
• Realizarlo en forma gradual, colocando tubos cada vez más pequeños, una vez que 
tengamos un tubo de diámetro menor a ½ de la tráquea, ocluirlo con la mono y 
observar al paciente. 
• Retirarlo, no suturar la herida, limpiar la misma una vez al día 
3. TRAQUEOTOMÍA TEMPORAL 
Indicaciones 
• Idem cricotiroidotomía 
Tubos disponibles 
• Idem cricotiroidotomía 
Elección del tubo apropiado 
• Idem cricotiroidotomía 
Materiales 
• Tubo 
• 4 Campos estériles 
• 4 Pinzas de campo 
• Mango y hoja de bisturí 
• 2 pinzas mosquito 
• 1 par de tijeras Metzembaum 
• 1 pinza de disección con dientes 
• 2 pinzas de Allis 
• 1 retractor de Weitlander 
• 1 porta agujas 
• Gasa 
• Cinta umbilical o venda de gasa 
Procedimiento 
• Colocar al paciente en recumbencia 
dorsal 
• Preparar quirúrgicamente la zona 
ventral del cuello 
• Anestesia general o infiltrar con 
lidocaína 
• Realizar en incisión longitudinal en la 
línea media desde la laringe a al 8º 
anillo, y disecar en forma roma el 
esternohioideo y el esternotiroideo, 
exponiendo así la traquea 
• Realizar una incisión entre el 4º y el 5º 
anillo, que abarque el 50% de la 
circunferencia ¡¡¡CUIDADO CON EL 
LARINGEO RECURRENTE!!! 
• Colocar dos suturas una alrededor de 
cada anillo para facilitar la colocación 
del tubo 
• Insertar el tubo 
• Fijar el tubo alrededor del cuello con 
cinta umbilical sujeta a los orificios 
presentes en las alas del tubo 
• Suturar la piel a craneal y distal del 
tubo 
 
Complicaciones posibles 
• Daño neurovascular (conocimiento anatómico, buena técnica quirúrgica, y 
exposición máxima de la traquea) 
• Obstrucción de la vía aérea (elección y mantenimiento apropiado del tubo) 
• Enfisema subcutáneo (dejar la herida abierta alrededor del tubo) 
Mantenimiento del tubo endotraqueal 
• Idem cricotiroidotomía 
Extracción del tubo 
• Idem cricotiroidotomía 
 
 
A. DRENAJE TORÁCICO 
1. TORACOCENTESIS 
Indicaciones• Diagnósticas (Neumotórax, Hemotórax, Quilotórax) 
• Evaluación citológica y microbiológica del fluido obtenido 
• Terapéutica (aliviar les signos causados por la ocupación del espacio pleural) 
Materiales 
• Máquina de esquilar 
• Materiales para preparación quirúrgica 
• Aguja o mariposa 19 – 22G con tubo de extensión 
• Llave de tres vías 
• Jeringa de 12cc o más 
• Un asistente 
Procedimiento 
• Colocar el paciente en decúbito lateral para neumotórax, y en decúbito esternal o en 
estación para acúmulo de fluidos 
• Depilar y preparar quirúrgicamente la pared costal entre el 7º y 8º espacio 
intercostal. 
• Sólo en raras ocasiones se necesita sedación (Butorfanol 0.2 – 0.4 mg/kg. i/v) 
• Adaptar la llave de tres vías a la extensión, y esta a la jeringa 
• Introducir la aguja por delante de la 7ª a 8ª costilla para evitar el paquete vásculo-
nervioso. Lo más dorsal posible para evacuar aire, y ventral para fluidos. 
• Una vez penetrado el espacio pleural orientar la aguja de forma paralela a la pared 
costal, con el bisel hacia la superficie de la pleura parietal. 
• Maniobrar la llave de tres vías y extraer todo el aire o líquido de la cavidad pleural 
(en caso de Hemotórax evacuar sólo la cantidad necesaria para aliviar los síntomas 
respiratorios) 
• Colectar una muestra de fluido en un tubo seco y en uno con EDTA (evaluación 
citológica y microbiológica) 
• Si la colecta es mayor a 200cc, repetir en 2 horas 
Complicaciones 
• Posible laceración iatrogénica del pulmón y neumotórax 
 
 
1. TUBO DE TORACOTOMÍA 
Indicaciones 
• Cuando se requieren toracocentesis repetidas frecuentes 
• Pacientes con piotórax 
• Luego de cirugía torácica 
Materiales 
• Máquina de esquilar y materiales necesarios para preparar quirúrgicamente la pared 
del tórax 
• Tubo de toracotomía o de alimentación: 14 – 16F gatos y perros muy 
pequeños 
18 – 22F perros pequeños 
22 – 28F perros medianos a grandes 
28 – 36French perros grandes 
• Agregar en forma estéril orificios adicionales en el extremo del tubo de forma de 
abarcar el 30% del diámetro 
• Anestesia general o infiltración local con lidocaína al 2% 
• Gorro, máscara, guantes estériles, campos estériles 
• Mango y hoja de bisturí 
• Pinzas curvas y rectas 
• Gasa estéril 
• Llave de tres vías, material de sutura no absorbible, jeringa o sistema de succión 
• Material para vendaje, y collar isabelino 
Procedimiento 
• Anestesiar el paciente 
• Preparar el área en forma aséptica 
• Realizar una incisión en la piel a nivel del 8º a 9º 
espacio intercostal. 
• Un asistente deberá avanzar la piel dos espacios 
hacia craneal 
• Preestimar la extensión del tubo a ser introducida 
• Utilizando una hemostática curva, sujetar el tubo 
por el extremo ciego, de manera tal que el tubo 
quede sobresaliendo por la parte convexa de la 
misma y no por la parte cóncava 
• Forzar la entrada de dicha pinza en el tórax, abrir 
la pinza, y alimentar el tubo 
• 
• Permitir que se deslice la piel a su posición 
normal 
• Conectar el tubo al aparato de succión o a una 
válvula de Heimlich, asegurarlo mediante un 
conector que se fija con La gotita 
• Fijar el tubo mediante una sutura en U horizontal 
de la piel y un nudo en dedo de chino sobre el 
tubo 
• Colocar un ungüento de antibiótico sobre la 
herida, y colocar un vendaje alrededor del tórax 
que incorpore el tubo evitando acodaduras del 
mismo dado que impedirían el drenaje 
• Colocar un collar isabelino 
• Conviene realizar un bloqueo regional con 
Bupivacaína para aumentar el confort. También 
Bupivacaína 1.5mg/kg diluida en 20 a 25cc de 
sol. salina estéril puede ser introducida en el tubo 
seguida de 10 a 15ml de salina para anestesiar la 
pleura parietal cada 6 hs en pacientes grandes; en 
perros pequeños 1.1mg/kg en 10 a 15ml de salina 
cada 6 hs. Butorfanol 0.2 – 0.4 mg/kg. i/v c/6hs. 
• 
• 
• 
Complicaciones 
• Posible neumotórax abierto si llegara a desconectarse alguna de las conexiones o si 
se rompiera alguno de los sellos 
• Posicionamiento incorrecto, sangrado por laceración de un vaso intercostal, daño a 
un nervio intercostal, infección y dolor 
• En caso de encontrarse conectado a un sistema de drenaje torácico con sello de 
agua, verificar burbujeo intermitente durante la inspiración. Si el burbujeo es 
continuo en inspiración y espiración, implica una fuga en el sistema. Clampear el 
tubo lo más cerca posible del paciente, si se detiene el burbujeo, indica que el tubo 
se ha salido del lugar o que existe una fuga alrededor del mismo. Si el burbujeo 
continúa, la fuga se encuentra entre el clamp y la cámara. 
Retirar el tubo 
• Cuando mejora la condición clínica del paciente, las radiografías muestran 
reexpansión pulmonar, y el drenaje de fluidos es menor a 10ml/kg/día en ausencia 
de fugas en el sistema. 
• Eliminar la succión y observar al paciente por dos a cuatro horas 
• Administrar Butorfanol 0.2 – 0.4mg/kg, retirar el vendaje, cortar la sutura, y retirar 
el tubo mediante un tirón suave y continuo 
• Suturar la piel y colocar un vendaje oclusivo 
• Monitorear al paciente las primeras 24 horas 
C. CATETERIZACIÓN ENDOVENOSA 
1. CATETERIZACIÓN DE VENAS PERIFÉRICAS 
Indicaciones 
• Acceso vascular, vía rápida para administración de drogas y fluidos, resucitación de 
shock o hipovolemia, restitución hídrica del paciente deshidratado 
Materiales 
• Catéteres endovenosos de 14 – 24G 
• Cinta leucoplast 
• Algodón y/o gasa 
• Alcohol o alcohol yodado 
• Gomita 
• Llave de tres vías con o sin extensión o capuchones para catéteres 
Procedimiento 
• Depilar la zona en forma amplia: ventral de cuello para las yugulares, toda la 
circunferencia del antebrazo para las braquiocefálicas, toda la circunferencia de 
distal de la tibia para las safenas, y cara interna del muslo para las femorales. 
• Preparar la zona en forma aséptica 
• Cortar tres tiras de cinta leucoplast largas como para completar la circunferencia de 
la zona donde se realizará el ingreso, y una más corta 
• Colocar una gomita alrededor de la circunferencia del miembro o realizar presión a 
proximal del vaso, para que este se ingurgite 
• Elegir el catéter adecuado y del mayor diámetro posible 
• Previo a la venopunción con la punta de una aguja hipodérmica podría realizarse 
una pequeña incisión de la piel o incisión facilitadora en el lugar de acceso 
• Introducir el catéter en la vena, y una vez que se vea venir sangre deslizar hacia 
delante la porción externa de teflón del catéter hasta introducirlo completamente 
dentro del lumen venoso. 
• Retirar el vástago de aluminio y colocar un capuchón o una llave de tres vías 
• Fijar el catéter con la cinta luecoplast, 
colocando un primer trozo por debajo del 
catéter y envolviéndolo posteriormente 
alrededor del brazo, luego pasar el trozo 
pequeño por debajo del catéter y cruzarlo 
por encima del mimo en forma de X, 
colocar un nuevo trozo largo alrededor del 
brazo sujetando todo lo anterior. La cuarta 
cinta sería para sujetar el capuchón o el 
infusor. 
 
 
 
Mantenimiento 
• Lavar el catéter con solución salina heparinizada 2 o 3 veces al día 
• Solución heparinizada: agregar 1000UI de heparina a 500cc de NaCl al 0.9%, 
mantener refrigerada en botellas puncionables, etiquetadas y fechadas 
Complicaciones posibles 
• Infección local y septicemia 
2. DESCUBIERTA DE VENAS PERIFÉRICAS 
Indicaciones 
• Necesidad de un acceso vascular de emergencia en un paciente hipovolémico y 
colapsado 
Materiales 
• Catéteres endovenosos de 14 – 24G 
• Cinta leucoplast 
• Algodón y/o gasa 
• Alcohol o alcohol yodado 
• Gomita 
• 1 Hoja de bisturí, y una pinza mosquito 
• Llave de tres vías con o sin extensióno capuchones para catéteres 
Procedimiento 
• Depilar la zona en forma amplia: ventral de cuello para las yugulares, toda la 
circunferencia del antebrazo para las braquiocefálicas, toda la circunferencia de 
distal de la tibia para las safenas, y cara interna del muslo para las femorales. 
• Preparar la zona en forma aséptica y trabajar también bajo condiciones de estricta 
asepsia 
• Cortar tres tiras de cinta leucoplast largas como para completar la circunferencia de 
la zona donde se realizará el ingreso, y una más corta 
• Colocar una gomita alrededor de la circunferencia del miembro o realizar presión a 
proximal del vaso, para que este se ingurgite 
• Elegir el catéter adecuado y del mayor diámetro posible 
• Realizar una incisión en la piel de 2 a 5cm a un lado del vaso sanguíneo (no sobre 
este porque podríamos seccionarlo en forma inadvertida) 
• Deslizar con cuidado y mediante disección roma la pinza mosquito por debajo del 
vaso sanguíneo, y abrir las ramas de la misma 
• Introducir el catéter en la vena, y una vez que se vea venir sangre deslizar hacia 
delante la porción externa de teflón del catéter hasta introducirlo completamente 
dentro del lumen venoso. También podría procederse como en el caso de la 
colocación de un catéter central colocando de igual manera suturas a proximal y 
distal y realizando una venotomía (ver más adelante) 
• Retirar el vástago de aluminio y colocar un capuchón o una llave de tres vías 
• Fijar el catéter con la cinta luecoplast, colocando un primer trozo por debajo del 
catéter y envolviéndolo posteriormente alrededor del brazo, luego pasar el trozo 
pequeño por debajo del catéter y cruzarlo por encima del mimo en forma de X, 
colocar un nuevo trozo largo alrededor del brazo sujetando todo lo anterior. La 
cuarta cinta sería para sujetar el capuchón o el infusor. 
Contraindicaciones 
• Presencia de coagulopatías importantes, CID, infección sistémica, enfermedad 
metabólica, trombocitopenia inmunomediada o secundaria, deficiencias de factores 
de la coagulación, intoxicación con antagonistas de la vitamina K 
Mantenimiento 
• Lavar el catéter con solución salina heparinizada 2 o 3 veces al día 
Solución heparinizada: agregar 1000UI de heparina a 500cc de NaCl al 0.9%, mantener 
refrigerada en botellas puncionables, etiquetadas y fechadas 
Posibles complicaciones 
• Hemorragia, infecciones (método estrictamente aséptico) 
 
 
 
3. COLOCACIÓN DE VÍAS CENTRALES 
Indicaciones 
• Medición de la presión venosa central 
(PVC) 
• Administración de sustancias hipertónicas 
o que puedan resultar irritantes de la pared 
vascular 
• Alimentación parenteral total 
Materiales 
• Catéteres endovenosos centrales de 14 – 
24G, o uretrales estériles de similar calibre 
• Cinta leucoplast 
• Algodón y/o gasa 
• Alcohol o alcohol yodado 
• Gorro, máscara, guantes y campos 
estériles 
• 1 Mango y hoja de bisturí 
• 2 pinzas mosquito 
• Material absorbible para ligaduras 
• Llave de tres vías con o sin extensión o 
capuchones para catéteres 
• Material para vendajes 
 
 
Procedimiento 
• Depilar y preparar el área en forma aséptica, ventral de cuello para yugulares; y cara 
interna del muslo para las femorales 
• Colocar los campos estériles 
• Proceder a colocarse gorro, máscara y guantes estériles 
• Realizar toda las maniobras en forma aséptica 
• Medir el largo necesario del catéter, tomando como referencia el lugar del acceso 
venoso y la base del corazón, y cortar de dicho largo en forma de bisel el catéter 
urinario. 
• Realizar una incisión de 2 a 5cmm paralela al vaso sanguíneo 
• Disecar en forma roma e introducir una pinza mosquito por debajo del vaso 
• Abrir las ramas de la pinza y deslizar dos ligaduras por debajo del vaso 
• Tomando estas suturas como referencia una a proximal y la otra a distal levantar el 
vaso, y realizar una pequeña incisión sobre el vaso (venotomía) 
• Introducir el catéter en el vaso y alimentarlo hasta introducirlo por completo 
• Si se tratara de un catéter venoso central de uso comercial, introducirlo ayudándose 
del vástago de aluminio y luego alimentarlo. 
• Anudar la ligadura más distal al corazón obturando el lumen del vaso sanguíneo, y 
anudar la otra ligadura sobre el catéter a manera de sujeción 
• Colocar una llave de tres vías 
• Fijar el catéter y vendar 
Mantenimiento 
• Lavar el catéter con solución salina heparinizada 2 o 3 veces al día 
Solución heparinizada: agregar 1000UI de heparina a 500cc de NaCl al 0.9%, mantener 
refrigerada en botellas puncionables, etiquetadas y fechadas 
Posibles complicaciones 
• Hemorragia, infecciones (método estrictamente aséptico) 
4. CATÉTER INTRAÓSEO 
Indicaciones 
• Animales de talla pequeña, pediátricos y severamente hipotensos o hipovolémicos 
en los que no se puede lograr un acceso vascular primario 
• Es temporal hasta 72hs. siempre que la técnica de colocación sea estrictamente 
aséptica, y se coloque un vendaje adecuado 
Materiales 
• Lidocaína al 2% 
• Hoja de bisturí Nº11 
• Agujas: Agujas para médula ósea 16 – 20G (gatos y perros) 
Agujas espinales 18 – 22G (gatos y perros jóvenes) 
Agujas hipodérmicas 18 – 25G (neonatos) 
Catéteres intraóseos comerciales 12 – 15G 
• Jeringa de 12cc 
• Solución salina heparinizada (3ml) 
• Ungüento antibiótico 
 
 
 
 
Procedimiento 
• Elegir el área: fosa intertrocantérica 
del fémur, ala del íleo, tuberosidad 
tibial, y tubérculo mayor del húmero 
• Depilar y preparar el área 
asépticamente 
• Infiltrar la piel y el periostio con 
lidocaína al 2% 
• Realizar una incisión en punzada de 
piel y periostio 
• Introducir la aguja aplicando presión 
ligera y rotándola de adelante a atrás 
ligeramente, se siente un cambio de 
resistencia al introducirse en el canal 
medular 
• Verificar una correcta colocación al 
mover el miembro, el movimiento 
debe ser acompañado por la aguja 
• La jeringa se utiliza para aspirar 
médula ósea y así también verificar la 
correcta colocación 
• Lavar la aguja con solución 
heparinizada, si se observa resistencia, 
rotar la aguja 90 a 180º 
• Realizar unas alitas de mariposa con 
leucoplast, y suturarlas al periostio y 
la piel 
• Colocar ungüento antibiótico en el 
sitio de entrada y vendar realizando 
una figura en ocho con venda de 
algodón luego gasa elástica y por 
último Vedwrap 
 
Contraindicaciones 
• Enfermedad ósea en el sitio de inserción (fracturas, neoplasias, osteomielitis) 
• Abscesos, piodermias, o infección de heridas en el lugar 
• Sepsis (existe el riesgo de osteomielitis) 
 
Complicaciones 
• Infecciones el riesgo aumenta en forma directamente proporcional al tiempo de 
permanencia del catéter intraóseo 
• Extravasación de fluidos 
Drogas a ser administradas por esta vía 
• Todas aquellas que puedan ser administradas por vía endovenosa 
• Los productos sanguíneos, salina hipertónica y coloides sistémicos deben ser 
administrados a una velocidad menor a la que se lograría con una vía central, pero 
se logra una resucitación adecuada 
D. OTROS PROCEDIMIENTOS 
E. PERICARDIOCENTESIS 
Indicaciones 
• Pacientes que presentan efusión pericárdica con o sin taponamiento cardíaco por 
acúmulo de sangre, pus o trasudado 
• Procedimiento diagnóstico y terapéutico 
¿Cómo confirmar la necesidad de una pericardiocentesis? 
a. Examen físico: distensión de venas yugulares, presencia de pulso yugular, 
pulso femoral débil o que varía en intensidad con la respiración, sonidos 
cardiacos apagados, taquicardia y PVC mayor a 10cm H2O 
b. ECG: Taquicardia sinusal, alternancias eléctricas (variación de la altura de 
las ondas R entre un latido y el siguiente), y QRS de bajo voltaje 
c. Radiografías: siluetacardiaca globular 
d. Ecocardiografías: proveen evidencia directa de la efusión pericárdica y del 
taponamiento cardiaco 
Materiales 
• ECG 
• Perros: Catéter 14 – 16G por 5 ¼ pulgadas, agregar en forma aséptica 1 – 3 agujeros 
más en su extremo distal 
• Gatos: mariposa de 18 – 19G 
• Jeringa de 3 – 6cc 
• Llave de tres vías con extensión 
• Jeringa de 12 – 60cc 
• Tubo seco y con EDTA 
 
Procedimiento 
• Colocar al paciente en recumbencia lateral izquierda 
• Depilar y preparar en forma aséptica una porción de la pared torácica lateral derecha 
desde el esternón a la mitad del tórax entre el 3º-9º espacio intercostal 
• Infiltrar con 1-2ml de lidocaína al 2% 
• Localizar ápex cardiaco (unión condrocostal 5º-6º espacio) o visualizar su 
localización mediante ecografía 
• Realizar una pequeña incisión de la piel para facilitar la introducción del catéter 
• Insertar el catéter unido a la jeringa de 3 – 6cc en ddirección dorso-craneal mientras 
se ejerce presión negativa 
• Si se obtiene fluido hemorrágico colocarlo en un tubo seco y observar si coagula (la 
sangre que se encuentra en contacto con superficies serosas se desfibrina y por lo 
tanto no coagula) 
• Completar la introducción de la vaina externa del catéter y retirar el estilete de 
aluminio 
• Colocar la llave de tres vías 
• Colectar todo el fluido posible (podría visualizarse por ecografía la presencia de 
acúmulos de fluido) 
• Monitoreo electrocardiográfico durante el procedimiento, la presencia de 
contracciones ventriculares prematuras (CVP) puede reflejar la punción miocárdica 
inadvertida 
• La pericardiocentesis también podría realizarse en decúbito dorsal e ingresando al 
tórax a través del diafragma mediante una punción ligeramente caudal al xifoides 
Complicaciones 
• Hemorragia intrapericárdica por la punción inadvertida de un hemangiosarcoma 
auricular o de un vaso coronario 
2. PARACENTESIS ABDOMINAL 
Indicaciones 
• Peritonitis 
• Trauma abdominal contuso obvio 
• Trauma penetrante de la pared abdominal para confirmar penetrante peritoneal 
• Abdomen agudo 
• Sospecha de dehiscencia gastrointestinal posquirúrgica 
• Acúmulo de fluido abdominal 
• Evaluación de pacientes politraumatizados 
• Evaluación de pacientes con shock hipovolémico o hemorrágico no respondente 
• Remoción de líquido ascítico excesivo 
 
 
Procedimiento 
• Vaciar la vejiga urinaria, permitiéndoles orinar, por expresión manual o 
cateterización. 
• Colocar al paciente en decúbito lateral; en animales grandes puede realizarse en 
estación 
• Depilar y preparar asépticamente el abdomen 
• Insertar el catéter 1 – 2 cm por detrás de la cicatriz umbilical (evita la grasa 
falciforme) 
Paracentesis por aguja 
• Insertar una aguja de 18 – 20G por una pulgada en la línea media ventral 
• Colectar la muestra en un tubo seco y uno con EDTA 
• La técnica de "aguja abierta" es más sensible que realizar aspiración con una jeringa 
(se ocluye con el omento) 
• No es muy sensible a acúmulos pequeños, Kolota demostró que debe haber de 5.2 – 
6.6ml/kg PC para obtener un resultado positivo en el 78% de los casos 
• Otros investigadores reportan 47 – 52% de eficacia 
Paracentesis con catéter 
• Infiltrar el área con lidocaína al 2% 
• Insertar un catéter de 14 G al que se le agregan orificios adicionales en forma estéril 
• Una vez que se penetra el peritoneo, avanzar el catéter y remover el estilete 
• Si se le adicionan orificios adicionales tiene una sensibilidad igual a ligeramente 
superior a la anterior (mayor largo) 
• Puede doblarse y ocluirse fácilmente 
Catéter de Diálisis peritoneal 
• Infiltrar el área con lidocaína 
• Realizar una pequeña incisión en la piel 
• La unidad trocar-catéter se introduce en el peritoneo con movimientos rotacionales 
suaves 
• Una vez penetrado el peritoneo, retraer el trocar dentro del catéter hasta esconder la 
punta, y deslizar el conjunto hasta introducir todos los orificios en el abdomen 
• Remover el trocar 
• Es el método más sensible de los tres detecta 1 – 4.4ml/kgPC, depende de un 
diámetro interno adecuado (11F), el largo del catéter y la cantidad de orificios 
laterales 
• Otros investigadores reportan una eficacia del 41 – 83% 
• Es más caro y produce un mayor disconfort del paciente 
¿Qué hacer si el resultado es negativo, pero la sospecha de colecta abdominal es alta? 
1. Reposicionar la aguja, rotarla o cambiar el ángulo de inserción 
2. Aspiración moderada, si es negativa inyectar un pequeño volumen de salina 
para tratar de liberar el omento 
3. Abdominocentesis en cuatro cuadrantes 
4. Paracentesis con un catéter 14 G o de diálisis peritoneal 
5. Lavado Peritoneal Diagnóstico 
Contraindicaciones 
• Gestación avanzada, dilatación GI, y presencia de una vejiga llena 
2. LAVADO PERITONEAL DIAGNÓSTICO 
Procedimiento 
• Introducir un catéter de 14 G o uno de diálisis peritoneal 
• También realizar un procedimiento de "minilaparatomía", se realiza una pequeña 
incisión en planos a través de la pared abdominal completa y se introduce un catéter 
urinario con orificios adicionales. Puede mantenerse en el lugar mediante una sutura 
en dedo chino. Una vez retirado, suturar. 
• Instilar 22ml/kg PC de solución Ringer o Salina al 0.9% tibia en la cavidad 
abdominal 
• Rotar o caminar al paciente 
• Tomar una muestra de 10 – 20 ml para análisis 
• Puede realizarse un segundo lavado con 22ml/kg 
¿Qué realizar con la muestra? 
• Colocar 2 - 3cc en un tubo con EDTA para conteo celular, proteínas totales, y 
citología 
• Colocar 2 – 3cc en dos tubos secos para análisis bioquímico y cultivo bacteriológico 
• Examinar las muestras lo más pronto posible sobre todo si se obtuvieron por LPD, 
dado que las soluciones salinas resultan en lisis celular en 30 minutos 
• Si no se puede procesar enseguida la muestra realizar un frotis y secarlo al aire, el 
resto refrigerarlo por 24 – 36hs, y colocar la muestra para cultivo en un medio 
apropiado 
Interpretación 
1. Hto. mayor a 5% indica hemorragia abdominal significativa. Si el Hto. aumenta 
progresivamente en LPD repetidos cada 20 – 30 minutos, realizar laparatomía 
exploratoria 
2. Un conteo elevado de células blancas con un porcentaje elevado de neutrófilos 
degenerativos indica peritonitis supurativa. Realiza laparatomía 
3. La presencia de bacterias intracelulares en los neutrófilos indica una peritonitis 
infecciosa 
4. La presencia de fibras vegetales indica perforación intestinal 
5. Una concentración de creatinina mayor a la sérica indica injuria al tracto urinario y 
uroperitoneo 
6. Concentraciones de bilirrubina mayor a las séricas implica injuria al tracto biliar o 
gastrointestinal superior y fuga de bilis 
2. COLECCIÓN DE LÍQUIDO CEFALORAQUÍDEO 
Procedimiento 
1. Colocar al paciente bajo anestesia general inhalatoria. Evitar agentes disociativos 
como Ketamina o Tiletamina 
2. Intubar por vía endotraqueal para asegurar la vía aérea 
3. Preparar asépticamente el área sobre la cisterna magna, desde las orejas a distal del 
proceso espinoso del axis 
4. Posicionar el animal en recumbencia lateral derecha para un operador diestro 
5. Un asistente debe flexionar el cuello del paciente en un ángulo de 90º. Asegurarse 
de que columna, cabeza y nariz se encuentren alineadas de forma paralela a la 
superficie de la mesa 
6. El operador debe colocar la vista a nivel del área atlantooccipital. Colocar el 
meñique y el pulgar de la mano izquierda sobre ambas alas del atlas y ubicar el 
punto medio sobre la articulación atlanto-occipital; trazar una línea imaginaria 
desde este sitio a la nariz del paciente y seguir esta dirección al realizar la punción 
7. Manejar la aguja espinal con guantes estériles. Con la mano izquierdapellizcar la 
piel para evitar que la aguja se deslice muy profundo al vencer la resistencia de la 
piel, o realizar un pequeño corte en la piel con una aguja 18G 
8. Avanzar la aguja espinal lentamente, se escucha un "pop" al penetrar el espacio 
subaracnoideo 
9. Remover el estilete con la mano derecha mientras se sujeta el catéter con la mano 
izquierda, y chequear el flujo de LCR a través del catéter 
1. Si no fluye LCR, reintroducir el 
estilete y avanzarlo unos milímetros, 
volver a chequear 
2. Colectar el LCR por gravedad en un 
tubo – generalmente no se obtiene 
más de 1 a 2cc y esto puede llevar 
hasta 5 min.- (aspirar con una 
jeringa aumenta el riesgo de 
contaminar la muestra con sangre, y 
de injuria espinal) 
3. Procesar la muestra antes de 1 hora 
(puede existir lisis celular en 30 – 60 
min.) 
4. Preparar uno o dos frotis, secándolos 
al aire mientras se agitan 
vigorosamente por 2 min., y luego 
 
fijarlos con alcohol por 1min., teñir 
con Diff-Quick, Wright o Giemsa 
5. Realizar conteo celular con 
hemocitómetro. Llenar la cámara del 
hemocitómetro con LCR sin teñir, 
contar las células rojas y blancas en 
les 9 cuadrantes y multiplicar el 
número obtenido por 1.1, lo que da 
el Nº de células/microlitro (los 
glóbulos blancos son más grandes, 
granulares y refringentes que los 
glóbulos rojos) 
6. Medir el nivel de proteínas con una 
tira de orina 
7. Verificar todos los resultados con un 
laboratorio de referencia, hasta 
obtener la práctica suficiente 
 
CONTEO CELULAR CISTERNA MAGNA 
Glóbulos blancos 0 – 5 céls./ul 
Conteo diferencial 
Neutrófilos 
Linfocitos 
Monocitos 
Macrófagos 
Eosinófilos 
0 – 9% 
0 – 27% 
69 – 100% 
0 – 3% 
>1% 
Proteínas totales 5 – 25 mg/dl 
Contraindicado en pacientes que: 
1. Se consideren inestables para un procedimiento anestésico 
2. Hasta 48hs. posteriores a una mielografía 
3. TEC, fracturas y/o luxaciones vertebrales 
4. Presenten síntomas de aumento de la PIC (estupor o coma, edema papilar en el 
fondo de ojo, etc.) 
5. Hernia cerebral 
 
5. CATETERIZACIÓN URINARIA 
Hembras caninas 
1. El ayudante debe mantener a la paciente en estación, de lo contrario colocarla en 
posición esternal con los miembros posteriores colgando por fuera de la mesa ( 
colocar una toalla por debajo del pubis). 
2. Levantar la cola, y aseptizar la zona con una solución de povidona yodada al 1% 
3. El operario se coloca guantes estériles, he instila un anestésico tópico local 
Proparacaína al 2%, Lidocaína líquida al 2%, o lidocaína viscosa al 2%, para 
disminuir el disconfort 
4. Insertar un vaginoscopio estéril dirigiéndolo a dorsal para evitar la fosa clictórica, y 
luego a ventral para visualizar la papila uretral. 
5. Lubricar con lubricante estéril la punta de la sonda urinaria e introducirla 
lentamente en la uretra unos 8 – 14 cm, (también podría hacerse por una técnica 
manual, localizando la papila con el índice de la mano izquierda, y la sonda se 
desliza por ventral del dedo) 
6. Si la sonda debe permanecer en el lugar, utilizar una sonda Foley he insuflar el 
balón con solución salina o una sonda de goma roja, y realizarle unas alas de 
mariposa con leucoplast y suturarlas al área perivulvar. 
7. Conectarlo a un sistema de colección cerrado. 
Hembra felina 
1. Generalmente requiere sedación o anestesia 
2. Colocar la paciente en decúbito lateral y el ayudante corre la cola hacia lateral o 
dorsal, y preparar asépticamente la zona 
3. Instilar un anestésico tópico local 
4. Colocarse guantes y lubricar en forma estéril la punta de un catéter tomcat de 3.5 F 
o un catéter de goma rojo de 3.5F 
5. Tirar hacia caudal los labios vulvares y avanzar el catéter por la pared ventral de la 
vagina hasta introducirse en el orificio uretral, no aplicar fuerza excesiva 
6. Fijar el catéter y conectarlo a un sistema de colección cerrada 
Macho canino 
1. Retraer el prepucio y exponer el glande del pene, higienizar el área 
2. Estimar la longitud a ser insertada midiendo el largo desde el orificio uretral externo 
al perineo, y agregándole a esta distancia una mitad más 
3. Abrir el envase del catéter urinario y exponer los primeros 3 a 5 cm del mismo sin 
tocarlo directamente 
4. Sujetando el envase introducir la punta en el orificio uretral y deslizarlo hasta la 
vejiga 
5. Si va a quedar en el lugar deberá ser un catéter de goma roja, y deberá ser sujeto al 
prepucio mediante unas suturas sujetas a unas alas de cinta 
6. Conectarlo a un sistema de colección cerrado 
Macho felino 
1. Generalmente requiere sedación o anestesia 
2. Colocar la paciente en decúbito lateral y el ayudante corre la cola hacia lateral o 
dorsal, y los miembros posteriores a craneal. 
3. Preparar asépticamente la zona 
4. Colocarse guantes y lubricar en forma estéril la punta de un catéter tomcat de 3.5 F 
o un catéter de goma rojo de 3.5F 
5. Exponer el pene aplicando presión con el pulgar y el índice de la mano izquierda a 
cada lado del prepucio 
6. Introducir el catéter en el orificio uretral, no aplicar fuerza excesiva 
7. Si se encuentra resistencia inyectar salina estéril 
8. Si el catéter debe quedar en el lugar retirar el catéter de polipropileno mientras se 
inyecta salina estéril lo que distiende la uretra y facilita el pasaje de la sonda de 
cloruro de polivinilo (este podría freezarse para que sea más rígido) 
9. Fijar el catéter y conectarlo a un sistema de colección cerrada 
6. MEDICIÓN NO INVASIVA DE LA PRESIÓN ARTERIAL 
Métodos indirectos 
 
1. Ultrasonido (Doppler de flujo) 
Se coloca un manguito inflable para ocluir el flujo 
arterial por encima del transductor. La técnica de 
Doppler detecta el movimiento de las células rojas o 
de la pared arterial debajo de la sonda piezoeléctrica 
a medida que se desinfla el manguito. El momento 
en que se comienzan a escuchar los sonidos 
Korotkoff es la presión arterial sistólica (PAS). La 
presión arterial diastólica (PAD) corresponde al 
momento en que el sonido cambia de corto pulsátil 
a un sonido más continuo (no siempre fácil de 
determinar) 
 
2. Método Oscilométrico 
Un manguito conteniendo una vejiga de aire es utilizado para ocluir el flujo 
sanguíneo. Las variaciones de presión en la vejiga de aire reflejan la presión de 
pulso de la arteria que se encuentra debajo. A medida que el manguito es desinflado 
un procesador calcula la PAS, PAD y la presión arterial media (MAP) 
MAP = PAS – PAD + PAD 
 
3. Procedimiento Doppler 
1. Depilar el área inmediatamente proximal a la almohadilla palmar o plantar (también 
podría utilizarse la base de la cola) 
2. Colocar gel de ultrasonido en la superficie cóncava del transductor 
3. Aplicarlo sobre la superficie depilada, y buscar hasta escuchar el sonido del flujo 
arterial 
4. Fijar la sonda en ese lugar 
5. Colocar un manguito en el antebrazo entre las articulaciones humero radio cubital y 
la radio carpal o en la porción medial de la tibia si se utiliza un miembro posterior. 
El manguito deberá tener un ancho equivalente al 40 a 50% de la circunferencia de 
la extremidad, y un largo del 150% 
6. Adicionar un sfingomanómetro e inflar el manguito hasta 200 – 250 mmHg 
7. Abrir gradualmente el manguito 
8. Registrar las presiones sistólica y diastólica 
 
Presión Arterial Normal 
 CANINOS FELINOS 
Presión Arterial Sistólica (mmHg) 100 – 160 120 – 180 
Presión Arterial Diastólica (mmHg) 80 –120 70- 130 
Presión Arterial Media (mmHg) 90 – 120 100 - 150 
 
7. OXIMETRÍA DE PULSO 
Este instrumento mide la saturación de 
oxígeno de la hemoglobina, opera a través 
de la refracción de la luz infrarroja. 
NO son los gases sanguíneos, pero con 
buena correlación, sobre todo cuando la 
saturación dela hemoglobina se encuentra 
por encima de 90, por debajo de este valor la 
concentración parcial de oxígeno arterial 
puede estar muy disminuido sin que esto se 
refleje en forma directamente proporcional 
en la saturación parcial de hemoglobina. 
(Ver gráfica) 
Posee clamps para lengua, labio, o rectal 
 
 
 
 
BIBLIOGRAFÍA 
• Temporary Tracheostomy, Steven Mensack, VMD. Emergency Procedures. 
Section Editor: Robert J. Murtaugh, DVM. Veterinary Emergency Medicine 
Secrets. Wayne E. Wingfield, DVM, MS 
• Thoracic Drainage, Nancy S. Taylor, DVM. Emergency Procedures. Section 
Editor: Robert J. Murtaugh, DVM. Veterinary Emergency Medicine Secrets. Wayne 
E. Wingfield, DVM, MS 
• Pericardiocentesis, Jean M. Betkocski, VDM. Emergency Procedures. Section 
Editor: Robert J. Murtaugh, DVM. Veterinary Emergency Medicine Secrets. Wayne 
E. Wingfield, DVM, MS 
• Emergency Venous Access, Lisa L Powell, DVM. Emergency Procedures. Section 
Editor: Robert J. Murtaugh, DVM. Veterinary Emergency Medicine Secrets. Wayne 
E. Wingfield, DVM, MS 
• Urethral Catheterization, Steven Mensack, VDM, and Orna Kristal, DVM. 
Emergency Procedures. Section Editor: Robert J. Murtaugh, DVM. Veterinary 
Emergency Medicine Secrets. Wayne E. Wingfield, DVM, MS 
• Abdominal Paracentesis, Orna Kristal, DVM. Emergency Procedures. Section 
Editor: Robert J. Murtaugh, DVM. Veterinary Emergency Medicine Secrets. Wayne 
E. Wingfield, DVM, MS 
• Cerebrospinal Fluid Collection and Assessment, John J McDonnell, DVM, MS 
Emergency Procedures. Section Editor: Robert J. Murtaugh, DVM. Veterinary 
Emergency Medicine Secrets. Wayne E. Wingfield, DVM, MS 
• Noninvasive Blood Pressure Monitoring, Erika Zsombor Murray, DVM. 
Emergency Procedures. Section Editor: Robert J. Murtaugh, DVM. Veterinary 
Emergency Medicine Secrets. Wayne E. Wingfield, DVM, MS 
• Estudio del Tracto Urinario, Waltham FOCUS. Edición especial 
• Small Animal Surgery, Theresa Welch Fossum 
• Administración intraósea de líquidos en cachorros de perro y gato, Johnny D. 
Hoskins, DVM, PhD, DipACVIM, WALTHAM FOCUS, Vol. 7 Nº1, Pág. 30 
• Diagnóstico correcto de hipertensión en los perros, Angela R. Bodey, BSc, BVSc, 
PhD, MRCVS, WALTHAM FOCUS, Vol. 7 Nº2, Pág. 17 
• Upper airway obstruction, General Principles and Selected conditions in the 
dog and cat, D. N. Aron, DVM, and D.T. Crowe, DVM, The Veterinary Clinics of 
North America, Small Animal Practice, Respiratory Diseases, September 1985. 
 
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