Foto-antibióticos - a luz na fotoinativação de microorganismos

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Rev. Virtual Quim. |Vol 7| |No. 1| |390-402| 390 
 
 
Artigo 
͞Foto-antiďiótiĐos͟ - a luz na fotoinativação de micro-
organismos 
Ló, S. M. S.; Barreira, S. M. W.; Gonçalves, A. G.; Tomé, J. P. C.* 
Rev. Virtual Quim., 2015, 7 (1), 390-402. Data de publicação na Web: 1 de novembro de 2014 
http://www.uff.br/rvq 
 
͞Photo-antiďiotiĐs͟ - the light in the photoinactivation of 
microorganisms 
Abstract: The interest in photodynamic inactivation (PDI) has been motivated by the 
increasing appearance of microorganisms resistant to antibiotics, due to the excessive 
or inappropriate use of these drugs. PDI involves the combination of a photosensitizer, 
light and molecular oxygen in order to cause selective destruction of microorganisms. 
This technique has been proven to be effective against viruses, bacteria, fungi and 
parasites. This paper aims to highlight some of the results already obtained from the 
PDI studies. 
Keywords: Microorganisms; Photodynamic Inactivation; Antimicrobial PDT; 
Photosensitizers; Bacteria; Fungi; Virus. 
 
Resumo 
O interesse pela inativação fotodinâmica (PDI) tem sido motivado pelo crescente 
aparecimento de micro-organismos resistentes aos antibióticos, decorrente do uso 
excessivo ou inadequado destes medicamentos. A PDI envolve a combinação de um 
fotossensibilizador, luz e oxigênio molecular com o objetivo de causar destruição 
seletiva de micro-organismos. Esta vem se mostrando bastante eficiente contra vírus, 
bactérias, fungos e parasitas. Este trabalho visa apresentar alguns dos resultados já 
obtidos nos estudos de PDI de micro-organismos. 
Palavras-chave: Micro-organismos; Inativação Fotodinâmica; Fotossensibilizadores; 
Bactéria; Fungos; Vírus. 
 
 
* Universidade de Aveiro, Departamento de Química & QOPNA, 3810-193 Aveiro, Portugal. 
Fax:+351234370084; Tel: +351234370342. 
 jtome@ua.pt 
DOI: 10.5935/1984-6835.20150019 
Volume 7, Número 1 
 
Revista Virtual de Química 
ISSN 1984-6835 
Janeiro-Fevereiro 2015 
 
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͞Foto-antiďiótiĐos͟ - a luz na fotoinativação de micro-
organismos 
Stephanie M. S. Ló,
a,b
 Sandra M. W. Barreira,
b
 Alan G. Gonçalves,
b
 João P. 
C. Tomé
a,c,
* 
a Universidade de Aveiro, Departamento de Química & QOPNA, 3810-193 Aveiro, Portugal. 
b Universidade Federal do Paraná, Departamento de Farmácia, Av. Lothario Meissner, 3400 
Jardim botânico, Curitiba-PR, Brasil. 
c Ghent University, Department of Organic and Macromolecular Chemistry, B-9000 Gent, 
Belgium. 
* jtome@ua.pt 
 
Recebido em 1 de novembro de 2014. Aceito para publicação em 1 de novembro de 2014 
 
1. Introdução 
2. Processos Fotodinâmicos 
3. Fotossensibilizadores 
4. Luz 
5. PDI em micro-organismos 
5.1. Bactérias 
5.2. Fungos 
5.3. Vírus 
6. Perspectivas 
 
1. Introdução 
 
A descoberta da penicilina em 1928 por 
Alexander Fleming foi uma das maiores 
revoluções do século XX na área médica, uma 
vez que foi possível controlar infecções 
bacterianas até então fatais. Desde então, os 
antibióticos têm sido indispensáveis no 
tratamento de infecções microbianas. Este 
fato contribuiu para o aumento da 
expectativa de vida humana. Entretanto, tais 
avanços científicos têm sido acompanhados 
por uma redução da eficácia dos antibióticos 
disponíveis no mercado, o que é resultado do 
uso inapropriado ou excessivo destas 
substâncias, tanto em nível médico como 
veterinário. Com o crescente número de 
estirpes de micro-organismos resistentes aos 
antibióticos, é extremamente importante 
encontrar tratamentos alternativos para as 
infecções microbianas. A possibilidade da 
utilização da terapia fotodinâmica como uma 
abordagem não antibiótica para inativar 
micro-organismos patogênicos apresenta-se 
bastante promissora. O processo 
Ló, S. M. S. et al. 
 
 
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fotodinâmico envolve a combinação de um 
fotossensibilizador (composto fotoativo), luz 
e oxigênio molecular com objetivo de gerar 
espécies reativas de oxigênio, tais como 
oxigênio singlete e radicais livres, os quais 
são extremamente citotóxicos para as células 
microbianas. Esta abordagem é designada de 
inativação fotodinâmica (PDI) de micro-
organismos.1,2 
 
2. Processos Fotodinâmicos 
 
O diagrama de Jablonski modificado 
(Figura 1) apresenta as diversas transições 
que uma molécula fotoativa sofre após 
passar ao estado excitado, por absorção de 
luz, e a volta ao seu estado fundamental. 
 
 
Figura 1. Diagrama de Jablonski modificado3 
 
Este processo pode ser explicado pela 
capacidade que o macrociclo porfirínico 
possui em absorver energia no espectro de 
visível, passando do seu estado fundamental 
de singlete (S0) para um estado excitado (S1) 
cujo tempo de vida é da ordem dos 
nanossegundos. Em princípio, o elétron 
poderia passar a outros estados excitados 
singlete, com tempo de vida na ordem de 
picosegundos, no entanto, processos de 
conversão interna conduzem a porfirina ao 
estado excitado de singlete menos energético 
(S1). Existem vias diferentes de retorno ao 
estado fundamental: 
1) Decaimento não radiativo, onde a energia 
é libertada sob a forma de calor. 
2) Decaimento radiativo por emissão de luz 
(fluorescência) de comprimento de onda 
superior à luz absorvida. 
3) Conversão num estado excitado triplete 
(T2) através de um fenômeno designado 
como cruzamento de intersistemas (ISC). 
Depois, o decaimento para o estado S0 pode 
ocorrer por via radiativa, com emissão de 
fosforescência e implicando em uma inversão 
de spin, ou por via não radiativa podendo 
causar modificações químicas em substratos 
biológicos. 
Quando o fotossensiblizador está no estado 
triplete, podem ocorrer danos celulares 
através de dois mecanismos: 
a) Mecanismo do tipo I – O 
fotossensibilizador que se encontra no 
estado excitado triplete reage diretamente 
com moléculas que estão próximas por 
processos de transferência de elétrons 
formando radicais livres. No caso em que o 
oxigênio é o substrato, forma-se o ânion 
superóxido (O2
-). 
b) Mecanismo do tipo II – O 
 
 Ló, S. M. S. et al. 
 
 
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fotossensibilizador no estado excitado 
triplete transfere a sua energia para o 
oxigênio molecular no estado fundamental 
de triplete (3O2), convertendo-o em oxigênio 
singlete (1O2). Supõe-se que o oxigênio 
singlete seja a espécie mais importante no 
processo de destruição das células alvo.4 
O oxigênio singlete é uma espécie altamente 
reativa e oxidante, reagindo 
indiscriminadamente com uma série de 
biomoléculas que maioritariamente 
constituem as membranas celulares como, 
por exemplo: lipídios insaturados, colesterol 
e aminoácidos. Dado que as membranas 
celulares desempenham importantes funções 
biológicas, tais como delinear e organizar os 
sistemas biológicos, danos em suas 
estruturas podem levar à morte/inativação 
das células-alvo correspondentes.3 
 
3. Fotossensibilizadores 
 
Embora vários fotossensibilizadores já 
tenham sido aprovados clinicamente para o 
tratamento do câncer, no que se refere à 
fotoinativação de micro-organismos apenas 
alguns fotossensibilizadores têm sido 
utilizados em tratamentos de infecções 
microbianas. Os derivados do ALA 
encontram-se já aprovados para o 
tratamento da acne. O azul-de-metileno tem 
sido estudado para o tratamento de 
infecções orais.5,6 Outros 
fotossensibilizadores bastante estudados na 
PDI são baseados nos macrociclos 
tetrapirrólicos, com ênfase principalmente 
nas porfirinas e clorinas. A Figura 2 mostra as 
estruturas químicas dessas famílias de 
fotossensibilizadores mais utilizados em 
estudos de PDI.7Figura 2. Estrutura química de alguns dos fotossensibilizadores mais estudados na PDI7 
 
As principais características de um 
fotossensibilizador ideal para PDI são: i) ser 
quimicamente puro; ii) gerar oxigênio 
singlete ou outras espécies reativas de 
oxigênio com rendimento apreciável; iii) ser 
relativamente fotoestável; iv) ter caráter 
anfifílico; v) ser seletivo para as células-alvo; 
vi) não ter toxicidade no escuro; vii) Não ser 
mutagênico; viii) inativar bactérias, vírus, 
fungos, leveduras e protozoários; ix) 
apresentar uma rápida excreção; x) 
apresentar um mecanismo de inativação que 
torne mínimo o risco de desenvolvimento de 
estirpes resistentes ao processo/protocolo.7-9 
Com relação à anfifilicidade, o caráter 
anfifílico do fotossensibilizador evita sua 
agregação e a precipitação. A formação de 
agregados pode reduzir a absorção da luz, 
diminuir o tempo de meia vida e rendimento 
quântico do estado tripleto do 
fotossensibilizador. Dessa forma, assegura-se 
uma maior probabilidade de 
adsorção/penetração do fotossensibilizador 
na/através da camada lipídica da membrana 
Ló, S. M. S. et al. 
 
 
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celular. O caráter anfifílico do composto pode 
ser obtido através da introdução de grupos 
funcionais adequados na periferia do 
macrociclo (número diferente de cargas 
positivas, distribuição assimétrica de carga, 
cargas catiônicas combinadas com 
carboidratos).7 
Alguns estudos compararam a eficiência 
da fotoinativação bacteriana com o uso de 
porfirinas com diferente distribuição de 
cargas (tetra-, tri-, di- ou mono-catiônica). 
Alves e colaboradores10 alcançaram melhores 
resultados na fotoinativação de bactérias 
(Enterecocos faecalis e Escherichia coli) 
utilizando porfirinas tricatiônicas e 
tetracatiônicas, quando comparadas com 
porfirinas dicatiônica e monocatiônica.10 
Costa et. al.11 testaram os efeitos de seis 
porfirinas catiônicas com dois a quatro cargas 
na fotoinativação de bacteriófago de esgoto 
durante 270 min com 3 concentrações 
difeƌeŶte ; Ϭ,ϱ, ϭ,Ϭ e ϱ,Ϭ ʅMͿ. Os ŵelhoƌes 
resultados alcançados foram utilizando 
porfirinas tetra- e tri-catiônicas.11 
A conjugação de porfirinas com 
carboidratos normalmente resulta num 
conjugado com solubilidade em água 
melhorada. Estudos anteriores mostraram 
que a combinação de grupos carregados 
positivamente com carboidrato podem 
melhorar ainda mais a fotoinativação do vírus 
Herpes simplex tipo 1.12 Gomes et al.13 
obtiveram bons resultados na inativação de 
Micrococcus sp e Pseudomonas sp utilizando 
galactoporfirinas catiônicas.13 
 
4. Luz 
 
Os parâmetros de luz, tais como a fonte 
luminosa, a taxa de fluxo e a dose total de luz 
desempenham um papel preponderante na 
eficácia da PDI e deve ser considerada para 
estabelecer um protocolo antimicrobiano 
eficaz.14 
São descritas uma variedade de fontes de 
luz para a ativação dos fotossensibilizadores 
como, por exemplo: lâmpada simples de 
filamento de tungstênio e diodos emissor de 
luz (350-1100 nm), bem como a luz solar, 
neste caso mais para fins ambientais.14 
O comprimento de onda da luz necessário 
para a fotoinativação do micro-organismo 
dependerá da estrutura e do espectro de 
absorção eletrônico do 
fotossensibilizador.14,15 As porfirinas 
apresentam no UV-Vis uma forte absorção na 
região entre 400-430 nm (Banda Soret) e 
bandas de menor absorção entre 500-700 nm 
(Bandas Q). Já as clorinas apresentam banda 
na região dos 390-430 nm e 650-800 nm 
(absorção na região do vermelho no 
espectro). Esta característica faz com que as 
clorinas possam ser utilizadas em 
tratamentos de infecções de pele profundas, 
uma vez que os tecidos são mais 
transparentes a luz vermelha.2 
Estudos revelam que o aumento do 
comprimento de onda da fonte luminosa 
induz o decréscimo da eficácia do processo 
fotodinâmico, para derivados do tipo 
porfirina, uma vez que as bandas Q destas 
apresentam baixa absorção.14 
O estudo de Nitzan e Ashkenasi14 mostrou 
os efeitos de diferentes luzes em diferentes 
comprimentos de onda (luz azul, luz verde e 
luz vermelha) em D. radiodurans, usando 2 
derivados porfirínicos diferentes. Os 
resultados indicaram que a luz azul (400-450 
nm) é mais eficiente que a luz verde (480-550 
nm) e vermelha (600-700 nm) nas condições 
estabelecidas. Apesar da luz azul se mostrar 
mais eficiente quando se usam derivados 
porfirínicos, a luz vermelha acaba a ser a mais 
indicada para tratamento de lesões 
profundas, visto ser uma radiação mais 
penetrante, bastando para isso usar 
fotossensibilizadores de segunda geração, 
como por exemplo: clorinas ou 
ftalocianinas.14 
 
5. PDI em micro-organismos 
 
5.1. Bactérias 
Em geral, bactérias Gram-positivas [Gram 
(+)] são eficientemente fotoinativadas por 
 
 Ló, S. M. S. et al. 
 
 
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uma variedade de porfirinas, porém as 
bactérias Gram-negativas [Gram (-)] são 
usualmente resistentes à ação de 
fotossensibilizadores neutros.16,17 Entretanto, 
porfirinas catiônicas têm-se mostrado 
bastante eficientes na fotoinativação tanto 
de bactérias Gram (-) quanto de Gram (+).17 
Estas diferenças de susceptibilidade entre os 
dois tipos de bactérias são explicadas pela 
diferente composição estrutural de suas 
paredes celulares (Figura 3).7,18 As bactérias 
Gram (+) apresentam uma parede espessa 
predominantemente constituída de 
peptideoglicanos, intimamente associada 
com ácidos teicóicos e ácidos lipoteicóicos 
que permite a passagem dos 
fotossensibilizadores. Já as bactérias Gram (-) 
possuem uma parede fina de 
peptideoglicanos e uma membrana externa, 
a qual impede a passagem dos 
fotossensibilizadores e de outros agentes 
antimicrobianos.1,7,18 
Os lipopolissacarídeos (LPS) são moléculas 
anfifílicas, ou seja, apresentam uma região 
hidrofílica (polissacarídeo) e uma região 
hidrofóbica (lipídeo A). Os LPS localizam-se 
apenas na parte externa, com a região 
hidrofílica projetada para a parte externa da 
célula, contribuindo para a elevada 
eletronegatividade da superfície bacteriana. 
Cátions divalentes estabelecem interações 
não covalentes entre os LPS adjacentes, 
contribuindo para a estabilização da 
membrana externa. Esta estabilidade da 
membrana externa impede a penetração de 
detergentes, antibióticos e corantes 
hidrofóbicos. A remoção dos íons divalentes 
por agentes quelantes origina a libertação de 
LPS da membrana externa, tornando-a 
permeável a compostos hidrofóbicos.19 Neste 
sentido, alguns trabalhos mostraram que 
porfirinas neutras conseguiam inativar 
bactérias Gram (-) através do aumento 
artificial da permeabilidade da membrana 
externa, e.g. por um pré-tratamento químico 
com CaCl2, Tris-EDTA, 
polimixinanonapeptídeo, ou por agentes 
biológicos.17,20 
 
 
Figura 3: Estrutura da parede celular das bactérias Gram (+) e Gram (-)7 
 
Os estudos com porfirinas catiônicas 
mostraram que há uma interação 
eletrostática entre a carga positiva do 
fotossensibilizador e as cargas negativas do 
fosfato presente nos LPS da membrana 
externa promovendo a desestabilização da 
organização estrutural da parede celular. 
Assim, quanto maior a desorganização da 
barreira de permeabilidade, maior a 
adsorção/uptake do fotossensibilizador pelas 
células.20 É por esta razão que porfirinas 
catiônicas apresentam um espectro de ação 
Ló, S. M. S. et al. 
 
 
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maior em comparação que porfirinas neutras 
e aniônicas. 
Outra observação importante que foi feita 
sobre os fotossensibilizadores catiônicos diz 
respeito à sua seletividade para células 
microbianas em comparação às células de 
mamíferos. As moléculas catiônicas são 
absorvidas lentamentepelas células do 
hospedeiro por endocitose, enquanto que a 
sua ligação às células bacterianas é muito 
mais rápida. Desta forma, se a iluminação é 
realizada em intervalos curtos após a 
aplicação do fotossensibilizador, os danos da 
PDT para os tecidos infectados serão 
minimizado.21 
A porfirina 5,10,15,20-tetraquis(1-
metilpiridínio-4-il) (Tetra-Pi+Me) tem sido 
testada em vários estudos de fotoinativação 
de micro-organismos e tem apresentado 
bons resultados na PDI, sendo mesmo um 
dos fotossensibilizadores de referência na 
área.2,10,22 
Costa et al. comparou a inativação 
fotodinâmica da porfirina Tetra-Pi+Me, 
porfirina S-piridil tetra-catiônica e clorina S-
piridil pentacatiônica contra duas estirpes de 
bactérias resistentes aos antibióticos 
(Staphylococcus aureus e Pseudomonas 
aeruginosa). Os resultados mostram que 
ambas as estirpes, foram eficientemente 
inativadas pelos três fotossensibilizadores, 
sendo a clorina pentacatiônica a mais eficaz, 
principalmente sob luz vermelha. Para a 
bactéria Gram (+) S. aureus, uma redução de 
log 7,0 foi observada após 5-10 min de 
iƌƌadiação, a uŵa ĐoŶĐeŶtƌação de Ϭ,ϱ ʅM. Já 
para a bactéria Gram (-) P. aeruginosa, a 
fotoinativação similar ocorreu a uma 
concentração mais elevada do 
fotosseŶsiďilizadoƌ ;ϭϬ ʅMͿ, depois do 
período de tempo de irradiação (30 min).2 
Outros fotossensibilizadores de segunda 
geração, como bacterioclorinas e 
ftalocianinas, têm sido usados com sucesso 
na inativação de micro-organismos. Em 2010, 
Schastak e colaboradores23 avaliaram a 
inativação fotodinâmica contra cepas de S. 
aureus (MSSA e MRSA), E. coli e P. aeruginosa 
utilizando uma bacterioclorina nas 
concentrações de ϭ, ϭϬ e ϭϬϬ ʅM, eŵ 
diferentes tempos de incubação (30, 90 e 180 
min). Neste estudo, obteve-se uma redução 
≥99.999% Ŷo Ŷúŵeƌo de ďaĐtéƌias viáveis de 
todas as estirpes testadas.23 Huang et al.24 
reportou a inativação de S. aureus (redução 
de 5 log) com uma bacterioclorina bis-
catiônica numa concentração de 100 nM. Um 
efeito comparável foi alcançado com a 
utilização de bacterioclorinas tetra- e hexa-
ĐatiôŶiĐas ;ϭ ʅMͿ.24 Pereira et al. 25 
apresentaram bons resultados na 
fotoinativação de Escherichia coli sob luz 
branca e vermelha, utilizando derivados de 
ftalocianinas catiônicas de tio-piridínio.25 
A clorina e6 (Ce6) é o fotossensibilizador 
mais utilizado nos estudos experimentais na 
inativação de micro-organismos dentre os 
derivados do tipo clorina. Foram obtidos 
bons resultados com Ce6 usando diodo laser 
;ʄ=ϲϲϰ ŶŵͿ Đoŵo foŶte de luz, Ŷa iŶativação 
de S. aureus resistente à meticilina (MRSA), P. 
aeruginosa, Escherichia coli e Salmonella 
enterica serovar Typhimurium.26 Numa 
ĐoŶĐeŶtƌação de ϭϬϬ ʅM de Ceϲ foi 
alcançada a inativação de H. pylori (redução 
de 6 log) em até 60 s.27 A conjugação da Ce6 
com polilisina causou uma redução de 99% 
da bactéria Porphyromonasgingivalis com luz 
vermelha.2 A Ce6 conjugada a 
polietilenamina (PEI) inativou a bactéria 
Acinetobacter baummanni.28 
Em 2004, Tomé et al.29 relataram a 
síntese, caracterização e a fotoatividade 
antibacteriana de porfirinas neutras e 
catiônicas conjugadas a polilisinas. Estes 
novos compostos foram usados na 
fotoinativação de bactérias Gram (+) 
resistentes a antibióticos (Staphylococcus 
aureus ATCC 25923 e MRSA 110) e uma 
bactéria Gram (-) (Escherichia coli cepa O4). 
Os resultados mostraram que os conjugados 
catiônicos foram capazes de inativar ambos 
os tipos de bactérias.29 
É descrito na literatura a fotoinativação de 
bactérias como Aeromonas hydrophila, 
Bacillus cereus, Enterococcus hirae, 
Haemophilus parainfluenzae, Staphylococcus 
aureus, Streptococcus epidermis, 
Streptococcus faecalis utilizando ALA como 
 
 Ló, S. M. S. et al. 
 
 
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fotossensibilizador.14 
Além de inativar bactérias, a PDI também 
tem sido eficiente na inativação de vírus, 
fungos e parasitas utilizando 
fotossensibilizadores em concentrações 
micromolares.30-32 
 
5.2. Fungos 
 
A parede celular fúngica é constituída por 
uma camada espessa de beta-glucano e 
quitina, que proporciona uma barreira de 
permeabilidade intermediária entre bactérias 
Gram (+) e Gram (-).33 Assim como nas 
bactérias, várias abordagens têm sido 
aplicadas para superar esta barreira de 
permeabilidade, como a combinação do 
fotossensibilizador com nonapéptido 
polimixina34 ou EDTA.35 
Espécies de fungos não patogênicos, como 
Saccharomyces cerevisiae,36 têm sido 
utilizadas para avaliar o dano da destruição 
celular induzido por PDI em células 
eucarióticas. Há relatos na literatura da 
inativação de Aspergillus fumigatus através 
da PDI.37 Em estudos recentes foi observado 
que C. albicans e Trichophyton rubrum 
podem ser fotoinativadas com sucesso 
utilizando a porfirina catiônica sintética 5-
fenil-10,15,20-tris-(1-metilpiridínio-4-il) na 
forma de sal de cloreto.38,39 
ALA (ácido 5-aminolevulínico) também 
provou ser eficaz in vivo contra Trichophyton 
rubrum, confirmando a PDI como uma 
abordagem alternativa não invasiva para o 
tratamento da onicomicose.40 
A PDI tem sido estudada em dermatófitos 
como: Trychophyton mentagrophytes, 
Trychophyton tonsurans, Trychophyton 
rubrum Microsporum cookei, Microsporum 
gypseum, Microsporum canis, 
Epidermophyton floccosum, Nannizia 
cajetani.41 A PDI também se mostrou 
eficiente em esporos de fungos. Gomes e 
colaboradores mostraram a inativação de 
conídios de Penicillium chrysogenum 
utilizando porfirinas catiônicas. Os esporos, 
resistentes à dessecação e favoráveis à 
dispersão, permitem que os fungos 
sobrevivam em condições ambientais 
extremas, por longos períodos de tempo. Os 
experimentos de PDI foram conduzidos com 
ϱϬ ʅM de poƌfiƌiŶas soď luz ďƌaŶĐa ;ϮϬϬ ŵW 
cm-2) por 20 min. A porfirina Tetra-Pi+Me foi a 
mais eficiente nas condições estabelecidas, 
causando a redução de 4,1 log na 
concentração de conídios viáveis.42 Gonzales 
et al. descreveu a inativação de Metarhizium 
anisopliae e Aspergillus nidulans utilizando 
azul-de-metileno e azul-de-toluidina.43 
 
5.3. Vírus 
 
A maior parte dos trabalhos realizados 
com vírus tem sido na esterilização de sangue 
e hemoderivados.1,31,44 A PDI é ideal para 
auxiliar na preparação e preservação de 
proteína de plasma ou de plasma fresco 
congelado seguros. Os fotossensibilizadores 
podem ser adicionados diretamente às 
unidades de plasma em seus sacos plástico. 
Corantes de fenotiazina, tais como a azul-de-
metileno (MB), azul-de-toluidina, vermelho 
neutro são fotossensibilizadores adequados 
uma vez que eles absorvem luz com 
comprimentos de onda acima de 500 nm, 
onde as proteínas plasmáticas não absorvem. 
Além disso, eles formam complexos fortes 
com as proteínas de superfície e os ácidos 
nucleicos do vírus.45 Lambrecht et al.45 
ŵostƌaƌaŵ Ƌue a adição de ϭ ʅM de MB e 
irradiação de 30 minutos com lâmpada de 
halogênio de 150 W numa distância de 20 cm 
foi suficiente para erradicar vírus com 
envelope como VSH, HSV e H1V1 de 0,5 mL 
de amostra de plasma.45 
Huang et al.46 mostraram que o vírus da 
dengue pode ser fotoinativado em 5 minutos 
utilizando-se MB≥ϭ,Ϭ ʅg/ŵL Đoŵ Ϯ,ϱ ŵ de 
distância de iluminação da fonte de luz. 
Entretanto, numa distância de 3 m, o vírus foi 
inativado em concentrações maiores de MB 
;Ϯ,Ϭ ʅg/ŵLͿ usaŶdo teŵpos ŵais loŶgos ;Ϯϱ 
minutos).46
Ló, S. M. S. et al. 
 
 
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Os trabalhos descritos na literatura 
indicam que os vírus com envelope lipídico 
são mais susceptíveis à PDI em comparação 
com as estirpes sem envelope.1 
A comparação da susceptibilidade da 
inativação fotodinâmica de vírus do tipo DNA 
e RNA não foram claramente abordadas. 
Estudos realizados com bacteriófagosT7 
(DNA fago), PM2 (DNA fago) e MS2 (RNA 
fago) indicaram que tanto os fagos de DNA 
quanto os de RNA podem ser fotoinativados 
utilizando fotossensibilizadores 
fenotiazínicos. Foi observado um aumento da 
fotoinativação de fago T7 com o aumento na 
concentração de azul de metileno de 1,0 para 
ϭϬ ʅM, eŶƋuaŶto Ƌue a taxa de 
fotoinativação de MS2 não variou sob as 
mesmas condições experimentais.47 Costa et 
al.48 apresentou o efeito da porfirina 5,10,15-
tris(1-metilpiridínio-4-il)-20-pentafluorofenil 
(Tri-Pi+-Me-PF) sobre a inativação de 
bacteriófagos sem envelope do tipo DNA e 
RNA. Os resultados obtidos mostraram que a 
eficiência fotodinâmica variou de acordo com 
o tipo de bacteriófago. Além disso, os 
bacteriófagos do tipo RNA apresentaram ser 
mais facilmente fotoinativados que os do tipo 
de DNA.48 
Estudos relataram a fotoinativação do 
vírus Herpes simplex tipo 1 e 2 ao utilizar 
porfirinas catiônicas conjugadas com 
carboidratos12,49 e ALA.50 
 
6. Perspectivas 
 
Os estudos mostram a PDI como uma 
abordagem não antibiótica, para inativar 
micro-organismos patogénicos, bastante 
promissora. Até ao momento não há relatos 
de resistência microbiana para esta 
modalidade de terapia.51-53 No entanto, a PDI 
apresenta uma desvantagem, uma vez que é 
um processo localizado, e assim, é limitada a 
áreas superficiais do corpo, tais como a pele 
ou a cavidade oral. Dessa forma, são 
necessários mais estudos em relação ao 
sistema de irradiação, a fim de estender a 
aplicação da PDI em infecções 
generalizadas.54 Também, vários grupos de 
pesquisa têm tentado sintetizar 
fotossensibilizadores com as características 
ideias para a PDI (modificações estruturais) e 
entender mecanismos moleculares 
envolvidos no processo de inativação dos 
micro-organismos. 
 
Agradecimentos 
 
Os autores agradecem às Universidades 
de Aveiro, Federal do Paraná e Federal 
Fluminense, à Fundação para a Ciência e a 
Tecnologia (FCT, Portugal), UE, QREN, FEDER, 
COMPETE pelos fincamentos concedidos à 
unidade de pesquisa QOPNA (PEst-
C/QUI/UI0062/2013; FCOMP-01-0124-FEDER-
037296). Stephanie M. S. Ló agradece à 
CAPES a bolsa de doutorado sanduíche 
(processo número BEX 14067/13-7). João P. 
C. Tomé agradece ao CNPq os apoios obtidos 
ao abrigo do Programa Ciência sem 
Fronteiras com a ref. 
4802069445108663/2012. 
 
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	Abstract
	Resumo
	1. Introdução
	2. Processos Fotodinâmicos
	3. Fotossensibilizadores
	4. Luz
	5. PDI em micro-organismos
	6. Perspectivas
	Referências Bibliográficas