Meios de cultura

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MEIOS DE CULTURA
Prof. Sidney T. G. Bastos
Dept. de Micologia/CCB/UFPE
	O objetivo principal básico em estudos na área de micologia, particularmente, no campo da fisiologia de fungos, reside na determinação, tanto quanto possível, de como o fungo vive em seu habitat. Uma das ferramentas de trabalho para atingir este objetivo é conhecer quais as relações nutricionais e fisiológicas existentes entre o fungo e seu ambiente.
	Os ambientes nos quais os fungos vivem são, contudo, extremamente complexos, o que torna quase impossível desenvolver estudos sobre os efeitos de diversos fatores (temperatura, pH, disponibilidade de nutrientes, relações entre fungos, etc.) sobre o crescimento de um determinado fungo.
	A necessidade de investigar as relações fungo-ambiente levou ao desenvolvimento de uma série de meios de cultura. A partir da elaboração destes meios foi também possível estudar as reações de um fungo em um ambiente controlado.
	Há necessidade de ressaltar que as condições experimentais em laboratório (temperatura, pH, nutrientes, etc.) são diferentes das naturais, isto é, não refletem precisamente as condições do habitat natural dos fungos.
	O meio de cultura pode ser definido como o substrato no qual os fungos são cultivados em laboratório.
	Embora os meios de cultura contenham uma série de substâncias nutritivas essenciais para o crescimento fúngico, tais como: carboidratos, proteínas, aminoácidos, sais minerais, ácidos graxos e vitaminas, nenhum deles pode ser considerado um substrato ideal.
	A deficiência dos meios de cultura pode ser evidenciada pelo fato de que, até atualmente, não se conseguiu cultivar determinados fungos fitopatógenos denominados de carvões (ordem Ustilaginales), ferrugens (ordem Uredinales) ou míldios (ordens Peronosporales e Erysiphales) (Tabela 1). Fungos parasitas obrigatórios não crescem em meios de cultura, pois necessitam de uma célula viva (hospedeiro) para o seu crescimento. Por outro lado, os fungos parasitas facultativos podem crescer em meios de cultura. Além disto, inúmeros fungos permanecem estéreis em meios de cultura e outros não completam o seu ciclo de vida normal ou, ainda, apresentam estados teratológicos (formas anormais). Por estas razões, uma infinidade de meios tem sido elaborados e testados continuamente.
Tabela 1. Alguns fungos fitopatógenos não cultivados em meios de cultura.
	Fungo
	Ordem
	Nome da doença
	Podosphaera leucotricha
	Erysiphales
	Míldio pulverulento da maçã
	Erysiphe poligoni
	Erysiphales
	Míldio pulverulento do feijoeiro
	Bremia lactucae
	Peronosporales
	Míldio brando da alface
	Pseudoperonospora humili
	Peronosporales
	Míldio brando do lúpulo
	Uromyces phaseoli
	Uredinales
	Ferrugem do feijoeiro
	Uromyces pisi
	Uredinales
	Ferrugem da ervilha
	Hemileia vastatrix
	Uredinales
	Ferrugem do cafeeiro
	Ustilago maydis
	Ustilaginales
	Carvão do milho
	Ustilago scitaminea
	Ustilaginales
	Carvão da cana de açúcar
	Por outro lado, os fungos, por viverem em ambientes diferentes, apresentam grandes diferenças quanto às suas necessidades nutricionais. Por esta razão, não existe um meio de cultura universal capaz de ser utilizado para todos os fungos.
	O meio de cultura ideal é naturalmente o que mais se assemelha ao substrato no qual o fungo ocorre na natureza.
	Apesar de todas estas desvantagens, pode-se aprender muito sobre um determinado fungo quando cultivado em um meio de cultura artificial.
	Através do isolamento de culturas obtidas em meios de cultura podemos comprovar, por exemplo, a patogenicidade de um fungo fitopatógeno, isolando-o, inoculando-o e reisolando-o (Postulado de Koch). Podemos também, realizar importantes estudos sobre fisiologia, bioquímica, genética, controle biológico, influência de vários fatores (pH, temperatura, nutrientes, etc.) sobre o crescimento e reprodução, efeito de substâncias como fungicidas e muitos outros.
	As características apresentadas pelas colônias fúngicas puras em meios de cultura, tais como: cor, diâmetro, aspecto, bem como por suas estruturas (esporos, hifas, conidióforos, etc.), constituem elementos vitais no reconhecimento e identificação dos fungos.
	Meios de cultura constituídos de compostos quimicamente definidos são denominados meios sintéticos. Como consequência da definição, as substâncias químicas presentes e a concentração química destas no meio de cultura são conhecidas. Por outro lado, meios de cultura que contenham extrato de levedura, peptona ou outras substâncias não quimicamente definidas ou materiais vegetais ou, até mesmo, animal (sangue, por exemplo) são denominados de meios naturais. Consequentemente, as substâncias químicas presentes e a concentração destas, neste meio de cultura, não são conhecidas exatamente.
	O crescimento fúngico nos meios naturais é, geralmente, muito melhor do que em meios sintéticos, contudo, têm a desvantagem de não poderem ser repetidos indefinidamente e exatamente iguais aos utilizados em experimentos anteriores. Por outro lado, os meios sintéticos proporcionam maiores informações sobre, por exemplo, os requerimentos nutricionais de um certo fungo, uma vez que apresentam a possibilidade de se poder alterar a composição química do meio sob condições controladas, isto é, existe a possibilidade de serem acrescentados outros nutrientes, permite o aumento ou diminuição da quantidade dos compostos originais ou, ainda, possibilita a substituição das fontes de nutrientes originais por outras. Estes apresentam uma maior versatilidade.
	Exemplos de meios de cultura:
	1. Meio sintético:
	Czapek’s Solution (CS)
	Uso: meio de rotina nos laboratórios de micologia. Aspergillus e Penicillium apresentam colônias características neste meio (identificação de espécies). Para solidificar este meio basta adicionar 15 g de ágar.
	Composição:
	NaNO3	3,0 g
	K2HPO4	1,0 g
	MgSO4.7H2O	0,5 g
	KCl	0,5 g
	FeSO4.7H2O	0,01 g
	Sacarose	30,0 g
	Água destilada	1000,0 ml
	
	2. Meios naturais:
	Batata Dextrose Ágar (BDA)
	Uso: meio de rotina adequado para o crescimento de vários fungos. Para solidificar este meio basta adicionar 20 g de ágar.
	Composição:
	Batata	200,0 g
	Dextrose	10,0 g
	Água destilada	1000,0 ml
	
	Sabouraud’s Ágar
	Uso: meio padrão usado na área de micologia médica. Para solidificar este meio basta adicionar 15 g de ágar.
	Composição:
	Glicose	40,0 g
	Peptona	10,0 g
	Água destilada	1000,0 ml
	Os meios de cultura podem, ainda, ser líquidos ou sólidos. Os meios sólidos são, algumas vezes, considerados mais naturais do que os líquidos uma vez que uma grande parte dos substratos naturais de muitos fungos apresenta consistência sólida, por exemplo, madeira, tecidos vegetais ou animais e solo.
	Para solidificar um meio de cultura podem ser utilizados gelatina, ágar ou silicagel.
	A gelatina foi o primeiro agente solidificante a ser usado em meios de cultura, contudo, apresenta algumas desvantagens como a de se liquefazer a 23°C e poder ser utilizada como fonte de carbono e nitrogênio por inúmeros fungos não sendo, assim, satisfatória para experimentos nutricionais.
	Em laboratório de micologia, a fim de diminuir os custos na elaboração de meios de cultura, pode-se utilizar uma mistura de gelatina e ágar para uma solidificação adequada do meio. Entretanto, devem ser realizados testes a fim de verificar a ocorrência de alguma alteração na cultura fúngica ou mesmo no meio após crescimento fúngico. Ainda, meios contendo esta mistura de agentes solidificantes devem ser estritamente utilizados para a multiplicação de culturas fúngicas.
	O ágar é o agente solidificante mais adequado e mais utilizado em meios de cultura. Geralmente, o ágar é acrescentado na proporção de 1,5 a 2% para solidificar os meios.
	O meio de cultura contendo ágar, após esterilização, apresenta a vantagem de não se liquefazer até alcançar a temperatura de 100°C. Esta é a propriedade mais importante uma vez que torna o meio utilizável em um amplo espectro de temperatura, possibilitandoa realização de experimentos com fungos em várias temperaturas. Após liquefação, permanece em estado líquido, durante o processo de esfriamento, até cerca de 45°C. Esta outra propriedade facilita a distribuição dos meios de cultura para outros recipientes, após autoclavagem, ou ainda, a adição de substâncias termolábeis que não suportariam temperaturas mais altas (100°C).
	O ágar é uma mistura complexa de polissacarídeos extraídos de espécies de algas vermelhas (Gelidium, Gracilaria, Pterocladia, Acanthopeltis e Ahmfeltia). O ágar é uma galactana contendo grupos hidroxílicos esterificados com ácido sulfúrico, solúvel em água quente, mas insolúvel em água fria. No ágar existem dois polissacarídeos predominantes a agarose e a agaropectina que afetam particularmente seu desempenho nos meios de cultura. A agarose é responsável pelas propriedades de gelificação enquanto que a agaropectina pelas propriedades de viscosidade. Não é utilizado pelos fungos como fonte de nutrientes, contudo, por ser um produto natural extraído de algas, pode conter muitos contaminantes como micronutrientes, vitaminas e inibidores do crescimento. Nos casos de experimentos de alta precisão na área de bioquímica ou mesmo fisiologia de fungos pode ser utilizado um ágar mais purificado, para solidificar o meio, como por exemplo, o ágar nobre ou, a rigor, usar meio sem adição de ágar, isto é, meio líquido. De acordo com Lilly, meios líquidos acrescidos de ágar não são classificados como meios sintéticos, mas como semissintéticos (tabela 2). Contudo, o ágar grau bacteriológico é adequado para a grande maioria dos meios de cultura sólidos para aplicações micológicas.
	Tabela 2. Características do ágar (Oxoid Ltd.). 
	Tipo de ágar
	Concentração de substâncias
	
	SO4
	N2 total
	Ca
	Mg
	Fe
	Técnico (nº 3)1
	1,7 %
	0,1 %
	400 ppm
	100 ppm
	-
	Bacteriológico (nº 1)1
	0,9 %
	0,1 %
	100 ppm
	40 ppm
	-
	Purificado2
	0,7 %
	0,1 %
	100 ppm
	70 ppm
	10 ppm
	1: recomendado para meios de cultura e 2: recomendado para imunoeletroforese e difusão em gel (pode ser usado em meios de cultura)
	Por outro lado, em meios de cultura de rotina em laboratórios de micologia, pode ser utilizado um tipo de ágar com menor índice de purificação como, por exemplo, o ágar alimentício a fim de diminuir os custos na elaboração de meios de cultura. Contudo, deve-se prestar atenção, pois a adição deste tipo de ágar aos meios de cultura pode afetar o crescimento dos fungos. Íons metálicos livres (Ca, Mg e Fe), em altas concentrações, podem reagir com sais de fosfato formando precipitados insolúveis e, portanto, tornando alguns nutrientes essenciais indisponíveis para o crescimento fúngico.
	A silicagel (NaSiO3) é um material inorgânico que pode ser usado como agente solidificante de meios de cultura, entretanto, o seu uso não se tornou comum, a despeito do desenvolvimento de técnicas de rotina para a preparação de meios, por ser um material de difícil manipulação.
	Meios de cultura líquidos são mais adequados para experimentos que requerem, por exemplo, a determinação de peso seco micelial (uma das formas de avaliar crescimento fúngico) ou, ainda, naqueles onde há necessidade de quantificar as alterações provocadas na composição química do meio durante o período de incubação do fungo (utilização de um nutriente ou produção de uma substância pelo fungo).
	Por outro lado, os meios sólidos são mais adequados para estudos que tem por finalidade, por exemplo, verificar as alterações provocadas na forma da colônia fúngica, na densidade de esporulação ou mesmo nas alterações provocadas nas estruturas reprodutivas e vegetativas do fungo. Ainda, nos meios sólidos o crescimento pode ser avaliado através do diâmetro da colônia fúngica.
DETERMINAÇÃO E AJUSTE DO PH
	A determinação do pH de um meio de cultura pode ser realizada através de duas formas utilizando:
	a. papel indicador de pH
	b. potenciômetro
	O papel indicador de pH é muito utilizado por não envolver alto custo e por facilitar bastante à operação de medição e ajuste, embora, a precisão seja menor. Entretanto, pode-se melhorar a precisão nas leituras de pH feitas com papel indicador utilizando diferentes papéis para faixas mais estreitas de pH.
	Na atualidade, o potenciômetro tem sido utilizado com maior frequência na determinação do pH por apresentar um custo não muito alto e por existirem modelos de bolso que facilitam o seu transporte.
	A determinação e, mesmo o ajuste do pH de meios de cultura é feito após sua elaboração e, antes de acrescentar o ágar, no caso de meios sólidos.
	Geralmente, os meios de cultura apresentam reação ácida (isto depende basicamente da água e de alguns nutrientes usados para elaborar o meio) e, portanto, basta acrescentar alguns mililitros de uma solução de NaOH ou KOH (geralmente, na concentração de 1 N) para neutralizá-los. Quando o meio de cultura apresentar reação básica, acrescentar HCl (geralmente, na concentração de 1 N) para neutralizá-lo.
	Em geral, durante a esterilização do meio de cultura, por autoclavagem, ocorre uma queda do pH de cerca de 0,1 a 0,3 unidades. Devido a isto, para trabalhos que requerem uma determinação mais precisa é necessário realizar a leitura do pH após a esterilização do meio de cultura.
	Quando se deseja acidificar um meio de cultura para um pH abaixo de 5,0 deve-se acrescentar um volume conhecido de uma solução ácida, após a esterilização, pois do contrário o ágar não provocará a solidificação perfeita do meio.
	A elaboração de meios de cultura envolvem basicamente as seguintes etapas:
	a. cada substância química deve ser dissolvida completamente, em um volume apropriado de água destilada, antes de ser adicionada outra substância.
	b. determinar o pH, ajustando-o, se for necessário, para o pH desejado, acrescentando solução básica ou ácida. Geralmente, os meios de cultura para fungos não necessitam de ajuste de pH uma vez que estes toleram uma ampla faixa de pH (2 a 9). No entanto, um ajuste para um pH entre 4 e 7 é mais adequado.
	c. o meio é distribuído em frascos adequados (erlenmeyer, balão ou tubo de ensaio) cujas bocas devem ser fechadas com tampão de algodão hidrófobo. Não encher completamente o frasco, isto é, para um frasco com capacidade de 500 ml, colocar no máximo 300 ml de meio (aproximadamente 2/3 da capacidade do frasco). Acrescentar ágar quando desejar meio sólido.
	d. o meio de cultura é esterilizado em autoclave, na maioria das vezes, e redistribuído à temperatura de cerca de 45°C para placas de Petri em ambiente asséptico (câmara de fluxo laminar ou câmara asséptica dotada de luz UV).
ESTERILIZAÇÃO
	Uma vez que os meios são preparados para cultivar fungos em cultura pura, todos os microrganismos estranhos ao que se deseja cultivar devem ser eliminados. Para isto, há necessidade de esterilizar o meio de cultura, antes de utilizá-lo, a fim de eliminar todos os microrganismos que tenham contaminado o meio durante a sua elaboração ou mesmo contaminantes presentes no recipiente onde são preparados os meios.
	A esterilização é definida como um processo de destruição ou eliminação completa de todos os microrganismos de um material ou de um ambiente de trabalho.
	Através da esterilização dos meios de cultura e do instrumental usado nos trabalhos micológicos é possível o isolamento e a manutenção de culturas fúngicas puras.
	A esterilização pode ser alcançada através de processos físicos e químicos.
	Os processos físicos envolvem geralmente o emprego do calor e da filtração para esterilização dos meios de cultura. Outros agentes físicos como luz ultravioleta (UV), raios X e gama não são utilizados para a esterilização dos meios de cultura, mas podem ser empregados em situações bastante específicas. A luz UV tem amplo emprego na esterilização de pequenas áreas de trabalho onde manipulam-se meios de cultura esterilizados ou culturas fúngicas (câmara de fluxo laminar e câmara asséptica) e os raios gama, por exemplo, na obtenção de mutantes em fungos.
	Os processospráticos nos quais são empregados o calor podem ser divididos em duas categorias: calor seco e calor úmido.
	A. CALOR SECO
	A esterilização por calor seco é recomendada quando o contato direto ou completo do vapor de água sob pressão (calor úmido) com o material a ser esterilizado pode danificá-lo, como por exemplo, óleos.
	1. FORNO ELÉTRICO
	O forno elétrico é utilizado para a esterilização de vidraria em geral como: placas de Petri, pipetas, béquer, erlenmeyer e outros produtos que não são prejudicados por altas temperaturas.
	Materiais ou instrumentos que não suportam altas temperaturas por longos períodos de tempo como os meios de cultura e objetos de borracha devem ser esterilizados através de outros processos.
	O calor seco é menos eficiente como agente esterilizante do que o calor úmido e, portanto, para obter resultados satisfatórios há necessidade de aumentar a temperatura e prolongar o tempo de esterilização.
	A vidraria é esterilizada, geralmente, à temperatura de 160 a 180°C durante 1 a 2 horas. Entretanto, outras relações temperatura-tempo podem ser utilizadas (tabela 3).
	Tabela 3. Temperatura e tempo necessários para a esterilização de vidrarias em forno elétrico*.
	Temperatura (°C)
	Tempo de exposição (minutos)
	170-180
	60
	160
	120
	150
	150
	140
	180
	121
	1 dia ou 1 noite
 * extraído de Tuite (1969)
	2. FLAMBAGEM
	A flambagem consiste no aquecimento direto do material a ser esterilizado em uma chama de bico de Bunsen. O método de flambagem é utilizado para alças de inoculação, extremidade de pipetas, boca de tubo de ensaio, bisturis e alças de Drigalsky.
	B. CALOR ÚMIDO
	1. AUTOCLAVE
	O calor produzido por uma autoclave, sob a forma de vapor de água sob pressão, é o agente esterilizante mais utilizado em laboratórios de micologia. A autoclave proporciona a obtenção de temperaturas mais elevadas que as obtidas por fervura da água (100°C).
	A autoclave consiste basicamente de uma câmara de vapor com parede dupla, equipada com dispositivos que permitem o enchimento da câmara de esterilização com vapor de água e a manutenção em determinada temperatura e pressão por períodos de tempo relativamente longos.
	Ao utilizar a autoclave é absolutamente necessário que o ar existente na câmara de esterilização seja completamente substituído por vapor de água. Persistindo o ar, a temperatura alcançada no interior da câmara será consideravelmente menor do que se houvesse vapor de água sob a mesma pressão e, consequentemente, o meio não seria esterilizado. No entanto, não é a pressão que provoca a destruição dos microrganismos contaminantes, mas sim a alta temperatura do vapor da água.
	A autoclave é um equipamento extremamente essencial em laboratórios de micologia, não somente para a esterilização de meios de cultura, solo, como também, para a eliminação de placas de Petri contendo fungos patogênicos e não patogênicos a serem descartados.
	Geralmente, a autoclave é utilizada numa pressão de 1 atm (Tabela 4) durante um período de tempo de 15 a 20 minutos para a esterilização de meios de cultura. O tempo de esterilização depende da natureza e do volume do material a ser esterilizado (Tabela 5).
	Tabela 4. Relação aproximada entre pressão do vapor de água e temperatura.
	Pressão
	Temperatura
	Libras/pol²
	atm
	°C
	°F
	5
	0
	109,0
	228
	15
	1
	121,5
	251
	20
	2
	126,5
	260
	Tabela 5. Tempo requerido para esterilização de líquidos em autoclave de acordo com o volume 
 do material
	Capacidade do recipiente*
	Tempo de exposição em minutos (121°C e 1 atm)
	1000 ml
	20-25
	500 ml
	17-22
	200 ml
	12-15
	125 ml
	12-14
* erlenmeyer contendo líquido até a metade ou até 2/3 da capacidade (Tuite, 1969)
	Frascos contendo meios de cultura ou líquidos a serem esterilizados, não devem ser cheios totalmente, mas serem cheios de 1/2 a 2/3 de sua capacidade. Este procedimento evita que os tampões sejam molhados internamente, durante a autoclavagem e, também, que resíduos químicos do algodão contaminem o meio ou líquido, alterando sua composição.
	Alguns materiais, porém, não podem ser esterilizados por autoclavagem. Substâncias não miscíveis com a água, por exemplo, óleos, não são atingidos pelo vapor de água sob alta temperatura e, portanto, os microrganismos neles contidos poderão sobreviver. Por outro lado, algumas substâncias são alteradas ou destruídas por tratamento térmico intenso e, portanto, recomenda-se a utilização de outro método de esterilização.
	Os açúcares são, especialmente, suscetíveis a uma quebra química chamada de caramelização (reação complexa entre açúcares e aminoácidos) resultando em um meio de coloração marrom, o que em determinados casos pode dificultar a visualização de algum pigmento produzido pelo fungo e excretado para o meio. Os fosfatos podem reagir com a glicose convertendo-a em cetose e a tiamina é sensível ao calor.
	Interações químicas entre os componentes do meio de cultura podem ser evitadas esterilizando, separadamente, os componentes suscetíveis. Após a esterilização, o conteúdo de um frasco pode ser adicionado ao outro, assepticamente.
	Calor úmido é mais eficiente na eliminação de microrganismos que o calor seco, pois tem maior poder de penetração e, também, porque as reações químicas como, por exemplo, a termocoagulação de proteínas é catalisada pela água.
	2. ESTERILIZAÇÃO FRACIONADA (TINDALIZAÇÃO)
	Alguns meios de cultura e substâncias químicas sofrem alterações quando submetidos a temperaturas acima de 100°C. Contudo, se suportarem temperaturas mais baixas (56 a 80°C) é possível esterilizá-los através do processo de esterilização fracionada. Algumas substâncias que são adicionadas aos meios de cultura podem sofrer decomposição em temperaturas mais elevadas como o soro sanguíneo que coagula a 65°C.
	O processo envolve o aquecimento descontínuo do material durante 3 dias consecutivos por um determinado período de tempo, intercalados com períodos de incubação. Os esporos resistentes ao calor germinarão durante os períodos de incubação e na subsequente exposição ao calor as células vegetativas serão destruídas.
	Em geral, utiliza-se o aparelho de Arnold (banho-maria) neste processo de esterilização, mas também é possível empregar a autoclave com vapor fluente (100°C, a válvula de escape do vapor de água deverá permanecer totalmente aberta).
	C. FILTRAÇÃO
	Alguns produtos ou substâncias que podem ser adicionados aos meios de cultura, particularmente, soros animais, algumas vitaminas, enzimas e antibióticos são termolábeis, isto é, são destruídos pela ação do calor e, portanto, devem ser esterilizados pelo processo de filtração.
	A filtração consiste em passar uma solução destas substâncias através de uma membrana porosa que retém os microrganismos contaminantes. Este processo não causa destruição dos microrganismos contaminantes, mas atua retendo-os na membrana.
	Os filtros de membrana (tipo Millipore) apresentam poros com dimensões uniformes, específicas e predeterminadas. As membranas são compostas de ésteres inertes de celulose.
	Os filtros de membrana são também muito utilizados em técnicas microbiológicas para a identificação e contagem de microrganismos presentes na água.
	O processo de esterilização por filtração consiste em forçar a passagem da solução através da membrana aplicando-se uma pressão negativa no frasco de filtração (kitasato) por meio de uma bomba de vácuo. Concluído o processo de esterilização por filtração são tomados precauções para evitar a recontaminação da solução ao ser transferida para o meio de cultura ou outros frascos.
	D. OUTROS PROCESSOS
	Os métodos abaixo não são usados propriamente na esterilização de meios de cultura ou instrumentos micológicos, mas em condições bastante específicas e auxiliares à manipulação de meios ou fungos.
	1. QUÍMICO 
	O agente químico óxido de propileno ou óxido de etileno são frequentemente utilizados devidoa sua volatilidade e a facilidade de ser prontamente eliminado após o tratamento do material a ser esterilizado. Por exemplo, para verificar a resistência de uma série de variedades de abacaxi ao fungo fitopatógeno, Fusarium sp, as folhas da planta podem ser esterilizadas com óxido de propileno. Este processo de esterilização não provoca qualquer alteração química nas folhas do abacaxi.
	Este procedimento é utilizado na esterilização de substâncias lábeis ao calor e tecido vegetal ou em situações onde o uso de vapor de água (autoclave) é inadequado. Contudo, os agentes químicos devem ser manipulados cuidadosamente e utilizados com restrições, pois podem provocar algumas alterações no material a ser esterilizado e tem ação lenta. Placas de Petri de plástico podem ser esterilizadas com estes agentes químicos sem problemas.
	2. RADIAÇÕES
	Os raios-X é um tipo de radiação ionizante não utilizada no controle microbiano por não ter utilidade prática em laboratório micológico devido aos seguintes fatores: sua produção em quantidade é onerosa e a aplicação de forma eficiente é dificultada porque a radiação é dirigida em todas as direções a partir do seu ponto de origem.
	Os raios gama são radiações do tipo ionizante de alta energia e alto poder de penetração como os raios-X. São utilizadas em pequena escala na indústria de alimentos (alimentos embalados) e na indústria farmacêutica uma vez que este tipo de radiação produz relativamente pouco calor no material irradiado (é chamada de esterilização a frio) sendo, assim, possível esterilizar produtos farmacêuticos termolábeis.
	A luz UV é uma radiação do tipo não ionizante com pouca energia e baixo poder de penetração. A luz UV é utilizada nas salas assépticas ou capela de fluxo laminar para manipulação de meios de cultura ou fungos e na indústria para tratamento de superfícies contaminadas por microrganismos. Antes e depois de qualquer trabalho na sala asséptica, ligar a luz UV por 30 minutos (durante o trabalho a luz UV deverá estar desligada). Como medida auxiliar, a sala asséptica ou a capela de fluxo laminar deve ser previamente limpa com soluções de álcool, formol ou hipoclorito de sódio.
LITERATURA RECOMENDADA
BLACK, J.G. Microbiologia – Fundamentos e Perspectivas. Rio de Janeiro, Guanabara Koogan. 2002.
BROCK, T.D., MADIGAN, M.T., MARTINGO, J.M. & PARKER, J. Biology of Microorganisms. New Jersey, Prentice Hall. 1994.
FUNDER, S. Practical Mycology. Manual for Identification of Fungi. Oslo, Broggers Boktr. Forlag. 1953..
PELCZAR, Jr., M.J., CHAN, E.C.S. & KRIEG, N.R. Microbiologia. Vol. 1. Conceitos e Aplicações. São Paulo, Makron Books do Brasil Editora Ltda. 1996. 
TUITE, J. Plant Pathological Methods. Fungi and Bacteria. Minnesotta, Burgess Publishing Co. 1969