Apostila_Técnicas_Anat_Vegetal

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Universidade Federal de Alagoas 
Instituto de Ciências Biológicas e da Saúde 
Centro de Referência em Recuperação de Áreas Degradadas do 
Baixo São Francisco 
Arboreum UFAL 
 
 
 
 
APOSTILA TÉCNICAS E ANÁLISES EM 
ANATOMIA DE PLANTAS 
 
 
 
Ms. Plácido Fabrício Silva Melo Buarque 
 
 
 
 
 
 
 
Maceió-Al 
2014 
 
BUARQUE, P.F.S.M. Técnicas e análises em anatomia de plantas. UFAL: Instituto de Ciências Biológicas e 
da Saúde, 2014. 18p. (Apostila). 
 
1. COLETA DE MATERIAL VEGETAL 
O material botânico destinado à anatomia vegetal deverá ser coletado de acordo 
com o tipo de órgão a ser analisado: 
 
1.1.COLETA DE RAÍZES E OUTROS ÓRGÃOS SUBTERRÂNEOS: Deve-se 
escavar em torno da planta e retirar a terra que envolve o material somente com 
água, de modo a não alterar sua estrutura. Utilizar lâmina de barbear e colocar o 
material vegetal em um becker com água destilada para evitar a desidratação das 
células vegetais. 
 
1.2.COLETA DE FOLHAS: Quando a coleta for referente a planta herbácea, utilizar 
lâmina de barbear e colocar o material vegetal em um becker com água destilada. 
Quando coletar plantas adultas, retirar um pequeno ramo e não folhas isoladas, 
com auxílio de uma tesoura de poda. 
 
 
1.3.COLETA DE CAULE OU LENHO: Quando a coleta é referente a planta 
herbácea, utilizar lâmina de barbear e colocar o material vegetal em um becker 
com água destilada. Quando a coleta é de planta adulta, utilizar método destrutivo: 
uso de motosserra; método não destrutivo: utilizar trado de incremento ou formão 
para retirada de parte do lenho. 
 
Devem ser tomados alguns cuidados no momento da coleta para evitar o 
murchamento e queimadura do material. Se o local de coleta é distante ou é necessário 
coletar nos períodos mais quentes do dia, deve-se levar um saco plástico com pequenos 
furos e borrifado com água fresca. O saco plástico forma uma câmara úmida que 
favorece a conservação do material. Assim, logo após coletar o material vegetal colocá-
lo no saco plástico. Se a coleta for realizada durante viagens, o ideal é levar o fixador e 
fixar o material no campo, imediatamente após coletá-lo. Para a conservação do 
material vegetal são utilizadas soluções fixadoras, que promovem a morte das células e 
sua preservação estrutural em estado próximo do material fresco. 
 
 
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2. FIXAÇÃO 
A fixação é etapa necessária na maioria dos trabalhos, especialmente quando o 
objeto de estudo encontra-se longe do laboratório. Essa etapa deve ser muito bem 
executada, pois um material mal fixado só será descoberto no final do processamento, 
ocasionando perda de material de consumo e de tempo. Para ajudar na penetração dos 
fixadores, este processo deve ser feito com passagem em bomba a vácuo. Dependendo 
do material, a substituição do fixador pelo etanol a 70% (solução de estocagem) também 
deve ser feita a vácuo. 
Os materiais muito volumosos (como diversos frutos carnosos e órgãos 
tuberosos) exigem maior tempo para proceder à fixação. Fragmente o órgão com lâmina 
de barbear ou estilete novos. 
Existem vários fixadores cada um indicado para um tipo de material e de estudo, 
para análises em microscopia de luz o material botânico pode ser conservado no álcool 
70% ou fixado no FAA: 
 
FAA (JOHANSEN 1940): É uma mistura de etanol 50% ou 70% (denominados FAA 
50 e FAA 70, respectivamente), com ácido acético glacial e formalina 
(concentração final de formol = 2%). O material vegetal deve ser cortado em 
pequenos pedaços (de preferência com até 1 cm). O material pode ser estocado 
diretamente no fixador por um período mínimo de 4 horas e o material pode ser 
estocado nesta mistura indefinidamente (JENSEN 1962). Preparo do FAA: para 
100ml do fixador: 90ml de etanol a 50% (ou a 70%); 5ml de ácido acético glacial; 
5ml de formalina (formaldeído a 40%) 
É importante lembrar que o material fixado deve ser adequadamente etiquetado, 
para evitar dúvidas futuras e o desnecessário descarte de materiais. Uma boa etiqueta é 
escrita a lápis (já que o material é conservado em etanol, mesmo que o fixador seja 
aquoso), sendo firmemente aderida ao frasco e envolvida por fita adesiva (este deve ser 
vedado com tampa plástica, já que as metálicas enferrujam em contato com 
fixadores/álcoois; se apenas tampas metálicas estiverem disponíveis, passe duas 
camadas de filme plástico antes de colocar a tampa). A etiqueta pode conter apenas um 
número ou um código da fixação, que deve ser registrado em local próprio, ou 
apresentar os dados gerais do material. A etiqueta deve conter: 1) nome científico da 
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espécie ou gênero ou família ou até mesmo o nome popular quando não se conhece o 
nome científico; 2) nome do órgão (folha, caule ou raiz); 3) local de coleta; 4) fixador 
adotado; 5) data da fixação; 6) nome do coletor. 
 
3. TIPOS DE PREPARAÇÕES DE LÂMINAS HISTOLÓGICAS 
3.1. PREPARAÇÕES TEMPORÁRIAS: montagens rápidas, de material fresco ou 
fixado, destinadas à análise imediata, pois não se conservam. 
PROCEDIMENTO: Inicialmente, caso o órgão a ser seccionado seja frágil utilizar um 
suporte, separe uma lâmina, de preferência usada, para cortar o isopor e igualar a 
superfície do objeto a ser cortado. Em seguida, orientar a secção de acordo com a 
posição do tecido a ser observado (Figura 1). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tipos de secções: em anatomia vegetal são observadas estruturas vegetais 
através de secções delgadas levadas ao microscópio óptico, que permite somente 
observações bidimensionais. Faz-se necessária a observação de vários planos de corte. 
Os planos utilizados para secção são (Figura 2): transversal, perpendicular ao maior 
eixo do órgão; longitudinal tangencial, paralelo ao maior eixo do órgão partindo de um 
plano paralelo à superfície do mesmo; longitudinal radial, paralelo ao maior eixo do 
órgão partindo do centro do órgão; paradérmico, paralelo à superfície da folha. 
 
Figura 1: Processo de corte à mão livre. 
barbear 
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Com uma lâmina de barbear nova faça os cortes à mão livre (Figura 1). A 
metodologia desta técnica consiste em cortar órgãos em secções com menor espessura 
possível, utilizando como instrumento cortante lâmina inox, popularmente camada 
como lâmina de barbear. As secções devem ser realizadas por movimentos retilíneos 
para direita e para esquerda aplicando-se uma força no sentido perpendicular ao órgão, 
“como se estivesse serrando” (Figura 1). A navalha deve passar com igual pressão sobre 
toda a superfície do material, retirando assim secções delgadas e homogêneas. 
Figura 2: Representação esquemática de um tronco de angiosperma seccionado 
nos planos (a) paradérmico, (b) transversal, (c) longitudinal tangencial e (d) 
longitudinal radial. 
a 
b 
c 
d 
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As amostras histológicas seccionadas à mão livre devem ser postas em placas de 
petri contendo água destilada, por meio de um pincel fino, fazendo um número grande 
de secções para que se possam selecionar as mais delgadas (Figura 3). Posteriormente, 
montar os cortes em lâmina e lamínula para serem triados, observando-as ao 
microscópiode luz. 
A próxima etapa é consiste no clareamento das secções mais finas em 
hipoclorito de sódio comercial a 10% ou 20% da solução comercial, a porcentagem da 
concentração irá depender do tipo de órgão e espessura do material (Figura 3). Onde, os 
cortes devem permanecer por um tempo de duração nesta solução até o seu total 
clareamento. As células vegetais de folhas contêm inúmeras substâncias que possuem 
cor, dentre elas os pigmentos, os quais os cortes devem permanecer em solução de 
hipoclorito de sódio a 10%. Já as secções com estruturas secundárias que apresentem 
muita lignina precisam permanecer em hipoclorito de sódio a 20% por mais tempo que 
os cortes de estruturas primárias de crescimento. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Em seguida, as secções devem ser lavadas 3 vezes em água destiladas por 5 
minutos cada. Este procedimento de clarificação não deve ser realizado quando o objeto 
Figura 3: Processo de clareamento de cortes à mão livre. 
Placa de petri com 
Hipoclorito de sódio a 10% 
1 2 
3 4 Placa de petri 
com água 
Placa de petri 
com água 
3 lavagens 
dos cortes 
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da análise seja in vivo mantendo o material a fresco, pois a solução de hipoclorito de 
sódio causa destruição do protoplasto celular. 
Após a lavagem, passar as secções para uma placa com corante e deixar o tempo 
suficiente para corarem sem que as mesmas fiquem muito claras ou muito coradas; se a 
coloração for dupla, passar os cortes primeiro no corante para a lignina e depois para a 
celulose. As secções histológicas devem ser submetidas à dupla coloração em safranina 
e azul de astra para salientar as estruturas que contém lignina e celulose, 
respectivamente. Primeiramente, os cortes devem ser transferidos com pincel para um 
vidro de relógio contendo safranina. Em seguida, os cortes devem ser lavados em água 
destilada para posteriormente serem coradas em azul de astra. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Coloque os cortes entre lâmina e lamínula, usando uma gota de água como meio 
de montagem (Figura 5). Ao cobrir com a lamínula encostar um dos lados da mesma no 
bordo da gota, esperar que essa espalhe ao longo da lamínula e descer levemente para 
evitar a formação de bolhas de ar, caso necessário retirar o excesso d’água com papel 
filtro. 
Dependendo do material que será avaliado, o meio de montagem da preparação 
temporária deve ser modificado. Para analisar tecidos com muitos meatos, deve-se 
utilizar água mais detergente; o detergente diminui a tensão superficial das bolhas de ar, 
desfazendo-as. 
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Placa de petri com 
Safranina Placa de petri com 
Azul de Astra 
Figura 4: Processo de coloração e montagem de lâmina histológica temporária. 
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Após a coloração, as secções histológicas proporcionam o preparo de lâminas 
temporárias, montadas entre lâmina e lamínula em água destilada. O método de secção à 
mão livre proporciona de maneira rápida e econômica secções histológicas de altíssima 
qualidade para que sejam realizadas as visualizações, fotomicrografias e análises 
histológicas. 
 
3.2. PREPARAÇÕES SEMIPERMANENTES: são montagens de material fresco ou 
fixado, que podem ser guardadas por curtos períodos de tempo (de alguns meses até 
cerca de 2 anos). 
PROCEDIMENTO: Faça os cortes à mão livre ou em micrótomo de Ranvier ou em 
micrótomo de congelação. A montagem é sempre feita entre lâmina e lamínula, usando-
se glicerina pura ou gelatina glicerinada como meio de montagem (preferencialmente 
esta última, que permite que as lâminas sejam guardadas verticalmente). Quando se 
pretende conservar a lâmina por um período maior de tempo, é recomendável lutar a 
lamínula com esmalte de unhas. 
Quanto à duração, os cortes podem ser provisórios ou permanentes. Nos 
provisórios, o líquido de inclusão utilizado é a água, glicerina (diluída 30-50%) ou 
corante. Nas montagens permanentes utiliza-se o Bálsamo do Canadá ou resinas 
sintéticas. Em nossas aulas utilizaremos lâminas com cortes provisórios confeccionados 
pelos alunos durante o período da aula prática, portanto os procedimentos descritos são 
os adequados à obtenção desse tipo de material. A confecção das lâminas semi-
permanentes é feita com lâmina e lamínula e esses meios duram algumas horas (água) 
ou dias (glicerina). A lutagem é efetuada com esmalte de unha incolor. 
Figura 5: Montagem de lâmina histológica temporária. 
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Preparo da gelatina glicerinada: dissolver a quente 14g de gelatina em 
pó sem sabor em 70ml de água destilada, acrescentando 100ml de 
glicerina e, ao final, 5g de fenol em cristais. Filtrar ainda quente para 
tubos de ensaio com tampa de vidro esmerilhada e conservar, depois de 
frio, em geladeira. 
 
Montagem sem coloração: Colocar uma gota de glicerina sobre a lâmina; 
posteriormente, selecione os cortes finos com o auxílio de pincel transfira-os da placa de 
petri contendo água para a lâmina, em seguida oriente os cortes e monte entre lâmina e 
lamínula sem nenhum processamento. Esta preparação preserva, por poucos dias, a 
coloração original do material. 
 
Montagens com coloração: podem ser usadas várias associações duplas de corantes, 
como safranina e verde rápido, azul de astra e fucsina, safranina e azul de astra, 
vermelho congo e verde iodo, etc. 
 
3.3. PREPARAÇÕES PERMANENTES: São preparações de material fresco ou 
fixado, devidamente desidratado e corado, montado em resina sintética, que lhe confere 
resistência e durabilidade por tempo indeterminado. Também são consideradas 
permanentes as lâminas preparadas com impressão em cola. 
 
3.3.1. PREPARAÇÕES PERMANENTES UTILIZANDO IMPRESSÕES: Os estudos 
da epiderme dos diversos órgãos exigem, além dos tradicionais cortes transversais 
e longitudinais, os cortes paradérmicos. Dependendo do objetivo do trabalho, 
estes últimos cortes podem ser substituídos por impressões das epidermes 
realizadas com cola, produzindo réplicas da estrutura. Este tipo de preparação 
presta-se muito bem aos estudos morfométricos de células epidérmicas, bem 
como às contagens, por exemplo, para determinação de índice estomático. 
 a) Cola do tipo "Super Bonder": Em uma lâmina limpa e seca, coloque uma pequena 
gota da cola. Pegue a folha, também lavada e seca, e pressione-a sobre a gotinha de 
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cola. O tempo vai depender da quantidade de cola colocada, devendo ser a folha 
retirada antes que fique aderida à lâmina. 
 
3.3.2. PREPARAÇÕES PERMANENTES UTILIZANDO CORTES À MÃO LIVRE: 
faça vários cortes e selecione os melhores, colocando-os em uma placa de petri 
pequena. Pode ser utilizado material fresco ou fixado; se fixado, deve-se verificar 
a graduação alcoólica do fixador e reidratar o material, através de passagem por 
série alcoólica decrescente, antes de seguir. Siga os seguintes itens: 
a) Coloque em solução de hipoclorito de sódio a 10% da solução comercial - 20 min. 
(ou o tempo e a concentração necessários para clarificar os cortes). 
b) Lave com água acética. 
c) Lave com água destilada – 3 vezes de 5 minutos. 
d) Coloração e montagem: podem ser usadas diversas associações de corantes, como: 
 
* COLORAÇÃO PELO MÉTODO DO AZUL DE ASTRA E SAFRANINA 
(GERLACH 1984): 
- Xilol I – 30 minutos- Xilol II – 30 minutos 
- Xilol-etanol (3:1) – 5 minutos 
- Xilol-etanol (1:1) – 5 minutos 
- Xilol-etanol (1:3) – 5 minutos 
- Etanol 100% - 5 minutos 
- Etanol 90% - 5 minutos 
- Etanol 70% - 5 minutos 
- Etanol 50% - 5 minutos 
- Etanol 30% - 5 minutos 
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- Etanol 10% - 5 minutos 
- Azul de astra – 5 minutos 
- Lavar em água destilada – 1 minuto 
- Safranina 1% – 5 minutos 
- Etanol 70% - 5 minutos 
- Etanol 70% acidificado (diferenciador) – usar 1 gota de ácido clorídrico 37% para 
100ml de etanol 70% - imersão rápida 
 
- Etanol 70% - 5 minutos 
- Etanol 90% - 5 minutos 
-Etanol 100% - 5 minutos 
- Xilol-etanol (1:3) – 5 minutos 
- Xilol-etanol (1:1) – 5 minutos 
- Xilol-etanol (3:1) – 5 minutos 
- Xilol puro I – 5 minutos 
- Xilol puro II – 5 minutos 
- Montagem em Permount ou entellan ou outro meio de montagem resinoso. 
Resultado: paredes celulósicas coram-se de azul e paredes lignificadas coram-se de 
vermelho. 
4. TESTES HISTOQUÍMICOS 
 as preparações temporárias podem ser utilizadas para a realização de testes destinados à 
localização e detecção de várias substâncias. Os testes rotineiramente utilizados são 
QUALITATIVOS, importantes para a compreensão do material em estudo. 
Preferencialmente, os testes devem ser feitos em material fresco, mas bons resultados 
são obtidos também com material fixado em FAA ou na mistura de Karnovsky (o que 
pode ocorrer é que os componentes dos fixadores ou o etanol em que se conserva o 
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material lavem os compostos das células rompidas – o que se resolve descartando os 
primeiros cortes – e diminuam o conteúdo de certas células, produzindo reações menos 
evidentes). A maior parte dos testes também produz bons resultados em cortes 
preparados a partir de material incluído em resina, lembrando, contudo, que os cortes 
finos conterão pequenas quantidades dos compostos que se deseja detectar. Os testes 
que envolvem ácidos não funcionam nos cortes obtidos a partir de inclusão). 
a) AMIDO (JOHANSEN, 1940): coloração azul escura a preta. 
- Tratar os cortes com Lugol. Observar imediatamente. 
Preparo do Lugol: dissolver 1,5g de iodeto de potássio em 100ml de água 
destilada. Dissolver 0,3g de iodo cristalino na solução 
resultante. 
b) TANINOS – COMPOSTOS FENÓLICOS (JOHANSEN, 1940): coloração azul-
esverdeada a marrom. 
- Tratar os cortes com solução aquosa de cloreto de ferro (III) a 10%, acrescida de uma 
pitada de carbonato de sódio. Observar em seguida. 
 
c) ANTOCIANINA – COMPOSTO FENÓLICO (GURR, 1956): em meio ácido, a 
antocianina é vermelha; em meio básico, varia de azul-violeta a verde. 
- Observe os cortes ao microscópio e localize as células de conteúdo avermelhado. 
Continue observando e coloque uma gota de solução de amônia. Analise outra lâmina e 
coloque uma gota de ácido acético glacial. 
- Observação: Segundo JOHANSEN (1940), acrescentando-se ao corte do órgão com 
antocianina uma pequena gota de ácido acético glacial, a antocianina será extraída do 
tecido e evapora, formando vários tipos de cristais avermelhados. 
 
d) PAREDES LIGNIFICADAS (JOHANSEN, 1940): coloração vermelha forte. 
- Colocar os cortes em solução de floroglucina a 2% em etanol 95% e deixar evaporar 
um pouco. Acrescentar 2 a 3 gotas de ácido clorídrico concentrado. 
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5. ILUSTRAÇÃO CIENTÍFICA E FOTOMICROGRAFIA 
A ilustração é uma das fases mais cruciais do trabalho de um anatomista vegetal. 
Se ela não é de boa qualidade, desmerece todo o trabalho desenvolvido pelo 
pesquisador. Deve-se, portanto, tomar um extremo cuidado na confecção das pranchas 
de um trabalho. 
Alguns materiais e preparações prestam-se muito bem ao registro fotográfico. 
Preparam-se as fotomicrografias em um fotomicroscópio, dispondo-as posteriormente 
em montagens que variam no número de fotos. 
Há outros materiais e especialmente preparações que não apresentam um 
contraste muito evidente que não produzem bons resultados fotográficos. Nestes casos, 
recorre-se aos diagramas e desenhos em detalhe, utilizando-se câmaras claras adaptadas 
a estereomicroscópios ou a microscópios comuns. Podendo ser encontradas em vários 
modelos, as câmaras claras projetam o material sobre uma folha de papel branco, na 
qual se desenha o contorno projetado. Microscópios de projeção também funcionam 
para o desenho de aspectos gerais de órgãos, embora às vezes não forneçam a precisão 
necessária ao desenho de alguns detalhes estruturais. 
Independentemente da prancha ser constituída por fotos ou desenhos (em casos 
especiais, podem ser usados os dois), HOLMGREN & ANGELL (1986) destacaram que 
o tamanho da prancha deve ser o mais próximo possível da área útil da revista, 
evitando-se reduções para a publicação. Se o periódico é impresso em duas ou mais 
colunas, as pranchas podem se adequar à largura das colunas. Se as ilustrações 
disponíveis para montar um prancha não têm dimensões que preencham uma página 
completa, procure ocupar toda a largura da área impressa, reduzindo a altura ao mínimo 
indispensável. Segundo os autores citados, a meia prancha bem colocada causa melhor 
impressão que uma prancha completa, mas com figuras desnecessariamente esparsas 
(além de custar menos). 
Em todos os casos, é fundamental que as ilustrações venham acompanhadas de 
uma escala precisa. Quando se está utilizando fotomicroscópio, deve-se fotografar a 
lâmina contendo régua micrométrica nos mesmos aumentos utilizados para o material; é 
importante que todo o filme seja copiado com a mesma ampliação, para que as escalas 
não percam seu valor. Quando se preparam desenhos, projeta-se a régua nas condições 
adequadas, assinalando-se a escala de cada desenho. É de praxe que as escalas sejam 
colocadas à esquerda das figuras e sua numeração apareça em baixo e à direita. Quando 
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se preparam pranchas para publicação, contudo, é necessário verificar as regras 
específicas do periódico. 
 
6. MANUSEIO DO MICROSCÓPIO: 
 
O aspecto externo do microscópio evoluiu continuamente acompanhando o 
progresso da pesquisa biológica. Apesar dessa evolução, os modelos modernos ainda 
possuem muito em comum com os instrumentos antigos no que diz respeito a sua 
configuração exterior e peças essenciais, mas possuem uma óptica e partes elétricas 
mais sofisticadas. Os microscópios modernos compõem-se das seguintes partes 
essenciais (Figura 6). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A ampliação do microscópio é dada pela ação das objetivas e oculares sobre a 
luz que atravessa o material. A ampliação nominal é dada pelo valor gravado na lateral 
da objetiva multiplicado pelo valor gravado no aro da ocular. As oculares normalmente 
apresentam aumentos de 5x, 8x, 10x 12x. As ampliações das objetivas geralmente são 
de 5x, 10x, 20x, 40x, 60x e 100x. Assim, as ampliações máximas que nossos 
Ocular 
Objetivas 
Braço 
Canhão 
Revólver 
Platina 
Condensador 
Diafragma 
Lâmpada 
Pé 
Parafuso 
macrométrico 
Parafuso 
micrométrico 
Figura 6: Microscópio binocular óptico de luz. 
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microscópios apresentam são de cercade 1200x. Ampliações maiores podem ser obtidas 
com o uso de lentes intermediárias chamadas optovares que ficam entre a ocular e a 
objetiva e podem aumentar 1,5 ou 2 vezes, de maneira que a maior ampliação em 
microscopia óptica é ao redor de 2000x. Ampliações 
maiores são obtidas em microscópio eletrônico. 
Quanto maior a ampliação, menor é o diâmetro da objetiva, consequentemente, 
menor é a quantidade de luz que passa, portanto com ampliações maiores a observação 
é mais escura. Para o uso da objetiva de 100x (também chamada de objetiva de imersão) 
há a necessidade de se colocar uma gota de óleo de cedro entre a lamínula e a objetiva, e 
por esse motivo ela não deve ser usada em preparações provisórias. Também por esse 
motivo ela será pouco utilizada em nossas aulas, pois o óleo deve ser removido das 
lentes com solventes orgânicos (xilol, clorofórmio) ou a lente pode ser danificada. 
 
6.1. INSTRUÇÕES DE USO: 
1. Conserve seu microscópio sempre limpo e em ordem, a fim de que não tenha sempre 
que procurar ou limpar alguma coisa; 
2. Após o uso cubra-o, pois a poeira é o maior inimigo do microscópio; 
3. Transporte o microscópio com as duas mãos, pelo braço e pelo pé ao mesmo tempo, 
nunca pelos parafusos do mecanismo macro e micrométrico. 
4. Para focalizar a preparação, mova a mesa sempre de cima para baixo, nunca de baixo 
para cima. Não force o mecanismo micrométrico, quando está no fim. Mantenha-o 
sempre no meio, para permitir movimentos em ambas as linhas verticais. 
5. Não desmonte as objetivas, nem o mecanismo micrométrico. 
6. Qualquer problema avise o responsável pelo laboratório. 
 
6.2. PROCEDIMENTO DE USO: 
 
• Para iniciar o uso: 
- Coloque o aparelho sobre a mesa na posição mais cômoda para sua observação; 
- Verifique se o interruptor encontra-se na posição de desligado e ligue o aparelho na 
tomada; 
- Verifique se o potenciômetro encontra-se na posição de menor potência e só então 
ligue a lâmpada; 
- Verifique se a objetiva de menor aumento está posicionada no revólver; 
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- Posicione a lâmina com o material sobre a platina, movendo o braço que prende a 
lâmina com cuidado; 
- Olhando lateralmente, abaixe o tubo, até que a lente frontal da objetiva de menor 
aumento esteja cerca de 1 cm distante da lâmina. Só então olhe pela ocular e levante 
vagarosamente o tubo, pelo mecanismo macrométrico de forma a assegurar que a 
lâmina não tocará nas objetivas. 
- Mova o charriot até que o material a ser observado esteja no centro da platina 
iluminado; 
- Mova o botão macrométrico lentamente de forma a aproximar o material da objetiva, 
observando pela ocular quando se forma uma imagem. 
- Ajuste o foco com o botão micrométrico; 
- Observe o material sempre com uma mão no botão do charriot e outra no parafuso 
micrométrico. 
 
• Para mudar de aumento 
- para mudar a ampliação, gire o revólver e posicione a objetiva de aumento um pouco 
maior; 
- em seguida, mova o parafuso micrométrico até obter foco ou o parafuso macrométrico 
muito lentamente, se for necessário. 
 
• Para desligar 
- afaste a platina da objetiva; 
- posicione o revolver na objetiva de menor aumento; 
- diminua a iluminação e só então desligue a lâmpada; 
- desligue o aparelho da tomada; 
- cubra o microscópio. 
 
 
 
 
 
BUARQUE, P.F.S.M. Técnicas e análises em anatomia de plantas. UFAL: Instituto de Ciências Biológicas e 
da Saúde, 2014. 18p. (Apostila). 
 
7. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA 
APPEZZATO-DA-GLÓRIA, B. & CARMELLO-GERREIRO, S.M. Anatomia vegetal. 
Ed. UFV. Viçosa, 2006. 
BERLYN, G.P., MIKSCHE, J.P. Botanical microtechnique and cytochemistry. Ames: 
Iowa State University, 1976. 326p. 
BUKATSCH, F. Bemerkungen zur Doppelfärbung Astrablau-Safranin. Mikrokosmos, 
v.61, n.8, p.255, 1972. 
BURGER, L.M., RICHTER, H.G. Anatomia da Madeira. São Paulo: Nobel, 1991. 
160p. 
DOP, P., GAUTIÉ, A. Manuel de technique botanique. Paris: J. Lamane, 1928. 534p. 
FRANKLIN, G.L. Preparation of thin sections of synthetic resins and wood-resin 
composites, and a new macerating method for wood. Nature, v.155, n.3924, p.51, 
1945. 
FUCHS, C.H. Fuchsin staining with NaOH clearing for lignified elements of whole 
plants or plants organs. Stain Technology, v.38, n.3, p.141-144, 1963. 
GAHAN, P.B. Plant histochemistry and cytochemistry – an introduction. London: 
Academic Press, 1984. 301p. 
GERLACH, D. Botanische mikrotechnik. Stuttgart: George Thieme Verlag, 1984. 311p. 
GURR, E. A practical manual of medical and biological staining techniques. New 
York: Interscience, 1956. 451p. 
HOLMGREN, N.H., ANGELL, B. Botanical illustration: preparation for publication. 
New York: The New York Botanical Garden, 1986. 74p. 
JENSEN, W.A. Botanical histochemistry: principle and pratice. San Francisco: W.H. 
Freeman, 1962. 408p. 
JOHANSEN, D.A. Plant microtechnique. New York: McGraw-Hill, 1940. 523p. 
KARNOVSKY, M.J. A formaldehyde-glutaraldehyde fixative of high osmolality for 
use in electron microscopy. Journal of Cell Biology, v.27, p.137A-138A, 1965. 
BUARQUE, P.F.S.M. Técnicas e análises em anatomia de plantas. UFAL: Instituto de Ciências Biológicas e 
da Saúde, 2014. 18p. (Apostila). 
 
KRAUS, J.E., ARDUIN, M. Manual básico de métodos em Morfologia Vegetal. 
Seropédica: EDUR, 1997. 198p. 
O’BRIEN, T.P., FEDER, N., McCULLY, M.E. Polychromatic staining of plant cell 
walls by Toluidine Blue O. Protoplasma, v.59, n.2, p.368-373, 1964. 
O’BRIEN, T.P., McCULLY, M.E. The study of plant structure – principles and selected 
methods. Melbourne: Termarcarphi Pty., 1981. (páginas numeradas por capítulos, 
não seqüencialmente). 
OLIVEIRA, D.M.T. Técnicas de preparação de material vegetal para estudo 
anatômico. UNESP: Instituto de Biociências, 2006. 24p. (Apostila). 
 
ROESER, K.R. Die nadel der schwarzkiefer-massenprodukt und kunstwerk der nautr. 
Mikrokosmos, v.61, n.2, p.33-36, 1972. 
SALAMONI, A. Apostila de práticas de morfologia vegetal. Universidade Federal de 
Santa Maria. Departamento de engenharia florestal. 2008. 
SASS, J.E. Botanical microtechnique. 2.ed. Ames: Iowa State University Press, 1951. 
228p.